Name: Wprowadzenie do elektrofizjologii opartej na membranach podpartych ciałem stałym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 19 min 56 s
Description: Poznaj elektrofizjologię opartą na membranach podpartych ciałem stałym do badania transporterów elektrogenicznych u bakterii i eukariontów. Ta metoda umożliwia określanie parametrów kinetycznych i odkrywanie leków.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy J. Garcia-Celma, I Smirnova i R. Kaback za wkład w pomiary LacY oraz E. Bamberg za wsparcie i pomocne dyskusje.

1. Konfiguracja aparatury do elektrofizjologii opartej na SSM
Szczegóły są podane w dwóch naszych publikacjach technicznych, które zawierają również schematyczne rysunki i zdjęcia naszych kuwet i konfiguracji 1, 2. Różne konfiguracje wymiany rozwiązań i protokoły przepływu są również omówione w naszym dokumencie metodycznym 2.
Poniżej dodajemy kilka ostatnich ulepszeń i szczegółów technicznych, które mają bezpośrednie znaczenie dla prezentacji wideo.
Sterowanie zaworami i akwizycja danych
Skrzynka interfejsu zawiera komercyjne wyjście cyfrowe USB / analogowy interfejs wejściowy (NI USB 6009 National Instruments) oraz sterowniki zaworów. Kontroluje przepływ rozwiązania i odpowiada za pozyskiwanie danych. Zawory są zwykle zasilane napięciem 12 V. Jednak w celu szybkiego przełączania zawory mogą być napędzane napięciem do 18 V. Na filmie używamy zasilacza 12 V. 
Płytka obwodu sterownika zaworu może obsługiwać cztery zawory. Został wyprodukowany przez warsztat Instytutu Biofizyki im. Maxa Plancka. Zawory mogą być sterowane komputerowo lub ręcznie za pomocą przełączników na panelu przednim. Ten ostatni jest wygodny do spłukiwania- i czyszczenia. Podczas pomiaru skrzynka interfejsu jest sterowana komputerowo za pomocą oprogramowania do sterowania zaworami i akwizycji danych (oprogramowanie SURFE2R, IonGate Biosciences).
2. Przygotowania
W tej sekcji wymienione są różne protokoły przygotowania eksperymentu elektrofizjologicznego opartego na SSM.
2.1 Przygotowanie roztworu lipidowego do tworzenia SSM
<ol>
 <li>Wymieszać 25 μl oktadecyloaminy (5 mg/ml w chloroformie) i 375 μl difitanoilofosfatydylocholiny (20 mg/ml w chloroformie) w szklanej fiolce. </li>
 <li>Za pomocą wyparki obrotowej i ciągłego przepływu azotu należy odparowywać chloroform przez około 30 minut.</li>
 <li>Usunąć lipid ze ścianek szklanej fiolki, wstrząsając 500 μl n-dekanu. Końcowe stężenie lipidów wynosi 15 mg/ml z 1:60 (w/w) oktadecyloaminy.</li>
 <li>Przenieść roztwór do szklanej fiolki do przechowywania. Przechowywać roztwór lipidowy w temperaturze -20 °C. </li>
</ol>
2.2 Chlorowanie elektrody referencyjnej
Elektrody referencyjne muszą być chlorowane w regularnych odstępach czasu z powodu ścierania. 
<ol>
 <li>Usuń resztę starej warstwy chlorku srebra za pomocą drobnego papieru ściernego przed procesem chlorowania.
 </li>
 <li>Umieść srebrny drut wraz z elektrodą platynową w 1 M roztworze kwasu solnego i chloruj przez 15 minut w temperaturze 0,5 mA. Po zakończeniu chlorowania srebrny drut zmienia kolor na jednorodny ciemnoszary. </li>
</ol>
2.3 Przygotowanie mostu z żelu poliakrylamidowego
<ol>
 <li>Przygotować roztwór zawierający 100 mM KPi przy pH = 7, 100 mM KCl i 6% akryloamidu. 
 </li>
 <li>Dodać 0,3% APS (10% Stock) i 0,6% TEMED i krótko wymieszać roztwór za pomocą pipety. </li>
 <li>Natychmiast po wymieszaniu roztworu za pomocą pipety wstrzyknąć 30 μl mieszaniny do pustego pojemnika na mostek żelowy. Ważne jest, aby unikać pęcherzyków powietrza podczas wstrzykiwania.
 </li>
 <li>Podczas inkubacji trwającej 20 minut żel ulega polimeryzacji. </li>
 <li>Po polimeryzacji mostek żelowy jest przechowywany w roztworze (100 mM KPi pH 7, 100 mM KCl). Aby przedłużyć żywotność mostu żelowego, roztwór przechowuje się w temperaturze 4 °C. </li>
</ol>
2.4 Przygotowanie roztworów pomiarowych
Ze względu na silne oddziaływanie substancji rozpuszczonych z SSM, podczas wymiany roztworów o różnym składzie powstają artefakty elektryczne. Dlatego przygotowanie rozwiązań jest krytycznym krokiem. Podczas procesu przygotowywania roztworu należy podjąć następujące środki ostrożności, aby zminimalizować artefakty wymiany roztworu.
<ol>
 <li>Przygotuj roztwory nieaktywujące i aktywujące z jednej partii, dostosuj pH i siłę jonową.
 </li>
 <li>Tło o wysokiej zawartości soli pomaga zredukować artefakty wymiany roztworu. </li>
 <li>Podzielić roztwór wsadowy na dwie objętości. </li>
 <li>Dodaj związek aktywujący do roztworu aktywującego. Użyj związku kompensacyjnego w roztworze nieaktywującym, aby utrzymać osmolarność i siłę jonową obu roztworów tak podobne, jak to możliwe. </li>
 <li>Jeśli roztwory są przechowywane w temperaturze 4 °C, przed rozpoczęciem pomiaru upewnij się, że wszystkie roztwory osiągnęły temperaturę pokojową, ponieważ nawet niewielkie różnice temperatur mogą powodować artefakty. </li>
</ol>
3. Eksperyment elektrofizjologiczny oparty na SSM
Tutaj prezentujemy typowy protokół dla eksperymentu elektrofizjologicznego opartego na SSM. 
3.1 Przygotowanie konfiguracji SSM
Gdy konfiguracja SSM nie jest używana, probówki są napełniane 30% roztworem etanolu/wody, aby uniknąć rozwoju bakterii. 
<ol>
 <li>Umyj system czystą wodą, aby usunąć etanol z rurki przed zamontowaniem kuwety. Zamień pojemniki na etanol pojemnikami na wodę. Za pomocą wysokiego ciśnienia (0,6 do 1,0 bar) wyczyść system 20-30 ml wody. </li>
 <li>Powtórzyć procedurę czyszczenia, używając 100 mM buforu KPi o pH 7,6 lub roztworze nieaktywującym.</li>
 <li>Upewnij się, że w układzie płynów nie pozostały żadne pęcherzyki powietrza. </li>
</ol>
3.2 Montaż kuwety
<ol>
 <li>Przymocuj o-ring do elektrody referencyjnej</li>
 <li>Wyjmij mostek żelowy z roztworu do przechowywania i podłącz elektrodę referencyjną. </li>
 <li>Napełnij złącze wylotowe nieaktywującym się buforem, włóż o-ring i podłącz mostek żelowy, aby zakończyć montaż elektrody referencyjnej. Należy zwrócić szczególną uwagę, aby na styku mostka żelowego i ścieżki przepływu roztworu wylotowego nie znajdowały się pęcherzyki powietrza. </li>
 <li>Wstępnie zmontuj główną część kuwety, dodając sworzeń styku sprężynowego (połączenie ze wzmacniaczem), rurkę wlotową (połączenie z zaworem terminala), o-ring (uszczelnienie dla SSM) i.</li>
 <li>Za pomocą pęsety wyjmij chip czujnika z roztworu do przechowywania (10 mM oktadekanotiol w etanolu). </li>
 <li>Za pomocą pipety zmyć pozostały roztwór ok. 5 ml czystego etanolu. </li>
 <li>Osuszyć elektrodę pod gazowym azotem. </li>
 <li>Umieść chip czujnika dokładnie na podstawowej części kuwety, tak aby otwór wlotowy głównej części kuwety był skierowany do okrągłego obszaru aktywnego czujnika. </li>
 <li>Dodać 1 μl roztworu lipidowego do obszaru aktywnego chipa czujnika. Upewnij się, że warstwa złota jest całkowicie pokryta lipidem. </li>
 <li>Natychmiast po dodaniu roztworu lipidów zamknij kuwetę, dodając wstępnie zmontowaną część główną.</li>
 <li>Przed zamontowaniem kuwety w klatce Faradaya upewnij się, że wszystkie powierzchnie są całkowicie suche.</li>
 <li>Podłącz amplifier do styku sprężynowego, a rurkę wlotową do zaworu terminala. Następnie przymocuj kuwetę za pomocą wewnątrz klatki Faradaya.</li>
 <li>Przykręć złącze wylotowe do górnej części kuwety. Na koniec podłącz rurkę wylotową do złącza wylotowego, a generator napięcia do elektrody odniesienia.</li>
 <li>Bezpośrednio po zamontowaniu kuwety należy umyć układ buforem o ciśnieniu 0,6 bara. Prowadzi to do spontanicznego powstawania SSM. </li>
</ol>
3.3 Pomiar parametrów membrany
Aby sprawdzić jakość SSM, pojemność i konduktancja są mierzone za pomocą generatora funkcji. 
<ol>
 <li>Za pomocą generatora funkcyjnego przyłóż napięcie 100 mV DC do pomiaru przewodności.</li>
 <li>Oblicz przewodność: Zanik prądu pokazuje ładowanie kondensatora membranowego. Po pełnym naładowaniu kondensatora zmierzony prąd daje przewodnictwo membrany zgodnie z prawem Ohma. Dla uproszczenia używamy prądu 1 sekundę po przyłożeniu napięcia do obliczenia przewodności G=I/U. </li>
 <li>Zastosuj trójkątne napięcie przemienne o amplitudzie szczytowej 50 mV i częstotliwości 0,5 Hz do pomiaru pojemności.</li>
 <li>Oblicz pojemność: Amplituda wynikowego prądu fali prostokątnej reprezentuje prądy ładowania kondensatora. Pojemność C jest równa przenoszonemu ładunkowi Q=IΔt podzielonemu przez ΔU=100 mV. (ΔU jest dwukrotnością przyłożonego napięcia 50 mV, ponieważ I jest różnicą prądów dodatnich minus ujemne nachylenie napięcia trójkątnego.)</li>
 <li>Monitoruj parametry elektryczne membrany wielokrotnie co 10 minut przez ok. 30 do 40 minut, aż do osiągnięcia stałych wartości. Przemyć pomiędzy nimi buforem KPi pod wysokim ciśnieniem w zakresie od około 0,6 do 1 bar. </li>
 <li>Oszacuj jakość SSM: Optymalne parametry mieszczą się w zakresie od 0,1 do 0,2 nS i od 2 do 3,5 nF. Wysoka przewodność powyżej 0,8 nS i niska pojemność poniżej 1 nF wskazują, że SSM nie jest prawidłowo uformowany. Wysoka pojemność powyżej 4 nF może oznaczać, że strefa aktywna nie jest całkowicie pokryta przez SSM. </li>
 <li>Jeśli parametry nie mieszczą się w optymalnym zakresie, membranę należy wyrzucić i przygotować kolejny SSM, używając świeżo przygotowanego chipa elektrody. </li>
</ol>
3.4 Sprawdzanie artefaktów wymiany roztworu
Po sprawdzeniu parametrów membrany, pomiarowe powinny zostać przetestowane pod kątem artefaktów wymiany roztworu. 
<ol>
 <li>Włóż odpowiednie pojemniki z roztworem do układu płynu.
 </li>
 <li>Usuń pęcherzyki powietrza z układu płynów za pomocą zaworów ręcznych.</li>
 <li>Korzystając z oprogramowania do akwizycji danych, wybierz protokół przepływu, którego chcesz użyć w eksperymencie. </li>
 <li>Ustaw ciśnienie na 0,6 bara i rozpocznij pomiar. </li>
 <li>Oprócz artefaktów związanych z mechanicznym przełączaniem zaworów, najlepiej byłoby, gdyby prądy artefaktów nie były mierzone lub były znacznie mniejsze niż oczekiwane sygnały transportu białek. W przypadku zaobserwowania artefaktów wymiany roztworu, przed kontynuowaniem eksperymentu należy spróbować zoptymalizować skład buforu i/lub procedurę przygotowania. </li>
</ol>
3.5 Dodawanie próbki białka
Zazwyczaj proteoliposomy lub fragmenty błony są przechowywane w stanie zamrożonym w temperaturze -80 °C. Do jednego pomiaru potrzebna jest podwielokrotność około 30 μl. 
<ol>
 <li>Przepłukać SSM roztworem nieaktywującym.</li>
 <li>Rozmrozić próbkę białka na lodzie. </li>
 <li>Trzy 10-sekundowe cykle sonikacji są przeplatane 10-sekundowymi interwałami chłodzenia na lodzie. Proteoliposomy są sonikowane za pomocą sonikatora do kąpieli. Do fragmentów membrany stosuje się sonikator końcówki (50 W, 30 kHz, średnica sonotrody 1 mm, intensywność 20%, cykl 0,5). Po ostatnim etapie sonikacji nie należy ponownie umieszczać próbki na lodzie, ale natychmiast wstrzyknąć ją do kuwety.</li>
 <li>Odkręć złącze wylotowe wraz z zespołem elektrody odniesienia. </li>
 <li>Za pomocą pipety odessać 30 μl próbki białka i przymocować końcówkę pipety do otworu wylotowego. 
 </li>
 <li>Otwórz zawór ręczny w drodze nieaktywującej do pojemnika na odpady i wstrzyknij proteoliposomy do objętości kuwety. Uważaj, aby nie wstrzykiwać powietrza do objętości kuwety za pomocą czujnika. </li>
 <li>Przed wyjęciem końcówki pipety zamknij zawór ręczny, aby zapobiec dalszemu przepływowi roztworu. </li>
 <li>Pozwól proteoliposomom na adsorpcję w SSM przez czas inkubacji od 1 do 2 godzin. Możliwa jest również inkubacja przez noc. </li>
</ol>
3.6 Ogólna procedura eksperymentu opartego na SSM
<ol>
 <li>Rozgrzać miarowe na czas, jeśli są przechowywane w temperaturze 4 °C. Wszystkie pomiarowe muszą mieć temperaturę pokojową przed rozpoczęciem pomiaru, aby uniknąć artefaktów. </li>
 <li>Podczas wymiany roztworów należy najpierw oczyścić probówki wewnątrz pojemników z roztworem chusteczką, która nie rozmywa się, a następnie włożyć nowe butelki.</li>
 <li>Przed rozpoczęciem pomiaru należy użyć zaworów ręcznych, aby usunąć pęcherzyki powietrza, które mogły powstać w wyniku procedury zmiany.</li>
 <li>Wyreguluj ciśnienie tuż przed rozpoczęciem pomiaru. Rutynowo stosujemy ciśnienie 0,6 bara, które przy naszej specyficznej konfiguracji zaworów i rurek daje natężenie przepływu około 1,0 ml/s. </li>
 <li>Kilka pierwszych pomiarów można przeprowadzić bezpośrednio jeden po drugim i należy je odrzucać, dopóki prąd szczytowy nie pozostanie stały. Jeżeli roztwory różnią się pH, czas inkubacji wynosi co najmniej 3 minuty, aby dostosować wewnętrzne pH proteoliposomów przed rozpoczęciem pomiaru. </li>
 <li>Teraz konfiguracja jest gotowa do pomiaru. Aby zredukować hałas, należy wykonać co najmniej 3 pomiary i uśrednić. </li>
</ol>
3.7 Pomiary kontrolne
Utrata sygnału podczas serii pomiarów może wystąpić z powodu degradacji białka lub utraty adsorpcji. Każdy eksperyment SSM powinien zawierać kontrolę rozbiegu. Odbywa się to poprzez wielokrotne pomiary z identycznymi roztworami. Minimalna kontrola wyczerpania oznacza jeden pomiar na początku i jeden na końcu eksperymentu, przy użyciu tego samego roztworu. 
Zalecamy przeprowadzenie kontroli rozbiegu w warunkach, w których spodziewasz się najwyższej amplitudy szczytowej w eksperymencie. Ułatwia to ilościowe określenie przebiegu sygnału.
Przebieg sygnału można określić ilościowo przez porównanie amplitud szczytowych dwóch kontrolek dobiegu. Uzyskaną wartość procentową można wykorzystać do skorygowania mierzonych sygnałów, zakładając liniową zależność wybiegu w czasie. 
3.8 Sterowanie artefaktami
Jeśli to możliwe, spróbuj zweryfikować swoje wyniki, hamując interesujące nas białko po eksperymencie. Pozostałe sygnały są prawdopodobnie artefaktami wymiany rozwiązań. Sygnały muszą być następnie skorygowane o zmierzone artefakty.
3.9 Po eksperymencie
<ol>
 <li> Umyj system 20-30 ml czystej wody i 20-30 ml 30% etanolu/wody. Roztwór etanolowy zapobiega rozwojowi bakterii, gdy system nie jest używany.</li>
 <li> Po tej procedurze czyszczenia zwolnij ciśnienie z systemu i wyłącz wszystkie instrumenty. </li>
 <li> Wyjmij kuwetę z klatki Faradaya i zdemontuj ją. Wszystkie części kuwety można czyścić wodą i czystym etanolem, jeśli to konieczne, za pomocą sonografu do kąpieli.</li>
 <li> Umieść chip czujnika w szklanej zlewce z czystym etanolem. Sonikować zlewkę przez około 1 do 2 minut za pomocą sonografu do kąpieli. </li>
 <li> Wysuszyć chip czujnika pod gazowym azotem.</li>
 <li> Przechowuj chip czujnika z dala od światła w roztworze etanolowym oktadekantiolu o stężeniu 10 mM. Po czasie inkubacji wynoszącym około 30 minut chip czujnika jest gotowy do ponownego użycia.</li>
</ol>

<ol><li>Seifert, K., Fendler, K., Bamberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Charge+transport+by+ion+translocating+membrane+proteins+on+solid+supported+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Charge transport by ion translocating membrane proteins on solid supported membranes.</a> Biophys. J. 64, 384-391 (1993).</li>
<li>Schulz, P., Garcia-Celma, J. J., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SSM-based+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">SSM-based electrophysiology.</a> Methods. 46, 97-103 (2008).</li>
<li>Garcia-Celma, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+activation+of+the+melibiose+permease+MelB+immobilized+on+a+solid-supported+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Rapid activation of the melibiose permease MelB immobilized on a solid-supported membrane.</a> Langmuir. 24, 8119-8126 (2008).</li>
<li>Mager, T., Rimon, A., Padan, E., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transport+mechanism+and+pH+regulation+of+the+Na%2B%2FH%2B+antiporter+NhaA+from+Escherichia+coli%3A+an+electrophysiological+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Transport mechanism and pH regulation of the Na+/H+ antiporter NhaA from Escherichia coli: an electrophysiological study.</a> J. Biol. Chem. 286, 23570-23581 (2011).</li>
<li>Zhou, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Charge+translocation+during+cosubstrate+binding+in+the+Na%2B%2Fproline+transporter+of+E.coli%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Charge translocation during cosubstrate binding in the Na+/proline transporter of E.coli.</a> J. Mol. Biol. 343, 931-942 (2004).</li>
<li>Ganea, C., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+transporters%3A+charge+translocation+and+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Bacterial transporters: charge translocation and mechanism.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1787, 706-713 (2009).</li>
<li>Schulz, P., Werner, J., Stauber, T., Henriksen, K., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+G215R+mutation+in+the+Cl-%2FH%2B-antiporter+ClC-7+found+in+ADO+II+osteopetrosis+does+not+abolish+function+but+causes+a+severe+trafficking+defect%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">The G215R mutation in the Cl-/H+-antiporter ClC-7 found in ADO II osteopetrosis does not abolish function but causes a severe trafficking defect.</a> PLoS ONE. 5, e12585(2010).</li>
<li>Schulz, P., Dueck, B., Mourot, A., Hatahet, L., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+ion+channels+on+solid+supported+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Measuring ion channels on solid supported membranes.</a> Biophys. J. 97, 388-396 (2009).</li>
<li>Garcia-Celma, J. J., Smirnova, I. N., Kaback, H. R., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+characterization+of+LacY%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological characterization of LacY.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 7373-7378 (2009).</li>
<li>Garcia-Celma, J. J., Ploch, J., Smirnova, I., Kaback, H. R., Fendler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delineating+electrogenic+reactions+during+lactose%2FH%2B+symport%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Delineating electrogenic reactions during lactose/H+ symport.</a> Biochemistry. 49, 6115-6121 (2010).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

1. Zalety elektrofizjologii opartej na SSM w porównaniu z metodami konwencjonalnymi
Elektrofizjologia oparta na SSM sprawdziła się jako cenne narzędzie w elektrofizjologicznym zestawie narzędzi. Jest to szczególnie przydatne w przypadkach, gdy nie można zastosować konwencjonalnej elektrofizjologii, a mianowicie metod patch clamp i voltage clamp: poza kilkoma rzadkimi wyjątkami transportery bakteryjne nie mogą być badane przy użyciu metod zacisku napięciowego lub patch clampa ze względu na mały rozmiar bakterii i ponieważ są one trudne do ekspresji w komórkach ssaków lub oocytach. Ale można również zbadać fizjologicznie istotne transportery ssaków. W tym przypadku elektrofizjologia oparta na SSM jest atrakcyjna dla transporterów z błon wewnątrzkomórkowych oraz dla zastosowań przesiewowych w odkrywaniu leków ze względu na jej solidność i potencjał automatyzacji.
Oparte na SSMprzy użyciu konwencjonalnej elektrofizjologii, charakterystyka transporterów z rozdzielczością czasową jest wyzwaniem. Ponieważ rotacja transporterów jest niska, wymagana jest konfiguracja "gigantycznej łatki" lub "całej komórki", które mają z natury niską rozdzielczość czasową w eksperymencie wymiany roztworu. Powikłanie można przezwyciężyć za pomocą uwalniania substratu fotolitycznego. Jednak tylko ograniczona liczba podłoży nadaje się do tego podejścia. W tym przypadku szybka wymiana roztworów w SSM oferuje wyjątkową możliwość wykonywania badań elektrofizjologicznych z wysoką rozdzielczością czasową przy użyciu dowolnych substratów.
2. Ograniczenia i kroki krytyczne
W przeciwieństwie do technik zacisków krosowych i napięciowych, elektrofizjologia oparta na SSM nie może być stosowana do stosowania potencjału. Charakterystyka transportera jest zatem ograniczona do rodzajów transportu, które nie opierają się na potencjale błonowym.
Ogólnie rzecz biorąc, elektrofizjologia oparta na SSM nie ma ograniczeń co do rodzaju transportera (elektrogenicznego). Jednak metody zacisków napięciowych lub patch clamp mogą mieć zalety, jeśli składniki wewnątrzkomórkowe, takie jak białka wiążące, są wymagane do funkcjonalności białka.
Ograniczenia mogą wystąpić, jeśli wymiana roztworu tworzy duże prądy artefaktów. Dzieje się tak, gdy substrat silnie oddziałuje z SSM, jak w przypadku związków lipofilowych. Elementy sterujące artefaktami mogą być używane do korygowania mierzonych sygnałów. Co więcej, tło o wysokiej zawartości soli we wszystkich pomiarowych może być wykorzystane do redukcji artefaktów. Ale w przypadkach, gdy rozmiar artefaktu jest porównywalny z sygnałem białkowym, prawie niemożliwe jest wyizolowanie sygnału związanego z białkiem od artefaktu. Na szczęście wysokie artefakty są rzadkością w zoptymalizowanej wymianie rozwiązań.
Jest kilka kroków, które są kluczowe dla pomyślnej realizacji eksperymentu elektrofizjologicznego opartego na SSM. Najważniejszą częścią jest przygotowanie próbki białka. Jeśli stosuje się proteoliposomy, należy upewnić się, że w procesie rekonstytucji uzyskuje się czystą, powtarzalną próbkę wystarczającej ilości LPR, a transporter jest zorientowany we właściwy sposób. LPR można sprawdzić za pomocą mikroskopii elektronowej z pękaniem zamrażalniczym i orientacji w eksperymencie ELISA, jeśli dostępne są przeciwciała.
Należy używać wyłącznie SSM, który wykazuje optymalne parametry inkubacji próbki białka. Wstrzyknięcie białka jest kolejnym krytycznym krokiem. Sonikacja jest niezbędna i należy unikać pęcherzyków powietrza podczas wstrzykiwania. Po inkubacji próbki same pomiary mają kluczowe znaczenie, ponieważ pęcherzyki powietrza usuną zaadsorbowaną próbkę białka z chipa czujnika. Dlatego zawsze usuwaj pęcherzyki powietrza po zmianie roztworów. Niemniej jednak może dojść do awarii sygnału. Aby skorygować możliwe wyczerpanie sygnału, konieczne jest przeprowadzenie kontroli wyczerpania podczas eksperymentu.
3. Systemy specjalistyczne
Konfiguracja SSM może być modyfikowana w zależności od jej zastosowania. Co więcej, dostępne są zupełnie inne, wysoce wyspecjalizowane konfiguracje.
Istnieje możliwość pomiaru sygnałów białkowych w warunkach asymetrycznych, np. w gradiencie pH. Aby ustalić asymetryczne składy buforowe wewnątrz i na zewnątrz proteoliposomów, należy wprowadzić trzeci roztwór, roztwór spoczynkowy, a to wymaga konfiguracji podwójnej wymiany. W tym przypadku wymagany jest dodatkowy zawór trójdrogowy przełączający między roztworami nieaktywującymi i spoczynkowymi.
Aby zwiększyć rozdzielczość czasową systemu, opracowaliśmy alternatywną ścieżkę przepływu pozbawioną zaworu końcowego, ale wykorzystującą inny typ kuwety. W tym przypadku skrzyżowanie roztworu aktywującego i nieaktywującego znajduje się wewnątrz kuwety, 3 mm przed SSM. Ta konfiguracja doskonale nadaje się do analizy kinetycznej szybkich procesów transportowych. Można wykazać, że możliwa jest rozdzielczość czasowa tak długa, jak 2 ms.
Dostępne są komercyjne, w pełni zautomatyzowane systemy, których celem jest znacznie większa przepustowość badań przesiewowych leków. Ruchoma jednostka zbiera roztwory i wstrzykuje je na powierzchnię czujnika na 96-dołkowych płytkach w standardowym formacie płytki do mikromiareczkowania.

Tutaj demonstrujemy nowe podejście elektrofizjologiczne oparte na solidnej membranie (SSM) do charakterystyki elektrogenicznych białek błonowych.
Solidna podpora składa się z cienkiej warstwy złota na szklanym szkiełku, chipie czujnika. Hydrofilowa powierzchnia złota służy do wiązania grupy tiolowej odczynnika alcanetyolowego. Następnie samoorganizacja monoliera fosfatydylocholiny kończy tworzenie SSM.
Aby zmierzyć reakcje elektrogeniczne białek błonowych, proteoliposomy lub fragmenty błony są adsorbowane do SSM (Rysunek 1). Białko zawierające błonę i SSM tworzą następnie pojemnościowo sprzężony system błonowy. Dlatego translokację ładunku na błonie zawierającej białko można wykryć przez sprzężenie pojemnościowe za pośrednictwem SSM. Ta metoda daje tylko prądy przejściowe. Prąd szczytowy reprezentuje stacjonarną aktywność transportową. Zależne od czasu prądy transportera można zrekonstruować za pomocą analizy obwodu.
Układ czujnika jest zamontowany w systemie kuwet (Rysunek 2). Kuweta ma cylindryczną pojemność kuwety 17 μl (objętość netto z zamontowanym o-ringiem). Kołek styku sprężynowego tworzy styk ze wzmacniaczem. Złącze wylotowe jest przykręcone do górnej części głównej i przenosi elektrodę odniesienia, drut z chlorowanego srebra. 
Kuweta jest zamontowana w klatce Faradaya. Jest połączony ze szlakiem płynnym , który służy do indukowania aktywności transportowej białka błonowego w odpowiedzi na szybką wymianę roztworu (ryc. 3). W protokole wymiany pojedynczych rozwiązań wymagane są dwa rozwiązania, jedno nieaktywujące i jedno aktywujące. Przepływ jest kontrolowany przez sprężone powietrze za pomocą oprogramowania sterującego zaworem na komputerze lub ręcznych przełączników na skrzynce interfejsu.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Materiały</td></tr><tr><td>Waterbath Sonicator</td><td>Bandelin</td><td>RK 52 H</td><td></td></tr><tr><td>Tip Sonicator</td><td>Hielscher Ultrasonics GmbH</td><td>UP50H</td><td></td></tr><tr><td>Zawór 2-drogowy</td><td>NResearch, West Caldwell, USA</td><td>NR225T011</td><td></td></tr><tr><td>Zawór końcowy</td><td>NResearch, West Caldwell, Stany Zjednoczone</td><td>NR225T031</td><td></td></tr><tr><td>Manometr</td><td>Greisinger elektronika</td><td>GDH 14 AN</td><td></td></tr><tr><td>Klatka Faradaya</td><td>Instytut Biofizyki</td><td></td><td></td>Maxa Plancka</tr><tr><td>Kuweta</td><td>Max Planck Instytut Biofizyki</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 ml pojemniki na roztwór</td><td>Kartell</td><td>1623</td><td></td></tr><tr><td>O-ringi</td><td>Seal Science Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oscyloskop</td><td>Tektronix</td><td>TDS 1002</td><td></td></tr><tr><td>Elektroda referencyjna</td><td>Instytut Biofizyki</td><td></td><td></td>Maxa Plancka</tr><tr><td>Generator funkcyjny</td><td>Instytut Biofizyki</td><td></td><td></td>Maxa Plancka</tr><tr><td>Rurki</td><td>SAINT-GOBAIN Performance Plastics</td><td>AAC00006</td><td></td></tr><tr><td>Chip czujnika</td><td>Fraunhofer Institut f&#252; r Schicht und Oberfl&#228; chentechnik</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Skrzynka interfejsu</td><td>Max Planck Instytut Biofizyki</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz</td><td>Keithley</td><td>427</td><td></td></tr><tr><td>Ręczny zębatka</td><td>Vygon GmbH</td><td>876</td><td></td></tr><tr><td>Konwerter analogowo-cyfrowy USB</td><td>National Instruments</td><td>6009</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Regeants</td></tr><tr><td>1,2&#8209; Difitanoilo-sn-glicero-3-fosfatydylocholina</td><td>Avanti Polar Lipids, Inc.</td><td></td><td></td>850356</tr><tr><td>Akrylamid/Bis-akryloamid</td><td>Sigma</td><td>Aldrich A3574</td><td></td></tr><tr><td>Nadsiarczan amonu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A3678</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-glukoza </td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol </td><td>Sigma Aldrich</td><td>43819</td><td></td></tr><tr><td>Etanol absolut</td><td>VWR AnalaR NORMAPUR</td><td>603-002-00-5</td><td></td></tr><tr><td>Naturalny Ekstrakt polarny z lipidów E. coli</td><td>Avanti Polar Lipids, Inc.</td><td>100600</td><td>do rekonstytucji</td></tr><tr><td>laku n-dekan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D901</td><td></td></tr><tr><td>Octadecanethiol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>O1858</td><td></td></tr><tr><td>Octadecylamine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>74750</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Merck</td><td>1049360500</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan potasu dwuzasadowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3786</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan potasu jednozasadowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Tetrametyloetylenodiamina</td><td>BIO RAD</td><td>1610801</td><td></td></tr><tr><td>&alfa;-laktoza jednowodna</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L8783</td><td></td></tr></tbody></table>

wprowadzenie do elektrofizjologii opartej na membranach podpartych ciałem stałym

Introduction to Solid Supported Membrane Based Electrophysiology

Metoda elektrofizjologiczna, którą prezentujemy, opiera się na solidnej membranie (SSM) składającej się z warstwy oktadekanetiolu chemisorbowanej na pokrytym złotem chipie czujnika i monowarstwy fosfatydylocholiny na wierzchu. Ten zespół jest zamontowany w systemie kuwet zawierającym elektrodę odniesienia, drut z chlorowanego srebra.
Po adsorpcji fragmentów błony lub proteoliposomów zawierających interesujące białko błonowe, szybka wymiana roztworu jest wykorzystywana do indukowania aktywności transportowej białka błonowego. W protokole wymiany jednego rozwiązania potrzebne są dwa rozwiązania, jedno nieaktywujące i jedno aktywujące. Przepływ jest kontrolowany przez sprężone powietrze oraz system zaworów i przewodów w klatce Faradaya.
Kinetyka aktywności transportu elektrogenicznego jest uzyskiwana poprzez sprzężenie pojemnościowe między SSM a proteoliposomami lub fragmentami błony. W związku z tym metoda daje tylko prądy przejściowe. Prąd szczytowy reprezentuje stacjonarną aktywność transportową. Zależne od czasu prądy transportera można zrekonstruować za pomocą analizy obwodu.
Ta metoda jest szczególnie odpowiednia dla transporterów prokariotycznych lub eukariotycznych z błon wewnątrzkomórkowych, które nie mogą być zbadane za pomocą metody patch clamp lub voltage clamp.

Do tej pory elektrofizjologia oparta na SSM została wykorzystana do charakterystyki ponad 20 transporterów, głównie pochodzenia prokarjotycznego, np. MelB 3, NhaA 4 i PutP 5 (podsumowano w 6). Badano również transportery eukariotyczne z błon wewnątrzkomórkowych, np. ClC7 7, a także kanały jonowe, np. receptor nikotynowy acetylocholiny 8.
W niniejszym przykładzie przedstawiamy pomiary kotransportera cukru/H+ LacY z Escherichia coli przy użyciu proteoliposomów, w których co najmniej 85% białek LacY jest zorientowanych stroną prawą na zewnątrz, przy LPR wynoszącym 5 9, 10. Skupiamy się na głównych etapach prowadzących do stworzenia minimalnego modelu kinetycznego tego białka transportowego.
1. Charakterystyka elektrofizjologiczna LacY typu dzikiego
Pierwszym krokiem jest ogólna charakterystyka reakcji elektrogennej poprzez pomiar różnych wartości pH (Rycina 4), stężeń substratów (Rycina 5) oraz różnych substratów. Aby zwalidować zastosowaną technikę, odtworzono wartości KM i pK podane w literaturze.
Zależność pH dla LacY wykazuje dwie różne reakcje elektrogenne. Prąd sprzężony pojemnościowo wzrasta w zakresie od pH 5 do pH 8,5, lecz zmienia również swój kształt. W warunkach zasadowych obserwuje się transport w stanie ustalonym, natomiast dla kwasowych wartości pH pozostaje jedynie szybka reakcja elektrogenna. Aby odróżnić sygnały stanu ustalonego od szybkich reakcji elektrogennych, wykorzystaliśmy analizę obwodów do rekonstrukcji prądów transportera (Rycina 6). 
Przy pH 7 sygnał monofazowy staje się bifazowy. Wskazuje to również na występowanie dwóch różnych reakcji elektrogennych. Na podstawie przeniesionego ładunku (całki sygnałów) oszacowano, że dwie te reakcje odpowiadają za odpowiednio około 6% i 94% całkowitej elektrogenności cyklu transportowego.
2. Przypisanie reakcji elektrogennych
Aby przypisać dwie reakcje elektrogeniczne do konkretnych etapów cyklu reakcyjnego LacY, przeprowadzono pomiary wariantu E325A LacY (Rysunek 7). Wariant ten wykazuje jedynie wymianę laktozy, lecz jest pozbawiony wszystkich trybów transportu aktywnego ze względu na hamowanie uwalniania protonów. Sygnał LacY E325A reprezentuje szybki stan przejściowy i jest stały dla wszystkich zmierzonych wartości pH. Kształt i amplituda sygnału są podobne do sygnału LacY typu dzikiego w warunkach kwasowych. Dodatkowo obserwujemy niewielką fazę ujemną po spadku prądu szczytowego, co jest charakterystyczne dla szybkich prądów przejściowych mierzonych w układach sprzężonych pojemnościowo. Ponieważ wiązanie i uwalnianie laktozy nie jest elektrogeniczne, szybki stan przejściowy musi korelować z elektrogenicznym przejściem konformacyjnym następującym po związaniu laktozy.
Znane jest, że etap uwalniania protonów jest etapem ograniczającym szybkość obrotu LacY w trybie transportu napędzanego gradientem stężenia laktozy. W tym przypadku oczekujemy wzrostu szybkości transportu przy pH zasadowym, ponieważ uwalnianie protonów jest faworyzowane. Ma to miejsce w przypadku sygnału skorelowanego ze stanem stacjonarnym transportu dla LacY typu dzikiego. Ponadto za pomocą pomiaru gradientu pH wykazano, że tylko pH wewnętrzne wpływa na transport LacY w stanie stacjonarnym (nieopublikowano). Zatem silną reakcję elektrogenną można przypisać do etapu uwalniania protonów.
3. Pomiary do analizy kinetycznej
Po zidentyfikowaniu reakcji elektrogennych wyznaczono szybkości transportu w stanach włączonym i wyłączonym, wykorzystując układ SSM o wysokiej rozdzielczości czasowej wynoszącej około 4.5 msec. Jest to możliwe jedynie w warunkach, w których jedna reakcja dominuje w sygnale. W takim przypadku stałe szybkości można wyprowadzić z prądów przejściowych, uwzględniając rozdzielczość czasową sygnałów za pomocą iteracyjnego algorytmu dekonwolucji metodą najmniejszych kwadratów (Rysunek 8). Wyznaczone stałe szybkości, a także zaproponowany minimalny model kinetyczny (Rysunek 9), zostały ostatecznie wykorzystane do symulacji kinetyki transportera. Symulowane krzywe odtwarzają dane SSM, co stanowi dodatkowe potwierdzenie modelu kinetycznego.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig1.jpg" alt="Schemat sprzężenia pojemnościowego proteoliposomów z układem AgCl; warstwa fosfatydylocholiny do analizy SSM." fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig1highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Geometria adsorpcji proteoliposomów na SSM. SSM jest formowany na chipie sensorycznym, który stanowi ustrukturyzowany szkiełko pokryte złotem. W celu pomiaru reakcji elektrogennych białek błonowych, proteoliposomy lub fragmenty błon są adsorbowane do SSM. Dwie błony tworzą układ sprzężony pojemnościowo. Z tego powodu wykrywane są jedynie prądy przejściowe.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig2.jpg" alt="Schemat równowagi statycznej; konfiguracja chipa sensorycznego do analizy elektrochemicznej z drogą przepływu roztworu." fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig2highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Kuweta SSM zawiera chip sensoryczny oraz elektrodę odniesienia. Chip sensoryczny znajduje się pomiędzy podstawą a głowicą kuwety. Elektroda odniesienia jest odizolowana od drogi przepływu za pomocą solnego mostka z żelu poliakrylamidowego.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig3.jpg" alt="Schemat układu elektrochemicznego; metoda spektroskopowa w klatce Faradaya; połączenie z komputerem do analizy danych." fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig3highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Ścieżka przepływu cieczy i obwód elektryczny układu SSM. W protokole pojedynczej wymiany roztworów wymagany jest tylko jeden roztwór nieaktywujący (NA) i jeden aktywujący (A). Przepływ jest kontrolowany przez dwa zawory dwudrożne (V1) i jeden zawór końcowy (V2). Zawór końcowy przełącza między roztworami nieaktywującymi a aktywującymi, kierując jeden z roztworów do kuwety, a drugi do pojemnika na odpady (W). Chip sensoryczny (SSM) jest podłączony do wzmacniacza (I/U), natomiast elektroda odniesienia (AgCl) jest podłączona do generatora funkcji (F) w zewnętrznym obwodzie elektrycznym. Komputer (PC) oraz moduł interfejsu służą do sterowania zaworami i akwizycji danych.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig4.jpg" alt="Wykres prądu zależnego od pH w funkcji czasu, analiza wpływu stężenia laktozy, różne poziomy pH." fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig4highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Prądy przejściowe mierzone w proteoliposomach z LacY typu dzikiego po skokowych zmianach stężenia laktozy do 100 mM przy różnych wartościach pH. Roztwór nieaktywujący zawierał 100 mM glukozy, natomiast roztwór aktywujący zawierał 100 mM laktozy. Wszystkie roztwory przygotowano w 100 mM buforze fosforanowym potasu o wskazanym pH z dodatkiem 1 mM DTT. Szczegóły dotyczące warunków pomiarowych na tym i kolejnych rysunkach znajdują się w źródłach 9 oraz 10.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig5.jpg" alt="Wykres zależności stężenia laktozy od znormalizowanego prądu szczytowego przy pH 8,5, 7,6, 6,6; analiza danych Km." fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig5highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Średnie znormalizowane prądy szczytowe zmierzone w proteoliposomach LacY typu dzikiego po skokach stężenia laktozy przy różnych stężeniach i wartościach pH. Wartości KM uzyskano z dopasowań hiperbolicznych.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig6.jpg" alt="Dynamiczna odpowiedź prądowa; formuła \( I_P(t) \), wykres szeregów czasowych, analiza fazy przedstacjonarnej i stacjonarnej." fo:content-width="4.25in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig6highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6. Rekonstrukcja prądów transporterowych. Prądy przejściowe (A) wykorzystane do rekonstrukcji prądów transporterowych (B) zostały zmierzone w proteoliposomach z LacY typu dzikiego po skokach stężenia laktozy do 100 mM przy pH 8,5 (ślad niebieski) oraz pH 5,2 (ślad czerwony). Przy pH 8,5 obserwuje się ciągły obrót, natomiast przy pH 5,2 zachodzi szybka reakcja elektrogeniczna. Jest to wyraźnie widoczne w zrekonstruowanym prądzie (B).
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig7.jpg" alt="Wykres reakcji elektrogennej; wzór τ₀=(Cₚ+Cₛₛᴍ)/(Gₚ+Gₛₛᴍ); badanie mutanta LacY E325A." fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig7highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7. Prąd przejściowy zmierzony w proteoliposomach LacY E325A po skokowym zwiększeniu stężenia laktozy do 100 mM przy pH 5,2. Ten wariant LacY jest zahamowany w etapie uwalniania protonów w cyklu transportowym, przez co wykazuje niedobór funkcji transportowych. Obserwowana niewielka składowa ujemna jest charakterystyczna dla szybkich prądów przejściowych mierzonych w układach sprzężonych pojemnościowo i jest spowodowana rozładowaniem pojemności błony po szybkiej reakcji elektrogennej. Jej stała czasowa π0 jest określana przez pojemności i przewodności układu (Rysunek 1).
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig8.jpg" alt="Wykres analizy kinetycznej wpływu stężenia laktozy na stałe szybkości; wykres zależności natężenia prądu od czasu." fo:content-width="4.25in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig8highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8. Prądy przejściowe mierzone w proteoliposomach z białkiem LacY typu dzikiego po skokach stężenia laktozy przy pH 5,2. W tych warunkach nie obserwuje się transportu w stanie stacjonarnym, lecz elektrogenne przejście konformacyjne po związaniu laktozy. Linia przerywana przedstawia funkcję przenoszenia reprezentującą rozdzielczość czasową układu. Wstawka przedstawia wyznaczenie stałych szybkości wiązania (on) i dysocjacji (off) z obserwowanej stałej szybkości kobs za pomocą dopasowania hiperbolicznego do danych. Obserwowana stała szybkości została wyznaczona z prądów przejściowych przy użyciu iteracyjnego algorytmu dekonwolucji najmniejszych kwadratów 10.
<img src="/files/ftp_upload/50230/50230fig9.jpg" alt="Schemat mechanizmu transportu jonów; proces zależny od pH; zawarto analizę danych spektroskopowych." fo:content-width="4.25in" fo:src="/files/ftp_upload/50230/50230fig9highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 9"> 
Rysunek 9. Model kinetyczny cyklu reakcyjnego LacY. Za pomocą pomiarów SSM zidentyfikowano i scharakteryzowano dwa etapy elektrogeniczne. Silnie elektrogeniczna reakcja, odpowiadająca za ~94% całkowitego przemieszczenia ładunku w cyklu reakcyjnym, jest obserwowana jedynie przy obojętnych i zasadowych wartościach pH. Przypisano ją do etapu uwalniania protonów (niebieska strzałka). Słabo elektrogeniczny etap obserwuje się przy kwasowym pH, gdy ciągły obrót LacY typu dzikiego jest zahamowany. Reakcję tę przypisaliśmy do elektrogenicznego przejścia konformacyjnego podczas wiązania laktozy, które stanowi 6% całkowitego przemieszczenia ładunku w cyklu reakcyjnym.

Tutaj prezentujemy metodę elektrofizjologiczną opartą na solidnych membranach z naciskiem na jej zastosowania do charakterystyki elektrogenicznych transporterów membranowych.

Wprowadzenie do elektrofizjologii opartej na membranach podpartych ciałem stałym

The electrophysiological method we present is based on a solid supported membrane (SSM) composed of an octadecanethiol layer chemisorbed on a gold coated ...

Elektrofizjologia oparta na wspieranej membranowo strukturze, w skrócie elektrofizjologia SSM, to nowe podejście elektrofizjologiczne. Oferuje ona znaczną poprawę w wielu zastosowaniach w porównaniu z metodami konwencjonalnymi.Podstawowym narzędziem konwencjonalnej elektrofizjologii jest mikroelektroda wypełniona elektrolitem, podczas gdy elektrofizjologia oparta na SSM wykrywa translokację ładunku za pomocą elektrody z membraną osadzoną na stałym podłożu. Jest ona niezwykle użyteczna w przypadkach, gdy konwencjonalna elektrofizjologia nie może zostać zastosowana, na przykład w przypadku transporterów bakteryjnych, których – poza nielicznymi wyjątkami – nie można badać metodami voltage clamp lub patch clamp. W takich sytuacjach elektrofizjologia oparta na SSM okazała się bardzo skuteczna.Można go również wykorzystać do badania fizjologicznie istotnych transporterów eukariotycznych w błonach wewnątrzkomórkowych. Istnieje wiele sposobów przeprowadzania eksperymentów elektrofizjologicznych opartych na SSM. W badaniach podstawowych metoda ta może być stosowana do wyznaczania parametrów kinetycznych i wyjaśniania mechanizmów transportu, natomiast jej odporność i potencjał do automatyzacji sprawiają, że jest ona idealna do zastosowań przesiewowych w odkrywaniu nowych celów terapeutycznych.Elektroda SSM posiada złożony system błonowy składający się z podstawowej błony SSM oraz zaadoptowanych proteasomów lub fragmentów błon zawierających badaną białko transportowe. Właściwości elektryczne złożonej błony można opisać za pomocą obwodu zastępczego, w którym błony tworzą układ sprzężony pojemnościowo. Należy zauważyć, że zachowanie elektryczne układu jest w zasadzie takie samo, niezależnie od tego, czy zastosowano fragmenty błon, czy protealiposomy.Przemieszczenie ładunku w białku transportowym jest przekazywane do obwodu pomiarowego poprzez pojemność membrany pęcherzyka. Zasada detekcji ta nazywa się sprzężeniem pojemnościowym. W typowym eksperymencie szybka wymiana roztworów w VSSM dostarcza substrat dla białka transportowego V, w wyniku czego następująca elektrogenna aktywność transportowa białka generuje prąd, który jest sprzężony z systemem pomiarowym poprzez pojemność SSM.Jednocześnie aktywność białek elektrogennych stopniowo ładuje membranę liposomalną, co prowadzi do inhibicji białka transportowego i spadku natężenia prądu w obwodzie rejestrującym; mierzony prąd jest wynikiem jednoczesnych reakcji transportowych milionów proteoliposomów zaabsorbowanych do Enzo, z których każdy zawiera około 100 transporterów. Układ składa się z klatki Faradaya ze ścieżką przepływu roztworu, zewnętrznych obwodów sterowania zaworami, wzmacniacza sygnału oraz systemu akwizycji i analizy danych.Klatka EC zawiera pojemniki, zawory i rurki niezbędne do kontroli przepływu roztworu, a także kubit z chipem XOR. Chip XOR przenosi elektrodę SSM oraz zaabsorbowane liposomy prot. Vete jest podłączony do wzmacniacza i generatora funkcji zewnętrznego obwodu elektrycznego.Pomiary SSM, w których wykorzystuje się dwa roztwory: jeden aktywujący i jeden nieaktywujący, poza substratem, który znajduje się wyłącznie w roztworze aktywującym. W konfiguracji pojedynczej wymiany oba roztwory mają taki sam skład. Przepływ roztworów nieaktywujących i aktywujących jest kontrolowany przez dwa zawory dwudrożne.Zawór końcowy, stanowiący mechanicznie sprzężony układ trzech zaworów trójdrożnych, służy do przełączania między roztworami nieaktywującymi a aktywującymi, kierując jeden z roztworów do pojemnika na odpady, a drugi do qve. Po przełączeniu zaworu końcowego przepływ roztworu nieaktywującego zostaje przekierowany do odpadów, a roztwór aktywujący przepływa do qve. Taka konfiguracja umożliwia jednoczesny, ciągły przepływ obu roztworów.W dowolnym momencie protokołu przepływu ścieżka przepływu może zostać zoptymalizowana zgodnie z potrzebami. Należy jednak pamiętać, że odległość między SSM a punktem połączenia roztworów nieaktywujących i aktywujących powinna być jak najmniejsza, ponieważ określa ona czas wymiany roztworów.Wzmacniacz prądowy znajdujący się poza klatką pokładu zasilania jest połączony z chipem sensorycznym. Zazwyczaj ustawia się go na wzmocnienie od 10⁸ do 10⁹ V/A oraz czas spoczynku od 1 do 10 ms. Generator funkcji jest połączony z elektrodą odniesienia, a system uzupełnia komputer z oprogramowaniem do sterowania zaworami i akwizycji danych oraz skrzynka interfejsu.Obudowa interfejsu zawiera system akwizycji danych sterowników zaworów, a przepływ sprzętowego rozwiązania wyjścia cyfrowego jest utrzymywany przez sprężone powietrze o ciśnieniu 0,22 bar. Ciśnienie jest monitorowane za pomocą cyfrowego manometru. Można je utrzymywać poprzez napełnianie stalowego zbiornika zainstalowanego pomiędzy zasilaniem powietrzem a pojemnikami z roztworem w klatce EC za pomocą zaworu iglicowego.CVIC składa się z czterech części. Chip zen znajduje się pomiędzy podstawą vet a głowicą vet. Cylindryczne złącze wylotowe jest przykręcone do głowicy vet i utrzymuje zestaw elektrody odniesienia.Elektroda odniesienia składa się z chlorkowanego drutu srebrnego z miniaturowym złączem SMC i jest odizolowana od drogi przepływu za pomocą solnego mostka z żelu poliakrylowego. Gdy nie jest używany, zespół mostka żelowego jest przechowywany w 100 mM roztworze fosforanu potasu o pH 7 zawierającym 100 mM chlorku potasu. W pierwszej kolejności elektrodę odniesienia należy zamontować w zestawie elektrody odniesienia zawierającym mostek żelowy.Podczas instalacji elektrody odniesienia należy unikać powstawania pęcherzyków powietrza. Obecnie ta część układu jest mocowana do złącza wylotowego, które zostało uprzednio napełnione roztworem buforowym. Wszystkie połączenia muszą zostać uszczelnione za pomocą pierścieni O-ring.Ten SM jest utworzony na chipie zor, który stanowi ustrukturyzowaną szklaną płytkę pokrytą powłoką kozią. Ta droga semantyczna ma średnicę jednego milimetra i jest połączona z polem kontaktowym za pomocą białego paska kontaktowego o szerokości 0,2 milimetra. Sprężynowy pin kontaktowy zapewnia połączenie ze wzmacniaczem.Chip zen przechowuje się w ciemności w 10 LAR roztworze thiol etanolu Okta Deccan. Aby zachować warstwę arcane thi i usunąć niezaabsorbowane cząsteczki wirusowe Okta deccan, elektrodę płucze się czystym etanolem, a następnie suszy w strumieniu azotu. Teraz można przystąpić do tworzenia monowarstwy fosfocholiny.Roztwór lipidowy zawiera 15 mg/mL chloryny DFI oraz 250 µg/mL oktaetyloaminy w dekanylu i jest przechowywany w temperaturze -20 °C. Elektroda zostaje teraz precyzyjnie umieszczona u podstawy SA cubit.Jeden 1 µL roztworu nanosi się na elektrodę SSM, unikając dotykania warstwy złota. Bezpośrednio po dodaniu roztworu lipidów można zmontować vete. Objętość vete uszczelniona pierścieniem O-ring ma kształt cylindra o objętości wewnętrznej 17 µL po zamontowaniu.Moduł SSM powinien znajdować się centralnie pod otworem wlotowym. Przed podłączeniem urządzenia system płynowy należy wypełnić 100 millimolarnym roztworem buforu fosforanowego potasu. Ważne jest upewnienie się, że w przewodach i zaworach nie ma pęcherzyków powietrza.Teraz można zamontować układ w klatce tarczycy, podłączyć wzmacniacz, wlot i wylot ścieżki przepływu roztworu oraz generator funkcji. Na koniec należy przepłukać komorę 100 mililitrami buforu fosforanowego potasu. Prowadzi to do spontanicznego tworzenia się SSM w celu sprawdzenia jakości SSM.Pojemność i przewodnictwo mierzy się przy użyciu generatora funkcji; w celu pomiaru przewodnictwa stosuje się napięcie stałe 100 mV. Spadek natężenia prądu obrazuje ładowanie kondensatora błonowego po jego pełnym naładowaniu. Zmierzone natężenie prądu pozwala wyznaczyć przewodnictwo błony zgodnie z prawem Ohma.Tutaj obserwujemy przewodność wynoszącą 0,17 nS. Pojemność można zmierzyć, stosując trójkątne napięcie AC o amplitudzie 50 mV od szczytu do szczytu i częstotliwości 0,5 Hz. Amplituda wynikającego z tego prądu w postaci fali prostokątnej reprezentuje prąd ładujący kondensatora.Pojemność jest równa ładunkowi przeniesionemu podzielonemu przez przyłożone napięcie. Ta membrana wykazuje pojemność 2.3 nano; wysoka przewodność i niska pojemność wskazują, że SSM nie została prawidłowo utworzona. W takich przypadkach membranę należy odrzucić i przygotować kolejną SSM, używając nowego chipu z elektrodą.Zazwyczaj liposomy białkowe przechowuje się w zamrożeniu w temperaturze -80°C. Odmrożenie próbki na lodzie i sonikacja są niezbędne, ponieważ zagregowana próbka pochłania zbyt dużo energii, aby uzyskać homogeniczną zawiesinę liposomów białkowych. Trzy dziesięciosekundowe cykle sonikacji są przeplatane dziesięciosekundowymi przerwami na chłodzenie na lodzie.Przepłucz ich SSM roztworem nieaktywującym. Następnie odkręć złącze wylotowe wraz z próbką elektrody odniesienia. Za pomocą pipety wstrzyknij 30 µL próbki białka przez wylot vete do objętości ette.Najpierw zamocuj końcówkę pipety do otworu wylotowego. Następnie otwórz powyższy zawór ręczny w ścieżce nieaktywującej i wstrzyknij liposomy protea. Na koniec zdejmij końcówkę pipety.Zamknij powyższy zawór ręczny, aby zatrzymać przepływ roztworu. Pozostaw liposomy protea do absorpcji na SSM przez czas inkubacji od jednej do dwóch godzin. Użyj okna protokołu przepływu w oprogramowaniu do sterowania zaworami i akwizycji danych, aby zdefiniować swój protokół przepływu.Jeśli chcesz przeprowadzić pomiary w warunkach symetrycznych, na przykład w celu określenia specyficzności substratowej, wartości KM lub zależności od pH, wybierz protokół pojedynczej wymiany roztworów. Ustaw czas przepływu dla każdego roztworu na od 0,5 do 1 sekundy. Natężenie prądu jest rejestrowane przez cały czas trwania protokołu przepływu.Wzmocnienie jest zazwyczaj ustawiane na 10 do potęgi dziewiątej, a jako częstotliwość próbkowania wybieramy 2000 punktów danych na sekundę. Na koniec zapisz nowy protokół pod nazwą NA a and a. W drugiej zakładce okna protokołu przepływu można zdefiniować stan otwarty lub zamknięty konkretnych zaworów, aby kontrolować przepływ roztworu nieaktywującego lub aktywującego przez qubit.W niniejszej pracy demonstrujemy pomiar liposomów z białkiem, importem protonów cukrów LacY z E coli. Roztwór aktywujący zawiera transportowany substrat — laktozę, natomiast roztwór nieaktywujący zawiera taką samą ilość nietransportowanej glukozy jako związku kompensacyjnego. Oprócz cukrów, roztwory zawierają 100 mM fosforanu potasu o pH 7,6 oraz 1 mM DTT.Po zmianie roztworów należy użyć zaworu ręcznego, aby upewnić się, że pęcherzyki powietrza zostały usunięte. Przed rozpoczęciem protokołu przepływu należy dostosować ciśnienie bezpośrednio przed rozpoczęciem pomiaru. Rutynowo stosujemy ciśnienie O 0,6 bar, co przy naszej konkretnej konfiguracji zaworu i rurek zapewnia szybkość przepływu wynoszącą około jeden mililitr na sekundę.Następnie należy wybrać tutaj protokół bezpiecznego przepływu, protokół NAA, i nacisnąć przycisk start, aby rozpocząć każdy pomiar. Podczas pierwszych kilku pomiarów luźno zaabsorbowane liposomy proteowe są usuwane, przez co prąd szczytowy może ulec zmniejszeniu. Pomiar należy powtarzać do momentu, aż prąd szczytowy pozostanie stały.Podczas pierwszej fazy przepływu roztworu nieaktywującego prąd wynosi zero. Wymiana roztworu nieaktywującego na aktywujący, zawierający laktozę, indukuje aktywność transportu elektrogennego błony. Dodatni ładunek białek gromadzi się wewnątrz proteoliposomów, a wzmacniacz wykrywa dodatni prąd przejściowy wynikający z dodatnego sprzężenia poprzez SSM.Ten dodatni prąd sprzężony nazywany jest sygnałem „on”, wynikającym z wymiany V z roztworu aktywującego. Powrót do roztworu nieaktywującego indukuje transport protonów i cukrów z liposomów. W tym przypadku rejestrowany jest ujemny prąd sprzężony LY, czyli tak zwany sygnał „off” służący do analizy kinetyki białek.Wykorzystuje się wyłącznie sygnał włączenia (on), ponieważ sygnał wyłączenia (off) jest słabo zdefiniowany z powodu stanu naładowania zaworu membranowego, którego przełączanie generuje artefakty mechaniczne i elektryczne. Na szczęście są one ograniczone do przedziału czasowego poprzedzającego zaobserwowanie sygnałów indukowanych przez białko. Należy zauważyć, że 50 milisekundowe opóźnienie między artefaktami przełączania zaworu a sygnałami transportera to czas potrzebny na dotarcie roztworu z zaworu końcowego do powierzchni SSM Rapid Solution Exchange. Eksperyment taki, jak ten przeprowadzony na SSM, stanowi typowy eksperyment relaksacyjny.W tego rodzaju eksperymentach prąd przechodzi przez zależną od czasu fazę stanu przedstacjonarnego, aż do osiągnięcia stałego stanu stacjonarnego. Szczegółowe dane kinetyczne cyklu reakcji można wyprowadzić z kształtu i wartości prądu w stanie przedstacjonarnym. Prąd w stanie stacjonarnym dostarcza natomiast informacji o ciągłym obrocie białek błonowych.W systemie sprzężonym z ly, w którym liposomy białkowe są adsorbowane do ich SSM, prądy stanu przedstacjonarnego pozostają praktycznie niezmienione. Ponieważ ze względu na ładowanie liposomów nigdy nie uzyskuje się stałego prądu stanu stacjonarnego, mierzony prąd stopniowo maleje. Prąd transportera można obliczyć z zmierzonego prądu sprzężonego z ly za pomocą analizy obwodów.Prezentujemy tutaj reprezentatywne wyniki z wykorzystaniem kotransportera protonów i cukrów, takiego jak Y, w zakresie pH od 8,5 do 7,6. Prąd transportera jest zdominowany przez reakcję elektrogenną w późnej fazie cyklu reakcyjnego. W tych warunkach faza przedstanowa polega na prostym wzroście prądu do jego wartości stanowej.Następnie wartość ta zanika z powodu sprzężenia pojemnościowego. Interesuje nas prąd transportowy w stanie ustalonym. W przypadku braku potencjału błonowego jest on reprezentowany z dobrym przybliżeniem przez prąd szczytowy.Kinetykę według równania Ali Meina można zatem analizować poprzez wykreślenie prądów szczytowych dla różnych stężeń substratu, należy jednak pamiętać, że amplitudy prądu szczytowego można porównywać rygorystycznie tylko wtedy, gdy zostały uzyskane z jednego sensora w ramach jednego eksperymentu. Jedną z przyczyn jest zmienność wydajności absorpcji. Przy dalszym obniżeniu pH sygnał monofazowy staje się bifazowy.I na koniec, w przypadku mutanta lag Y z zaburzonym transportem, pozostaje szybki stan przejściowy. Za szybkim stanem przejściowym następuje niewielka, wolniejsza składowa ujemna. Składowa ujemna jest charakterystyczna dla szybkich prądów przejściowych mierzonych w systemach sprzężonych i jest spowodowana rozładowaniem pojemności błony.W tym przypadku prąd szczytowy nie reprezentuje transportu w stanie stacjonarnym, lecz stanowi elektrogenne potwierdzenie przejścia we wczesnej fazie cyklu jonowego, co staje się widoczne, ponieważ mutant lacy nie wykazuje transportu w stanie stacjonarnym, a dla typu dzikiego lag Y transport w stanie stacjonarnym jest hamowany przez niskie pH. Dowody eksperymentalne dostarczają mechanistycznej interpretacji translokacji ładunku w cyklu reakcyjnym lag Y, co zostało przedstawione w modelu kinetycznym. Szybki stan przejściowy zaobserwowany dla mutanta z defektem transportu, lub w przypadku typu dzikiego lag Y w warunkach kwasowych, wynika z szybkiej, słabo elektrogennej reakcji następującej po związaniu laktozy; przy wyższych wartościach pH sygnał jest zdominowany przez główną reakcję elektrogenną w późnej fazie cyklu reakcyjnego, która w założeniu reprezentuje pseudoplazmiczne uwalnianie protonów w systemie sprzężonym pojemnościowo.Prowadzi to do powstania prądów przejściowych reprezentujących transport stanu stacjonarnego Lag y ze względu na silną interakcję Utes. W przypadku SSM artefakty elektryczne powstają podczas wymiany roztworów o różnym składzie. Należy upewnić się, że roztwory nieaktywujące i aktywujące są możliwie jak najbardziej zbliżone, zwłaszcza pod względem pH i siły jonowej.Należy przeprowadzić kontrolę, ponieważ substraty również mogą generować artefakty. Zawsze należy testować konkretny system buforowy i protokół przepływu pod kątem artefaktów, używając czystego SSM przed dodaniem próbki białka. Po dodaniu próbki białka pomiary kontrolne można wykonać z użyciem roztworów zawierających substancje niebędące substratami, które są strukturalnie podobne do substratu.Ponadto istnieje możliwość przetestowania podłoża pod kątem artefaktów, wykorzystując liposomy lub fragmenty błony bez białka będącego przedmiotem zainteresowania. Do roztworów można również dodać inhibitory lub nanieść je pipetą bezpośrednio do wylotu urządzenia w celu zmierzenia inhibicji sygnału transportera; w takim przypadku sygnały specyficzne dla białka znikną, pozostawiając jedynie artefakty związane z wymianą roztworu.Sygnał białkowy można następnie łatwo skorygować. Należy upewnić się, że utrata zaabsorbowanego białka, liposomów lub degradacja białka nie wpływa na pomiar. Przy wielokrotnych pomiarach kontrolnych w identycznych warunkach dopuszczalny jest spadek sygnału do 20%, który można skorygować, zakładając liniową zależność spadku od czasu.Niniejsza konfiguracja jest wynikiem 20 lat rozwoju technicznego w naszym laboratorium. Dostępne są również wyspecjalizowane systemy z bardziej zaawansowanymi rozwiązaniami czasowymi do analizy kinetycznej oraz mniejszym zużyciem roztworów w przypadku kosztownych substratów. Do screeningu leków wykorzystujemy w pełni zautomatyzowane układy o wyższej przepustowości.Do tej pory za pomocą tej metody scharakteryzowano ponad 20 transporterów. Należą do nich transportowe APA, kompleksy łańcucha oddechowego, transportery chłodu, wymienniki, a nawet kanały żelazowe. Jeśli zatem nie są Państwo w stanie rozwiązać problemu za pomocą standardowej elektrofizjologii, warto rozważyć zastosowanie elektrofizjologii SS Mase.

introduction-to-solid-supported-membrane-based-electrophysiology

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Wprowadzenie do elektrofizjologii opartej na membranie z wsparciem stałym

Planarne dwuwarstwy lipidowe, nazywane również sztucznymi dwuwarstwami lipidowymi, pozwalają na badanie kanałów przewodzących jony w ściśle określonym środowisku. W niniejszym materiale prezentujemy poszczególne kroki niezbędne do przygotowania komory do dwuwarstw, elektrod oraz sposób sprawdzenia, czy dwuwarstwa nadaje się do pomiarów pojedynczych kanałów.

Przygotowanie sztucznych dwuwarstw do eksperymentów elektrofizjologicznych

Przedstawimy sposób badania wpływu pojedynczej mutacji punktowej na funkcję kanału jonowego.

Mutageneza i analiza funkcjonalna kanałów jonowych heterologicznie eksprymowanych w komórkach ssaków

Niniejszy materiał stanowi demonstrację sposobu rozumienia błon biologicznych przy użyciu modeli elektrycznych. Przedstawiamy również procedury rejestracji potencjałów czynnościowych z brzusznego sznura nerwowego raka, przeznaczone do wykorzystania w laboratoriach dydaktycznych.

Modelowanie błon biologicznych za pomocą płytek drukowanych i pomiar sygnałów elektrycznych w aksonach: ćwiczenia laboratoryjne dla studentów

Ten protokół opisuje technikę zwaną elektrofizjologią klamer całokomórkowych, która jest metodą badania właściwości elektrycznych neuronów Mauthnera i innych komórek siateczkowo-rdzeniowych w zarodkach danio pręgowanego.

Elektrofizjologia klamer krosowych całych komórek: metoda badania właściwości elektrycznych neuronów

Wieloelektrodowe nagrania patch-clamp stanowią skomplikowane zadanie. Pokazujemy tutaj, w jaki sposób, poprzez automatyzację wielu etapów eksperymentu, można przyspieszyć proces prowadzący do jakościowej poprawy wydajności i liczby nagrań.

Wspomagany komputerowo wieloelektrodowy system krosówek

Protokoły zamkniętej pętli stają się coraz bardziej powszechne we współczesnej elektrofizjologii. Przedstawiamy prosty, wszechstronny i niedrogi sposób wykonywania złożonych protokołów elektrofizjologicznych w korowych neuronach piramidowych in vitro, przy użyciu komputera stacjonarnego i cyfrowej płytki akwizycyjnej.

Elektrofizjologia w czasie rzeczywistym: wykorzystanie protokołów zamkniętej pętli do badania dynamiki neuronów i nie tylko

Ten manuskrypt opisuje zastosowania elektrod selektywnych protonów i metod zaciskania krostek do pomiaru aktywności systemów transportu protonów. Metody te przezwyciężają pewne ograniczenia technik powszechnie stosowanych do badania aktywności transportu protonów, takie jak umiarkowana czułość, rozdzielczość czasowa i niewystarczająca kontrola środowiska wewnątrzkomórkowego.

Zastosowanie pomiarów elektrofizjologicznych do badania aktywności transporterów elektroobojętnych

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia dwuwarstw lipidowych za pomocą metody dwuwarstwowej pęcherzyków kontaktowych. Pęcherzyk wody jest wdmuchiwany do rozpuszczalnika organicznego, w wyniku czego na granicy faz woda-olej tworzy się monowarstwa. Dwie pipety są manipulowane w celu zadokowania pęcherzyków w celu utworzenia dwuwarstwy.

Eksperymenty dwuwarstwowe lipidowe z dwuwarstwami pęcherzyków kontaktowych dla zacisków krosowych

Protokół ten przedstawia zaawansowane metody wytwarzania materiałów i ex vivo badania serca szczurów do optycznego i elektrycznego dwukierunkowego biointerfejsu, umożliwiając precyzyjną stymulację serca, rejestrację i modelowanie zawału na potrzeby badań bioelektronicznych.

Dwukierunkowe interfejsy elektryczne i optoelektroniczne w zdrowych i niedokrwionych sercach szczurów ex vivo

W tym miejscu przedstawiamy protokół wytwarzania unikalnego dwuwarstwowego urządzenia mikroprzepływowego do badania elektromechanicznej regulacji homeostazy tkanek nabłonkowych. Urządzenie aplikuje statyczne fizjologiczne prądy elektryczne prostopadłe do płaszczyzny tkanki, wpływając na adhezję, proliferację i wytłaczanie komórki. Obrazowanie żywych komórek i pomiary naprężeń mechanicznych ujawniają mechanizmy tych procesów.

Ujawnienie elektromechanicznej kontroli homeostazy tkanek za pomocą dwuwarstwowego urządzenia mikroprzepływowego

Przedstawiono protokół eksperymentalny do składania, stymulacji elektrycznej i analizy kropli dwuwarstwy lipidowych zmodyfikowanych gramicydyną A. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływie jonowym i przewodnictwie pojedynczego kanału oraz odniesienie tych reakcji do zmian przypominających plasticzne zmiany w przewodnictwie jonowym w modelu błony inspirowanym synapsami elektrycznymi.

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem warstw dwubiegunowych interfejsu kropelkowego

Poznaj elektrofizjologię opartą na membranach podpartych ciałem stałym do badania transporterów elektrogenicznych u bakterii i eukariontów. Ta metoda umożliwia określanie parametrów kinetycznych i odkrywanie leków.

Wprowadzenie do elektrofizjologii opartej na membranach podpartych ciałem stałym

Przeglądaj więcej filmów