ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta publikacja wideo była możliwa dzięki dofinansowaniu z National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK) dla grantu projektu "Patobiologia układu jelitowego" DK 68055. Christopher T. Creedon był wspierany przez Rochester Public Schools Mentorship Program.
Dziękujemy Panu Gary'emu Stoltzowi za pomoc techniczną, Pani Kristy Zodrow za pomoc sekretarską oraz Dr. Douglasowi Baerowi z Los Gatos Research, Inc (Mountain View, CA).

1. Trening i przyzwyczajenie myszy
<ol>
 <li>Przed analizą umieść wszystkie myszy w komorach testowych na 2-4 godziny ze stałym przepływem powietrza, aby przyzwyczaić je do warunków testowych. To znacznie zmniejsza poziom stresu, który w przeciwnym razie mógłby spowodować nieprawidłowe wykrywanie opóźnionego opróżniania żołądka. Traktuj myszy w taki sam sposób, jak gdyby trwał eksperyment z opróżnianiem żołądka. Przygotuj żółtko jaja (patrz dalej) bez dodawania kwasu oktanowego i nakarm każdą mysz 0,2 g. </li>
 <li>Powtarzaj ten proces, aż myszy będą wystarczająco wyszkolone (zwykle 2-3 razy). Myszy zazwyczaj łatwo się przyzwyczajają, o ile warunki środowiskowe są takie same. </li>
</ol>
Uwaga: Myszy nieprzyzwyczajone poruszają się przez około 1 godzinę po przeniesieniu do komory, często się kalają i oddają mocz, podczas gdy myszy przyzwyczajone szybko aklimatyzują się w nowym środowisku i spokojnie odpoczywają.
Uwaga: Podczas eksperymentu: Monitoruj zwierzęta pod kątem oznak utraty przyzwyczajenia, takich jak nadmierne oddawanie moczu, defekacja, brak zainteresowania jedzeniem jajka. W takim przypadku rozważ ponowne przyzwyczajenie się do pustej komory 1-2 razy przed uzyskaniem danych dotyczących opróżniania żołądka. Konsekwencja jest niezwykle ważna podczas wykonywania tego eksperymentu. Robienie rzeczy dokładnie w ten sam sposób za każdym razem to jedyny sposób na uzyskanie wiarygodnych i powtarzalnych wyników. Obejmuje to podawanie leczenia (np. insuliny) codziennie o tej samej porze, nieoddzielanie myszy od ich współlokatorów, chyba że jest to absolutnie konieczne, poszczenie myszy i rozpoczęcie testu opróżniania żołądka w tym samym czasie oraz obchodzenie się z myszami w ten sam sposób.
2. Przygotowanie posiłku testowego zawierającego izotop 
<ol>
 <li>Zacznij od odważenia 5 g żółtka jaja w probówce sokoła o pojemności 50 ml. Powtarzaj te kroki każdego dnia eksperymentalnego, aby przygotować świeży posiłek testowy. </li>
 <li>Dodać 10 μl kwasu oktanowego o stężeniu 2 μl/g do 50 ml probówki sokoła zawierającej jajko i energicznie mieszać przez 1 minutę za pomocą szpatułki w probówce sokoła. </li>
 <li>Jajko jest następnie przenoszone do szklanej zlewki i podgrzewane nad palnikiem Bunsena, aż do koagulacji, a jego konsystencja będzie odpowiednia do zrobienia małych kulek. Zwykle trwa to około 30 sekund. </li>
</ol>
Uwaga: Kulki żółtka jaja powinny ważyć 0,2 g na mysz. Jest to ważne, aby utrzymać skumulowaną dawkę na stałym poziomie u wszystkich myszy. 
3. Rozpoczęcie eksperymentu
<ol>
 <li>Po przeszkoleniu i przygotowaniu do opróżniania żołądka, pościć myszy przez noc (12 godzin) na metalowym stojaku na czczo z "siatkowym dnem", aby zapobiec koprofagii. Upewnij się, że mają swobodny dostęp do wody pitnej. Ponieważ w obecnym eksperymencie wykorzystano myszy z cukrzycą, nie powinny one być na czczo dłużej niż 16 godzin.</li>
 <li>Zacznij od ustawienia komór opróżniania żołądka. Używaj czystych komór i pokryw, które zostały wysuszone na powietrzu. Również wszelkie rurki łączące komory z analizatorem lub dopływem powietrza CO2 powinny być wolne od wilgoci; Woda może zakłócać sygnał odczytywany przez analizator </li>
 <li>Podłącz komory do rur wlotowych, które zapewniają stały przepływ powietrza. Następnie podłącz rurki wylotowe z komór do maszyny. Zamknij rurki i włącz przepływ powietrza. </li>
</ol>
Uwaga: Nałóż bardzo małą ilość wazeliny na koniec pokrywy, aby łatwo się zamknęły i były bezpiecznie zamknięte. To szczelne uszczelnienie jest niezbędne do zebrania całego dwutlenku węgla wytwarzanego przez myszy.
4. Procedury eksperymentalne
<ol>
 <li>Zacznij od zważenia każdej myszy. Masa ciała jest miarą ich utrzymującego się dobrego stanu zdrowia. Następnie umieść każdą mysz w odpowiedniej komorze. Oczywiście ważne jest, aby w tym czasie powietrze przepływało do komór. </li>
 <li>Aby rozpocząć pomiar, pozwól myszom zaaklimatyzować się w komorach przed regulacją poziomu powietrza. </li>
 <li>Gdy myszy wydają się spokojne, co może potrwać kilka minut, dostosuj natężenie przepływu powietrza dla każdej komory myszy. Może to być różne dla każdej myszy. Zazwyczaj przepływ powietrza jest regulowany na początku eksperymentu, aby upewnić się, że wydychany CO2 osiąga poziomy wykrywalne przez dowolny używany sprzęt i aby upewnić się, że poziom pozostaje wystarczająco niski, aby zapewnić zdrową wymianę powietrza. Stosujemy początkowe poziomy CO2 w zakresie od 1 000 do 1 500 części na milion. </li>
 <li>Jeśli masz trudności z regulacją, sprawdź, czy nie ma wycieków powietrza. Następnie powtórz proces dla każdej z komór i obserwuj kolejną rundę pomiarów, aby sprawdzić, czy korekty przepływu powietrza skorygowały poziom CO2 . Ważne jest, aby uzyskać stały odczyt wyjściowy przed karmieniem myszy. Używamy maszyny z funkcją autokalibracji. Jeśli tak nie jest, należy sprawdzić kalibrację. </li>
 <li>Kiedy to zostanie osiągnięte, podaj mączkę jajeczną pierwszej myszy i zapisz czas, w którym każda mysz otrzymuje pokarm. </li>
 <li>Przeprowadzamy procedurę przez 4 godziny, aby uzyskać wartości wystarczające do dopasowania krzywej wzbogacania 13CO2 dla każdej myszy. Sprawdzaj myszy co 30-60 minut, aby upewnić się, że poziom CO2 jest nadal bezpieczny dla myszy.</li>
 <li>Przygotuj nowe pudełka z jedzeniem przed końcem testu, aby myszy mogły zacząć jeść natychmiast po zakończeniu testu. </li>
</ol>

<ol><li>Yeung, C. K., McCurrie, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+to+investigate+the+inhibitory+effects+of+drugs+on+gastric+emptying+in+the+mouse+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">A simple method to investigate the inhibitory effects of drugs on gastric emptying in the mouse in vivo.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 45, 235-240 (2001).</li>
<li>Osinski, M. A., Seifert, T. R., Cox, B. F., Gintant, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+of+evaluation+of+drug-evoked+changes+in+gastric+emptying+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">An improved method of evaluation of drug-evoked changes in gastric emptying in mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 47, 115-120 (2002).</li>
<li>Ghoos, Y. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+gastric+emptying+rate+of+solids+by+means+of+a+carbon-labeled+octanoic+acid+breath+test%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Measurement of gastric emptying rate of solids by means of a carbon-labeled octanoic acid breath test.</a> Gastroenterology. 104, 1640-1647 (1993).</li>
<li>Symonds, E., Butler, R., Omari, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+breath+tests+can+detect+alterations+in+gastric+emptying+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Noninvasive breath tests can detect alterations in gastric emptying in the mouse.</a> Eur. J. Clin. Invest. 32, 341-344 (2002).</li>
<li>Symonds, E. L., Butler, R. N., Omari, T. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+gastric+emptying+in+the+mouse+using+the+%5B13C%5D-octanoic+acid+breath+test%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Pharmacol.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of gastric emptying in the mouse using the [13C]-octanoic acid breath test.</a> Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 27, 671-675 (2000).</li>
<li>Verhulst, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+ghrelin+in+the+relationship+between+hyperphagia+and+accelerated+gastric+emptying+in+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Role of ghrelin in the relationship between hyperphagia and accelerated gastric emptying in diabetic mice.</a> Gastroenterology. 135, 1267-1276 (2008).</li>
<li>Schoonjans, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+13C-octanoic+acid+breath+test%3A+validation+of+a+new+noninvasive+method+of+measuring+gastric+emptying+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">The 13C-octanoic acid breath test: validation of a new noninvasive method of measuring gastric emptying in rats.</a> Neurogastroenterol. Motil. 14, 287-293 (2002).</li>
<li>Choi, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+gastric+emptying+in+nonobese+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Determination of gastric emptying in nonobese diabetic mice.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293, 1039-1045 (2007).</li>
<li>Atkinson, M. A., Leiter, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+NOD+mouse+model+of+type+1+diabetes%3A+as+good+as+it+gets%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">The NOD mouse model of type 1 diabetes: as good as it gets?</a> Nat. Med. 5, 601-604 (1999).</li>
<li>Camilleri, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Diabetic+gastroparesis%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Diabetic gastroparesis.</a> N. Engl. J. Med. 356, 820-829 (2007).</li>
<li>Choi, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+protects+interstitial+cells+of+Cajal+from+oxidative+stress+and+reverses+diabetic+gastroparesis%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 protects interstitial cells of Cajal from oxidative stress and reverses diabetic gastroparesis.</a> Gastroenterology. 135, 2055-2064 (2008).</li>
<li>Kashyap, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+monoxide+reverses+diabetic+gastroparesis+in+NOD+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+GI%22%5BJournal%5D)">Carbon monoxide reverses diabetic gastroparesis in NOD mice.</a> Am. J. Physiol. GI. G298, G1013-G1019 (2010).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opisana w niniejszym artykule technika pozwala na wielokrotny i nieinwazyjny pomiar in vivo opróżniania żołądka w stanie stałym u myszy. System ten ma tę zaletę, że zwierzęta nie są skrępowane w komorze pomiarowej, co pozwala im na swobodne poruszanie się i obracanie. Ponieważ jest to nieznane środowisko, myszy nadal muszą być szkolone i przyzwyczajane do komór testowych, aby zapobiec wpływowi stresu na opróżnianie żołądka. Ogólnie rzecz biorąc, zakładamy, że dane dotyczące opróżniania żołądka są wiarygodne, jeś...

Niniejszy artykuł opisuje kwestie techniczne i metodologiczne związane z nieinwazyjnym pomiarem opróżniania żołądka u myszy. Postępując zgodnie z opisanym tutaj protokołem, badacze mogą w sposób niezawodny i powtarzalny monitorować zmiany w opróżnianiu żołądka wynikające z rozwoju choroby, badać wpływ środków farmakologicznych na opróżnianie żołądka oraz śledzić reakcję opróżniania żołądka na leczenie chorób podstawowych lub wad6,8,11,12. W poprzednich publikacjach wykazano, że zastosowanie testów oddechowych z kwasem oktanowym z 13C jest użyteczną metodą pomiaru opróżniania żołądka u ludzi i zwierząt3,8. W niniejszej pracy szczegółowo opisano procedury niezbędne do uzyskania wiarygodnych danych w okresie od 6 do 8 miesięcy, co jest konieczne w przypadku podłużnego badania opróżniania żołądka u myszy z cukrzycą. Zaletą stosowania tego protokołu w porównaniu z wcześniej opublikowanymi metodami jest pewność badacza, że uzyskane dane będą wiarygodne i powtarzalne. Ponadto opisany tutaj zautomatyzowany system pobierania i analizy próbek gazu zwiększa liczbę zwierząt, które mogą być monitorowane jednocześnie w badaniu. Ogólnym celem niniejszej pracy jest zidentyfikowanie kluczowych czynników, które zapewniają habituację myszy do testu oraz redukują zmienność uzyskanych wyników.
W celu pomiaru opróżniania żołądka in vivo myszy są poddawane postowi przez noc, a następnie umieszczane w przezroczystych plastikowych komorach testowych ze stałym przepływem powietrza. Po adaptacji myszy do rurek wyznaczane są bazowe poziomy wydychanego 13CO2, a przepływ powietrza jest odpowiednio regulowany. Następnie podajemy posiłek testowy składający się z żółtka jaja wymieszanego z kwasem oktanowym znakowanym 13C. Ponieważ myszy są głodne i przeszkolone, zazwyczaj zjadają posiłek testowy w ciągu 2 min. Podany kwas oktanowy nie jest wchłaniany w żołądku, lecz zostaje przejęty w dwunastnicy i zmetabolizowany w wątrobie do 13CO2, który jest uwalniany i wydychany, co prowadzi do wzbogacenia powietrza otaczającego w 13CO2. Próbki powietrza są pobierane w określonych odstępach czasu i analizowane za pomocą analizatora izotopów węgla. Etapem ograniczającym w całym tym procesie jest opróżnianie żołądka, a pulmonalne wydalanie 13CO2 bezpośrednio odpowiada opróżnianiu żołądka z oznakowanego posiłku. 
<img src="/files/ftp_upload/50301/50301fig1.jpg" alt="Schemat analizy izotopowej, ustawienie myszy, pomiar stosunku [13C]/[12C], eksperyment z testem oddechowym." fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50301/50301fig1highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Schemat aparatury do badania opróżniania żołądka. Po całonocnym postach myszy umieszczane są w przezroczystych komorach, które umożliwiają im swobodne poruszanie się i obracanie. Rurka wlotowa zapewnia świeży i stały dopływ powietrza, a wylot prowadzi do analizatora izotopowego w celu pomiaru stosunku 13C do 12C w wydychanym powietrzu. Komora posiada również centralny port do podawania pokarmu zawierającego kwas [13C]-oktanowy.

<table><tbody><tr><td>Źródło stałego dopływu powietrza, przepływu i składu</td><td>Centralny dopływ powietrza w placówce</td><td></td><td></td>badawczej</tr><tr><td>Komora do pobierania próbek o pojemności 130 ml z wlotem i wylotem powietrza oraz otworem do podawania żywności Plastikowe rurki do doprowadzania powietrza</td><td>Własne</td><td></td><td></td></tr><tr>laboratoria izotopowe<td>kwasu oktanowego</td><td>Cambridge (Andover, MA)</td><td>CLM-293-1</td><td></td></tr><tr><td>Aby przygotować mączkę jajeczną: <ul> <li>mała zlewka</li> <li>50 ml plastikowa tuba</li> <li>Palnik Bunsena</li> <li>jajko</li> <li>szpatułka</li> </ul></td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td>Staraj się być konsekwentny w stosunku do dostawcy jaj, ponieważ zawartość składników odżywczych i smakowitość jaj mogą mieć wpływ spożycie i opróżnienie żołądka z posiłku</td></tr><tr><td>Analizator izotopów dwutlenku węgla</td><td>Los Gatos Research Inc. (Mountain View, Kalifornia)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ocena opróżniania żołądka u nieotyłych myszy z cukrzycą za pomocą testu oddechowego [13c]-oktanowego

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Badania opróżniania żołądka na myszach były ograniczone przez niemożność śledzenia zmian opróżniania żołądka u tego samego zwierzęcia, ponieważ najczęściej stosowane techniki wymagają zabijania zwierząt i pośmiertnego odzyskiwania posiłku1,2. Takie podejście zapobiega badaniom podłużnym mającym na celu określenie zmian w opróżnianiu żołądka wraz z wiekiem i postępem choroby. Powszechnie stosowany test oddechowy z kwasem oktanowym [13C] dla ludzi3 został zmodyfikowany do stosowania u myszy4-6 i szczurów7, a wcześniej wykazaliśmy, że ten test jest wiarygodny i reaguje na zmiany w opróżnianiu żołądka w odpowiedzi na leki i podczas progresji choroby cukrzycowej8. W tej prezentacji wideo wyjaśniona jest zasada i praktyczna implementacja tego zmodyfikowanego testu. Podobnie jak w poprzednim badaniu, wykorzystano myszy NOD LtJ, model cukrzycy typu 19. U części tych myszy rozwijają się objawy gastroparezy, powikłania cukrzycy charakteryzującego się opóźnionym opróżnianiem żołądka bez mechanicznej niedrożności żołądka10.
Ten artykuł pokazuje, jak wyszkolić myszy do testów, jak przygotować posiłek testowy i uzyskać dane o opróżnianiu żołądka w ciągu 4 godzin oraz jak analizować uzyskane dane. Analizator izotopów węgla zastosowany w niniejszym badaniu nadaje się do automatycznego pobierania próbek powietrza od maksymalnie 12 myszy jednocześnie. Technika ta pozwala na podłużną obserwację opróżniania żołądka u większych grup myszy z cukrzycą lub innymi długotrwałymi chorobami.

Reprezentatywny zestaw danych od trzech różnych myszy przedstawiono na Rysunku 2. Czarny wykres reprezentuje punkty danych od myszy z prawidłowym opróżnianiem żołądka. Przedstawia on frakcję 13C odzyskaną z wydychanego powietrza, wyrażoną jako procent podanej dawki na godzinę w funkcji czasu. Niebieska krzywa pochodzi od myszy z przyspieszonym opróżnianiem żołądka z wartością T half wynoszącą 40 min, a czerwona krzywa od myszy z opóźnionym opróżnianiem żołądka z wartością T half wynoszącą 168 ...

Oznaczanie opróżniania żołądka za pomocą nieinwazyjnego testu oddechowego [13C]-oktanowego do śledzenia gastroparezy u samic myszy NOD LtJ.

Ocena opróżniania żołądka u nieotyłych myszy z cukrzycą za pomocą testu oddechowego [13C]-oktanowego

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used ...

Ogólnym celem tej procedury jest opracowanie metody pomiaru opróżniania żołądka in vivo u myszy z wykorzystaniem testu oddechowego z kwasem 13C-oktanowym. Myszy i inne małe zwierzęta są niezwykle użyteczne w pomaganiu nam w zrozumieniu patofizjologii chorób; nasze laboratorium bada gastroparezę, a jednym z problemów w badaniu tej choroby jest konieczność śledzenia opróżniania żołądka w czasie. Stanowiło to problem w przypadku obecnych technik, ponieważ wymagają one wprowadzenia substancji w formie płynnej lub stałej do żołądka myszy, a następnie uśmiercenia zwierzęcia po pewnym czasie w celu oszacowania ilości substancji, która opuściła żołądek.Naszym celem było opracowanie nieinwazyjnej techniki pomiaru opróżniania żołądka; w tym celu zaadaptowaliśmy znaną próbę oddechową z wykorzystaniem aminokwasu znakowanego węglem 13, aby umożliwić jej zastosowanie u myszy. Pozwala to na przeprowadzanie wielokrotnych pomiarów w czasie, a następnie korelację uzyskanych wyników zarówno z badaniem histologicznym, jak i fizjologicznym. Wykorzystany tutaj sprzęt umożliwia automatyzację procedury, choć oczywiście można ją również przeprowadzić ręcznie.Zaletą automatyzacji nie jest jedynie fakt, że w jednostce czasu możemy przeprowadzić znacznie więcej badań opróżniania żołądka, ale przede wszystkim to, że możemy je realizować u wielu myszy jednocześnie. Zaprezentujemy metodę, która pozwala na badanie do 12 myszy w jednym cyklu. Poniższa animacja przedstawia konfigurację naszego eksperymentu do pomiaru opróżniania żołądka in vivo.Myszy umieszczono w przezroczystych plastikowych rurkach ze stałym przepływem powietrza. Po przyzwyczajeniu myszy do rurek i regulacji przepływu powietrza podajemy posiłek testowy składający się z żółtka jaja zmieszanego z kwasem oktadekanoicznym znakowanym izotopem węgla 13. Ponieważ myszy są głodzone i przeszkolone, zazwyczaj zjadają posiłek testowy.W ciągu dwóch minut podany kwas OCT NOIC zostanie wchłonięty w dwunastnicy, a następnie zmetabolizowany w wątrobie, uwolniony i wydalony z wydechem, co doprowadzi do wzbogacenia powietrza otaczającego w 13 dwutlenek węgla, który jest następnie mierzony za pomocą naszego analizatora izotopowego. Przyjrzyjmy się dokładniej temu, co dzieje się w organizmie myszy. Po zjedzeniu posiłku testowego zawierającego kwas OCT NOIC znakowany 13 węglem, posiłek trafia do żołądka.Kwas OCT NOIC pozostaje nienaruszony w żołądku. Po przejściu przez odźwiernik jest on szybko wchłaniany w dwunastnicy. Znakowany związek dociera do wątroby przez żyłę wrotną i jest metabolizowany do dwutlenku węgla znakowanego izotopem 13C.Znakowany dwutlenek węgla jest uwalniany do krwi żylnej i wydychany. Etapem ograniczającym cały ten proces jest opróżnianie żołądka. Oznacza to, że płucne wydalanie 13 dwutlenku węgla bezpośrednio odpowiada opróżnianiu żołądka z oznakowanego posiłku.Próbki powietrza są pobierane w określonych odstępach czasu i analizowane za pomocą analizatora izotopów węgla. Można zastosować różne rodzaje analizatorów izotopowych. W niniejszym badaniu zdecydowaliśmy się na użycie niskokosztowego badawczego analizatora izotopów węgla GATOS LGR 13.Zbieranie próbek przez cztery godziny pozwala na uzyskanie powtarzalnej kinetyki 13 carbon dioxide, która odzwierciedla tempo opróżniania żołądka. Dopasowanie krzywej. Zastosowanie regresji nieliniowej umożliwia obliczenie czasu połowicznego opróżniania.Niniejsza procedura jest odpowiednia do monitorowania myszy z chorobą przewlekłą. W tym konkretnym badaniu wykorzystujemy samice myszy niediabetycznych nieotyłych (N-O-D-L-T-J), które stanowią model cukrzycy typu 1 u ludzi. Przed przystąpieniem do analizy wszystkie myszy przechodzą okres habituacji w komorach testowych w celu zminimalizowania poziomu stresu.Ponieważ opóźnienie opróżniania żołądka jest charakterystycznym wskaźnikiem stresu u myszy, myszy nieoswojone nadal poruszają się przez około jedną godzinę po przeniesieniu do komory, oddając kał i mocz. Często uznaje się, że myszy zostały pomyślnie oswojone, gdy szybko adaptują się do nowego środowiska. Po przeniesieniu do komory, po krótkim okresie eksploracji, oswojone myszy będą odpoczywać spokojnie wewnątrz niej.W przypadku myszy oswojonych wyniki testu opróżniania żołądka powinny wykazywać zmienność wewnątrz osobniczą mniejszą niż 10%. Po przeszkoleniu i przygotowaniu do testu opróżniania żołądka, myszy muszą zostać poddane postowi w dniu poprzedzającym eksperyment. Myszy są głodzone przez noc w klatkach do postu z metalową siatką na dnie.Aby zapobiec fazji, należy zapewnić zwierzętom swobodny dostęp do wody pitnej. Myszy z cukrzycą nie powinny pozostawać na czczo dłużej niż 16 godzin. Spójność procedur jest niezwykle istotna podczas eksperymentu MCN żołądka.Czynniki takie jak ujednolicenie sposobu obsługi myszy, poddawanie ich postowi o tej samej porze każdego dnia, sprawdzanie poziomu glukozy oraz podawanie insuliny o stałej godzinie każdego dnia są kluczowe. Równie ważne jest, aby osoba prowadząca doświadczenia używała codziennie tej samej wody kolońskiej i tego samego fartucha laboratoryjnego, ponieważ wszystkie te czynniki mogą wpłynąć na dane dotyczące MTN w żołądku. Materiały wykorzystywane do przygotowania posiłku z jajek to kwas OC z jajka, zlewka szklana, probówka typu Falcon oraz szpatułka z zagiętym końcem.Zacznij od odważenia pięciu gramów żółtka jaja do probówki typu Falcon o pojemności 50 ml. Następnie do probówki Falcon zawierającej żółtko dodaj 10 µL kwasu okin NOIC w stężeniu dwóch µL na gram i wymieszaj energicznie szpatułką wewnątrz probówki. Następnie przelej zawartość do zlewki szklanej i podgrzewaj nad palnikiem Bunsena przez jedną minutę, aż do momentu koagulacji i uzyskania odpowiedniej konsystencji.Formowanie małych kuleczek zajmuje zazwyczaj około 30 sekund. Kuleczki z żółtka jaja powinny ważyć 0,2 g na mysz. Ważne jest, aby zachować stałą dawkę skumulowaną u wszystkich myszy.Zakres akceptowalnego odzysku dawki skumulowanej wynosi od 55 do 100%. Rozpocznij od przygotowania komór do opróżniania żołądka. Użyj czystych komór i pokryw, które zostały wysuszone powietrzem. Ponadto wszystkie rurki łączące komorę z analizatorem lub źródłem dwutlenku węgla powinny być wolne od wilgoci.Wilgoć może zakłócać sygnał odczytywany przez analizator. Należy podłączyć komory do rurek wlotowych doprowadzających przepływ powietrza oczyszczonego z węglowodorów. Ważne jest, aby strumień ten był zawsze stały, ponieważ każda zmiana ilości dwutlenku węgla mogłaby zmienić wartość linii bazowej.Następnie podłącz rurki wylotowe z komór do urządzenia, zamknij rurki i uruchom przepływ powietrza. Na końcach pokryw nanieś niewielką ilość wazeliny, aby zapewnić ich łatwe i szczelne zamknięcie. Taka szczelność jest niezbędna do zebrania całego dwutlenku węgla produkowanego przez myszy.Zważ myszy, używając niewielkiego uchwytu dla myszy, aby zredukować poziom stresu. Masę ciała określa się jako wskaźnik utrzymania dobrego stanu zdrowia zwierząt. Następnie umieść każdą mysz w odpowiedniej komorze.W tym momencie ważne jest, aby w komorach przepływało powietrze. Każdej myszy wszczepiono urządzenie śledzące. Dane dotyczące masy ciała myszy, poziomu glukozy we krwi oraz stosowanych zabiegów są monitorowane za pomocą bazy danych w oprogramowaniu, które wykorzystuje ten numer.Używamy oprogramowania, które pozwala na automatyczne powiązanie numeru identyfikacyjnego myszy bezpośrednio z danymi przechowywanymi w bazie. Można to oczywiście zrobić również ręcznie. Aby rozpocząć pomiar, należy pozwolić myszom na aklimatyzację w komorach przed regulacją poziomów powietrza.Gdy myszy uspokoją się, co może potrwać kilka minut, należy dostosować natężenie przepływu powietrza dla każdej komory. Wartość ta może być różna dla każdej myszy. Zazwyczaj przepływ powietrza reguluje się na początku eksperymentu, aby upewnić się, że poziom wydychanego dwutlenku węgla jest wykrywalny przez używany sprzęt oraz aby poziom ten pozostawał wystarczająco niski, zapewniając prawidłową wymianę powietrza.W przypadku trudności z regulacją stosujemy początkowe poziomy dwutlenku węgla między 1000 a 1500 parts per million; należy wtedy sprawdzić, czy nie występują nieszczelności powietrzne. Następnie należy powtórzyć ten proces dla każdej z komór i przeprowadzić kolejną serię pomiarów, aby sprawdzić, czy korekty przepływu powietrza ustabilizowały poziom dwutlenku węgla. Przed karmieniem myszy ważne jest uzyskanie stabilnego odczytu bazowego.Po osiągnięciu tego stanu podaj posiłek z jajka pierwszej myszy i zapisz czas, w którym każda mysz otrzymała pokarm. Procedurę przeprowadzamy przez cztery godziny, aby uzyskać wystarczającą liczbę wartości do dopasowania krzywej wzbogacenia w 13 carbon dioxide dla każdej myszy. Sprawdzaj stan myszy co 30 do 60 minut, aby upewnić się, że poziomy carbon dioxide są nadal bezpieczne.W przypadku myszy nasze urządzenie mierzy stężenia 12 dwutlenku węgla, 13 dwutlenku węgla oraz wody co 25 sekund. Dzięki temu można jednocześnie analizować 12 myszy z pięciominutowym odstępem między odczytami. W przypadku pobierania próbek ręcznie lub przy użyciu innego urządzenia należy upewnić się, że odczyty są wykonywane w odstępach co najmniej od 5 do 10 minut.Przygotuj nowe pudełka z pożywieniem przed zakończeniem badania, aby myszy mogły zacząć jeść natychmiast po jego zakończeniu. Wykres ten przedstawia punkty danych myszy z prawidłowym opróżnianiem żołądka. Przedstawia on frakcję węgla 13 odzyskaną w wydychanym powietrzu, wyrażoną jako procent podanej dawki na godzinę w funkcji czasu.Punkty danych zostały dopasowane do krzywej o następującym równaniu. Dlaczego procent odzyskanego w oddechu węgla 13 na godzinę oraz A i B są stałymi regresji? T half jest obliczane poprzez podstawienie parametrów tej krzywej do odwrotnej funkcji gamma, zgodnie z metodą ustanowioną w poprzednim badaniu w naszym laboratorium; normalny czas półopróżniania żołądka u niediabetycznej myszy NOD w wieku od 9 do 15 tygodni mieści się w zakresie od 62 do 131 minut, co reprezentuje szary obszar.Niebieska krzywa pochodzi od myszy z przyspieszonym opróżnianiem żołądka z wartością T half wynoszącą 40 minut, a czerwona krzywa pochodzi od myszy z opóźnionym opróżnianiem żołądka z wartością T half wynoszącą 168 minut. Podsumowując, niniejszy film demonstruje, jak mierzyć opróżnianie żołądka z treści stałej za pomocą nieinwazyjnego testu oddechowego. Na przykładzie myszy pokazaliśmy, jak przygotować zwierzęta do badania, jak sporządzić pokarm oraz jak gromadzić dane.Tę metodę pomiaru opróżniania żołądka z treści stałej z zastosowaniem podania kwasu oktanowego znakowanego izotopem 13C opisano wcześniej dla ludzi, a my zaadaptowaliśmy ten protokół do zastosowania u myszy. Protokół ten dostarcza nam cennej metody wielokrotnego pomiaru opróżniania żołądka u tej samej myszy, co umożliwia badanie opróżniania żołądka w kontekście schorzeń przewlekłych. Metoda ta znajduje szereg przyszłych zastosowań.Na przykład testowanie różnych leków w leczeniu diabetycznej gastroparezy.

assessment-gastric-emptying-non-obese-diabetic-mice-using-13c

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ocena wypróżniania żołądkowego u myszy nieotyłych z cukrzycą za pomocą testu oddechowego z kwasem [13C]-kaprylowym

Ten film pokazuje, jak przeprowadzić doustny test tolerancji glukozy na myszy laboratoryjnej.

Doustny test tolerancji glukozy (OGTT): pomiar metabolizmu glukozy u myszy

Pomiar in vivo skurczów mięśni gładkich wzdłuż przewodu pokarmowego zwierząt laboratoryjnych pozostaje potężną, choć niedostatecznie wykorzystywaną techniką. Elastyczne, dwuelementowe tensometry nie są dostępne na rynku i wymagają produkcji. Protokół ten opisuje budowę niezawodnych, niedrogich tensometrów do ostrej lub przewlekłej implantacji u gryzoni.

Wytwarzanie i wszczepianie miniaturowych dwuelementowych tensometrów do pomiaru in vivo skurczów przewodu pokarmowego u gryzoni.

Chirurgia bariatryczna jest najskuteczniejszym sposobem na zmniejszenie masy ciała i śmiertelnych powikłań metabolicznych (cukrzyca, otyłość i dyslipidemia) często związanych z chorobliwą otyłością. Mysie modele chirurgii bariatrycznej stanowią unikalny atut w rozszyfrowywaniu mechanizmów molekularnych stojących za korzystnym wpływem tych operacji na cukrzycę, nadciśnienie i dyslipidemię.

Techniki rękawowej resekcji żołądka i zmodyfikowanego obejścia żołądka Roux-en-Y u myszy

Obecny artykuł opisuje generację i charakterystykę metaboliczną myszy karmionych dietą wysokotłuszczową jako model insulinooporności i otyłości wywołanej dietą. Ponadto zawiera szczegółowe protokoły do wykonywania doustnego testu tolerancji glukozy i testu tolerancji insuliny, monitorując zmiany metabolizmu glukozy w całym organizmie in vivo.

Badanie metabolizmu glukozy in vivo u myszy karmionych dietą wysokotłuszczową przy użyciu doustnego testu tolerancji glukozy (OGTT) i testu tolerancji insuliny (ITT)

Częstość występowania otyłości wzrasta i zwiększa ryzyko przewlekłych chorób płuc. Aby ustalić podstawowe mechanizmy i strategie zapobiegawcze, potrzebne są dobrze zdefiniowane modele zwierzęce. W tym miejscu przedstawiamy trzy metody (test tolerancji glukozy, pletysmografia ciała i stabilizacja płuc) w celu zbadania wpływu otyłości na wyniki płucne u myszy.

Dootrzewnowy test tolerancji glukozy, pomiar czynności płuc i zespolenie płuc w celu zbadania wpływu otyłości i upośledzonego metabolizmu na wyniki płucne

Obecny artykuł opisuje szczegółowy protokół przerywanego postu izokalorycznego 2:1 w celu ochrony i leczenia przed otyłością i upośledzonym metabolizmem glukozy u myszy typu dzikiego i ob/ob.

Ocena skutków metabolicznych izokalorycznego postu przerywanego 2:1 u myszy

To badanie opisuje bezpośredni pomiar produkcji glukozy w wątrobie w mysim modelu zespołu policystycznych jajników przy użyciu stabilnego izotopowego znacznika glukozy przez żyłę ogonową zarówno na czczo, jak i w stanie bogatym w glukozę w tandemie.

Ocena produkcji glukozy w wątrobie w mysim modelu zespołu policystycznych jajników

Ten protokół wprowadza dwie metody pozyskiwania obrazów w ultrasonografii żołądka. Dodatkowo podano wskazówki dotyczące interpretacji tych informacji, aby pomóc w podejmowaniu decyzji medycznych.

USG w punkcie opieki nad pacjentem żołądka u dorosłych: akwizycja i interpretacja obrazu

Opisano zestaw testowy (IMAP) służący do pogłębionej oceny zdolności słuchowych i poznawczych wpływających na umiejętności słuchania. Jest on szybki w przeprowadzeniu, przyjazny dla dzieci i wolny od zakłóceń językowych. Generowanie bodźców oraz zarządzanie protokołem są kontrolowane za pomocą platformy programowej (IHR-STAR), co zapewnia powtarzalność procedur.

Zrozumienie procesu słuchania: zestaw testów IMAP

Amoniak jest ważnym metabolitem fizjologicznym istotnym dla różnych stanów chorobowych i zdrowotnych. Jest to również cząsteczka trudna do zmierzenia w wydychanym powietrzu, co wymaga podjęcia szczególnych środków ostrożności w celu uzyskania dokładnych wyników. Nie wszystkie czynniki wpływające na amoniak są znane, ale postęp może być trudny bez uwzględnienia tych czynników.

Szybki i dokładny pomiar amoniaku w wydychanym powietrzu

Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru opróżniania żołądka u myszy za pomocą testu oddechowego z kwasem [13C]-oktanowym. Technika umożliwia wielokrotne badania u tych samych zwierząt w badaniach gastroparezy.

Ocena opróżniania żołądka u nieotyłych myszy z cukrzycą za pomocą testu oddechowego [¹³C]-oktanowego

Przeglądaj więcej filmów