Name: Synteza, dostarczanie komórkowe i zastosowanie in vivo czujników pH na bazie dendrymerów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-10T10:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 19 s
Description: Poznaj syntezę i dostarczanie czujników pH opartych na dendrymerach do komórek żywych i tkanek mózgu. Ta metoda umożliwia badaczom precyzyjne pomiary pH in vitro i in vivo z wysoką rozdzielczością.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wdzięczne za przydatne dyskusje z Isją de Feijter i Mattem Bakerem.

1. Synteza czujników
<ol>
	<li>W poniższej sekcji przedstawiamy procedurę koniugacji wskaźników pH z dendrymerami PAMAM. Ten sam protokół można zastosować przy minimalnej modyfikacji do alternatywnych dendrymerów zawierających aminy. 5,17,13,14 Dostępne w handlu dendrymery i barwniki mogą być używane bez dalszego oczyszczania.</li>
	<li>Rozpuścić dendrymer w bezwodnym DMSO (stężenie końcowe 50 μM). Przygotować 10 mM roztwory podstawowe fluoresceiny-NHS i tetrametylo-rodaminy-NHS (TMR) w bezwodnym DMSO.</li>
	<li>Dodać do roztworu dendrymera żądaną ilość fluoresceiny i TMR. Stosunek molowy w mieszaninie będzie odzwierciedlał ilość barwników załadowanych na dendrymer. Zazwyczaj 1 ml roztworu dendrymeru G4 PAMAM w probówce do mikrowirówki poddaje się reakcji z 8 eq (40 μl) fluoresceiny i 8 eq (40 μl) TMR. Mieszaj roztwór w temperaturze pokojowej przez 12 godzin.</li>
	<li>Rozcieńczyć w stosunku 1:10 wodą dejonizowaną i załadować mieszaninę reakcyjną do worka do dializy (MWCO = 10 kDa). Dializuj przez 24 godziny przed wodą dejonizowaną, często wymieniając wodę w zbiorniku.</li>
	<li>Przenieść roztwór do fiolki i liofilizować przez 24 godziny. Należy uzyskać fioletowy proszek. Odważyć otrzymaną substancję stałą i rozpuścić ją w wodzie miliQ o końcowym stężeniu 10 μM. Podwielokrotność roztworu i przechowywać w temperaturze -20 °C.</li>
</ol>
2. Pomiary pH in vitro
<ol>
	<li>Do kalibracji in vitro przygotować roztwór 500 nM dendrymeru w PBS (2 mM fosforan) w kuwecie kwarcowej. Zaleca się stosowanie bardzo rozcieńczonego buforu PBS (2 mM) w celu uniknięcia nagłych zmian pH podczas miareczkowania.</li>
	<li>Zmierz widma emisyjne fluoresceiny (exc 488 nm) i TMR (exc 550 nm) i zoptymalizuj ustawienia optyczne fluorymetru, aby uzyskać dobry stosunek sygnału do szumu.</li>
	<li>Przeprowadzić miareczkowanie pH, dodając małe objętości NaOH 0,1 N i HCl 0,1 N. Po każdym dodaniu wstrząsnąć kuwetą w celu wymieszania, odczekać 1 minutę do wyrównania i zmierzyć pH za pomocą mikroelektrody pH. Widma emisyjne fluoresceiny i TMR powinny być rejestrowane dla każdego kroku bez żadnych zmian w ustawieniach optycznych.</li>
	<li>Wykreślić intensywność fluorescencji w funkcji pH dla miareczkowania. pH (<10%) nie powinno mieć wpływu na sygnał rodaminy. Sygnał fluoresceiny powinien być krzywą sigmoidalną i powinien być wyposażony w model pojedynczego wiązania o pK = 6,4.</li>
</ol>
3. Hodowla komórkowa i elektroporacja
<ol>
	<li>Hoduj komórki HeLa w zmodyfikowanym pożywce Eagle (DMEM) firmy Dulbecco uzupełnionej 10% płodowej surowicy bydlęcej i 100 U/ml penicyliny oraz 100 mg/ml streptomycyny (Invitrogen). Hodowlę komórkową należy utrzymywać w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze o stężeniu 5%CO2</li>.
	<li>W przypadku elektroporacji dendrymerów, gdy komórki są zlewane, usuń pożywkę i umyj komórki za pomocą DPBS (Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline). Usuń DPBS i dodaj trypsynę-EDTA. Zneutralizuj trypsynę, dodając pożywkę zawierającą surowicę, ale nie antybiotyki. Wirować przy 900-1 200 obr./min przez 2 minuty w temperaturze pokojowej. Usuń pożywkę i opłucz granulki za pomocą DPBS.</li>
	<li>Policz komórki i weź 4 * 106 komórek. Wirować z prędkością 1 200-1 500 obr./min przez 2 minuty w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Zawiesić osad komórkowy w 200 μl buforu do mikroporacji (dostarczonego przez producenta mikroporatora) i przenieść komórki do probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml.</li>
	<li>Dodać wodny roztwór dendrymeru do zawieszonych komórek. Wymagana ilość dendrymeru na próbkę zależy od typu PAMAM (zwykle 250 nM dla dendrymerów kationowych i 2 μM dla dendrymerów obojętnych).</li>
	<li>Dodaj bufor do elektroporacji (dostarczony przez producenta mikroporatora) do probówki do mikroporacji. Odpipetować mieszaniny komórek i dendrymerów końcówką do elektroporacji o objętości 100 μl. Włóż pipetę mikroporatora do stacji pipetowej. Ustaw warunek impulsu dla mikroporacji: napięcie impulsu = 1,005 V; szerokość impulsu = 35 ms; liczba impulsów = 2.</li>
	<li>Po impulsie przenieś komórki do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml i odwiruj komórki przez 5 minut przy 1 200 obr./min, aby usunąć nadmiar dendrymeru z pożywki. Płytka 10 μl elektroporowanych ogniw na 35-milimetrowe szalki ze szklanym dnem (WillCo-dish GWSt-3522) ze świeżą pożywką bez antybiotyków.</li>
</ol>
4. Pomiar pH w żywych komórkach HeLa
<ol>
	<li>Obrazowanie komórek za pomocą mikroskopu konfokalnego 12 godzin po elektroporacji.</li>
	<li>Można zastosować standardowy zestaw filtrów do fluoresceiny i rodaminy. Jeśli dostępne są filtry przestrajalne, ustaw kanał zielony od 500 do 550 nm i kanał czerwony od 580 nm do 650 nm. Wzbudzenie przy 488 nm jest optymalne dla fluoresceiny, podczas gdy rodamina może być obrazowana za pomocą linii laserowej 543 nm lub 561.</li>
	<li>Skoncentruj się na próbce i dostosuj moc lasera oraz wzmocnienie detektorów, aby zmaksymalizować stosunek sygnału do szumu. Jeśli elektroporacja się powiodła, ogniwa powinny być jasno fluorescencyjne w obu kanałach. Lokalizacja zależy od wielkości i ładunku użytego dendrymeru. Często występuje pewna lokalizacja lizosomalna (małe pęcherzyki okołojądrowe) z powodu endocytozy lub kompartmentalizacji. Jeśli lokalizacja lizosomalna jest dominująca, tj. większość fluorescencji jest zlokalizowana wewnątrz pęcherzyków, a w cytozolu obserwuje się słaby sygnał, oznacza to toksyczność i pomiar należy odrzucić. Rejestruj kolejno dwa kanały, w razie potrzeby ubierz kilka obrazów i uśredniaj obrazy, aby poprawić jakość obrazu.</li>
	<li>Do kalibracji clamp pH komórki za pomocą z jonoforami o różnym pH i uzyskać co najmniej 20 komórek na pH, jak opisano powyżej. Szczegółowy opis procedury i składu można znaleźć na stronie Bizzarri and Coworkers. 16 Sugerujemy zmierzenie co najmniej 5 punktów od pH = 5,5 do pH = 7,5. pH poniżej 6 są toksyczne dla komórek, ale tolerowane przez krótki czas, sugerujemy jak najszybsze uzyskanie obrazów. Jeśli komórki wykazują oznaki apoptozy, wyrzuć komórki i uruchom ponownie.</li>
	<li>Użyj ImageJ lub analogicznego oprogramowania do analizy danych. Zaimportuj obrazy kanału zielonego i czerwonego, odejmij tło i utwórz obrazowanie proporcji piksel po pikselu za pomocą narzędzia "Kalkulator obrazu".</li>
	<li>Narysuj obszar zainteresowania (ROI), wybierając żądaną komórkę i zmierz wewnątrzkomórkowy stosunek zieleni do czerwieni. Przeanalizuj wszystkie uzyskane obrazy, a następnie wykreśl stosunek w stosunku do pH. W przedziale od 5,5 do 7,5 trend powinien być liniowy. Dopasowanie liniowe uzyskanych punktów da krzywą kalibracyjną, która zostanie użyta do przeliczenia stosunku zieleni do czerwieni na pH.</li>
	<li>W ramach dalszej kontroli należy pobrać kilka nieleczonych komórek (bez jonoforów) i spróbować obliczyć pH z uzyskaną krzywą kalibracyjną. Należy uzyskać wartość z przedziału od 7,2 do 7,4.</li>
</ol>
5. Przygotowanie próbki in vivo
<ol>
	<li>Eksperymenty przeprowadzono na C57Bl/6J (mężczyźni i kobiety) między 28. a 70. dniem po urodzeniu. Znieczulenie myszy za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia uretanu (tj. karbaminianu etylu) (20% w/v w soli fizjologicznej, 20 mg/kg uretanu). Zwierzęta zostały uśmiercone po eksperymencie z przedawkowaniem uretanu, a następnie wstrzyknięciem dosercowym tego samego środka znieczulającego.</li>
	<li>Wykonać domięśniowe wstrzyknięcie deksametazonu fosforanu sodu (2 mg/kg masy ciała) w celu zmniejszenia reakcji kory mózgowej na stres i obrzęku mózgu podczas operacji.</li>
	<li>Ogol głowę zwierzęcia i nałóż 2,5% żelu lidokainowego na skórę głowy.</li>
	<li>Użyj nożyczek, aby przeciąć płat skóry pokrywający czaszkę obu półkul</li>
	<li>Umyj odsłoniętą kość solą fizjologiczną i delikatnie usuń okostną za pomocą kleszczy. Zapewni to lepszą bazę dla kleju i cementu dentystycznego, z którymi będzie można przylegać.</li>
	<li>Nałożyć wykonany na zamówienie stalowy słupek głowy z centralną komorą obrazowania i przykleić go cyjanoakrylanem w płaszczyźnie mniej więcej równoległej do czaszki nad obszarem kory mózgowej będącym przedmiotem zainteresowania i przymocować go na miejscu za pomocą białego cementu dentystycznego (Paladur).</li>
	<li>Zamocuj głowę myszy, aby wykonać kraniotomię o średnicy 2-3 mm nawierconą w obszarze zainteresowania.</li>
	<li>Staraj się zminimalizować nagrzewanie się kory podczas operacji, rozdarcia opony twardej lub krwawienia.</li>
	<li>Utrzymuj korę mózgową w stanie przekrwionym sterylnym ACSF (126 mM NaCl, 3 mM KCl, 1,2 mM KH2PO4, 1,3 mM MgSO4, 26 mM NaHCO3, 2,4 mM CaCl2, 15 mM glukozy, 1,2 mM HEPES w destylowanymH2O, pH = 7,4).</li>
</ol>
6. Obrazowanie pH w mózgu myszy
<ol>
	<li>Podczas eksperymentu wspomaganie oddychania zwierząt zapewnia powietrze wzbogacone wO2. Tlen jest wzbogacony do 80%. O2 ciśnienie parcjalne i przepływ są często regulowane w celu uzyskania odpowiedniego wspomagania oddychania. Utrzymuj stałą temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą koca grzewczego sterowanego sprzężeniem zwrotnym.</li>
	<li>Zamocuj zwierzę przez stalowy słupek pod obiektywem zestawu do obrazowania dwufotonowego.</li>
	<li>W celu wstrzyknięcia czujnika do kory mózgowej należy załadować szklaną pipetę zawierającą elektrodę AgCl (średnica końcówki 4 mm) roztworem dendrymeru (1 μM). Elektroda pozwoli na rejestrację potencjałów pola zewnątrzkomórkowego.</li>
	<li>W przypadku zestawu do mikroiniekcji należy wprowadzić pipetę do kory mózgowej na głębokości około 150 μm. Wstrzykiwać przez 1-2 minuty pod ciśnieniem 0,5 psi.</li>
	<li>Zoptymalizuj konfigurację optyczną pod kątem obrazowania. Moc lasera należy dostosować, aby zminimalizować fotowybielanie i fotouszkodzenia. Zazwyczaj moc lasera wynosi około 20 mW, a wzmocnienie PMT było utrzymywane na stałym poziomie 667 V, ponieważ poprzednie kalibracje wykazały, że napięcie to daje najlepszy stosunek sygnału do szumu.</li>
	<li>W celu obrazowania wzbudzić czujnik przy długości fali 820 nm i jednocześnie wykryć fluoresceinę i fluorescencję rodaminy przez standardowe filtry FITC i TRITC.</li>
	<li>Dla pomiarów czasowo-rozdzielczych należy uzyskać serie poklatkowe przy 2 Hz.</li>
	<li>Do korekcji tła zaopatrz się w ciemną ramkę z zamkniętą migawką laserową, aby zmierzyć średni szum termiczny powstający w PMT i cokole zwykle dodawanym przez elektronikę.</li>
	<li>W przypadku analizy danych należy postępować zgodnie z tą samą procedurą, co opisano w sekcji 4.</li>
</ol>

<ol><li>Giepmans, B. N. G., Adams, S. R., Ellisman, M. H., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Fluorescent+Toolbox+for+Assessing+Protein+Location+and+Function%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The Fluorescent Toolbox for Assessing Protein Location and Function.</a> Science. 312 (5771), 217-224 (2006).</li>
<li>Grynkiewicz, G., Poenie, M., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+generation+of+ca2%2B+indicators+with+greatly+improved+fluorescence+properties%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+biological+chemistry%22%5BJournal%5D)">A new generation of ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties.</a> The Journal of biological chemistry. 260 (6), 3440-3450 (1985).</li>
<li>Han, J., Burgess, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+indicators+for+intracellular+pH%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+reviews%22%5BJournal%5D)">Fluorescent indicators for intracellular pH.</a> Chemical reviews. 110 (5), 2709-2728 (2010).</li>
<li>Silver, R. A., Whitaker, M., Bolsover, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+ion+imaging+using+fluorescent+dyes%3A+artefacts+and+limits+to+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Pfl%C3%BCgers+Archiv%3A+European+journal+of+physiology%22%5BJournal%5D)">Intracellular ion imaging using fluorescent dyes: artefacts and limits to resolution.</a> Pflügers Archiv: European journal of physiology. 420 (5-6), 595-602 (1992).</li>
<li>Albertazzi, L., Storti, B., Marchetti, L., Beltram, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+and+Subcellular+Targeting+of+Dendrimer-Based+Fluorescent+pH+Sensors+in+Living+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Delivery and Subcellular Targeting of Dendrimer-Based Fluorescent pH Sensors in Living Cells.</a> Journal of the American Chemical Society. 132 (51), 18158-18167 (2010).</li>
<li>Lee, C. C., MacKay, J. A., Fréchet, J. M. J., Szoka, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Designing+dendrimers+for+biological+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Designing dendrimers for biological applications.</a> Nature Biotechnology. 23 (12), 1517-1526 (2005).</li>
<li>Lee, C. C., Gillies, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+dose+of+doxorubicin-functionalized+bow-tie+dendrimer+cures+mice+bearing+C-26+colon+carcinomas%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">A single dose of doxorubicin-functionalized bow-tie dendrimer cures mice bearing C-26 colon carcinomas.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (45), 16649-16654 (2006).</li>
<li>Caminade, A. -M., Turrin, C. -O., Majoral, J. -P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrimers+and+DNA%3A+combinations+of+two+special+topologies+for+nanomaterials+and+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry+%28Weinheim+an+der+Bergstrasse%2C+Germany%29%22%5BJournal%5D)">Dendrimers and DNA: combinations of two special topologies for nanomaterials and biology.</a> Chemistry (Weinheim an der Bergstrasse, Germany). 14 (25), 7422-7432 (2008).</li>
<li>Rakow, N. A., Suslick, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+colorimetric+sensor+array+for+odour+visualization%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A colorimetric sensor array for odour visualization.</a> Nature. 406 (6797), 710-713 (2000).</li>
<li>Armada, M. P. G., Losada, J., Zamora, M., Alonso, B., Cuadrado, I., Casado, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocatalytical+properties+of+polymethylferrocenyl+dendrimers+and+their+applications+in+biosensing%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectrochemistry+%28Amsterdam%2C+Netherlands%29%22%5BJournal%5D)">Electrocatalytical properties of polymethylferrocenyl dendrimers and their applications in biosensing.</a> Bioelectrochemistry (Amsterdam, Netherlands). 69 (1), 65-73 (2006).</li>
<li>Finikova, O., Galkin, A., Rozhkov, V., Cordero, M., Hägerhäll, C., Vinogradov, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porphyrin+and+tetrabenzoporphyrin+dendrimers%3A+tunable+membrane-impermeable+fluorescent+pH+nanosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Porphyrin and tetrabenzoporphyrin dendrimers: tunable membrane-impermeable fluorescent pH nanosensors.</a> Journal of the American Chemical Society. 125 (16), 4882-4893 (2003).</li>
<li>Albertazzi, L., Serresi, M., Albanese, A., Beltram, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrimer+internalization+and+intracellular+trafficking+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Dendrimer internalization and intracellular trafficking in living cells.</a> Molecular pharmaceutics. 7 (3), 680-688 (2010).</li>
<li>Albertazzi, L., Mickler, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+bioactivity+of+internally+functionalized+cationic+dendrimers+with+PEG+cores%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Enhanced bioactivity of internally functionalized cationic dendrimers with PEG cores.</a> Biomacromolecules. , (2012).</li>
<li>Albertazzi, L., Fernandez-Villamarin, M., Riguera, R., Fernandez-Megia, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+Functionalization+of+Dendrimers+Regulates+Internalization+and+Intracellular+Trafficking+in+Living+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Bioconjugate+chemistry%22%5BJournal%5D)">Peripheral Functionalization of Dendrimers Regulates Internalization and Intracellular Trafficking in Living Cells.</a> Bioconjugate chemistry. , (2012).</li>
<li>Sakadzić, S., Roussakis, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+high-resolution+measurement+of+partial+pressure+of+oxygen+in+cerebral+vasculature+and+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Two-photon high-resolution measurement of partial pressure of oxygen in cerebral vasculature and tissue.</a> Nature. 7 (9), 755-759 (2010).</li>
<li>Bizzarri, R., Arcangeli, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+novel+GFP-based+ratiometric+excitation+and+emission+pH+indicator+for+intracellular+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+journal%22%5BJournal%5D)">Development of a novel GFP-based ratiometric excitation and emission pH indicator for intracellular studies.</a> Biophysical journal. 90 (9), 3300-3314 (2006).</li>
<li>Albertazzi, L., Brondi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrimer-based+fluorescent+indicators%3A+in+vitro+and+in+vivo+applications%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Dendrimer-based fluorescent indicators: in vitro and in vivo applications.</a> PloS one. 6 (12), e28450(2011).</li>
<li>Amir, R. J., Albertazzi, L., Willis, J., Khan, A., Kang, T., Hawker, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multifunctional+Trackable+Dendritic+Scaffolds+and+Delivery+Agents%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Multifunctional Trackable Dendritic Scaffolds and Delivery Agents.</a> Angewandte Chemie International Edition. 50 (15), 3425-3429 (2011).</li>
<li>Arosio, D., Ricci, F., Marchetti, L., Gualdani, R., Albertazzi, L., Beltram, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+intracellular+chloride+and+pH+measurements+using+a+GFP-based+sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+methods%22%5BJournal%5D)">Simultaneous intracellular chloride and pH measurements using a GFP-based sensor.</a> Nature methods. 7 (7), 516-518 (2010).</li>
<li>Brondi, M., Sato, S. S., Rossi, L. F., Ferrara, S., Ratto, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Finding+a+Needle+in+a+Haystack%3A+Identification+of+EGFP+Tagged+Neurons+during+Calcium+Imaging+by+Means+of+Two-Photon+Spectral+Separation%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+molecular+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Finding a Needle in a Haystack: Identification of EGFP Tagged Neurons during Calcium Imaging by Means of Two-Photon Spectral Separation.</a> Frontiers in molecular neuroscience. 5, 96(2012).</li>
<li>Ziemann, A. E., Schnizler, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seizure+termination+by+acidosis+depends+on+ASIC1a%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Seizure termination by acidosis depends on ASIC1a.</a> Nature neuroscience. 11 (7), 816-822 (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Molecular+Probes+Handbook%2C+A+Guide+to+Fluorescent+Probes+and+Labeling+Technologies%22">Molecular Probes Handbook, A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies</a>. , 11th, (2010).</li>
</ol>

Domyślny: Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kluczowymi etapami udanego obrazowania pH za pomocą czujników opartych na dendrymerach są: i) wybór właściwego rusztowania dendrytycznego i liczby wskaźników do niego sprzężonych oraz ii) optymalizacja protokołu dostarczania czujników w komórkach lub in vivo.
Procedura syntezy jest dość łatwa i może być stosowana praktycznie do każdego hiperrozgałęzionego polimeru zawierającego aminy. Czujniki można uzyskać z dostępnych na rynku dendrymerów i barwników aktywowanych przez NHS w jednym ...

Użycie cząsteczek fluorescencyjnych do oznaczania specyficznych biologicznie istotnych cząsteczek całkowicie zmieniło sposób, w jaki badamy systemy biologiczne. Mikroskopia szerokopolowa i konfokalna pozwoliły na wizualizację procesów biologicznych w czasie rzeczywistym w wysokiej rozdzielczości i obecnie są jednymi z najpopularniejszych technik badania zdarzeń biologicznych in vitro, w komórkach i in vivo. 1 Istotną poprawę stanowiło opracowanie wskaźników fluorescencji, czyli barwników, których fluorescencja jest zależna od stężenia określonej jednostki molekularnej. W szczególności wskaźniki pH i wapnia miały ogromny wpływ na badania nad fizjologią komórki ze względu na ogromne znaczenie jonów H+ iCa2+ w biologii. 2,3
Jednak większość barwników detekcyjnych ma kilka wewnętrznych ograniczeń związanych z ich zachowaniem małych cząsteczek, takich jak: i) trudności w celowaniu subkomórkowym; ii) słaba rozpuszczalność w wodzie, a w konsekwencji słaba biokompatybilność; oraz iii) nieszczelność komórek, a tym samym brak możliwości obrazowania poklatkowego. 4 Co więcej, sygnał wielu sond nie może być skorygowany o zależność od stężenia barwnika (obrazowanie nieratiometryczne), a zatem pomiar bezwzględny w komórkach lub in vivo nie jest możliwy.
Niedawno opisaliśmy prostą i skuteczną metodologię przezwyciężania tych ograniczeń, opartą na koniugacji barwników wykrywających na rusztowaniu dendrymerowym. 5 Dendrymery to monodyspersyjne, hiperrozgałęzione polimery o bardzo atrakcyjnych właściwościach do zastosowań biologicznych. 6 W szczególności opracowano kilka architektur dendrytycznych i wykorzystano je do dostarczania leku7 i genów. 8 Dopiero niedawno kilka grup zaczęło badać potencjał tych cząsteczek jako rusztowania dla urządzeń czujnikowych. 9,10,11
Poprzednio opisaliśmy łatwą drogę syntezy do funkcjonalizacji różnych rusztowań poliamidoaminowych (PAMAM) opartych na estrach aktywowanych przez NHS. 12 Koniugaty można otrzymać w jednym etapie za pomocą dializy tylko jako oczyszczanie. Co ciekawe, podejście to można z łatwością zastosować do różnych rusztowań dendrytycznych lub polimerowych. Pytania z kategorii 13,14
Aby osiągnąć obrazowanie ratiometryczne, dendrymery zostały podwójnie znakowane dwoma zestawami barwników: i) wskaźnikiem pH (tj. fluoresceiną) i ii) niezależnym od pH ugrupowaniem fluorescencyjnym (np. rodaminą). Pozwoliło nam to na dokładne obrazowanie pH, ponieważ stosunek między fluoresceiną a rodaminą zależy tylko od pH, a nie od stężenia sondy. Innym ciekawym podejściem do tego zagadnienia jest zastosowanie sond opartych na żywotności. 15 Ponieważ czas życia nie zależy od stężenia sondy, pomiary te nie wymagają korekty ratiometrycznej. Jednak pomiary czasu życia wymagają bardziej skomplikowanej konfiguracji instrumentalnej, a ich rozdzielczość czasowa nie jest optymalna dla szybkich procesów fizjologicznych, co ogranicza ich potencjalne zastosowania.
Aby wykonać obrazowanie wewnątrzkomórkowe, sonda musi zostać dostarczona przez błonę plazmatyczną do cytozolu. Ponieważ dendrymery nie są przepuszczalne dla błony ze względu na ich rozmiar i hydrofilowość, dostarczanie wewnątrzkomórkowe można osiągnąć poprzez elektroporację. Dzięki tej technice, szeroko stosowanej w biologii do transfekcji, znakowane makrocząsteczki mogą być skutecznie dostarczane do komórek w celu wykonania wysokiej jakości obrazowania. Co więcej, dzięki elektroporacji można uniknąć powikłań związanych z endocytozą dendrymerów, ponieważ makrocząsteczki są bezpośrednio dostarczane do cytoplazmy. Co ciekawe, po elektroporacji różne dendrymery wykazują wyraźne lokalizacje wewnątrz komórek, nawet przy braku określonej sekwencji docelowej. 5 To pasywne ukierunkowanie, tylko ze względu na właściwości fizykochemiczne dendrymeru, może być wykorzystane do uzyskania obrazowania pH specyficznego dla organelli.
Obrazowanie ratiometryczne można wykonać za pomocą mikroskopii konfokalnej. Fluoresceina i rodamina, kowalencyjnie sprzężone z rusztowaniem dendrytycznym, zostały oddzielnie zobrazowane i stworzono mapę proporcji piksel po pikselu. Opisano kilka procedur kontroli wewnątrzkomórkowego pH w żywych komórkach za pomocą jonoforów. Jonowory to małe hydrofobowe cząsteczki zdolne do transportu jonów przez błonę plazmatyczną; Dostępne są jonofory jonów H+, takie jak nigerycyna, które mogą być używane do kalibracji czujników opartych na dendrymerach. 16 Pomiary te wykazały liniową reakcję na pH podobną do tej, którą zaobserwowano in vitro. Na podstawie kalibracji można było dokładnie zmierzyć wewnątrzkomórkowe pH. Pomiary te wykazały, że czujnik oparty na dendrymerach może być cennym narzędziem w badaniu homeostazy H+ w żywych komórkach i procesach patologicznych, które obejmują nieprawidłowe działanie regulacji pH.
Niedawno pokazaliśmy, że czujniki pH oparte na dendrymerach mogą być również stosowane in vivo, wykonując obrazowanie pH w mózgu znieczulonych myszy. 17 Ze względu na złożone środowisko, w którym żyją tkanki, wysoka jakość wykrywania in vivo jest wyzwaniem technicznym. Poniżej przedstawiamy szczegółowy opis procedury eksperymentalnej do obrazowania pH in vivo z naciskiem na kluczowe kwestie, które należy rozwiązać, aby wykonać dokładne obrazowanie pH w mózgu. Mikroskopia dwufotonowa została zastosowana z dwóch głównych powodów: i) zastosowanie światła podczerwonego pozwala przezwyciężyć brak penetracji tkanek w standardowej mikroskopii konfokalnej; ii) szeroka absorpcja dwufotonowa fluoresceiny i rodaminy pozwala na ich jednoczesne wzbudzenie, unikając komplikacji związanych z użyciem dwóch długości fal do wzbudzenia. Pomyślnie przeprowadzono pomiary pH w mózgu myszy; Czujniki łatwo reagują na niedotlenienie, indukując zmianę pH w przestrzeni pozakomórkowej mózgu. Pomiary te pokazują, że wskaźniki oparte na dendrymerach mogą być z powodzeniem wykorzystywane do podkreślania fizjologicznych i patologicznych zmian pH in vivo w modelu zwierzęcym.

<table><tbody><tr><td>PAMAM G4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>412449</td><td></td></tr><tr><td>Karboksyfluoresceina NHS ester</td><td>Technologie życia</td><td>C-1311</td><td></td></tr><tr><td>TMR NHS ester</td><td>Technologie życia</td><td>C-1171</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Worki Dyalsis</td><td>Spectrum Labs</td><td>132117</td><td></td></tr><tr><td>WillCo Naczynia</td><td>WillCo Wells</td><td>GWSt-3512</td><td></td></tr><tr><td>Uretanowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>U2500</td><td></td></tr></tbody></table>

synteza, dostarczanie komórkowe i zastosowanie in vivo czujników ph na bazie dendrymerów

Synthesis, Cellular Delivery and In vivo Application of Dendrimer-based pH Sensors

Rozwój wskaźników fluorescencyjnych stanowił rewolucję w naukach przyrodniczych. Genetycznie kodowane i syntetyczne fluorofory ze zdolnościami detekcji pozwoliły na wizualizację biologicznie istotnych gatunków z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową. Barwniki syntetyczne cieszą się szczególnym zainteresowaniem ze względu na ich wysoką przestrajalność i szeroką gamę mierzalnych analitów. Cząsteczki te mają jednak kilka ograniczeń związanych z zachowaniem małych cząsteczek (słaba rozpuszczalność, trudności w celowaniu, często brak możliwości obrazowania ratiometrycznego). W niniejszej pracy przedstawiamy rozwój czujników opartych na dendrymerach oraz procedurę pomiaru pH in vitro, w żywych komórkach i in vivo. Wybieramy dendrymery jako idealną platformę dla naszych czujników ze względu na ich wiele pożądanych właściwości (monodyspersyjność, właściwości przestrajalne, wielowartościowość), które sprawiły, że stały się one szeroko stosowanym rusztowaniem dla wielu urządzeń biomedycznych. Sprzężenie fluorescencyjnych wskaźników pH z rusztowaniem dendrymerowym doprowadziło do poprawy ich wydajności wykrywania. W szczególności dendrymery wykazują zmniejszony przeciek komórkowy, lepsze celowanie wewnątrzkomórkowe i umożliwiają pomiary ratiometryczne. Te nowatorskie czujniki zostały z powodzeniem wykorzystane do pomiaru pH w żywych komórkach HeLa oraz in vivo w mózgu myszy.

Rysunek 1 przedstawia schematyczną reprezentację sprzęgania barwników detekcyjnych z różnymi rusztowaniami dendrytycznymi. Powstałe wskaźniki można otrzymać w jednym prostym etapie syntetycznym z produktów dostępnych w handlu. Dendrymery zawierające grupy aminowe są poddawane reakcji z barwnikami aktywowanymi za pomocą NHS w DMSO, a następnie oczyszczane przez dializę. Ta ogólna procedura została już z sukcesem zastosowana do znakowania kilku dendrymerów: i) dendrymerów PAMAM generacji 2, 4 i 6;12</...

Czujniki fluorescencji są potężnymi narzędziami w naukach przyrodniczych. W tym miejscu opisujemy metodologię syntezy i wykorzystania czujników fluorescencyjnych na bazie dendrymerów do pomiaru pH w żywych komórkach i in vivo. Rusztowanie dendrytyczne wzmacnia właściwości sprzężonych barwników fluorescencyjnych, co prowadzi do poprawy właściwości wykrywania.

Synteza, dostarczanie komórkowe i zastosowanie in vivo czujników pH na bazie dendrymerów

The development of  fluorescent indicators represented a revolution for life sciences. Genetically  encoded and synthetic fluorophores with sensing ...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest opracowanie nowych czujników fluorescencyjnych opartych na dendrymerach o poprawionych właściwościach do obrazowania pH in vitro w żywych komórkach oraz in vivo. Osiąga się to poprzez uprzednie sprzęganie barwników wrażliwych na pH z rusztowaniem dendrytycznym wraz z innymi grupami, takimi jak grupy celujące lub barwniki niewrażliwe na pH. Następnie wykonuje się pomiary in vitro w celu wygenerowania krzywej kalibracyjnej pH, a w dalszej kolejności obrazuje pH w żywych komórkach.Sensor jest wprowadzany metodą elektroporacji, a mapy pH są generowane przy użyciu mikroskopii konfokalnej w celu obrazowania pH w przestrzeni zewnątrzkomórkowej mózgu. Podczas fizjologicznej i patologicznej aktywności neuronalnej sensor jest mikroiniekcyjnie podawany do mózgu znieczulonych myszy. Następnie dane fluorescencyjne są pozyskiwane za pomocą mikroskopii dwufotonowej.Uzyskane wyniki pokazują, że czujniki oparte na drimmerach pozwalają na pomiar zmian pH z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową, zarówno w żywych komórkach, jak i in vivo. Chociaż zastosowano już kilka barwników fluorescencyjnych o właściwościach wrażliwych na pH, obarczone są one pewnymi wadami, takimi jak słaba mobilność i wyciek z komórek. Ponadto nie umożliwiają one bezpośredniego pomiaru bezwzględnego.W niniejszej pracy zaprezentowaliśmy koniugację barwników wrażliwych na pH do rusztowania genetycznego D. Ponieważ uzyskane parametry pozwalają na dokładny pomiar z rozdzielczością przestrzenną i czasową, metoda ta może być użytecznym narzędziem do badania procesów fizjologicznych i patologicznych regulowanych przez pH w żywych komórkach. Zaburzenia regulacji pH w układzie nerwowym są powiązane z wieloma schorzeniami, takimi jak udar i epilepsja, a dostępne czujniki pH okazały się mało skuteczne, co doprowadziło do zaprojektowania przedstawionego sensora. Chociaż metoda ta została tutaj zastosowana do obrazowania pH, jest to podejście ogólne, które można zastosować do innych biologicznie istotnych cząsteczek.Dzięki wyborowi barwnika czułego na zysk, łatwe i wszechstronne podejście syntetyczne sprawia, że procedury te są proste. Procedurę zaprezentują dziś Giovanni re, Barbara ti, Marco Brody oraz Sebastian Suli w celu koniugacji wskaźników pH z Piam Demers. Należy rozpocząć od rozpuszczenia rimer w bezwodnym DMSO do końcowego stężenia 50 µM.Przygotuj 10 µM roztwory zapasowe fluoresceiny NHS oraz tetraetylo-RUMINE NHS, znanego również jako TMR, w bezwodnym DMSO w probówce do mikrocentryfugi, łącząc 1 ml roztworu G four peram dederer z ośmioma ekwiwalentami, czyli 40 µl fluoresceiny i ośmioma ekwiwalentami, czyli 40 µl TMR. Stosunek molowy w mieszaninie będzie odzwierciedlać ilość barwników załadowanych na demer. Mieszać roztwór w temperaturze pokojowej przez 12 godzin.Następnie rozcieńcz mieszaninę w stosunku 1:10 wodą dejonizowaną i przelej mieszaninę reakcyjną do worka dializacyjnego o progu odcięcia masy cząsteczkowej 10 kilodaltonów; dializuj przeciwko wodzie dejonizowanej, wymieniając wodę w zbiorniku trzy razy w ciągu 24 godzin. Następnego dnia przelej roztwór do szklanej fiolki i zamroź go w temperaturze -80 °C przez kilka godzin. Po całkowitym zamrożeniu roztworu przełóż fiolkę do liofilizatora i liofilizuj przez 24 godziny.Powinien powstać fioletowy proszek; otrzymany ciało stałe należy odważyć i rozpuścić w wodzie mqe. Do uzyskania końcowego stężenia 10 µM. Roztwór należy rozdzielić na aliquoty po 50 µL w probówkach do mikrowirówki o pojemności 1,5 mL i przechowywać w temperaturze -20 °C.Do kalibracji in vitro przygotuj 500 nM roztwór D drummer w 2 mM PBS w kwarcowej kuwecie Q vet. Bardzo rozcieńczony bufor PBS stosuje się, aby uniknąć gwałtownych zmian pH podczas miareczkowania. Zmierz widma emisji fluoresceiny i TMR, a następnie zoptymalizuj ustawienia optyczne fluorymetru, aby uzyskać korzystny stosunek sygnału do szumu.Następnie przeprowadź miareczkowanie pH, dodając małe objętości 0,1 normalnego wodorotlenku sodu oraz 0,1 normalnego kwasu solnego. Po każdym dodaniu wstrząśnij Q vet w celu wymieszania. Odczekaj jedną minutę do stanu równowagi, a następnie zmierz pH za pomocą pH-metru.Widma emisyjne fluoresceiny i TMR rejestrowane za pomocą mikroelektrody powinny być zapisywane dla każdego kroku bez wprowadzania żadnych zmian. W ustawieniach optycznych należy wykreślić zależność intensywności fluorescencji od pH. W przypadku miareczkowania sygnał rodaminy nie powinien być zależny od pH.Sygnał fluoresceiny powinien mieć kształt krzywej sigmoidalnej i powinien zostać dopasowany do modelu pojedynczego wiązania z wartością PK wynoszącą 6,4 dla elektroporacji. Przenieś 6 × 10⁵ komórek HeLa w 72 µL do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 ml do resuspenderowanych komórek. Dodaj roztwór wodny dendrymeru o stężeniu 2 µM, dodaj 3 ml buforu do elektroporacji do probówki do mikropuracji.Następnie, używając końcówki do elektroporacji o pojemności 10 µL, należy odessać mieszaniny komórek i starterów. Następnie włóż mikropipetę do stacji pipetującej i ustaw tutaj warunki impulsu mikroelektroporacji. Napięcie impulsu ustawiono na 1005 V.Szerokość impulsu ustawiono na 35 milisekund, a liczbę impulsów na dwa po płycie impulsowej. 20 µL elektroporowanych komórek naniesiono na szalki z szklanym dnem z dodatkiem świeżej pożywki bez antybiotyków. 12 godzin po elektroporacji wykonano obrazowanie komórek za pomocą mikroskopu konfokalnego, używając standardowego zestawu filtrów dla fluoresceiny i rodominy.Skup się na preparacie i dostosuj moc lasera oraz wzmocnienie detektora, aby zmaksymalizować stosunek sygnału do szumu. Jeśli elektroporacja przebiegła pomyślnie, komórki powinny wykazywać silną fluorescencję w obu kanałach. Lokalizacja zależy od wielkości i ładunku użytego D. Często.Lokalizacja lizosomalna Sun, widoczna jako małe pęcherzyki perinuklearne, wynika z endocytozy lub wspólnej kompartymentacji. Jeśli dominuje lokalizacja lizosomalna, w której większość fluorescencji znajduje się wewnątrz pęcherzyków, a w cytozolu obserwuje się słaby sygnał, oznacza to toksyczność i pomiary powinny zostać odrzucone.Nabywaj obrazy z dwóch kanałów sekwencyjnie, wykonaj kilka ujęć, a następnie uśrednij je w celu poprawy jakości obrazu. Aby wygenerować krzywą kalibracyjną pH, użyj buforów z opfor o różnych wartościach pH, aby wyrównać wewnątrzkomórkowe i zewnątrzkomórkowe pH do tej samej wartości. Nabyj obrazy z co najmniej 20 komórek dla każdego pH i dokonaj pomiarów w co najmniej pięciu punktach w zakresie od pH 5.5 do pH 7.5.Należy pamiętać, że pH B six jest toksyczne dla komórek, jednak może być tolerowane przez krótki czas, dlatego należy pozyskiwać obrazy w jak najkrótszym czasie. W przypadku zauważenia oznak apoptozy należy usunąć komórki i rozpocząć proces od nowa. Po wykonaniu akwizycji.Do analizy danych należy wykorzystać program ImageJ lub analogiczne oprogramowanie. Najpierw należy wyznaczyć stosunek sygnału zielonego do czerwonego. Następnie należy nanieść ten stosunek w funkcji pH, aby uzyskać liniową tendencję, która posłuży jako krzywa kalibracyjna do przeliczania stosunku na wartość pH w przyszłych eksperymentach.W celu przygotowania próbek in vivo należy rozpocząć od myszy linii C 57 black six J (samic) w wieku od 28 do 70 dnia po urodzeniu. Po znieczuleniu myszy uretanem należy wykonać ucisk palca stopy, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni znieczulone, a następnie zastosować maść do oczu w celu ograniczenia korowej odpowiedzi stresowej i obrzęku mózgu. W trakcie zabiegu należy wstrzyknąć domięśniowo 2 mg/kg masy ciała dekzametazonu sodowego.Następnie, używając nożyczek chirurgicznych, ogol głowę zwierzęcia, po czym rozłóż pole operacyjne i nałóż na skórę głowy żel z 2,5% lidokainą. Za pomocą nożyczek odetnij płat skóry pokrywającej czaszkę w obu półkulach. Przemyj odsłoniętą kość roztworem soli fizjologicznej i za pomocą pęsety delikatnie usuń okostną.Zapewni to lepszą powierzchnię adhezji. W celu przyklejenia, stosując klej i cement dentystyczny, należy przymocować wykonany na zamówienie stalowy trzpień z centralną komorą obrazującą, używając cyjanoakrylanu, przyklejając go w płaszczyźnie w przybliżeniu równoległej do czaszki nad korym obszaru zainteresowania. Trzpień należy utwierdzić w miejscu za pomocą białego cementu dentystycznego.Utrwal głowę myszy i wykonaj kraniotomię o średnicy od dwóch do trzech milimetrów, wiercąc nad obszarem zainteresowania. W trakcie całego procesu wiercenia często używaj strzykawki do nakładania świeżego, sterylnego A CSF na czaszkę, aby zminimalizować nagrzewanie kory podczas operacji. Po kraniotomii przenieś zwierzę na platformę obrazującą, aby utrzymać głowę w bezruchu pod obiektywem.Przykręć komorę obrazującą do regulowanego słupka. Załóż wykonany na zamówienie plastikowy kagańce podłączony do tlenu. Zapewni to powietrze wzbogacone tlenem podczas eksperymentu, aby wspomóc oddychanie zwierzęcia.Aby wprowadzić czujnik do kory mózgowej, należy przygotować szklaną pipetę o średnicy końcówki czterech milimetrów oraz elektrodę z chlorku srebra. Dzięki zastosowaniu jednego mikromolarnego roztworu drimmer ER, elektroda umożliwi rejestrację potencjałów polowych z przestrzeni zewnątrzkomórkowej przy użyciu zestawu do mikroiniekcji. Wprowadź pipetę do kory na głębokość około 150 micronów.Wstrzykuj przez jedną do dwóch minut pod ciśnieniem 0,5 pounds per square inch, aby zoptymalizować układ optyczny do obrazowania. Dostosuj moc lasera, aby zminimalizować fotowybielanie i fotouszkodzenia. Zazwyczaj stosowana moc lasera wynosi około 20 milliwatts, a wzmocnienie PMT utrzymuje się na stałym poziomie 667 volts.Ustaw długość fali lasera tak, aby wzbudzać czujnik przy 820 nanometrach, i skonfiguruj oprogramowanie do jednoczesnej detekcji fluorescencji fluoresceiny oraz rodaminy poprzez standardowe filtry FTSE i TRIT. Ustaw również częstotliwość akwizycji na szybkość klatek 2 Hz w celu korekcji tła. Pozyskaj klatkę ciemną przy zamkniętej migawce lasera, aby zmierzyć średni szum termiczny powstający w PMT i podstawie (pedestale).Na koniec należy uzyskać obrazy fluorescencyjne zależne od pH i zapisać je do późniejszej analizy. Przeanalizuj dane w ten sam sposób co poprzednio, aby ocenić zachowanie fluoresceiny i ruminy in vitro. Po nałożeniu na primer przeprowadzono miareczkowanie pH przy użyciu fluorymetru.Rysunek ten przedstawia typowe miareczkowanie czujnika pH. Fluroresceina i rodamina mogą być wzbudzane oddzielnie odpowiednio przy 488 nanometrach i 550 nanometrach, co pozwala na zminimalizowanie przeplotu (crosstalk) między dwoma kanałami, co jest wyraźnie widoczne. Fluroresceina wykazuje zachowanie zależne od pH, podczas gdy sygnał rodaminy nie zmienia się znacząco w fizjologicznym zakresie pH.W związku z tym stosunek tych dwóch sygnałów nie zależy od stężenia sensora, lecz jedynie od pH. Aby wprowadzić wskaźnik do wnętrza komórek, komórki HeLa poddano elektroporacji sensorami dederer, a następnie wykonano obrazowanie konfokalne zgodnie z opisem w tym filmie. Przedstawione obrazy konfokalne pokazują komórki w kanale fluoresceiny po lewej stronie, w kanale R-dominy w środku oraz w formie ratiometrycznej mapy pH po prawej stronie.Obserwuje się silne sygnały fluoresceiny i rodaminy, które współlokalizują, co potwierdza integralność struktury sensora. Mapa ratiometryczna jest rekonstruowana poprzez dzielenie obu obrazów piksel po pikselu i przedstawiona za pomocą skali pseudokolorów. Aby skalibrować odpowiedź sensora wewnątrz komórek, przeprowadzono stabilizację pH (pH clamping) z użyciem jonoforów, jak pokazano tutaj.Wskaźniki szybko reagują na pH zmianą stosunku koloru zielonego do czerwonego. Uzyskane dane wykorzystano do wygenerowania krzywej kalibracyjnej w celu dokładnego pomiaru pH. Liniowa tendencja w kalibracji wykazuje zdolność sensora do reagowania na pH bez żadnych zakłóceń ze strony środowiska komórkowego.Aby zademonstrować, w jaki sposób sensory oparte na dendrymerach mogą być wykorzystywane do obrazowania in vivo, przeprowadzono obrazowanie pH w mózgu znieczuplonej myszy po wstrzyknięciu dendrymeru. Sygnały fluoresceiny i rodaminy uzyskano jednocześnie przy pobudzeniu długością fali 820 nanometrów, a mapę stosunku opracowano na poziomie poszczególnych pikseli, podobnie jak w pomiarach żywych komórek. Warto zauważyć, że wskaźniki lokalizują się w przestrzeni zewnątrzkomórkowej; obszary niewykazujące fluorescencji na obrazie identyfikują ciała komórkowe lub małe naczynia krwionośne, co pozwala zweryfikować odpowiedź sensora na pH.Zastosowaliśmy hiperkapnię. Dwutlenek węgla znany jest z tego, że zmienia równowagę buforów węglanowych we krwi i tkankach, co prowadzi do ich zakwaszenia. Jak widać na tym wykresie, inhalacja 30% dwutlenku węgla jest wystarczająca, aby wywołać silną odpowiedź sensora, która jest całkowicie odwracalna po powrocie myszy do normalnej wentylacji.Wyniki te demonstrują potencjał czujników opartych na tej metodzie w obrazowaniu zmian fizjologicznych i patologicznych pH w żywych komórkach oraz in vivo. Ponadto nasza procedura jest kompatybilna z innymi pomiarami, takimi jak rejestracje elektrofizjologiczne. Pozwoliło to na jednoczesne uzyskanie uzupełniających informacji na temat przebiegającego procesu biologicznego.Metoda ta, po opracowaniu, utorowała badaczom w dziedzinie biologii komórki i neurobiologii drogę do badania procesów regulowanych przez pH w hodowlach komórkowych oraz in vivo.

synthesis-cellular-delivery-vivo-application-dendrimer-based-ph

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Synteza, dostarczanie do komórek i in vivo zastosowanie czujników pH opartych na dendrymerach

Przedstawiamy zasady pomiarów poziomu tlenu metodą wygaszania fosforescencji oraz omawiamy konstrukcję dendrytycznych nanoczujników opartych na porfirynach do obrazowania tlenu w systemach biologicznych.

Synteza i kalibracja fosforescencyjnych nanosond do obrazowania tlenu w układach biologicznych

Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje konstrukcję multipleksowego czujnika opartego na mikroiigłach. Urządzenie to jest opracowywane w celu prowadzenia pobierania próbek in situ oraz analizy elektrochemicznej wielu analitów w sposób szybki i selektywny. Przewidujemy zastosowanie tych czujników opartych na mikroigłach w medycynie klinicznej oraz badaniach biomedycznych.

Czujnik oparty na pustych mikroiğłach do multipleksowego transdermalanego detekcji elektrochemicznej

Biokompatybilne nanoczujniki zol-żel reagujące na pH mogą być wbudowane w elektrowirowane rusztowania z poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA). Wyprodukowane rusztowania samoraportujące mogą być wykorzystywane do monitorowania warunków mikrośrodowiskowych in situ podczas hodowli komórek na rusztowaniu. Jest to korzystne, ponieważ konstrukt komórkowy 3D może być monitorowany w czasie rzeczywistym bez zakłócania eksperymentu.

Rusztowania samoraportujące do trójwymiarowej hodowli komórkowej

Synteza asymetrycznych gatunków ferrocenu jest wyzwaniem przy użyciu technik rozwiązań.  Niniejszy raport koncentruje się na metodach przeprowadzonych w celu wytworzenia biokoniugatu ferrocen-biotyna przy użyciu łatwych i czystych reakcji przeprowadzanych w drodze syntezy w fazie stałej.  Wykazano, że włączenie ugrupowania tiolanowego nadaje zdolność do unieruchamiania na powierzchniach złota.

Metodologia syntezy asymetrycznych układów biosprzężonych pochodzących z ferrocenu za pomocą metodologii opartej na żywicy w fazie stałej

Ten protokół opisuje przygotowanie i charakterystykę dendrymerowego środka kontrastowego do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI), który przenosi makrocykliczne chelaty koordynujące paramagnetyczne jony gadolinu. W serii eksperymentów MRI in vitro środek ten wytwarzał wzmocniony sygnał MRI w porównaniu z dostępnym na rynku analogiem monomerycznym.

Przygotowanie i charakterystyka in vitro środków kontrastowych na bazie dendrymerów do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego

Przedstawiamy protokół inżynierii fazy koronowej w bliskiej podczerwieni fluorescencyjnych jednościennych nanorurek węglowych (SWNT) przy użyciu amfifilowych polimerów i DNA do opracowania czujników dla celów molekularnych bez znanych elementów rozpoznających.

Inżynieria rozpoznawania molekularnego za pomocą polimerów biomimetycznych na jednościennych nanorurkach węglowych

Opisano metodę uzyskiwania nierównych nanowzorów na bazie dendrymerów, które pozwalają na nanoskalową kontrolę lokalnej gęstości powierzchni kwasu arginina-glicyna-asparaginowa (RGD) i zastosowano ją do badania adhezji komórek i różnicowania chondrogennego.

Nierówne nanowzorce na bazie dendrymerów do lokalnej kontroli adhezji powierzchni: metoda kierowania różnicowaniem chondrogennym

Tutaj prezentujemy protokół wykrywania i kwantyfikacji nisko obfitych cząsteczek w złożonych roztworach za pomocą imprintingu molekularnego w połączeniu z biosensorem pojemnościowym.

Ultraczułe wykrywanie biomarkerów za pomocą biosensora pojemnościowego opartego na imprintingu molekularnym

DetectSyn to bezstronny, szybki test fluorescencyjny, który mierzy zmiany we względnej liczbie synaps (zaangażowanie pre- i postsynaptyczne) w różnych terapiach lub stanach chorobowych. Technika ta wykorzystuje technikę ligacji zbliżeniowej, która może być stosowana zarówno w hodowanych neuronach, jak i w tkance stałej.

DetectSyn: szybka, bezstronna metoda fluorescencyjna do wykrywania zmian w gęstości synaps

Ten protokół opisuje wieloanalitowy test syntetycznego biomarkera moczu za pośrednictwem CRISPR-Cas, który umożliwia diagnostykę raka w miejscu opieki nad pacjentem poprzez analizę ex vivo aktywności proteazy związanej z nowotworem.

Multianalitowy test syntetycznego biomarkera moczu za pośrednictwem CRISPR-Cas do przenośnej diagnostyki

Niniejsze prace mają na celu służyć jako praktyczny przewodnik, umożliwiający badaczom przygotowanie własnych urządzeń DMAP przy użyciu metody odlewania rozpuszczalnika, znanej również jako mikroformowanie, oraz przeprowadzenie podstawowej charakterystyki.

Rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach

Poznaj syntezę i dostarczanie czujników pH opartych na dendrymerach do komórek żywych i tkanek mózgu. Ta metoda umożliwia badaczom precyzyjne pomiary pH in vitro i in vivo z wysoką rozdzielczością.

Synteza, dostarczanie komórkowe i zastosowanie in vivo czujników pH na bazie dendrymerów

Przeglądaj więcej filmów