Name: Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-08T22:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 15 s
Description: Poznaj nieinwazyjną intubację dotchawiczą u myszy do badania fizjologii i patologii płuc. Ta metoda umożliwia precyzyjne dostarczanie substancji terapeutycznych bez interwencji chirurgicznej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Intramural Research Program of the National Cancer Institute, Center for Cancer Research.

Poniższy protokół opisuje nieinwazyjną, prostą i szybką metodę dostarczania interesujących materiałów do płuc myszy. Procedura ta została zatwierdzona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt National Cancer Institute.
1. Znieczulenie
<ol>
	<li>Najpierw znieczul mysz za pomocą mieszaniny ketaminy i ksylazyny (odpowiednio 100 mg/kg masy ciała i 10 mg/kg masy ciała). Jest to znieczulenie i dawka zalecana przez ACUC. Przy tej ilości myszy są nieprzytomne co najmniej przez ~20 minut.</li>
	<li>Nałóż maść weterynaryjną na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Po kilku minutach uszczypnij stopę myszy, aby sprawdzić, czy jest przytomny. Po stwierdzeniu, że jesteś nieprzytomna, umieść mysz na stojaku do intubacji pod kątem ~60° i przytrzymaj ją w miejscu, zaczepiając jej górne siekacze o małą gumową opaskę znajdującą się w górnej części stojaka.</li>
</ol>
2. Intubacja dotchawicza
<ol>
	<li>Delikatnie odsuń język myszy na bok za pomocą końcówki higienicznej.</li>
	<li>W przypadku korzystania z systemu oświetlenia intubacyjnego BioLITE należy ostrożnie włożyć system intubacyjny, aż krtań zostanie uwidoczniona za pomocą światłowodu.</li>
	<li>Po uwidocznieniu nagłośni i chrząstek arytenoidalnych włóż włókno na nagłośnię i między chrząstki nagłośni i przesuwaj się, aż zostanie wprowadzona odpowiednia długość cewnika.</li>
</ol>
Uwaga: Aby uzyskać odpowiednią długość cewnika, który ma być wprowadzony, najpierw zmierz długość między ustami a punktem rozwidlenia oskrzeli, używając wcześniej myszy ćwiczebnej o podobnej wielkości (Rysunek 1). Długość w dużej mierze zależy od wielkości myszy. Wprowadzenie cewnika powinno zatrzymać się powyżej punktu rozwidlenia (~1,5 cm dla myszy o masie ~25 g). Gwarantuje to, że zaintubowany materiał trafi do wszystkich płatów. Aby osoba wykonująca intubację osiągnęła biegłość w tej technice, może być potrzebnych co najmniej 50 myszy ćwiczących (biegła oznacza, że wskaźnik powodzenia intubacji wynosi ponad 95%).
<ol start="4">
	<li>Po wprowadzeniu cewnika szybko wyjmij światłowód światłowodowy z cewnika, aby zwierzę mogło normalnie oddychać. Gdy system oświetlenia intubacyjnego nie jest używany, należy bezpośrednio wprowadzić cewnik zgodnie z opisem.</li>
	<li>Dodać roztwór zawierający interesujące materiały do cewnika. Upewnij się, że roztwór został zasysany do płuc natychmiast po dodaniu. Rutynowo stosuje się pięćdziesiąt mikrolitrów na ~25 g masy ciała myszy.</li>
</ol>
3. Odzyskiwanie zwierząt
<ol>
	<li>Gdy tylko roztwór zostanie zassany do płuca, zdejmij mysz ze stojaka i włóż ją z powrotem do oryginalnej klatki.</li>
	<li>Obserwuj mysz, aż zacznie się poruszać.</li>
	<li>Po potwierdzeniu, że mysz jest w dobrym stanie, umieść klatkę z powrotem na stojaku.</li>
</ol>

<ol><li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A simple method of mouse lung intubation.</a> J. Vis. Exp. (73), e50318(2013).</li>
<li>Miller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+murine+intranasal+dosing+efficiency+using+luminescent+Francisella+tularensis%3A+effect+of+instillation+volume+and+form+of+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Visualization of murine intranasal dosing efficiency using luminescent Francisella tularensis: effect of instillation volume and form of anesthesia.</a> PLoS One. 7, e31359(2012).</li>
<li>Rayamajhi, M., Redente, E. F., Condon, T. V., Gonzalez-Juarrero, M., Riches, D. W., Lenz, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> J. Vis. Exp. (51), e2702(2011).</li>
<li>Riesenfeld, E. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhaled+salmeterol+and%2For+fluticasone+alters+structure%2Ffunction+in+a+murine+model+of+allergic+airways+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Res%22%5BJournal%5D)">Inhaled salmeterol and/or fluticasone alters structure/function in a murine model of allergic airways disease.</a> Respir. Res. 11, 22(2010).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Top.+Lab+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemp. Top. Lab Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Bonniaud, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+transforming+growth+factor+beta1-induced+lung+fibrosis+is+blocked+by+an+orally+active+ALK5+kinase+inhibitor%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Res.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Progressive transforming growth factor beta1-induced lung fibrosis is blocked by an orally active ALK5 kinase inhibitor.</a> Am. J. Res. Crit. Care Med. 171, 889-898 (2005).</li>
<li>Bivas-Benita, M., Zwier, R., Junginger, H. E., Borchard, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+pulmonary+aerosol+delivery+in+mice+by+the+endotracheal+route%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharm.+Biopharm%22%5BJournal%5D)">Non-invasive pulmonary aerosol delivery in mice by the endotracheal route.</a> Eur. J. Pharm. Biopharm. 61, 214-218 (2005).</li>
<li>Haegens, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myeloperoxidase+deficiency+attenuates+lipopolysaccharide-induced+acute+lung+inflammation+and+subsequent+cytokine+and+chemokine+production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Myeloperoxidase deficiency attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung inflammation and subsequent cytokine and chemokine production.</a> J. Immunol. 182, 7990-7996 (2009).</li>
<li>Jackson, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+of+pregnant+mice+to+carbon+black+by+intratracheal+instillation%3A+toxicogenomic+effects+in+dams+and+offspring%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat.+Res%22%5BJournal%5D)">Exposure of pregnant mice to carbon black by intratracheal instillation: toxicogenomic effects in dams and offspring.</a> Mutat. Res. 745, 73-83 (2012).</li>
<li>Bodewes, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+Influenza+A%2FH5N1+virus+infection+in+ferrets+differs+between+intranasal+and+intratracheal+routes+of+inoculation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of Influenza A/H5N1 virus infection in ferrets differs between intranasal and intratracheal routes of inoculation.</a> Am. J. Pathol. 179, 30-36 (2011).</li>
<li>Winslow, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+lung+adenocarcinoma+progression+by+Nkx2-1%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Suppression of lung adenocarcinoma progression by Nkx2-1.</a> Nature. 473, 101-104 (2011).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opisana tutaj intubacja dotchawicza jest prostą, ale doskonałą nieinwazyjną metodą równomiernego dostarczania interesujących materiałów do płuc myszy. Metoda ta pozwala na zbadanie wpływu i/lub roli podawanego materiału na fizjologię i/lub patologię płuc. Podawane materiały mogą być cząsteczkami endogennymi, takimi jak cytokiny, lub materiałami egzogennymi, takimi jak ksenobiotyczne chemikalia/leki, czynniki rakotwórcze, zanieczyszczenia, alergeny lub wirusy, które powodują różne choroby płuc, które mogą stanowić model d...

Płuco jest organem, w którym często diagnozuje się wiele wyniszczających chorób. Wśród nich rak płuc jest drugim najczęściej diagnozowanym nowotworem zarówno u mężczyzn, jak i kobiet oraz najczęstszą przyczyną zgonów z powodu nowotworu. Przewlekła obturacyjna choroba płuc, znana również jako rozedma płuc i przewlekłe zapalenie oskrzeli, jest bardzo poważną chorobą i trzecią najczęstszą przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych. Szacuje się, że w 2011 roku 25,9 miliona Amerykanów miało astmę, w tym 7,1 miliona dzieci poniżej 18 roku życia. Astma jest trzecią najczęstszą przyczyną hospitalizacji wśród dzieci poniżej 15 roku życia (American Lung Association, <a href="http://www.lung.org" target="_blank">http://www.lung.org</a>). W celu zbadania patofizjologii i/lub etiologii tych wyniszczających chorób i ich mechanizmów leżących u ich podstaw, kluczowe znaczenie ma zastosowanie dokładnych modeli w połączeniu z wygodnym i nieinwazyjnym podawaniem różnych materiałów będących przedmiotem zainteresowania płuc. Myszy stanowią jeden z najlepszych modeli do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw patologii i fizjologii chorób płuc ze względu na rosnącą dostępność myszy nokautowych i transgenicznych oraz ogromną ilość dostępnych informacji genetycznych.
Różne metody były używane przez wielu badaczy w różnych ustawieniach do dostarczania interesujących materiałów do płuc myszy, w tym wdychanie, wkraplanie donosowe, wkraplanie dotchawicze i intubacja dotchawicza1-4. Ta ostatnia procedura nie jest rutynowo stosowana, ponieważ uważa się ją za dość trudną do wykonania. Opisana w niniejszym dokumencie intubacja dotchawicza jest nieinwazyjną, prostą i szybką metodą dostarczania interesujących materiałów do płuc myszy w celu zbadania wpływu dostarczonych materiałów na wzorce ekspresji genów, patologię i/lub fizjologię płuc5. Technika ta zapewnia dostarczanie materiałów egzogennych do całego płuca i nie wiąże się z żadną operacją przetrwania, a zatem prawdopodobnie zostanie zatwierdzona przez wszelkie instytucjonalne komitety ds. opieki i wykorzystania zwierząt.

<table><tbody><tr><td>KetaVed</td><td>Vedco</td><td></td><td>Ketamina</td></tr><tr><td>AnaSed Injection 20 mg</td><td>LLOYD</td><td></td><td>Xylazine</td></tr><tr><td>BioLite Stand</td><td>Braintree Scientific</td><td>RIS100</td><td>Dla myszy</td></tr><tr><td>System oświetlenia intubacyjnego BioLite</td><td>Braintree Scientific</td><td>BIO MI-KIT</td><td>Dla myszy</td></tr><tr><td>22 G, 1-calowy cewnik dożylny</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2225CA</td><td>Dla myszy <silny>poniżej</silny> 30 g.&nbsp; Cewnik jest używany tylko w przypadku, gdy system oświetlenia intubacyjnego nie jest używany.</td></tr><tr><td>Cewnik dożylny 20 G, 1 cal</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2025CA</td><td>Dla myszy <mocny>ponad</mocny> 30 g.&nbsp; Cewnik jest używany tylko w przypadku, gdy system oświetlenia intubacyjnego nie jest używany.</td></tr></tbody></table>

nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

Użycie modelu, który naśladuje stan chorób płuc u ludzi, jest kluczowe dla badania patofizjologii i/lub etiologii danej choroby oraz dla opracowania interwencji terapeutycznej. Wraz z rosnącą dostępnością pochodnych nokautowych i transgenicznych, wraz z ogromną ilością informacji genetycznej, myszy stanowią jeden z najlepszych modeli do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw patologii i fizjologii chorób płuc. Wdychanie, wkraplanie donosowe, wkraplanie dotchawicze i intubacja dotchawicza są najczęściej stosowanymi technikami przez wielu badaczy do podawania interesujących materiałów do płuc myszy. Każda technika ma swoje plusy i minusy, w zależności od celów badania. W artykule przedstawiono nieinwazyjną metodę intubacji dotchawiczej, która może bezpośrednio dostarczać materiały egzogenne do płuc myszy. Technika ta została zastosowana do podawania bleomycyny do płuc myszy jako modelu do badania zwłóknienia płuc.

Wstępnie, w celu przećwiczenia intubacji myszy, zastosowano roztwór barwiony na zielono. Płuca wycięto bezpośrednio po intubacji, aby sprawdzić, jak równomiernie barwnik rozprzestrzenił się w narządzie (Rycina 2). Technikę tę zastosowano do badania włóknienia płuc indukowanego bleomycyną u myszy C57BL/6. Po intubacji intratrachealnej myszy dawką 1,2 U/kg bleomycyny lub soli fizjologicznej jako kontroli i przeprowadzeniu sekcji 3 tygodnie później, stwierdzono rozwój włóknienia indukowanego bleomycyną w ca...

Użycie modelu, który naśladuje stan chorób płuc u ludzi, jest kluczowe dla badania patofizjologii i/lub etiologii danej choroby oraz dla opracowania interwencji terapeutycznej. W artykule przedstawiono nieinwazyjną metodę intubacji dotchawiczej, która może bezpośrednio dostarczać materiały egzogenne do płuc myszy.

Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Ogólnym celem tej procedury jest zastosowanie intubacji wewnątrztrachealne w celu zbadania wpływu eksperymentalnych terapii na fizjologię i patologię płuca lustrzanego. Osiąga się to poprzez dokonanie najpierw pomiaru od pyska do punktu rozwidlenia oskrzeli w płucu myszy kontrolnej o rozmiarach zbliżonych do myszy eksperymentalnej. Następnie należy użyć systemu oświetlenia do intubacji BioLite w celu zlokalizowania tchawicy.Następnie, po wprowadzeniu, światłowód jest szybko wyjmowany, pozostawiając cewnik na miejscu. W ostatnim kroku do płuc poprzez cewnik dodaje się roztwór zawierający badaną substancję. Ostatecznie, dzięki zastosowaniu towarzyszącego zielonego barwnika, można zwizualizować równomierne rozprzestrzenienie badanej cząsteczki w całym płucu.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi metodami intubacji jest to, że w naszym podejściu system eliminacji światłowodowej ułatwia lokalizację tchawicy, jak również wprowadzenie cewnika, zapewniając optymalne dostarczenie interesującego materiału do płuc. Procedura zostanie zademonstrowana na miejscu, na modelu post-OC z mojego laboratorium. Przed rozpoczęciem procedury zmierz odległość między jamą ustną a punktem oskrzelowym, używając myszy treningowej o podobnej wielkości, aby określić odpowiednią długość cewnika, który należy wprowadzić podczas intubacji. Następnie nałóż maść weterynaryjną na oba oczy znieczulonego zwierzęcia doświadczalnego.Po kilku minutach uszczypnij stopę, aby potwierdzić sedację, a następnie umieść zwierzę w uchwycie do intubacji. Ustaw uchwyt pod kątem około 60 stopni. Zaczep górne siekacze o małą gumkę recepturkę znajdującą się na górze uchwytu, aby unieruchomić zwierzę, a następnie za pomocą patyczka higienicznego delikatnie odsunie język myszy na bok.Najtrudniejszym aspektem tej procedury jest precyzyjne zlokalizowanie tchawicy, która jest oddzielona od przełyku i do której należy wprowadzić cewnik. Aby odnieść sukces, należy upewnić się, że krtań jest dobrze oświetlona przez światłowód oraz zwrócić uwagę na kierunek, w którym powinien zostać wprowadzony cewnik. Ostrożnie wprowadzaj system intubacyjny, aż krtań zostanie zwizualizowana za pomocą prowadnicy światłowodowej.Po zwizualizowaniu nagłośni i chrząstek gnykowej, wprowadź światłowód nad nagłośnią i pomiędzy chrząstkami gnykowej, przesuwając system do momentu wprowadzenia wcześniej określonej długości cewnika. Gdy cewnik znajdzie się na miejscu, szybko usuń prowadnicę światłowodową, aby umożliwić zwierzęciu normalne oddychanie, a następnie podaj badany roztwór do cewnika. Prawidłowo wykonana intubacja spowoduje natychmiastowe zassanie roztworu przez rurkę do płuc.Jak tylko roztwór zostanie zaciągnięty do płuc, należy zdjąć mysz ze statywu i umieścić ją z powrotem w oryginalnej klatce. Obserwuj mysz do momentu, aż zacznie się poruszać. Po potwierdzeniu stanu zdrowia zwierzęcia, zwróć klatkę na regał.W wstępnych eksperymentach, w celu przećwiczenia procedury, do intubacji myszy wykorzystano roztwór zielonego barwnika. Płuca wycięto natychmiast po intubacji, aby sprawdzić stopień równomierności rozprzestrzenienia się barwnika. Barwnik zaobserwowano w większości części płuca, co wskazało na prawidłowe przeprowadzenie intubacji.Następnie technikę tę zastosowano do badania włóknienia płuc indukowanego bleomycyną u myszy C 57 BL six, trzy tygodnie po intubacji wewnątrztchawiczej bleomycyną lub solą fizjologiczną w grupie kontrolnej. Płuca poddano analizie histologicznej w celu oceny rozwoju włóknienia indukowanego bleomycyną. W płucach zwierząt traktowanych solą fizjologiczną nie stwierdzono obecności włóknienia, zarówno przy małym, jak i dużym powiększeniu.W przeciwieństwie do nich, u myszy poddanych intubacji bleomycyną rozwinęła się włóknica w całych płucach, co było widoczne zarówno na obrazach o małym, jak i dużym powiększeniu. Zawartość hydroksyproliny była wyższa w płucach myszy traktowanych bleomycyną w porównaniu do płuc myszy traktowanych solą fizjologiczną. Potwierdza to ponadto, że u myszy traktowanych bleomycyną rozwija się włóknienie płuc.Uszkodzony obszar pokryto następnie siatką z 121 punktów, a następnie policzono liczbę przecięć lub punktów przypadających na obszary włókniste i wyrażono ją jako procent z całkowitej liczby 121 punktów; w ten sposób obliczony procent obszarów uszkodzonych był proporcjonalny do ilości podanej bleomycyny. Należy wcześniej ustalić, na jaką głębokość cewnik powinien zostać wprowadzony do tchawicy i upewnić się, że roztwór jest zasysany przez cewnik do płuca natychmiast po jego podaniu.

noninvasive-intratracheal-intubation-to-study-pathology-physiology

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Nieinwazyjna intubacja dotchawiczna w celu badania patologii i fizjologii płuc myszy

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Prezentujemy metodę niechirurgicznego podawania materiałów testowych do płuc znieczulonych myszy poprzez tchawicę. Metoda ta umożliwia ekspozycję płuc na patogeny bakteryjne i wirusowe, cytokiny, przeciwciała, koraliki, związki chemiczne lub barwniki. Ponadto opisujemy proces pobierania i przygotowania płuc oraz drenujących je węzłów chłonnych (LDLNs) do analizy metodą cytometrii przepływowej.

Niesurgicalna instylacja endotrachealna u myszy z analizą płuc oraz drenujących płuca węzłów chłonnych za pomocą cytometrii przepływowej

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie.  Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Celem tego artykułu jest opisanie prostych metod, które znacznie pomogą w konfiguracji i analizie płuc myszy z rakiem płuc lub innymi patologiami. Przedstawiamy 3 protokoły do prostego i niezawodnego przeprowadzania wkraplania płuc, stabilizacji i pomiarów objętości płuc.

Metody wkraplania i utrwalania przydatne w badaniach nad rakiem płuc myszy

Ten artykuł przedstawia szybką i prostą metodę podawania bleomycyny bezpośrednio do tchawicy myszy poprzez intubację. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest wysoce powtarzalna, łatwa do opanowania i nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu rekonwalescencji.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Dotchawicze (IT) podawanie eksperymentalnych środków myszom często powoduje asymetryczne dostarczanie do dystalnych płuc. W tym raporcie opisujemy bezpośrednie podejście dooskrzelowe (IB) do kanniulacji każdego płuca u żywych myszy bez operacji. To podejście może być stosowane do selektywnego podawania środków do jednego płuca lub może być dostosowane do poprawy symetrycznego dostarczania środka do obu płuc.

Bezpośrednie podanie dooskrzelowe w celu poprawy selektywnego odkładania się czynnika w płucach myszy

Celem tego artykułu jest opisanie wyrafinowanej metody intubacji myszy laboratoryjnej. Metoda jest nieinwazyjna i dlatego idealnie nadaje się do badań, które wymagają seryjnego monitorowania funkcji oddechowych i/lub wkraplania leków do płuc.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Tutaj proponujemy protokół dostarczania lipopolisacharydów dotchawiczych (LPS) poprzez nieinwazyjną intubację dotchawiczą ustno-gardłową. Metoda ta minimalizuje uraz związany z zabiegiem chirurgicznym u zwierzęcia i dokładnie dostarcza LPS do tchawicy, a następnie do płuc.

Nieinwazyjne wkraplanie lipopolisacharydu dotchawiczego u myszy

Model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnego tchawicy (IPTT) jest cenny do badania choroby zarostowej dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Oferuje wgląd w specyficzne dla płuc zachowania immunologiczne i angiogenne w znoszeniu dróg oddechowych po allotransplantacji z wysoką odtwarzalnością. W tym miejscu opisujemy procedurę IPTT i jej oczekiwane efekty.

Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

Poznaj nieinwazyjną intubację dotchawiczą u myszy do badania fizjologii i patologii płuc. Ta metoda umożliwia precyzyjne dostarczanie substancji terapeutycznych bez interwencji chirurgicznej.

Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

Przeglądaj więcej filmów