Name: Dorastający dorosły danio pręgowany (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 9 s
Description: Poznaj technikę gawage dorosłych danio pręgowanych do precyzyjnego podawania roztworów. Metoda ta umożliwia badanie organizmów patogennych przenoszonych drogą pokarmową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Centrum Nauk Biologicznych Uniwersytetu Rockefellera udzieliło wsparcia dla tego projektu. Dziękujemy Janelle Monnas za pomoc techniczną.

1. Przygotowanie roztworu znieczulającego
<ol>
 <li>Przygotować roztwór 150 mg/l MS-222 w wodzie systemowej z roztworu podstawowego lub w postaci sproszkowanej.</li>
 <li>Sprawdź pH za pomocą pH-metru. </li>
 <li>W razie potrzeby buforować wodorowęglanem sodu, aż pH będzie się mieścić w przedziale 7-7,5.</li>
 <li>Przygotuj zbiornik z wodą systemową wolną od MS-222, aby ryby mogły się w nim zregenerować. Czas rekonwalescencji wynosi zwykle mniej niż 1 minutę. </li>
</ol>
2. Przygotowanie aparatu do gaszenia
<ol>
 <li>Przyciąć przezroczystą rurkę implantacyjną 22-G na nieco więcej niż przybliżoną długość od ust do opuszki jelitowej ryby. Początkowo sugerujemy znieczulenie jednej ryby dla każdej nowej grupy, aby uzyskać jak najlepsze oszacowanie potrzebnej długości.
 </li>
 <li>Wsunąć przezroczystą rurkę implantacyjną na igłę 1/2 cala 22-G, aż będzie bezpieczna i nie będzie ryzyka odłączenia. Jeśli igła 1/2 22-C nie jest dostępna, przytnij dłuższą igłę do mniej więcej tej długości.
 </li>
 <li>Po zakończeniu rurka implantacji cewnika powinna wystawać około 1 cm od czubka igły lub krótsza, jeśli ryby są mniejsze. </li>
 <li>Przymocować piastę igły 22-G do strzykawki luerlok o pojemności 1 cm3. </li>
</ol>
3. Przygotowanie do Gavage
<ol>
 <li>Wytnij rowek w gąbce za pomocą ostrza skalpela. </li>
 <li>Namocz gąbkę w wodzie systemowej wolnej od MS-222. </li>
 <li>Umieść zwilżoną gąbkę na płaskiej powierzchni. </li>
 <li>Pobrać odpowiedni roztwór 5 μl do głębka do rurki cewnika 22-G i strzykawki o pojemności 1 cm3. </li>
</ol>
4. Znieczulenie i zgłębnik
<ol>
 <li>Rybę należy pościć przez co najmniej 24 godziny przed zabiegiem.</li>
 <li>Umieść rybę w roztworze MS-222, aż straci odruch prostowania i nie zareaguje na uszczypnięcie płetwy ogonowej, ale utrzyma ruch wieczkowy. Zwykle zajmuje to około 2-3 minut.</li>
 <li>Wyjmij rybę z roztworu znieczulającego i umieść ją w rowku w gąbce z głową lekko wystającą z gąbki, ale skrzelami zakrytymi gąbką.</li>
 <li>Przesuń gąbkę do pozycji pionowej. </li>
 <li>Otwórz pysk danio pręgowanego za pomocą rurki cewnika 22-G. </li>
 <li>Delikatnie włóż rurkę, aż końcówka znajdzie się poza skrzelami (około 1 cm lub długość rurki). Rurka do implantacji nie powinna być zmuszana na siłę. Opór sugeruje, że rurka może uderzać w łuk skrzelowy lub serce. </li>
 <li>Jeśli występuje opór, delikatnie wycofaj się, zmień pozycję i spróbuj ponownie.</li>
 <li>Wstrzykiwać materiał powoli. </li>
 <li>Podczas wstrzykiwania należy upewnić się, że roztwór nie wydostaje się przez skrzela lub usta.</li>
 <li>Wyjmij rybę z gąbki i umieść ją w zbiorniku rekuperacyjnym.</li>
 <li>Rekonwalescencja następuje zwykle w czasie krótszym niż 1 minuta i jest sygnalizowana przez pływanie w pozycji pionowej i utrzymywanie równowagi. </li>
 <li>Monitoruj ryby pod kątem niedomykalności, jak pokazano, wizualizując rybę aktywnie wydalającą materiał z pyska lub brak ruchu wieczkowego.</li>
 <li>Ryby mogą zostać zwrócone do swojego zwykłego zbiornika po wyzdrowieniu. </li>
</ol>

<ol><li>Royes, J. -A. B., Chapman, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRoyes%2C+J-AB+%22Preparing+Your+Own+Fish+Feeds%22">Preparing Your Own Fish Feeds</a>. , Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida Cooperative Extension Service, Insitute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida. (2009).</li>
<li>Gomez-Gil, B., Cabanillas-Ramos, J., Paez-Brambila, A., Roque, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardization+of+the+bioencapsulation+of+enrofloxacin+and+oxytetracycline+in+Artemia+fransciscana+Kellogg%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Standardization of the bioencapsulation of enrofloxacin and oxytetracycline in Artemia fransciscana Kellogg.</a> Aquaculture. 196, 1-12 (1906).</li>
<li>Langdon, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microparticle+types+for+delivering+nutrients+to+marine+fish+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Microparticle types for delivering nutrients to marine fish larvae.</a> Aquaculture. 227, 259-275 (2003).</li>
<li>Langdon, C., Nordgreen, A., Hawkyard, M., Hamre, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+wax+spray+beads+for+delivery+of+low-molecular+weight%2C+water+soluble+nutrients+and+antibiotics+to+Artemia%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Evaluation of wax spray beads for delivery of low-molecular weight, water soluble nutrients and antibiotics to Artemia.</a> Aquaculture. 284, 151-158 (2008).</li>
<li>Zang, L., Morikane, D., Shimada, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Protocol+for+the+Oral+Administration+of+Test+Chemicals+to+Adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A Novel Protocol for the Oral Administration of Test Chemicals to Adult Zebrafish.</a> Zebrafish. 8, 203-210 (2011).</li>
<li>Goldsmith, J. R., Jobin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Think+Small%3A+Zebrafish+as+a+Model+System+of+Human+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Think Small: Zebrafish as a Model System of Human pathology.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. , (2012).</li>
<li>Tysnes, K. R., Jorgensen, A., Poppe, T., Midtlyng, P. J., Robertson, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+expermients+on+use+of+zebrafish+as+a+laboratory+model+for+Giardia+duodenalis+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Parasitologica%22%5BJournal%5D)">Preliminary expermients on use of zebrafish as a laboratory model for Giardia duodenalis infection.</a> Acta Parasitologica. 57, 1-6 (2012).</li>
<li>Marie, B., Huet, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+toxic+cyanobacterial+bloom+%28Planktothris+agardhii%29+on+fish%3A+Insights+from+histopathological+and+quantitative+proteomic+assessments+following+the+oral+exposure+of+medaka+fish+%28Oryzias+latipes%29%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Effects of a toxic cyanobacterial bloom (Planktothris agardhii) on fish: Insights from histopathological and quantitative proteomic assessments following the oral exposure of medaka fish (Oryzias latipes).</a> Aquatic Toxicology. 114-115, 39-48 (2012).</li>
<li>Canadian Council on Animal Care. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22CCAC+guidelines+on%3A+the+care+and+use+of+fish+in+research%2C+teaching+and+testing%22">CCAC guidelines on: the care and use of fish in research, teaching and testing</a>. , CCAC. Ottawa, Ontario, Canada. (2005).</li>
<li>Harper, C., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHarper%2C+C+%22The+Laboratory+Zebrafish%22">The Laboratory Zebrafish</a>. , CRC Press. Boca Raton, Florida, USA. (2011).</li>
<li>De Tolla, L. J., Srinivas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+Care+and+Use+of+Fish+in+Research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the Care and Use of Fish in Research.</a> ILAR Journal. 37 (4), (1995).</li>
<li>Topic Popovic, N., Strunjak-Perovic, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tricaine+methane-sulfonate+%28MS-222%29+application+in+fish+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Ichthyology%22%5BJournal%5D)">Tricaine methane-sulfonate (MS-222) application in fish anaesthesia.</a> Journal of Applied Ichthyology. 28, 553-564 (2012).</li>
<li>Field, H. A., Kelley, K. A., Martell, L., Goldstein, A. M., Serluca, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+gastrointestinal+physiology+using+a+novel+intestinal+transit+assay+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterology+%26+Motility%22%5BJournal%5D)">Analysis of gastrointestinal physiology using a novel intestinal transit assay in zebrafish.</a> Neurogastroenterology & Motility. 21, 304-312 (2009).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Znaczenie
Ta technika jest ulepszeniem i zapewnia kilka zalet w porównaniu z dwiema wcześniej opisanymi technikami oddawania dorosłego danio pręgowanego. Po pierwsze, użycie gąbki do krępowania ryby pozwala jednej osobie na wykonanie zabiegu, w przeciwieństwie do wcześniej opisanej techniki wymagającej dwóch osób. 7 Po drugie, rurki do implantacji cewnika są bardziej elastyczne niż cewniki dożylne, co może pomóc zminimalizować wtórne urazy spowodowane perforacją, podobnie jak w przyp...

Obecne metody doustnego podawania związków danio pręgowanej obejmują podawanie związków powlekanych na paszę, mieszanych z dietami żelatynowymi1, biokapsułkowanych z krewetkami solankowymi2, mieszanych z dietami kapsułkowanymi lipidami3, kulek woskowych w sprayu4 oraz poprzez diety oparte na glutenie. 5 Do ograniczeń tych metod podawania doustnego zalicza się wysokie tempo wymywania oraz niepełne lub nieprzewidywalne spożycie związków przez poszczególne ryby. Zmienne te są problematyczne, ponieważ w badaniach nad chorobami zakaźnymi znajomość dawki infekcyjnej podawanej rybom może mieć kluczowe znaczenie dla powodzenia badania. Wcześniejsze prace wykazały również, że niektóre związki podawane w kąpielach wodnych powodują toksyczne uszkodzenia skrzeli danio pręgowanego, zanim wystąpią skutki jelitowe, które mogą być przedmiotem badań. 6
Gavage to standardowa metoda stosowana u innych gatunków zwierząt laboratoryjnych do podawania precyzyjnych ilości produktu o znanym stężeniu do badań biomedycznych i farmaceutycznych. Dopiero niedawno w literaturze opisano metody oddawania danio pręgowanego. Jedną z opisanych technik jest metoda dwuosobowa wykorzystująca osłonkę cewnika 24 G przymocowaną do pipety o pojemności 2-20 μl w celu dostarczenia 5 μl roztworu. 7 Opisana metoda wykazała śmiertelność wynoszącą odpowiednio 8,7% i 39% w pierwszym i drugim badaniu; Większość śmiertelności przypisywano ciężarnym samicom. Druga opisana technika zgłębnika wykorzystywała strzykawki z końcówkami do podawania 5 μl roztworu medakas (Oryzias latipes). 8 Nie podano informacji na temat śmiertelności i nie opisano dokładnego procesu wykonywania zgłębnika. Według Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami i Laboratorium Danio pręgowanego, do 1% masy ciała ryby można podawać przez zgłębnik. 9,10 Naszym celem było opracowanie powtarzalnej, bezpiecznej i wydajnej metody doustnego dostarczania precyzyjnych objętości związków dorosłym danio pręgowanym obu płci i na wszystkich etapach rozrodu. Procedura ta miałaby zastosowanie do każdego badania, w którym wymagane jest dokładne doustne dawkowanie związku.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>A gąbka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-cc strzykawka typu luer lock</td><td>Becton Dickinson Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22-G Rurka do implantacji Micro-Renathane (cięta)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 igła 22-G (cięta, w razie potrzeby)</td><td>Miernik pH Becton Dickinson Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sonda</td><td></td><td></td>Hanna</tr><tr><td>1 ostrze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr> skalpela<td colspan="4">[nagłówek]</td></tr><tr><td colspan="4"><silny>Odczynnik/Materiał</mocny></td></tr><tr><td>MS-222 (Finquel)</td><td>Argent Laboratories</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

dorastający dorosły danio pręgowany

Gavaging Adult Zebrafish

Danio pręgowany stał się ważnym modelem in vivo w badaniach biomedycznych. Należy opracować i wykorzystać skuteczne metody dostarczania związków lub środków w roztworach do badań naukowych. Obecne metody doustnego podawania związków dorosłym rybom danio pręgowanym są niedokładne ze względu na zmienność dobrowolnego spożycia przez ryby. Opracowano procedurę zgłębnika, aby dostarczyć precyzyjne ilości czynników zakaźnych do danio pręgowanego w celu przeprowadzenia badań biomedycznych. Dorosłe rybki danio pręgowanego w wieku powyżej 6 miesięcy znieczulono 150 mg/l buforowanego MS-222 i znieczulono 5 μl roztworu za pomocą elastycznej rurki do implantacji cewnika przymocowanej do przeciętej końcówki igły 22-G. Elastyczny rurkę zanurzono w jamie ustnej danio pręgowanego, aż końcówka rurki wystawała poza skrzela (około 1 cm). Roztwór był następnie powoli wstrzykiwany do przewodu pokarmowego. Ta metoda była skuteczna w 88% przypadków, a ryby regenerowały się bez zakłóceń. Ta procedura jest również skuteczna, ponieważ jedna osoba może złowić 20-30 ryb w ciągu jednej godziny. Metoda ta może być stosowana do precyzyjnego podawania środków do badań chorób zakaźnych lub badań innych związków u dorosłych danio pręgowanego.

Z powodzeniem przeprowadzono zgłębnikowanie ryb obu płci, w tym samic w stanie ciążowym (Rycina 1). Prawidłowo wykonany zabieg trwa mniej niż minutę, przy czym z skrzeli lub pyska nie wycieka żadna ciecz. Rurka wchodzi łatwo, bez użycia siły, a po usunięciu cewnika nie stwierdzono obecności krwi. Procedura jest szybka i wymaga około 10 min na podanie pokarmu 3 do 4 rybom, przy średnim czasie 30-45 s na jedną rybę.
Danio pręgowane nie powinny otrzymywać drogą zgłębnika więcej n...

Coraz częstsze wykorzystanie danio pręgowanego jako modelu zwierzęcego wymaga opracowania skutecznych metod dostarczania znanych ilości związków i roztworów. Opisana poniżej procedura zgłębnika pozwala na doustne podawanie precyzyjnych objętości roztworu dorosłym rybom danio pręgowanym.

Dorastający dorosły danio pręgowany

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Ogólnym celem tego filmu jest zaprezentowanie techniki zgastrykowania dorosłych rybek danio przebranych. Opracowaliśmy tę technikę w celu badania organizmów patogennych przenoszonych drogą fekalno-oralną. Może ona służyć do podania precyzyjnej ilości roztworu.Do badania wykorzystano dorosłe ryby danio prążkowane. Cały proces składa się z czterech etapów. Pierwszym z nich jest przygotowanie aparatu do zgastrykowania.Drugim krokiem jest znieczulenie ryb przy użyciu 150 mg/l buforowanego MS 2 22. Trzecim krokiem jest podanie rybom roztworu drogą zgłębnika. Ostatnim etapem jest wybudzanie ryb i monitorowanie pod kątem wystąpienia działań niepożądanych.Aby przygotować aparat do gavage'u, należy dociąć rurkę implantacyjną o rozmiarze 22 G do odpowiedniej długości dla danej ryby, przyłączyć ją do igły 22 G i przymocować do strzykawki z blokadą Luer-Lock o pojemności 1 ml. Po przygotowaniu roztworu można go nabrać do aparatu. W celu podania preparatu rybom danio, w gąbce należy wyciąć skalpelem lub nożyczkami szczelinę, tak aby po umieszczeniu w niej ryby była ona stabilnie unieruchomiona.Gąbkę należy wcześniej namoczyć w wodzie systemowej, aby zachować jej wilgotność. Należy również przygotować zbiornik regeneracyjny z wodą systemową wolną od anestetyku, w którym umieszczone zostaną ryby po zakończeniu procedury. Ryby należy trzymać na czczo przez co najmniej 24 godziny przed zabiegiem.Używając siatki, przenieś rybę do zbiornika z anestetykiem MS 2 22. Po znieczuleniu ryby, o czym świadczy brak reakcji na uciśnięcie płetwy ogonowej, wyjmij ją z roztworu anestetyka i umieść w gąbce w taki sposób, aby głowa lekko wystawała, ale skrzela pozostały zakryte. Ustaw gąbkę w pozycji pionowej i za pomocą cewnika implantacyjnego o rozmiarze 22 G otwórz pysk danio pręgowanego.Ostrożnie wprowadź rurkę, aż jej końcówka znajdzie się poniżej poziomu serca. Długość wprowadzenia zależy od wielkości ryby; w przypadku napotkania oporu należy delikatnie wycofać rurkę, zmienić jej położenie i spróbować ponownie. Nie powinno być potrzeby forsowania rurki w dół przewodu pokarmowego danio prążkowanego.Po osiągnięciu właściwego miejsca wstrzyknij roztwór i wyjmij cewnik. Umieść rybę w zbiorniku regeneracyjnym, uwalniając ją z gąbki. Jeśli procedura została wykonana prawidłowo, cewnik powinien łatwo przesunąć się do przewodu pokarmowego danio przebrzedzonego.Nie powinno być widać wypływu roztworu z skrzeli ani z pyska. Na końcówce drenu ani z skrzeli ryby nie powinna być widoczna krew. Najczęstszym problemem jest wypływanie cieczy przez pysk lub skrzela, co wskazuje na zbyt płytkie wprowadzenie drenu do organizmu ryby.Ta procedura charakteryzuje się całkowitą skutecznością na poziomie 88%. Przy prawidłowym wykonaniu nie należy podawać więcej niż 5 µL płynu, ponieważ znacząco obniża to skuteczność procedury. W przypadku próby podania 10 µL roztworu całkowita skuteczność spadła do 50%. W tym filmie zaprezentrowaliśmy sposób zgłębnikowania dorosłych zebrafish. Procedura ta może być wykorzystana do precyzyjnego podawania znanych ilości roztworów rybom zebrafish.Zaletą tej techniki w porównaniu z wcześniej opisanymi metodami jest zastosowanie bardziej elastycznego materiału, co pozwala na skuteczniejsze zgłębnikowanie samic w ciąży. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w pracy.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Hodowanie dorosłych danio pręgowanego

Przedstawiamy nowatorską metodę mikrozgavage u larw danio pręgowanego, wykorzystującą standardowy sprzęt do mikroiniekcji embrionów oraz stereomikroskopię. Wykazujemy, że mikrozgavage jest bezpieczną i wydajną techniką, przydatną do dostarczania kontrolowanych ilości różnorodnych materiałów bezpośrednio do światła jelita larw danio pręgowanego.

Mikrogaważ larw danio pręgowanego

Zarodek danio pręgowanego jest doskonałym modelem do badań nad biologią rozwojową. Podczas embriogenezy danio pręgowany rozwija się z masą żółtka, co stanowi trójwymiarowe wyzwanie dla obserwacji i analizy próbek. Protokół ten opisuje, w jaki sposób tworzyć dwuwymiarowe preparaty do montażu płaskiego całych próbek zarodków danio pręgowanego barwionych metodą montażu in situ (WISH).

Przygotowanie do obserwacji i analizy próbek zarodków danio pręgowanego wybarwionych metodą hybrydyzacji in situ metodą całego wierzchowca

Wykorzystanie danio pręgowanego do badań sercowo-naczyniowych rozszerza się w kierunku badań nad dorosłymi sercami. W przypadku tych zastosowań szybka i prosta izolacja tkanek serca ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia zmian pośmiertnych i uzyskania odpowiedniej liczby próbek. Tutaj opisujemy szybką i powtarzalną metodę preparowania serc dorosłych danio pręgowanego.

Odzyskiwanie serc dorosłych ryb danio pręgowanego do zastosowań o wysokiej przepustowości

Tutaj prezentujemy protokół izolacji tkanki gonad larw danio pręgowanego, który ułatwi badania różnicowania i utrzymania płci danio pręgowanego.

Rozwarstwienie larw tkanki gonad danio pręgowanego

Celem tego protokołu jest zmierzenie czasu przejścia fluorescencyjnie znakowanego pokarmu przez jelita larw danio pręgowanego w sposób wysokoprzepustowy.

Wysokoprzepustowy pomiar czasu pasażu jelitowego przy użyciu larw danio pręgowanego

Regeneracja mięśni szkieletowych jest napędzana przez komórki macierzyste mięśni rezydujące w tkankach, które są upośledzone w wielu chorobach mięśni, takich jak dystrofia mięśniowa, co skutkuje niezdolnością mięśni do regeneracji. W tym miejscu opisujemy protokół, który pozwala na badanie regeneracji mięśni w modelach choroby mięśni danio pręgowanego.

Badanie regeneracji mięśni w modelach chorób mięśni danio pręgowanego

Ten protokół opisuje procedurę usuwania brzusznego płata wątroby u dorosłego danio pręgowanego, aby umożliwić badanie regeneracji wątroby.

Częściowa hepatektomia u dorosłych danio pręgowanego

Ten protokół przedstawia podstawowe kroki do uzyskania wolnych od zarazków (GF) zarodków ryb i utrzymania ich od larw do stadium młodocianego, w tym pobieranie próbek i wykrywanie ich sterylnego statusu. Zastosowanie modeli GF w przypadku infekcji jest ważne dla zrozumienia roli drobnoustrojów w zdrowiu gospodarza.

Generowanie, utrzymanie i identyfikacja wolnych od zarazków modeli danio pręgowanego od larw do stadiów młodocianych

W niniejszym artykule prezentujemy metodę przeprowadzania HCT u dorosłych danio pręgowanych.

Przeszczepianie całego szpiku nerkowego u dorosłych danio pręgowanych

W niniejszym materiale przedstawiamy sposób wykonywania iniekcji do zatoki nadoczodołowej u dorosłych rybek zebrafish.

Iniekcja zaoczna u dorosłych danio pręgowanych

Poznaj technikę gawage dorosłych danio pręgowanych do precyzyjnego podawania roztworów. Metoda ta umożliwia badanie organizmów patogennych przenoszonych drogą pokarmową.

Dorastający dorosły danio pręgowany

Przeglądaj więcej filmów