Name: Technika badania zbiorowisk stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 30 s
Description: Poznaj metodę obserwacji stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew za pomocą kanapki z floemu. Technika ta umożliwia badanie chrząszczy kornikowatych, roztoczy, nicieni i grzybów w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Eli Jensenowi, Stefano Padilli i Kasey Yturralde za pomoc, a także Karen London i anonimowym recenzentom manuskryptu. Dziękujemy Jake'owi Bakerowi i Karli Torres za materiał wideo. Finansowanie zostało zapewnione R.W.H przez Szkołę Leśną NAU oraz Fundusz Inicjatyw Technologiczno-Badawczych NAU (TRIF).

1. Selekcja i usuwanie łyka z drzewa
<ol>
	<li>Wybierz drzewo o określonych cechach. Zbieraj łyko z sosen (tj. drzew z rodzaju Pinus), ponieważ mają one charakterystyczną warstwę łyka o grubości kilku milimetrów. 18,27 Po zlokalizowaniu drzewa, które ma kilka dolnych gałęzi, sprawdź je pod kątem innych wad, takich jak ataki owadów i/lub patogenów. Alternatywnie użyj łyka z innych drzew iglastych, takich jak świerki, w kanapkach z łykiem. 9 Inne gatunki drzew mogą nadawać się do usuwania łyka, takie jak drewno liściaste. 
	UWAGA: Drzewa iglaste o dużych koronach mają zazwyczaj najgrubszą tkankę łyka. Aby zmaksymalizować ilość łyka, najlepiej ciąć drzewa, które mają niewiele wad i gałęzi na pniu (pniu). Najlepiej sprawdzają się gatunki sosny, które są samoprzycinające. Łyko jest zwykle najgrubsze w okresie wegetacji i jest grubsze wyżej w pniu niż przy ziemi. Floem jest czasami trudny do usunięcia z drzew w sezonie jesiennym lub zimowym.</li>
	<li>Zetnij drzewo lub użyj niedawno ściętych kłód, aby uzyskać tkankę łyka. Wybierz kierunek spadania, który zminimalizuje uszkodzenia drzewa, a także pobliskich drzew. Odetnij gałęzie od pnia, aby umożliwić łatwiejszy dostęp do materiałów kory podczas usuwania łyka.</li>
	<li>Po ścięciu (ścięciu) drzewa, upuszczeniu go na ziemię, zacznij zeskrobywać korę z pnia ostrym ostrzem (ryc. 1A). Zeskrob obszar kory, aż do osiągnięcia warstwy łyka. 
	UWAGA: Warstwa łyka jest zazwyczaj jaśniejsza (np. kremowa) i wilgotna, podczas gdy zewnętrzna kora jest bardziej sucha i ciemniejsza (ryc. 1B). Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie zeskrobać łyka. Obszar zeskrobanej kory zależy od wielkości wymaganego kawałka (kawałków) łyka.</li>
	<li>Po usunięciu kory wytnij kontur kawałka łyka ostrym nożem. Upewnij się, że nóż tnie aż do ksylemu (rys. 2A).</li>
	<li>Aby usunąć łyko, zacznij od rogu kawałka łyka, używając palców, aby ostrożnie oderwać łyko. Użyj noża, aby pomóc w zeskrobaniu łyka z ksylemu. Kontynuuj ściąganie łyka, aż cały kawałek zostanie usunięty. 
	UWAGA: Łyko zazwyczaj najłatwiej złuszcza się z drzewa latem. W przypadku łyka, które jest niezwykle trudne do usunięcia, narzędzie w kształcie szpatułki może pomóc w wysiłku.</li>
	<li>Umieść kawałek łyka natychmiast w sterylnej torbie. Aby uzyskać najlepsze wyniki, zamknij worek próżniowo (rys. 2B) lub, jeśli używasz worków strunowych, usuń całe powietrze z worka. Zwiększa to żywotność łyka. Opcjonalnie umieść wiele kawałków łyka w jednej torbie. Przechowuj łyko w hermetycznych torebkach nieco powyżej zera (od 1 do 10C), aby zachować jego świeżość.</li>
</ol>
2. Tworzenie kanapki z łykiem
<ol>
	<li>Wytnij dwa równe kawałki przezroczystego akrylu, poliwęglanu lub podobnego twardego, przezroczystego materiału (np. szkła) nieco większego niż kawałek łyka (rys. 2C). Zaokrąglij krawędzie akrylu, aby zapobiec rozerwaniu narożników uszczelki Parafilm. Ten protokół wykorzystuje 1/8 cala. gruby przezroczysty akryl. 
	UWAGA: Wielkość wyciętych kawałków zależy od potrzeb badanego organizmu i długości badania. Na przykład para korników zużywa 4 dm2 łyka w ciągu miesiąca, ale będzie potrzebować tylko 1 dm2, jeśli badanie odbędzie się w ciągu kilku dni.</li>
	<li>Wywierć otwór w jednym z kawałków akrylu, aby umożliwić wejście badanego organizmu (organizmów). Wielkość i liczba otworów zależy od obiektywów (rys. 2D).</li>
	<li>Przed umieszczeniem łyka między kawałkami akrylu należy wysterylizować powierzchnię akrylową (> 70% etanolem) lub, jeśli używasz nowego akrylu, usunąć folię ochronną.</li>
	<li>Umieść świeży kawałek łyka między sterylnymi kawałkami akrylu. Ustaw element akrylowy tak, aby otwór (otwory) po wewnętrznej lub zewnętrznej stronie łyka, w zależności od potrzeb. Zazwyczaj skieruj się zewnętrzną stroną łyka (stronę, na której znajdowała się kora) w kierunku otworów wejściowych.</li>
</ol>
3. Uszczelnianie kanapki z łykiem
<ol>
	<li>Aby stworzyć tymczasowe uszczelnienie wokół kanapki z łykiem, użyj pasków Parafilm o szerokości 2 cali naciągniętych wokół krawędzi kanapki z łykiem (ryc. 2C). Alternatywnie użyj owijki z polichlorku winylidenu, aby uszczelnić krawędzie. 6 Następnie umieść zacisk z każdej strony kanapki, aby ścisnąć akryl do łyka. Upewnij się, że cała powierzchnia jest zaciśnięta, aby zapobiec przestrzeni powietrznej między akrylem a łykiem (rys. 2C). Jeśli nie zostaną prawidłowo zaciśnięte, próbki mogą przemieszczać się między akrylem a łykiem.</li>
	<li>Aby stworzyć półtrwałe uszczelnienie, dodaj niesklejającą się żywicę epoksydową lub wazelinę wokół łyka. Upewnij się, że materiał całkowicie otacza łyko. Następnie użyj zacisków lub ze (może być konieczne wcześniejsze wywiercenie otworów), aby mocno przytrzymać akryl do łyka. Kanapki zachowują żywotność tylko przez jeden lub dwa miesiące.</li>
	<li>W zależności od zapotrzebowania badanych organizmów na tlen dodaj filtr powietrza z jednej lub kilku stron kanapki. Umożliwi to przedostawanie się powietrza do kanapki z łykiem, ale ograniczy utratę wody z łyka. Używamy prostych filtrów węglowych, które również zmniejszają ryzyko skażenia grzybiczego i bakteryjnego.</li>
	<li>W przypadku próbek do badań, które wymagają swobodnego wchodzenia i wychodzenia, zastąp jeden z kawałków akrylu drewnem lub podobnym materiałem, w który może wwiercić się owad. Jest to szczególnie ważne dla obserwacji świdrowców, ponieważ po zakończeniu ich stanu larwalnego w warstwie łyka, wwiercają się one w ksylem.</li>
	<li>Aby uniemożliwić badanym wyjście z otworów wejściowych, umieść małe szalki Petriego (lub inne przedmioty, taśmę) nad otworami, blokując ucieczkę. Ponieważ organizmy zamieszkujące te przestrzenie są przyzwyczajone do niskiego poziomu światła, może być konieczne umieszczenie kanapek w ciemnym pomieszczeniu lub pudełku lub umieszczenie nieprzezroczystego materiału na wierzchu, aby zablokować światło.</li>
</ol>
4. Obserwacja organizmów w kanapce z łykiem
<ol>
	<li>Wprowadzić próbki do badań do otworu wejściowego kanapki z łykiem (ryc. 2D). Obserwuj próbki za pomocą mikroskopu preparacyjnego pod czerwonym lub białym światłem ustawionym na niskie ustawienie (ryc. 2E).</li>
	<li>Aby zarejestrować aktywność lub wzrost próbek w kanapce z łykiem, przymocuj kamerę lub kamerę wideo do mikroskopu. Przymocuj specjalne kamery wideo do okularu mikroskopu (rys. 2E i F). W przypadku bardzo małych organizmów, takich jak roztocza, nicienie i pseudoskorpiony, użyj kamery wideo o wysokiej rozdzielczości dołączonej do mikroskopu.</li>
	<li>Aby nagrywać dźwięki, włóż mikrofony do otworu wejściowego kanapki z łykiem lub przez bok kanapki z łykiem. Ponieważ otwór wejściowy jest mały, użyj małego mikrofonu, takiego jak elektretowy mikrofon pojemnościowy.</li>
	<li>Aby nagrywać z boku lub powierzchni kanapki z łykiem, użyj elementu piezoelektrycznego (rys. 3B). Aby odtworzyć dźwięk, użyj tego samego elementu piezoelektrycznego lub przymocuj przetwornik dotykowy (wzbudnicę) do powierzchni górnej lub dolnej części akrylu.</li>
</ol>

<ol><li>Aukema, B. H., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+of+adult+and+larval+Platysoma+cylindrical.+%28Coleoptera%3A+Histeridae%29+and+larval+Medetera+bistriata.+%28Diptera%3A+Dolichopodidae%29+during+subcortical+predation+of+Ips+pini+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).</li>
<li>Bedard, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+number+of+larval+instars+and+the+appropriate+length+of+the+larval+stadia+of+Dendroctonus+pseudotsugae.+Hopk.%2C+with+a+method+for+their+determination+in+relation+to+other+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle.</a> J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).</li>
<li>Bridges, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitrogen-fixing+bacteria+associated+with+bark+beetles%5BTitle%5D)+AND+%22Microb+Ecol%22%5BJournal%5D)">Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles.</a> Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteria+in+oral+secretions+of+an+endophytic+insect+inhibit+antagonistic+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Entomol%22%5BJournal%5D)">Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi.</a> Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).</li>
<li>Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multipartite+symbioses+among+fungi%2C+mites%2C+nematodes%2C+and+the+spruce+beetle%2C+Dendroctonus+rufipennis%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis.</a> Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).</li>
<li>Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+mate+choice+by+chemical+cues+leads+to+higher+reproductive+success+in+a+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behavior%22%5BJournal%5D)">Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle.</a> Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).</li>
<li>Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facultative+intra+guild+predation+by+larval+Cerambycidae+%28Coleoptera%29+on+bark+beetle+larvae+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).</li>
<li>Franklin, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+studying+the+insect+parasites+of+Dendroctonus+frontalis.+and+other+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).</li>
<li>Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+techniques+for+capturing+and+analyzing+semiochemicals+for+Scolytid+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observations+of+the+mite+Schizosthetus+lyriformis.+%28Acari%3A+Parasitidae%29+preying+on+bark+beetle+eggs+and+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Entomology.+News%22%5BJournal%5D)">Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae.</a> Entomology. News. 120, 397-400 (2009).</li>
<li>Hofstetter, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+11%3A+Mutualists+and+Phoronts+of+the+Southern+Pine+Beetle%5BTitle%5D)+AND+%22United+States+Dept.+of+Agriculture+Forest+Service%2C+Southern+Research+Station+General+Technical+Report+SRS-140%22%5BJournal%5D)">Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle.</a> United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).</li>
<li>Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+acoustic+technology+to+reduce+bark+beetle+reproduction%29%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manag+Sci%22%5BJournal%5D)">Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction).</a> Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).</li>
<li>Hopping, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+rearing+Ips%5BTitle%5D)+AND+%22De+Geer+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Techniques for rearing Ips.</a> De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).</li>
<li>Hougardy, E., Gregoire, J. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleptoparasitism+increases+the+host+finding+ability+of+a+polyphagous+parasitoid+species%2C+Rhopalicus+tutela+%28Hymenoptera%3A+Pteromalidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Ecol+Sociobiol%22%5BJournal%5D)">Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae).</a> Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).</li>
<li>Kaston, B. J., Riggs, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+larvae+of+the+native+elm+bark+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Studies on the larvae of the native elm bark beetle.</a> J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).</li>
<li>Kinn, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Dendrolaelaps+neodisetus.+%28Mesostigmata%3A+Digamasellidae%29%2C+a+nematophagous+mite+associated+with+pine+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae).</a> Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).</li>
<li>Kinn, D. N., Miller, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+unit+for+observing+bark+beetles%2C+associated+predators%2C+and+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22USDA+FS+Res.+Notes+SO-269%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites.</a> USDA FS Res. Notes SO-269. , 3(1981).</li>
<li>Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLieutier%2C+F+%22Bark+and+wood+boring+insects+in+living+trees+in+Europe%2C+a+synthesis%22">Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis</a>. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569(2004).</li>
<li>Massey, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+nematode+parasites+and+associates+on+bark+beetles+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+the+Entomology+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States.</a> Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).</li>
<li>Moser, J. C., Roton, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mites+associated+with+southern+pine+bark+beetles+in%5BTitle%5D)+AND+%22Allen+Parish%2C+Louisiana.+Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">Mites associated with southern pine bark beetles in.</a> Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+natural+enemies+of+scolytids+infesting+conifer+bark+in+Europe+in+relation+to+the+biological+control+of+Dendroctonus.+spp+in+Canada%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol+News+Information%22%5BJournal%5D)">The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada.</a> Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).</li>
<li>Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medetera+aldrichii.+larval+feeding+behavior+and+prey+consumption+%5BDipt.%3A+Dolichopodidae%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Entomophaga%22%5BJournal%5D)">Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae].</a> Entomophaga. 20, 121-127 (1975).</li>
<li>Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+among+scolytid+bark+beetles%2C+their+associated+fungi%2C+and+live+host+conifers%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers.</a> Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).</li>
<li>Reeve, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predators+of+the+southern+pine+beetle%5BTitle%5D)+AND+%22Southern+Pine+Beetle+II%22%5BJournal%5D)">Predators of the southern pine beetle.</a> Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.</li>
<li>Reid, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behavior+of+the+mountain+pine+beetle%2C+Dendroctonus+monticolae.+Hopkins%2C+during+mating%2C+egg+laying+and+gallery+construction%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Entomol%22%5BJournal%5D)">The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction.</a> Can Entomol. 90, 505-509 (1958).</li>
<li>Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+phloem+sandwich+allowing+attack+and+colonization+by+bark+beetles+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29+and+associates%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Entomol.+Soc.+Amer%22%5BJournal%5D)">A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates.</a> J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).</li>
<li>Yu, C. C., Tsao, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gallery+construction+and+sexual+behavior+in+the+southern+pine+beetle%2C+Dendroctonus+frontalis.+Zimm.+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Georgia+Entomology+Society%22%5BJournal%5D)">Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae).</a> Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).</li>
<li>Yturralde, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Acoustic+Ecology+of+Bark+Beetles+and+Bed+Bugs%5BTitle%5D)+AND+%22PhD.+Dissertation%22%5BJournal%5D)">The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs.</a> PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).</li>
<li>Wermelinger, B., Seifert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+temperature+dependent+development+of+the+spruce+bark+beetle+Ips+typographus+%28L.%29+%28Col.%2C+Scolytidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae).</a> Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).</li>
<li>Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWhitney%2C+HS+%22Bark+Beetles+in+North+American+Conifers%22">Bark Beetles in North American Conifers</a>. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).</li>
<li>Wood, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bark+and+ambrosia+beetles+of+North+and+Central+America+%28Coleoptera%3A+Scolytidae%29%2C+a+taxonomic+monograph%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph.</a> , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).</li>
</ol>

Brak zadeklarowanych konfliktów interesów

Kanapka z łykiem pozwala na wprowadzenie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów i innych małych organizmów zamieszkujących tkanki łyka. 1,7,8,9,17,18 Technika ta zaowocowała nowymi odkryciami i lepszym zrozumieniem zachowań, cech historii życia, rozwoju i interakcji organizmów w łyku drzewnym. 1,5,10 Opisany tutaj protokół kanapkowy jest hybrydą poprzednich projektów i zapewni ekonomiczną kanapkę, którą można łatwo zbudować przy użyciu minimalnej ilości sprzętu i materiałów. Kawałki szkła, akrylu lub poliwęglanu można ponownie wykorzystać, a jedynymi materiałami eksploatacyjnymi są Parafilm i łyko.
Chociaż wszystkie kroki w protokole są ważne, niektóre kroki powinny być ściśle przestrzegane, aby zapewnić najwyższy stopień sukcesu. Po pierwsze, powinno znajdować się drzewo, które ma część gałęzi wolną od pni lub stosunkowo wolną. Drzewa, które mają wiele gałęzi, są trudne do golenia i dadzą niewiele żywotnych kawałków łyka, ponieważ każda gałąź musi zostać przycięta podczas usuwania łyka. Następnie ważne jest, aby zminimalizować narażenie łyka na powietrze. Po wyjęciu szybko umieszczamy każdy kawałek łyka w torbie. Po wyjęciu od trzech do sześciu kawałków przenosi się je do worka próżniowego; Używamy falownika do uruchomienia zgrzewarki z akumulatora pojazdu w terenie. Wreszcie, odkażanie kawałków akrylu i ogólna czystość podczas wykonywania tego protokołu zmniejszy rozwój grzybów w kanapce. Jest to szczególnie ważne w przypadku dłuższych obserwacji.
Jak wspomniano powyżej, istnieją ograniczenia aparatu kanapkowego z łyka. Ponieważ warstwa łyka jest cienka, do kanapki można wprowadzić tylko małe organizmy, które zwykle pozostają w łyku. Większe owady, takie jak omacnica (tj. gatunki Buprestid, Cerambycid), mogą być wprowadzane i obserwowane na wczesnych etapach ich cyklu życiowego. Ten przedział czasowy jest zwykle ograniczony do dwóch do trzech tygodni; Po tym momencie larwy potrzebują drewna ksylemu do wwiercenia się w celu przepoczwarzenia. Natomiast w przypadku korników, zwłaszcza tych z rodzaju Ips, można zaobserwować pełny cykl życiowy - w tym krycie, wylęganie się jaj, karmienie, przepoczwarzanie i eklozję dorosłego chrząszcza. W tym momencie żywotność kanapki jest zwykle wyczerpana z powodu wysuszenia i rozwoju grzybów. 28 Ponadto aparat ten nie pozwala owadom na swobodną i naturalną kolonizację lub opuszczanie kanapki z łykiem. 27 Rozdział 27
Nasz protokół jest elastyczny pod względem rozmiaru, kształtu i rodzaju użytego łyka. Krótkie badania wymagają mniej materiału z łyka, a rozmiar kanapki można odpowiednio skalować. Wiele gatunków drzew iglastych zostało wykorzystanych jako dawcy łyka w kanapce z łykiem (np. sosna ponderosa12, daglezja2, świerk29, sosna loblolly27, sosna długolistna27). Materiały w kanapce można również zmieniać; na przykład zamiast akrylu i żywicy epoksydowej można użyć płyt szklanych lub taśmy zamiast Parafilm.
Najtrudniejszą częścią tego protokołu jest proces usuwania łyka. Drzewa obok siebie mogą różnić się tym, jak trudno jest usunąć łyko. Kiedy drzewo ma trudny łyko, cierpliwość ma kluczowe znaczenie. W takich przypadkach ostrożnie przesuń nóż między twardym ksylemem a gąbczastym łykiem. Ten proces przypomina dosłownie skórowanie drzewa.
Po opanowaniu podstawowej techniki kanapkowej, zmiany w protokole mogą pomóc w dopasowaniu do konkretnych potrzeb. Na przykład, doskonaląc techniki wymagane do usunięcia łyka, można usunąć większe kawałki i wykorzystać je do stworzenia większych kanapek. Można również dokonać przeróbek w celu dostosowania do konkretnych instrumentów, np. dodatkowych otworów do monitorowania emisji chemicznych (rys. 3A) lub nagrywania lub odtwarzania dźwięków (rys. 3B). Można wprowadzić modyfikacje, aby umożliwić półtrwałe zachowanie łyka i jego organizmów lub tymczasowe obserwacje organizmów, które później można wypuścić na wolność.

Łyko i tkanki kory drzew iglastych są domem dla tysięcy organizmów. Floeofagia, żywienie się tkankami łyka wewnętrznej kory, jest zwyczajem zwykle kojarzonym z kornikami, świdrami i kilkoma innymi taksonami bezkręgowców i drobnoustrojów żyjących na drzewach. 23 Korniki (Coleoptera: Curculionidae) rozwijają się i żyją w łyku, z wyjątkiem krótkich okresów, kiedy dorosłe osobniki poszukują nowych drzew żywicielskich. 31 Korniki były szeroko badane ze względu na ich wpływ ekonomiczny na drzewa18,19, ale bezpośrednie obserwacje behawioralne owadów w materiałach drzewnych były ograniczone. 4 Ponadto galerie zbudowane przez korniki stają się siedliskiem dla niezliczonych gatunków. 11 Materiał ływkowy zasiewa ogromna liczba grzybów30,bakterii3, roztoczy10,21 i nicieni16,19 wraz z innymi drapieżnymi i pasożytniczymi stawonogami22,24. Przedstawione tutaj techniki pozwalają na bezpośrednią obserwację korników, roztoczy i świdrowców, które zwykle żyją w środowiskach podkorowych. Niewielkie zmiany w protokole można wprowadzić w celu zbadania grzybów i bakterii.
Korniki i związane z nimi organizmy w tkankach drzew były badane za pomocą "kanapki z łykiem". Wczesne zastosowanie tej techniki można znaleźć w literaturze sięgającej 1933 roku, kiedy to była ona używana do obserwacji larw chrząszcza daglezji (Dendroctonus pseudotsugae). 2 Kanapka z łykiem przeszła wiele pochodnych, gdy dostępne stały się różne materiały. Pierwotnie urządzenie to składało się z kawałka łyka umieszczonego między dwiema płytami szkła, ściśniętymi ze sobą elastycznymi taśmami. 2 Później do budowy kanapki użyto zacisków, taśmy, kleju, plastiku i innych materiałów. 13,14,15,17,26,28 Opisany tutaj protokół oferuje ulepszenia w stosunku do niektórych poprzednich projektów. Na przykład w przeszłości badane gatunki były wprowadzane z boku kanapki, między talerze ze szkła lub tworzywa sztucznego. Ograniczyło to budowę galerii do jednego kierunku. Zastosowanie otworów wejściowych w górnej płycie pozwala gatunkom testowym na większą swobodę w inicjowaniu naturalnej budowy galerii. Kolejną zaletą prezentowanego protokołu jest jego uproszczona konstrukcja, którą można łatwo zbudować przy użyciu niewielu narzędzi. Zastosowanie kanapki z łykiem pozwoliło na bezpośrednie obserwacje zachowań żywieniowych, rozmnażania, rozwoju i interakcji organizmów, które w innym przypadku nie byłyby możliwe. 1,5, 22 Ta metoda jest również doskonałym narzędziem do programów edukacyjnych i naukowych K-12 oraz wyświetlaczy.
Istnieje kilka subtelności w tworzeniu kanapki z łykiem, które są trudne do interpretacji lub nie są opisane w manuskryptach. Uważamy, że wizualny (tj. wideo) opis produkcji kanapki z łyka jest potrzebny i byłby cenny dla naukowców i edukatorów zainteresowanych badaniem organizmów floeofagowych. Nasz protokół zapewnia prosty i niedrogi sposób obserwacji stawonogów, drobnoustrojów i innych organizmów zamieszkujących tkanki łyka.

<table><tbody><tr><td>Ostrze ciągnące</td><td>marki Big Horn&nbsp;</td><td>20265</td><td>11-calowe ostrze</td></tr><tr><td>Nóż do filetowania</td><td>American Angler</td><td>30530</td><td>9"</td></tr><tr><td>ostrze Poliwęglan</td><td>Nexan</td><td>GE-33</td><td>0,093 cala grubości</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Fisher Scientific</td><td>S37441</td><td>2" szeroki</td></tr><tr><td>Zaciski</td><td>Pony Jaw Opening</td><td>3201-HT-K</td><td>4" x 1"</td></tr><tr><td>Zgrzewarka próżniowa&nbsp; i worki</td><td>FoodSaver</td><td>V2840; FSFSBF0742-015</td><td>Odkurzacz VacLoc&nbsp; worki w rolkach</td></tr></tbody></table>

technika badania zbiorowisk stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew

Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

Tkanki łyka sosnowego są siedliskiem wielu tysięcy organizmów. Stawonogi i drobnoustroje wykorzystują tkanki łyka i kambium do poszukiwania partnerów, składania jaj, wychowywania młodych, karmienia lub ukrywania się przed naturalnymi wrogami lub trudnymi warunkami środowiskowymi poza drzewem. Organizmy, które utrzymują się w siedlisku łyka, są trudne do zaobserwowania, biorąc pod uwagę ich lokalizację pod korą. Zapewniamy technikę konserwacji nienaruszonego łyka i przygotowania go do eksperymentów z bezkręgowcami i mikroorganizmami. Aparat nazywa się "kanapką z łyka" i pozwala na wprowadzanie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów i innych organizmów. Technika ta pozwoliła na lepsze zrozumienie zachowań żywieniowych, cech historii życia, rozmnażania, rozwoju i interakcji organizmów w łyku drzewnym. Mocne strony tej techniki obejmują użycie niedrogich materiałów, zmienność wielkości kanapki, elastyczność w ponownym otwieraniu kanapki lub wprowadzaniu wielu organizmów przez wywiercone otwory oraz zachowanie i utrzymanie integralności łyka. Kanapka z łykiem jest doskonałym narzędziem edukacyjnym do odkryć naukowych zarówno na kursach naukowych K-12, jak i w uniwersyteckich laboratoriach badawczych.

Opisany powyżej protokół umożliwi badaczowi obserwację organizmów żyjących w ukrytym środowisku pod korą drzewa. Aby zilustrować zastosowanie tej techniki, opisujemy reprezentatywne badanie przeprowadzone w naszym laboratorium z wykorzystaniem tej metody.12 W tym eksperymencie zastosowano tzw. kanapki z łykiem (phloem sandwiches), aby zaobserwować wpływ zabiegów akustycznych na sukces rozrodczy, dystans drążenia kory oraz przeżywalność korników (Ryc. 2E i 2F). Bezpośrednia obserwacja chrząszczy, możliwa dzięki zastosowaniu kanapki z łykiem, doprowadziła do kilku interesujących odkryć. Po pierwsze, rejestrowaliśmy codzienne dystanse drążenia, zaznaczając markerem położenie chrząszczy na akrylu co 24h. Proces ten ujawnił istotne różnice pomiędzy poszczególnymi zabiegami dźwiękowymi, które pozostałyby niewidoczne bez zastosowania kanapki z łykiem. Następnie zaobserwowaliśmy spadek produkcji jaj przy konkretnych zabiegach dźwiękowych. Mobilny charakter kanapki z łykiem pozwolił na przeprowadzenie obserwacji jaj pod mikroskopem stereoskopowym bez niepokojenia chrząszczy. Podczas tych obserwacji zarejestrowaliśmy zachowanie korników podczas składania jaj za pomocą kamery wysokiej rozdzielczości przymocowanej do mikroskopu. Inne istotne obserwacje obejmowały zabijanie partnerów oraz inicjację lotu powiązaną z konkretnymi zabiegami akustycznymi. Test z wykorzystaniem kanapki z łykiem był kluczowy dla naszego badania reakcji korników na zabiegi akustyczne. Odkrycia te, których obserwacja pod korą drzewa byłaby niemożliwa, stanowią cenny wkład w opracowanie opcji zarządzania w celu zwalczania gradacji korników.
<img alt="Tradycyjne narzędzia stolarskie; proces rzeźbienia w drewnie; usuwanie kory za pomocą noża typu drawknife; otoczenie leśne." src="/files/ftp_upload/50793/50793fig1highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. A) Narzędzia niezbędne do usuwania kory z drzewa. Elementy 1 i 2 to noże typu draw blade służące do zeskrobywania kory z drzewa. Elementy 3 (cieślica) i 4 (piła do przecinania) są przydatne do usuwania gałęzi w pobliżu obszaru strugania. B) Użycie noża typu draw blade do usuwania kory z drzewa. Zwróć uwagę na jasny kolor łyka znajdującego się pod czerwonawą korą.
<img alt="A: Osoba obierająca korę z kłody; B: Zapakowana próbka roślinna; C: Roślina w ramce eksperymentalnej; D: Owad na roślinie; E: Naukowiec badający próbkę roślinną pod mikroskopem; F: Ekran wyświetlający wynik mikroskopii rośliny." src="/files/ftp_upload/50793/50793fig2highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. A) Usuwanie łyka po zdrapaniu kory z drzewa. B) Świeży łyko przechowywany w próżniowej torbie. C) Kanapka z łykiem z zaciskami utrzymującymi elementy akrylowe oraz Parafilm wokół krawędzi w celu zapobiegania kontaminacji i wysychaniu łyka. D) Kołatek korowy w pobliżu otworu wywierconego w akrylu. E) Wykorzystanie mikroskopu do obserwacji kanapki z łykiem. F) Wyświetlacz wideo przedstawiający kołatki korowe wewnątrz kanapki z łykiem.
<img alt="Dwupanelowy układ przygotowania próbek do dendrochronologii, przedstawiający zaciskanie i analizę rdzenia." src="/files/ftp_upload/50793/50793fig3highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. A) Pozyskiwanie feromonów od chrząszczy w kanapce z łykiem. Powietrze jest zasysane przez rurki zawierające absorbent Super-Q. B) Rejestracja i odtwarzanie dźwięku za pomocą przetwornika piezoelektrycznego (środek zdjęcia) skierowana do korników sosnowych w kanapce z łykiem.

Udostępniamy technikę zachowania nienaruszonego łyka drzewnego i przygotowania go do obserwacji. Tworzymy aparat zwany kanapką łyka, który pozwala na wprowadzenie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów i innych organizmów zasiedlających tkanki łyka.

Technika badania zbiorowisk stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms.  Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest stworzenie aparatury zwanej kanapką AOL, która umożliwia wprowadzanie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów oraz innych organizmów zasiedlających tkanki jesienne. Przedstawiony protokół, niekiedy z niewielkimi modyfikacjami, stanowi skuteczne narzędzie dla badaczy i dydaktyków w badaniach nad kornikami, roztoczami, nicieniami i grzybami. W pierwszej kolejności należy zlokalizować odpowiednie drzewo.Następnie usuwa się korę, aby odsłonić warstwę łyka. Po usunięciu łyka zostaje on przeniesiony do laboratorium lub umieszczony pomiędzy dwoma arkuszami pleksiglasu. Po uszczelnieniu i mocnym zaciśnięciu zacisków można przystąpić do wprowadzenia organizmu.Badane sosny posiadają charakterystyczną warstwę przepływu, która może mieć kilka milimetrów grubości. Organizm poddawany badaniu determinuje, który gatunek przepływu F jest wymagany. Obecnie znajdujemy się w lesie sosny ponderosa w północnej Arizonie.Poszukujemy idealnego drzewa o umiarkowanej wielkości, z rozbudowaną koroną i niewielką liczbą dolnych gałęzi. Znaleźliśmy tutaj odpowiedni okaz. Takie cechy prawdopodobnie zapewnią gęstszy przepływ, który będzie łatwiejszy do usunięcia, ponieważ podczas usuwania przepływu każda gałąź musi zostać opasana cięciem.Oto przykład sprzętu, którego używamy do ścinania drzewa. Pamiętaj, że ścinanie drzewa jest niebezpieczne i powinno być wykonywane wyłącznie przez doświadczoną osobę posiadającą odpowiedni sprzęt ochronny. Gdy drzewo bezpiecznie spocznie na ziemi, należy przystąpić do usuwania gałęzi.Następnie pociąć kłodę na łatwiejsze do obróbki kawałki, zazwyczaj o długości od sześciu do ośmiu stóp, w zależności od średnicy drzewa. Teraz nadszedł czas na usunięcie kory. Oto przykład narzędzi, których używamy do tego celu.Kostki lodu są niezbędne podczas tego procesu; ostrożnie zeskrobuj korę, aż pojawią się białe lub jasnobrązowe smugi wskazujące na warstwę przewodzącą. Ważne jest, aby nie uszkodzić tej warstwy, ponieważ znacznie ogranicza to jej późniejszą użyteczność. Po odpowiednim okorowaniu fragmentu drzewa użyj noża, aby wyciąć pełny kawałek.Ostrożnie pociągnij tę warstwę do góry, w razie potrzeby nacinając ją od spodu. Należy zauważyć, że w przypadku niektórych drzew usunięcie opadłych liści jest łatwiejsze niż w innych. Kluczem do sukcesu jest cierpliwość.W przypadku pracy z trudnym drzewem lato jest zazwyczaj łatwiejszą porą roku na usuwanie opadłych części. Po zebraniu od pięciu do siedmiu elementów do plastikowej torebki, przenosimy je do worka do próżniowej pakowaczki, który zabieramy w teren. Najlepiej przechowywać te worki w temperaturze nieco powyżej zera stopni Celsjusza.Zakończyliśmy teraz etap terenowy niniejszego protokołu i wracamy do laboratorium, aby przygotować kanapkę. Oto elementy, których używamy do jej konstrukcji. W dolnej części znajdują się różne płyty i pary z pleksiglasu.Do uszczelnienia krawędzi używa się paraformy, a zacisków, aby zapewnić brak szczelin między pleksiglasem a przepływem. Po wycięciu i wywierceniu otworów w elementach z pleksiglasu, należy je wysterylizować etanolem o stężeniu 90% lub wyższym. Konstrukcję typu „sandwich” rozpoczyna się od pobrania świeżego elementu przepływu i dopasowania jego rozmiaru.Dopasuj go do kawałka pleksiglasu. Pleksiglas można zastąpić szkłem. Można również przygotować „kanapki” o różnych rozmiarach, aby dostosować je do różnych organizmów i czasu trwania prób.Na przykład para kórowców może wykorzystywać kawałek powalonego drzewa o powierzchni 4 dm² przez miesiąc, ale będzie potrzebować kawałka o powierzchni 1 dm², jeśli badanie trwa zaledwie kilka dni. Należy pamiętać, że można również zmienić liczbę punktów wejścia w pleksiglasie, aby wprowadzić jednocześnie wiele organizmów. Jest to przydatne do obserwacji konkurencji lub drapieżnictwa różnych gatunków.Następnie do uszczelnienia krawędzi należy użyć dwucalowej paraformy. Do uszczelnienia można wykorzystać również inne materiały, takie jak niegazowa żywica epoksydowa lub wazelina. W kolejnym kroku należy rozmieścić wokół krawędzi odpowiednią liczbę zacisków, aby mocno przytwierdzić pleksiglas do warstwy przepływowej.Przejdźmy teraz do przedstawienia badanego organizmu. W naszym laboratorium często stosujemy dostarczony protokół do obserwacji korników oraz organizmów z nimi związanych. Daje on doskonałą możliwość obserwacji wielu parametrów, takich jak m.in. dzienna długość korytarzy oraz produkcja jaj.Możemy również wyekstrahować emisje chemiczne z chrząszczy korników, a następnie poddać je analizie, lub możemy rozpocząć traktowanie i obserwować odpowiedź. Tutaj kornik próbuje oddalić się od bodźca akustycznego. Wykorzystując ten protokół, zaobserwowaliśmy również roztocza, nicienie oraz owady drapieżne.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś być w stanie przygotować tzw. „flown sandwich” i zmodyfikować go tak, aby odpowiadał potrzebom Twojego konkretnego badania. Poza byciem skutecznym narzędziem badawczym, procedura ta doskonale sprawdza się w celach edukacyjnych i poznawczych dla uczniów i studentów – od poziomu szkoły podstawowej aż po studia wyższe.

technique-for-studying-arthropod-microbial-communities-within-tree

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Technika badania społeczności stawonogów i mikroorganizmów wewnątrz tkanek drzew

Niniejszy film przedstawia technikę izolacji DNA z gatunków mikroorganizmów zasiedlających jelito tylne termitów. Zaprezentowano również przygotowanie preparatu świeżego, który jest przydatny do wizualizacji mikrobioty jelitowej, a także przeprowadzono przegląd bogatego gatunkowo środowiska jelita.

Izolacja DNA z mikroorganizmów jelitowych termita (Zootermopsis angusticollis) oraz wizualizacja mikroorganizmów jelitowych

Jared Leadbetter wyjaśnia, dlaczego społeczność mikrobowa w jelitach termitów stanowi doskonały system do badania złożonych interakcji między mikroorganizmami. Omówiono symbiotyczną relację zachodzącą między owadem-gospodarzem a degradującymi lignocelulozę mikrobami jelitowymi, a także przemysłowe zastosowania tych mikroorganizmów w rozkładzie biomasy roślinnej i produkcji biopaliw.

Badanie społeczności mikrobowej w jelicie tylnym termitów – Wywiad

Tutaj prezentujemy protokół opisujący, jak pobierać próbki z drewnianych próbek w celu ogólnej oceny ich struktur wzrostu. Opisano makro- i mikroskopowe techniki preparacji i wizualizacji niezbędne do wygenerowania dobrze odwzorowanych i wysoce rozdzielczych zbiorów danych anatomicznych i dendroekologicznych drewna.

Perspektywa techniczna we współczesnych badaniach słojów drzew - jak pokonać wyzwania dendroekologiczne i anatomiczne drewna

Wydobywanie korzeni roślin z pola, jak również przetwarzanie próbek do endosfery, ryzosfery i gleby są szczegółowo opisane, łącznie z metodami ekstrakcji DNA i analizy danych. Niniejszy artykuł ma na celu umożliwienie innym laboratoriom wykorzystania tych technik do badania mikrobiomów glebowych, endosfery i ryzosfer.

Izolacja i analiza zbiorowisk mikrobiologicznych w glebie, ryzosferze i korzeniach w eksperymentach z wieloletnimi trawami

Aby zaobserwować ultrastrukturę wrażliwości owadów, w badaniu przedstawiono protokół przygotowania próbki za pomocą skaningowej i transmisyjnej mikroskopii elektronowej (odpowiednio SEM i TEM). Tween 20 został dodany do utrwalacza, aby uniknąć deformacji próbki w SEM. Mikroskopia fluorescencyjna była pomocna w poprawie dokładności krojenia w TEM.

Metoda przygotowania próbki skaningowego i transmisyjnego mikroskopu elektronowego dla przydatków chrząszcza leśnego

Opisujemy, jak określić ilościowo stawonogi żyjące w liściach, zamykając liście i końce gałęzi w torbie, przycinając i zamrażając materiał w worku, a następnie płucząc wcześniej zamrożony materiał w wodzie, aby oddzielić stawonogi od podłoża w celu ilościowego określenia.

Metoda ilościowego oznaczania stawonogów żyjących w liściach

Opisujemy półilościowe podejście do pomiaru cech korowych (żyjących w korze) społeczności stawonogówów. Umieściliśmy komercyjnie produkowane lepowe pułapki na pniach drzew, aby oszacować liczebność, całkowitą długość (substytut biomasy), bogactwo i różnorodność Shannona w celu porównania między gatunkami drzew.

Kwantyfikacja stawonogów korowych za pomocą lepkich pułapek

Micro-CT to nieniszczące narzędzie, które może analizować struktury roślin w trzech wymiarach. Niniejszy protokół opisuje przygotowanie próbki w celu wykorzystania mikro-CT do analizy struktury i funkcji roślin pasożytniczych. Aby podkreślić zalety tej metody w połączeniu z określonymi preparatami, stosuje się różne gatunki.

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej do analizy interakcji pasożytniczych między rośliną a żywicielem

Ten protokół ma na celu dostarczenie szczegółowych procedur zbierania, utrwalania i utrzymywania próbek roślin mykoheterotroficznych, stosując różne techniki mikroskopowe, takie jak skaningowa i transmisyjna mikroskopia elektronowa, mikroskopia świetlna, konfokalna i fluorescencyjna do badania kolonizacji grzybów w tkankach roślinnych i nasionach kiełkujących z grzybami mikoryzowymi.

Techniki mikroskopowe interpretacji kolonizacji grzybów w tkankach roślin mykoheterotroficznych i symbiotycznego kiełkowania nasion

Ten protokół przedstawia niezawodny i wydajny przepływ pracy od pobrania próbki do analizy danych w celu profilowania endofitycznych i epifitycznych mikrobiomów bakteryjnych obecnych w korze Populus trichocarpa.

Przebieg pracy do ilościowej oceny endofitycznych i epifitycznych mikrobiomów bakteryjnych kory Populus trichocarpa

Proponujemy zoptymalizowany protokół skaningowej mikroskopii elektronowej do wizualizacji wysoce heterogenicznych i delikatnych próbek zawierających biomasę roślinną i grzybową, wraz z mikrobiotą i biofilmem. Protokół ten pozwala na opisanie wymiarów przestrzennych organizacji mikrobioty.

Mikrobiota ogrodów mrówek attine: wizualizacja krajobrazu mikrobiologicznego za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej

Poznaj metodę obserwacji stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew za pomocą kanapki z floemu. Technika ta umożliwia badanie chrząszczy kornikowatych, roztoczy, nicieni i grzybów w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych.

Technika badania zbiorowisk stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew

Przeglądaj więcej filmów