Name: Wczesna technologia wprowadzania metamorficznego do monitorowania zachowania owadów w locie (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 19 min 14 s
Description: Poznaj wczesną technologię wprowadzania elektrod w fazie poczwarki Manduca sexta. Ta metoda umożliwia stabilne badanie neurofizjologii lotu i dynamiki zachowań owadów w locie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

A.B. dziękuje Narodowej Fundacji Nauki za finansowanie w ramach programu Cyber Physical Systems (1239243) i Wydziału Edukacji Licencjackiej (1245680); oraz Agencji Zaawansowanych Projektów Badawczych w Obszarze Obronności (DARPA) za wsparcie wcześniejszych etapów tej pracy. Wcześniejsze etapy tej pracy zostały wykonane przez A.B. w laboratorium prof. Amita Lala na Uniwersytecie Cornella. A.B. dziękuje Ayesie Sinha i prof. Lalowi za wskazówki eksperymentalne i generowanie pomysłów na tym etapie. Manduca sexta (Linnaeus 1763) zostały uzyskane z kolonii utrzymywanej przez Wydział Biologii Uniwersytetu Duke'a w Durham, Karolina Północna, USA. zużyto w ciągu 5 dni od eclosion. Chcielibyśmy podziękować firmie Triangle Biosystems International, a w szczególności Davidowi Juranasowi i Katy Millay za doskonałą pomoc techniczną i korzystanie z systemu Neuroware. Chcielibyśmy również podziękować Willowi Caffeyowi za jego pomoc podczas eksperymentów.

UWAGA: Źródło materiałów i odczynników wymaganych do przestrzegania protokołu znajduje się w poniższej tabeli "Odczynniki".
1. Przygotowanie obwodów drukowanych (PCB) do nagrywania połączenia elektrod
UWAGA: Aby zapewnić praktyczną procedurę eksperymentalną, druty elektrodowe są przylutowane do płytki drukowanej, aby wprowadzić te elektrody do złącza FFC (elastyczny płaski).
<ol>
	<li>Wytnij2 kawałki laminatu miedzianego o wymiarach 0,5x5 cm.</li>
	<li>Za pomocą markera z cienką końcówką narysuj trzy prostokątne podkładki o wymiarach 0,1 x 5 cm2 jako wzory maski trawienia.</li>
	<li>Wytrawić odsłonięty laminat za pomocą wytrawiacza do PCB w wentylowanym pomieszczeniu lub okapie. Około 1 cm długości wycięcia w laminacie należy przykryć taśmą niereaktywną. Napełnić zlewkę miarową co najmniej 100 ml wytrawiacza PCB i przykleić wycięcie z laminatu miedzianego do wnętrza zlewki z podziałką taśmą klejącą. Połowę wycięcia z laminatu miedzianego należy zanurzyć w wytrawiaczu PCB.</li>
	<li>Umieść zlewkę na obrotowej platformie na 20 minut.</li>
	<li>Usuń wycięcie z wytrawiacza i umieść je w zlewce wypełnionej wodą na 10 minut.</li>
	<li>Za pomocą bibułki nałóż alkohol izopropylowy i usuń oznaczenia, aby odsłonić nietrawione miedziane podkładki.</li>
	<li>Pokrój płytkę drukowaną na mniejsze kwadraty o długości około 1 cm.</li>
	<li>Wytnij dwa kawałki powlekanego, wyżarzanego drutu ze stali nierdzewnej (0,11 cala pokrytego, 0,008 cala gołego) za pomocą ostrego ostrza na długość 3 cm każdy. Te kawałki drutu ze stali nierdzewnej są aktywnymi elektrodami, które zostaną wprowadzone do klatki piersiowej owada.</li>
	<li>Za pomocą ostrza usuń 4-5 mm plastikowej powłoki z każdego końca każdego drutu. Zaleca się korzystanie z mikroskopu.</li>
	<li>Wytnij jeden kawałek izolowanego drutu ze stali nierdzewnej o długości 0,7 cm, aby utworzyć przedłużenie końcówki elektrody uziemiającej. Delikatnie usuń powłokę ostrzem lub stopij ją ciepłem lutownicy, jak wykonano w kroku 1.9.</li>
	<li>Do podłączenia uziemienia przyciąć jeden kawałek elastycznego przewodu (litz lub cewki indukcyjnej) na długość 4.5 cm.</li>
	<li>kawałek stali nierdzewnej o długości 0.7 cm przygotowany w kroku 1.10 do przewodu uziemiającego przygotowanego w kroku 1.11. Odsłonięta końcówka ze stali nierdzewnej powinna znajdować się na końcu połączenia uziemiającego.</li>
	<li>Przyklej przygotowaną płytkę elektrodową mocno do obszaru za pomocą taśmy niereaktywnej. Użyj taśmy, aby zamaskować wszystkie oprócz 1-2 mm padów na płycie, na której zostaną przylutowane elektrody. Ten zamaskowany, wolny od koniec padów zostanie włożony do złącza FFC opisanego w kroku 4.1.</li>
	<li>Wyrównaj trzy przewody elektrod tak, aby jeden koniec każdego z nich można było do odpowiednich pól elektrodowych na płytce elektrody. Nałóż topnik ze stali nierdzewnej na elektrody, aby ułatwić.</li>
	<li>każdą z odsłoniętych elektrod na padach.</li>
	<li>Zanurz elektrody w acetonie i alkoholu izopropylowym na 10 minut każda, aby oczyścić pozostałości lutu. Zastosowanie kąpieli ultradźwiękowej poprawia skuteczność czyszczenia.</li>
</ol>
2. Chirurgiczne wprowadzenie do poczwarek Manduca Sexta
UWAGA: Owady będą najbardziej aktywne podczas przejść między dniem a nocą. Dlatego w komorze na owady należy ustanowić sztuczny cykl dnia i nocy za pomocą automatycznych timerów wylotowych. Powinny one być ustawione tak, aby symulować 7-godzinny cykl ciemności i 17-godzinny cykl światła.
<ol>
	<li>Codziennie badaj poczwarki Manduca sexta, aby określić odpowiedni czas wstawiania. Poczwarki są gotowe do włożenia około jednego dnia po tym, jak na skrzydłach pojawią się ciemne plamy.</li>
	<li>Aby znieczulić poczwarki, umieść je w lodówce (4C) na około 6 godzin.</li>
	<li>Przygotuj obszar roboczy wstawiania. W miejscu pracy powinien znajdować się alkohol izopropylowy, ostra pęseta, ostrza i igła podskórna o sile 30 G. Opcjonalnie można zastosować klej cyjanoakrylowy w celu poprawy mocowania elektrody.</li>
	<li>Wysterylizuj igłę, pęsetę i elektrody, zanurzając je w alkoholu izopropylowym lub przecierając nim.</li>
	<li>Wyjmij poczwarkę z lodówki i przenieś ją do miejsca pracy.</li>
	<li>Określ miejsce na klatce piersiowej, które odpowiada interesującej Cię grupie mięśni. Praca w tym przykładzie skupia się na mięśniach grzbietowo-brzusznych odpowiedzialnych za ruch skrzydeł w górę.</li>
	<li>Za pomocą ostrego ostrza delikatnie podrapaj prostokąt o wymiarach 1x1 cm2 przez warstwę egzokutyczną. Za pomocą pęsety powoli odklej te kawałki.</li>
	<li>(Opcjonalnie) Użyj odkurzacza, aby usunąć włosy ze skrzydeł z odsłoniętego obszaru klatki piersiowej.</li>
	<li>Powoli włóż igłę około 5 mm do śródpiersia, gdzie skrzydełka przyczepiają się do klatki piersiowej, aby utworzyć dwa punkty wkłucia skierowane do grupy mięśniowej.</li>
	<li>Za pomocą pęsety wprowadź dwie elektrody rejestrujące do dwóch punktów wprowadzenia.</li>
	<li>(Opcjonalnie) Aby zwiększyć trwałość mechaniczną, oczyść włosy wokół elektrod i obficie nałóż klej cyjanoakrylowy wokół każdego punktu wprowadzenia na klatce piersiowej za pomocą aplikatora drucianego.</li>
	<li>Przygotuj klatkę do wynurzenia z odpowiednim materiałem (szorstkim i teksturowanym) pokrywającym ściany i sufit, aby owad mógł się wspinać po wyjściu. Można użyć perforowanych pudełek kartonowych lub papieru do pakowania.</li>
	<li>Przygotuj sztywny kij mocujący o długości około 6 cm i średnicy 2 mm. Do tego kroku można użyć plastikowych mieszadełek, bawełnianego wacika lub metalowych drutów.</li>
	<li>Ostrożnie wsuń ten kij przez otwór pod wystającą trąbką.</li>
	<li>Przymocuj obie strony kija do powierzchni klatki tak, aby poczwarka nie mogła się toczyć. Umieść poczwarkę wewnątrz klatki tak, aby mezotorax był skierowany do góry. Intensywny ruch może spowodować uszkodzenie elektrody, utratę hemolimfy lub sprawić, że wprowadzenie będzie bezużyteczne.</li>
</ol>
3. Wkładanie elektrody uziemiającej do Manduca Sexta
UWAGA: Elektroda uziemiająca (referencyjna) powinna być włożona do brzucha lub dystalnej części klatki piersiowej, aby uniknąć sprzężenia sygnału. To wprowadzenie można wykonać zarówno w późniejszych stadiach rozwoju poczwarki, jak i po pojawieniu się owada. Okienko dla elektrody uziemiającej musi być przygotowane w stadium poczwarki do wprowadzenia elektrody uziemiającej w stadium poczwarki lub osoby dorosłej.
<ol>
	<li>W przypadku wprowadzenia w stadium poczwarki: po złuszczeniu naskórka mezopiersiowego wokół elektrody aktywnej (patrz krok 2.7), wydrapać kolejny prostokąt przez warstwę egzokutyczną (około 0,5 x 0,5 cm2) na grzbiecie brzucha w pobliżu klatki piersiowej za pomocą igły podskórnej 30 G. Włóż elektrodę uziemiającą do tego okienka, stosując technikę opisaną w rozdziale 2.</li>
	<li>W przypadku wprowadzania elektrody uziemiającej w stadium dorosłym: po pojawieniu się owada umieść go w lodówce w temperaturze 4 °C na 6 do 24 godzin w celu unieruchomienia. 
	Pozostałe kroki są takie same zarówno dla insercji poczwarki, jak i stadium dorosłego.</li>
	<li>Przygotuj miejsce do wprowadzania, w tym alkohol izopropylowy, ostrą pęsetę, igłę podskórną 30 G, klej cyjanoakrylowy, kawałek drutu do nakładania kleju, kauteryzator termiczny (opcjonalnie) i wosk dentystyczny w sztyfcie (opcjonalnie).</li>
	<li>Zlokalizuj punkt wkłucia w odległości około 1-2 cm od elektrod rejestrujących wzdłuż tylnej części brzucha.</li>
	<li>Powoli wprowadzić igłę, aby nakłuć jamę brzuszną i zapewnić miejsce wkłucia.</li>
	<li>Za pomocą pęsety ostrożnie włóż elektrodę uziemiającą w miejsce wprowadzenia i dociśnij, aż osiągnie głębokość 3-4 mm. Przytrzymaj elektrodę na miejscu i użyj drutu, aby nałożyć klej wokół miejsca wprowadzenia.</li>
	<li>(Opcjonalnie) Aby zwiększyć wytrzymałość mechaniczną, użyj kauteryzatora termicznego i zbierz małą (2-3 mm) kulkę wosku na końcówce. Umieść końcówkę blisko miejsca wprowadzenia i podgrzej tak, aby wosk otaczał elektrodę i mocno ją utrzymywał</li>.
</ol>
4. Przygotowanie płyty adaptera
UWAGA: Do połączenia płytki elektrod z bezprzewodową sceną nagrywającą za pomocą złącza FFC (Flat Flexible Cable) wymagana jest karta adaptera. W tym celu należy przygotować płytkę podobną do płytki elektrodowej, wykonując kroki od 1.1 do 1.7.
<ol>
	<li>złącze FFC do jednego końca przygotowanej płytki.</li>
	<li>trzy przewody 30 AWG (American Wire Gauge) do trzech padów na drugim końcu.</li>
	<li>trzy mini złącza do trzech padów na płytce adaptera, aby uzyskać odczyty oscyloskopu zgodnie z opisem w następnym etapie.</li>
	<li>drugi koniec tych trzech przewodów do złącza headstage.</li>
	<li>Przymocuj płytkę drukowaną headstage na górze ramy lewitacji.</li>
</ol>
5. Wstępne nagrywanie za pomocą oscyloskopu (opcjonalnie)
UWAGA: Aby ocenić niezawodność elektrod i obserwować stosunek sygnału do szumu, można uzyskać nagrania z oscyloskopu na uwięzi przed uruchomieniem bezprzewodowego systemu nagrywania. W tym celu należy użyć złączy mini wire na płycie adaptera.
<ol>
	<li>Podłącz oscyloskop do zewnątrzkomórkowego wzmacniacza rejestracji neuronowej. Ustaw parametry wzmacniacza na górnoprzepustową częstotliwość odcięcia 1 Hz, dolnoprzepustową częstotliwość odcięcia 20 kHz i wzmocnienie 100.</li>
	<li>Podłącz każde z żeńskich złączy mini wire na płytce adaptera do amplifier kanały wejściowe.</li>
	<li>Usuń owada za pomocą wszczepionej płytki elektrodowej z klatki, gdy jest w stanie aktywnym (o świcie). Umieść kawałek bibuły pod owadem, aby mógł na nim spocząć przed wykonaniem pomiarów.</li>
	<li>Za pomocą pęsety wsuń płytkę elektrody do receptora FFC na płytce adaptera. Obserwuj płaską i niskonapięciową linię podstawową, gdy owad odpoczywa, a generowanie elektromiogramu (EMG) wzrasta, gdy owad macha skrzydłami. 
	UWAGA: Patrz Rozdział 6: Obserwacja lotu owadów za pomocą bezprzewodowego systemu nagrywania, aby uzyskać reprezentatywne wyniki oscyloskopu.</li>
	<li>Dostosuj viewparametry oscyloskopu zgodnie z potrzebami. Przechwyć dane na oscyloskopie i zapisz je.</li>
</ol>
6. Obserwacja lotu owadów za pomocą bezprzewodowego systemu nagrywania
UWAGA: Można zbudować platformę elektromagnetycznej lewitacji do bezprzewodowego nagrywania sygnałów EMG podczas lotu na uwięzi Manduca sexta. Platforma lewitacyjna składa się z ramy zaprojektowanej w celu zrównoważenia mechanizmu uwięziowego. Lewitacja pozwala ramie, a tym samym owadowi, odchylać się podczas testowania bez ograniczeń związanych z drutami mocującymi. Ramę można szybko prototypować za pomocą maszyny do modelowania osadzania topionego (FDM). Magnes musi być przymocowany do dolnej części tej ramy, aby unosić się nad nim za pomocą szeregu magnesów w platformie podstawy. Owad podłączany jest do łącznika FFC zawieszonego od góry ramy. Ta lewitująca platforma znajduje się wewnątrz LED Arena, która została zbudowana z 60 paneli składających się z zestawu pojedynczych diod LED 5x7. System ten oparto na uznanych metodach tworzenia środowiska do wizualnej stymulacji muszek owocowych 15,16,17. Arena sterowana jest za pomocą mikrokontrolera pozwalającego na symulację obrotu zarówno w prawo, jak i przeciwnie do ruchu wskazówek zegara oraz kontrolę prędkości obrotowej.
<ol>
	<li>Skonfiguruj bezprzewodowy system nagrywania, podłączając scenę główną do złącza karty adaptera na platformie lewitacji.</li>
	<li>Usuń owada z klatki, gdy jest w stanie aktywnym, najlepiej o świcie.</li>
	<li>Za pomocą pęsety ostrożnie włóż płytkę elektrody do receptora FFC na lewitującej ramie, tak aby owad był mocno zawieszony w zestawie.</li>
	<li>Umieść różdżkę magnetyczną w pobliżu przełącznika magnetycznego na headstage, aby aktywować bezprzewodową transmisję danych. Zaświeci się niebieskie światło wskazujące, że scena główna jest aktywna.</li>
	<li>Wyłącz światła w pokoju, aby uzyskać całkowitą ciemność. Czerwona lampa może służyć do doświetlania pomieszczenia. Otwórz oprogramowanie do zbierania danych telemetrycznych na komputerze i wybierz odpowiedni wstępnie załadowany plik konfiguracyjny, jeśli został podany. Rozpocznij akwizycję danych, aby rozpocząć przeglądanie sygnałów.</li>
	<li>Wybierz odpowiedni interfejs użytkownika do obserwacji sygnałów EMG w bezprzewodowym systemie rejestracji, aby zapewnić niezawodne połączenie bezprzewodowe i działanie elektrod.</li>
	<li>Włącz wszystkie elementy LED Arena: regulowany zasilacz prądu stałego i mikrokontroler. Mikrokontroler może regulować obroty na minutę cyklicznego wzoru światła, a także może kontrolować kierunek obrotu światła.</li>
	<li>Powoli balansuj platformą lewitacyjną na arenie. Ostrożnie ustaw ramę nad środkiem podstawy lewitacji, w przeciwnym razie rama zostanie szybko ściągnięta na ziemię, co może zranić owada.</li>
	<li>Uruchom system nagrywania wideo.</li>
	<li>Wybierz odpowiednią zakładkę nagrywania w interfejsie oprogramowania. Wyznacz czas nagrywania i miejsce docelowe zapisu plików. Wybierz odpowiednie ustawienia wyjściowe, aby zapisać dane. Kliknij przycisk Start, aby zainicjować sesję nagrywania w oprogramowaniu. Spowoduje to zapisanie pliku danych, który można zaimportować do środowisk obliczeń numerycznych.</li>
	<li>Obserwuj, jak owad leci w kierunku odpowiadającym ruchowi diod LED. Odwróć kierunek diod LED i upewnij się, że owad zmienia kierunek. Wykonaj to tyle razy, ile chcesz.</li>
</ol>

<ol><li>Taubes, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biologists+and+engineers+create+a+new+generation+of+robotics+that+imitate+life%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Biologists and engineers create a new generation of robotics that imitate life.</a> Science. 288 (7), 80-83 (2000).</li>
<li>Duch, C., Bayline, R. J., Levine, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postembryonic+development+of+the+dorsal+longitudinal+flight+muscle+and+its+innervation+in+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Postembryonic development of the dorsal longitudinal flight muscle and its innervation in Manduca sexta.</a> Journal of Comparative Neurology. 422 (1), 1-17 (2000).</li>
<li>Levine, R. B., Morton, D. B., Restifo, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remodeling+of+the+insect+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Remodeling of the insect nervous system.</a> Current opinion in neurobiology. 5 (1), 28-35 (1995).</li>
<li>Williams, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+of+insect+diapause%3A+the+role+of+the+brain+in+the+production+and+termination+of+pupal+dormancy+in+the+giant+silkworm+Platysamia+cecropia%5BTitle%5D)+AND+%22Bio.+Bull%22%5BJournal%5D)">Physiology of insect diapause: the role of the brain in the production and termination of pupal dormancy in the giant silkworm Platysamia cecropia.</a> Bio. Bull. 90, 234-243 (1946).</li>
<li>Williams, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+juvenile+hormone.+II.+Its+role+in+the+endocrine+control+of+molting%2C+pupation%2C+and+adult+development+in+the+Cecropia+silkworm%5BTitle%5D)+AND+%22Bio.+Bull%22%5BJournal%5D)">The juvenile hormone. II. Its role in the endocrine control of molting, pupation, and adult development in the Cecropia silkworm.</a> Bio. Bull. 121, 572-585 (1961).</li>
<li>Bozkurt, A., Lal, A., Gilmour, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radio+control+of+insects+for+biobotic+domestication%5BTitle%5D)+AND+%224th+International+IEEE%2FEMBS+Conference+on+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">Radio control of insects for biobotic domestication.</a> 4th International IEEE/EMBS Conference on Neural Engineering. , 215-218 (2009).</li>
<li>Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electrochemical+characterization+of+a+tissue%E2%80%93electrode+interface+during+metamorphic+growth%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">In vivo electrochemical characterization of a tissue–electrode interface during metamorphic growth.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (8), 2401-2406 (2011).</li>
<li>Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect%E2%80%93machine+interface+based+neurocybernetics%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Insect–machine interface based neurocybernetics.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1727-1733 (2009).</li>
<li>Chapman, R. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aChapman%2C+RF+%22The+Insects%3A+Structure+and+Function%22">The Insects: Structure and Function</a>. , Cambridge University Press. (1998).</li>
<li>Eaton, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphology+of+the+head+and+thorax+of+the+adult+tobacco+hornworm%2C+Manduca+sexta+%28Lepidoptera%3ASphingidae%29.+I.+Skeleton+and+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+Entomological+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">Morphology of the head and thorax of the adult tobacco hornworm, Manduca sexta (Lepidoptera:Sphingidae). I. Skeleton and muscles.</a> Annals of the Entomological Society of America. 64, 437-445 (1971).</li>
<li>Resier, M. B., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modular+display+system+for+insect+behavioral+neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A modular display system for insect behavioral neuroscience.</a> Journal of Neuroscience Methods. 167 (2), 127-139 (2008).</li>
<li>Dombeck, D. A., Reiser, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real+neuroscience+in+virtual+worlds%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Real neuroscience in virtual worlds.</a> Current opinion in neurobiology. 22 (1), 3-10 (2011).</li>
<li>Weir, P. T., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flying+drosophila+orient+to+sky+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Flying drosophila orient to sky polarization.</a> Current Biology. 22 (1), 21-27 (2012).</li>
<li>Ristroph, L., Bergou, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discovering+the+flight+autostabilizer+of+fruit+flies+by+inducing+aerial+stumbles%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Discovering the flight autostabilizer of fruit flies by inducing aerial stumbles.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (11), 4820-4824 (2010).</li>
<li>Strauss, R., Schuster, S., Götz, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processing+of+artificial+visual+feedback+in+the+walking+fruit+fly+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+experimental+biology%22%5BJournal%5D)">Processing of artificial visual feedback in the walking fruit fly Drosophila melanogaster.</a> The Journal of experimental biology. 20 (9), 1281-1296 (1997).</li>
<li>Lindemann, J., Kern, R., Michaelis, C., Meyer, P., van Hateren, J., Egelhaaf, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FliMax%2C+a+novel+stimulus+device+for+panoramic+and+highspeed+presentation+of+behaviourally+generated+optic+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Research%22%5BJournal%5D)">FliMax, a novel stimulus device for panoramic and highspeed presentation of behaviourally generated optic flow.</a> Vision Research. 43 (7), 779-791 (2003).</li>
<li>Reiser, M. B., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modular+display+system+for+insect+behavioral+neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroscience+methods%22%5BJournal%5D)">A modular display system for insect behavioral neuroscience.</a> Journal of neuroscience methods. 167 (2), 127-139 (2008).</li>
<li>Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balloon-assisted+flight+of+radio-controlled+insect+biobots%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Balloon-assisted flight of radio-controlled insect biobots.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (9), 2304-2307 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają konfliktu interesów w tym badaniu.

Istnieje kilka krytycznych etapów podczas chirurgicznego wprowadzania elektrod rejestrujących, które wpływają na zdolność do rejestrowania danych w późniejszych krokach protokołu. Elektrody rejestrujące powinny być wprowadzone do poczwarki jeden dzień po ujawnieniu plam na skrzydłach po jej grzbietowej stronie. Jeśli wprowadzenie zostanie wykonane dwa lub więcej dni po tym czasie, tkanka owada nie będzie miała wystarczająco dużo czasu, aby rozwinąć się wokół wprowadzonych elektrod i ustabilizować je. Może to prowadzić do...

Umieszczanie elektrod, nawet z dołączonymi systemami elektronicznymi do owadów do zastosowań rejestracji telemetrycznej, było główną metodą pozwalającą zrozumieć, jak funkcjonują systemy neuronowe podczas naturalnego lotu 1. Dołączanie lub wszczepianie sztucznych systemów owadom wiąże się z wieloma wyzwaniami związanymi z możliwością zakłócenia naturalnego lotu owadów. Powierzchowne mocowanie lub chirurgiczne zakładanie sztucznych platform na dorosłego owada jest zawodne ze względu na możliwe przesunięcie się wstawionych urządzeń spowodowane siłami bezwładności i naprężeniami wywołanymi przez ciało. Elektrody przymocowane powierzchownie lub chirurgicznie są również podatne na odrzucenie przez owady jako ciało obce. Ponadto operacja implantacji wymaga usunięcia łusek i stosów wokół egzoszkieletu. Gruba warstwa naskórka musi być również penetrowana w celu uzyskania unerwienia chirurgicznego, które może spowodować uboczne uszkodzenie tkanki, zakłócając w ten sposób naturalny lot owada. Wszystkie te czynniki mogą sprawić, że chirurgiczna lub powierzchowna operacja implantacji będzie trudnym i delikatnym zadaniem. Aby złagodzić te obawy związane z zewnętrznym dołączaniem systemów kontrolnych i detekcyjnych do owadów, w tym artykule zostanie opisana nowa metodologia obejmująca wzrost metamorficzny.
Metamorficzny rozwój owadów holometabolicznych rozpoczyna się od przekształcenia larwy (lub nimfy) w dorosłego osobnika z pośrednim stadium poczwarki (Rysunek 1). Proces metamorfozy obejmuje rozległe przeprogramowanie tkanek, w tym degenerację, a następnie przebudowę. Ta transformacja zamienia larwę lądową w dorosłego owada wykazującego kilka złożonych zachowań2,3.
Wykazano przeżywalność owadów po ekstremalnych operacjach parabiotycznych, gdzie operacje te były wykonywane we wczesnych stadiach metamorficznych4,5. W tych operacjach histogeneza rozwojowa powodowała, że rany chirurgiczne były gojone w krótszym czasie. W ślad za tymi obserwacjami opracowano nową technikę, w której implantację elektrod przewodzących prąd elektryczny przeprowadzono we wcześniejszych etapach wzrostu metamorficznego (ryc. 1). Umożliwia to biomechanicznie bezpieczne przymocowanie do owada6. Wysoce niezawodny interfejs jest również zabezpieczony układem nerwowym i nerwowo-mięśniowym owada7. Technika ta znana jest jako "Technologia Wczesnej Metamorfozy" (EMIT) 8.
Po odbudowaniu całego systemu tkankowego, struktury wstawione do poczwarki wyłaniają się wraz z dorosłym owadem. Grupy mięśni lotu stanowią do 65% całkowitej masy ciała w klatce piersiowej, a zatem są stosunkowo wygodnym celem dla procedury EMIT9. Podczas podstawowego uderzenia skrzydła zmiany w morfologii lotu napędzające mięśnie grzbietowo-podłużne (dl) i grzbietowo-brzuszne (dv) powodują, że geometria artykulacji skrzydła generuje siłę nośną10. Dlatego koordynacja funkcjonalna mięśni dl i dv jest aktywnym tematem badawczym w neurofizjologii lotu. Uwiązywanie owadów w elektronicznie zaprogramowanych środowiskach wizualnych jest najpowszechniejszą metodą badania neurofizjologii złożonych zachowań lokomotorycznych11,12. Cylindryczne areny składające się z paneli diod elektroluminescencyjnych zostały wykorzystane w tych środowiskach rzeczywistości wirtualnej, w których latające owady są uwiązane pośrodku, a ruch jest symulowany przez dynamiczną aktualizację otaczającego panoramicznego wyświetlacza wizualnego. W przypadku mniejszych owadów, takich jak muszka owocowa Drosophila, wiązanie uzyskuje się poprzez przymocowanie metalowej szpilki do grzbietowej klatki piersiowej owada i umieszczenie szpilki pod magnesem trwałym13,14. Metoda ta pozwala jedynie na ilościowe określenie reakcji motorycznych poprzez obserwacje wizualne za pomocą szybkich kamer bez żadnej analizy elektrofizjologicznej. Co więcej, metoda ta okazała się nieskuteczna w przypadku zawieszania większego i cięższego ciała Manduca sexta. Aby rozwiązać ten problem, skorzystaliśmy z ram lewitujących magnetycznie, w których lekkie ramy z magnesami przymocowanymi do ich dna unoszą się pod wpływem sił elektromagnetycznych. W połączeniu z dostępnymi na rynku wzmacniaczami neuronowymi i matrycami LED, zapewnia to platformę do kontrolowania mocy wyjściowej silnika lotu i rejestrowania związanej z tym elektrofizjologii Manduca sexta.

<table><tbody><tr><td>Drut ze stali nierdzewnej powlekany</td><td>A-M Systems</td><td>791900</td><td>0,008' &rsquo; goły, 0,011' &rsquo; powlekany, wyżarzany</td></tr><tr><td>Można użyć elastycznego drutu</td><td></td><td></td> elektrodowego <td>Litz lub drutu indukcyjnego.&nbsp;</td></tr><tr><td>Złącze FFC do montażu powierzchniowego</td><td>Hirose Connector</td><td>FH28E-20S-0.5SH(05)</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta</td><td>Grobet USA</td><td></td><td>Przed użyciem na owadzie należy oczyścić 70% alkoholem.</td></tr><tr><td>Kim-Wipes</td><td>Kimberly-Clark Worldwide</td><td>34155</td><td>Można używać delikatnych chusteczek chusteczek o dowolnym rozmiarze.</td></tr><tr><td>Taśma</td><td></td><td></td> teflonowa <td>Taśma teflonowa o szerokości 5 mm.</td></tr><tr><td>Igła podskórna</td><td>Becton Dickinson & Co.</td>Można użyć igły podskórnej <td>30511</td><td>20-30 G. Wideo pokazało 30 G.</td></tr><tr><td>Sztywny kij</td><td></td><td></td> mocujący <td>Można stosować różne materiały (np., mieszadełka do kawy)</td></tr><tr><td>Klatka</td><td></td><td></td> dla owadów <td>Plastikowa klatka dla zwierząt wyłożona papierem pakowym lub podobną wyściółką. Potrzebne są otwory wentylacyjne.</td></tr><tr><td>Kauteryzator termiczny</td><td>Advanced Meditech International</td><td>CH-HI CT2103 (końcówka)</td><td>Opcjonalne wyposażenie służące do nakładania wosku dentystycznego.</td></tr><tr><td>Wosk dentystyczny</td><td>Ortomechanika LC., Broken Arrow, Oklahoma</td><td></td><td>Opcjonalny materiał używany do stabilizacji elektrod na owadzie.</td></tr><tr>Platforma <td></td><td></td><td>lewitacji magnetycznej</td><td>Specjalnie zaprojektowana rama wykonana we własnym zakresie z prototypowaniem 3D.</td></tr></tbody></table>

wczesna technologia wprowadzania metamorficznego do monitorowania zachowania owadów w locie

Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring

Technologia Wczesnej Metamorfozy (EMIT) to nowatorska metodologia integracji mikrofabrykowanych platform rejestrujących i aktywujących nerwowo-mięśniowe na owadach podczas ich metamorficznego rozwoju. W tym przypadku implanty są zrośnięte w strukturze i funkcji układu nerwowo-mięśniowego w wyniku metamorficznego przekształcania tkanki. Implanty pojawiają się wraz z owadem, gdzie rozwój tkanki wokół elektroniki podczas rozwoju poczwarki powoduje bioelektrycznie i biomechanicznie wzmocniony interfejs tkankowy. Ten stosunkowo bardziej niezawodny i stabilny interfejs byłby korzystny dla wielu badaczy badających neuronalne podstawy lokomocji owadów ze złagodzonymi traumatycznymi skutkami spowodowanymi podczas insercji w stadium dorosłym. W tym artykule wszczepiamy nasze elektrody do pośrednich mięśni lotu Manduca sexta. Zlokalizowane w klatce piersiowej grzbietowej, te główne lotki zasilające mięśnie grzbietowo-brzuszne i grzbietowo-podłużne uruchamiają skrzydła i dostarczają moc mechaniczną do ruchów w górę iw dół. Względny skurcz tych dwóch grup mięśni był badany w celu zbadania, w jaki sposób manewr odchylenia jest neurofizjologicznie skoordynowany. Aby scharakteryzować dynamikę lotu, owady są często uwiązane drutami, a ich lot jest rejestrowany za pomocą kamer cyfrowych. Opracowaliśmy również nowatorski sposób wiązania Manduca sexta na magnetycznie lewitującej ramie, w której owad jest podłączony do dostępnego na rynku bezprzewodowego wzmacniacza neuronowego. Taki układ można wykorzystać do ograniczenia stopnia swobody do "tylko" odchylania podczas przesyłania powiązanych sygnałów elektromiograficznych z grup mięśni grzbietowo-brzusznych i grzbietowo-podłużnych.

Schemat całej procedury EMIT przedstawiono na Ryc. 1, gdzie ukazano główne etapy cyklu przeobrażeniowego ćmy jedwabnika oraz odpowiadające im kroki wprowadzania elektrod. Wprowadzenie elektrod należy przeprowadzić w późnym stadium poczwarki, od 4 do 7 dni przed wyjściem z poczwarki. Pozwala to włóknom mięśniowym rozwinąć się wokół elektrod i unieruchomić implant w organizmie owada.
Typowy wynik zakończonego procesu insercji w późnym stadium poczwarki, w którym wprowadzono dwie...

Prezentujemy nowatorską procedurę chirurgiczną polegającą na wszczepieniu elektrod w Manduca sexta podczas jej wczesnych stadiów metamorficznych. Technika ta pozwala na mechanicznie stabilne i elektrycznie niezawodne sprzężenie z tkanką nerwowo-mięśniową w celu badania dynamiki neurofizjologii lotu. Prezentujemy również nowatorską platformę lewitacji magnetycznej do badań ziewania owadów na uwięzi.

Wczesna technologia wprowadzania metamorficznego do monitorowania zachowania owadów w locie

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on ...

Witam, nazywam się Alex Derber i pochodzę z laboratorium dr. Alberta Bosa z Wydziału Inżynierii Elektrycznej na Uniwersytecie Stanowym Karoliny Północnej. Dzisiaj zaprezentujemy nowatorską procedurę chirurgiczną wszczepiania elektrod do manica sex w wczesnych etapach metamorfozy.W tej procedurze, nazywanej technologią wczesnej insercji metamorficznej (Early Metamorphic insertion technology), implantowane elektrody są integrowane z tkanką owada podczas stadium pupalnego metamorfozy. Główną zaletą tej metody jest uzyskanie mechanicznie stabilnego i elektrycznie niezawodnego sprzężenia z tkanką nerwowo-mięśniową, co umożliwia badanie neurofizjologii lotu owada. W fazie dorosłej IC Mensa przechodzi cykl życiowy metamorficzny, który trwa około 40 dni.Cykl życiowy Mensa rozpoczyna się w stadium jaja. Po siedmiu do 10 dniach wykluwa się larwa i osiąga trzecie stadium larwy gwiezdnej. W sumie występuje pięć stadiów larwy gwiezdnej, a w każdym z nich larwa gromadzi energię i rośnie.Od pięciu do sześciu dni po piątym zrzuceniu skóry w stadium larwalnym owad wchodzi w wczesną fazę poczwarki. Podczas stadium poczwarki zachodzi rozległa degeneracja programowa i późniejsza regeneracja tkanek owa

early-metamorphic-insertion-technology-for-insect-flight-behavior

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Wczesna technologia wstawiania metamorficznego do monitorowania zachowania lotu owadów

Opisujemy metodę rejestracji aktywności motorycznej, zsynchronizowaną z elektrycznie rejestrowanym sygnałem kontaktu stopowego u uwięzionego owada chodzącego po śliskiej powierzchni. Metoda ta jest wykorzystywana do badania neuronalnych podstaw adaptacyjnego zachowania przy zredukowanym wpływie oddziaływań mechanicznych między odnóżami a podłożem.

Badanie neuronowych podstaw adaptacyjnego zachowania lokomocyjnego u owadów

Na lot owadów wpływa wiele czynników, a skłonność do rozprzestrzeniania się jest ważną zmienną w zrozumieniu ekologii owadów i strategii kontroli biologicznej. Opisujemy budowę i zastosowanie prostego, stosunkowo niedrogiego i elastycznego młyna zgarniającego do pomiaru parametrów lotu na uwięzi u owadów.

Prosty młyn zgarniający do badania lotu na uwięzi u owadów

Ten protokół opisuje proces konstruowania hybrydowego systemu owado-maszynowego i przeprowadzania bezprzewodowej elektrycznej stymulacji mięśni lotu wymaganych do kontrolowania ruchu skrętu latającego owada.

Hybrydowy system owado-maszynowy: zdalne sterowanie radiowe swobodnie latającym chrząszczem (Mercynorrhina torquata)

Zdolność do lokalizacji źródła zapachu jest niezbędna do przetrwania owadów i oczekuje się, że będzie miała zastosowanie do sztucznego śledzenia zapachów. Robot sterowany przez owady jest napędzany przez prawdziwą jedwabną i umożliwia nam ocenę zdolności owadów do śledzenia zapachów za pomocą platformy robotycznej.

Robot sterowany przez owady: mobilna platforma robota do oceny zdolności owadów do śledzenia zapachów

Ten protokół opisuje kroki korzystania z nowatorskiego oprogramowania, SwarmSight, do śledzenia klatka po klatce pozycji anteny owada i trąbki z konwencjonalnych kamer internetowych przy użyciu konwencjonalnych komputerów. Darmowe oprogramowanie typu open source przetwarza klatki około 120 razy szybciej niż ludzie i działa z dokładnością lepszą niż ludzka.

SwarmSight: Śledzenie w czasie rzeczywistym ruchów anteny owadów i odruchu wysuwania trąbki przy użyciu zwykłego preparatu i konwencjonalnego sprzętu

Opracowaliśmy tani i mały młyn do lotów, zbudowany z powszechnie dostępnych przedmiotów i łatwo wykorzystany w eksperymentach. Za pomocą tej aparatury zmierzyliśmy zdolność lotną chrząszcza ambrozyjnego, Platypus quercivorus.

Pomiar zdolności lotnej chrząszcza Ambrozja, Platypus quercivorus (Murayama), przy użyciu taniego, małego i łatwego w budowie młyna

Tutaj opisujemy budowę i wykorzystanie tunelu aerodynamicznego do testów behawioralnych z owadami za pośrednictwem zapachu. Konstrukcja tunelu aerodynamicznego ułatwia uwalnianie źródeł zapachów na kilka sposobów, z bodźcami wizualnymi lub bez. Eksperymenty w tunelu aerodynamicznym są ważnymi metodami identyfikacji behawioralnie aktywnych lotnych substancji chemicznych.

Tunel aerodynamiczny do testów behawioralnych owadów na podstawie zapachu

Młyny lotnicze są ważnymi narzędziami do porównywania, jak wiek, płeć, stan krycia, temperatura lub różne inne czynniki mogą wpływać na zachowanie owadów podczas lotu. Tutaj opisujemy protokoły wiązania i pomiaru skłonności do lotu i wydajności zachodniej kukurydzianej stonki korzeniowej pod różnymi zabiegami.

Używanie młynów do pomiaru skłonności do lotu i wydajności zachodniej kukurydzianej stonki korzeniowej, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

Ten protokół wykorzystuje drukarki trójwymiarowe (3D) i wycinarki laserowe znajdujące się w przestrzeniach twórczych, aby stworzyć bardziej elastyczny projekt młyna lotniczego. Korzystając z tej technologii, naukowcy mogą obniżyć koszty, zwiększyć elastyczność projektowania i generować powtarzalne prace podczas konstruowania młynów do badań nad lotem owadów na uwięzi.

Budowa ulepszonego młyna zgarniającego do badania lotu owadów na uwięzi

To badanie wprowadza eksperymentalne protokoły dla bio-hybrydowego drona wykrywającego zapachy, opartego na antenach jedwabnika. Przedstawiono działanie eksperymentalnego urządzenia elektroantennogramowego z czułkami jedwabnika, a także konstrukcję biohybrydowego drona przeznaczonego do lokalizacji źródła zapachów za pomocą algorytmu spiralnego przypływu.

Biohybrydowy dron wykrywający zapachy oparty na elektroantennografii wykorzystujący anteny Silkmoth do lokalizacji źródła zapachów

Poznaj wczesną technologię wprowadzania elektrod w fazie poczwarki Manduca sexta. Ta metoda umożliwia stabilne badanie neurofizjologii lotu i dynamiki zachowań owadów w locie.

Wczesna technologia wprowadzania metamorficznego do monitorowania zachowania owadów w locie

Przeglądaj więcej filmów