Name: Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Poznaj model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów do badania neuroplastyczności układu oddechowego. Ta metoda umożliwia ocenę strategii naprawczych po urazie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest wspierana przez fundusze z Siódmego Programu Ramowego Unii Europejskiej (FP7/2007-2013) na podstawie umowy o grant nr 246556 (projekt europejski RBUCE-UP), HandiMedEx przyznany przez Francuską Radę Inwestycji Publicznych. Marcel Bonay był wspierany przez Chancellerie des Universités de Paris (Legs Poix), Fonds de Dotation Recherche en Santé Respiratoire, oraz Centre d'Assistance Respiratoire à Domicile d'Île de France (CARDIF)

Ten protokół został zatwierdzony przez komisję etyki przewodniczącego RBUCE-UP ds. Doskonałości (Uniwersytet Paris Sud, umowa o grant nr 246556) oraz Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines.
1. Przygotowanie wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych
<ol>
	<li>Wyczyść narzędzia chirurgiczne detergentem laboratoryjnym.</li>
	<li>Autoklaw narzędzi przed zabiegiem.</li>
	<li>Podczas sesji chirurgicznej wysterylizuj narzędzia, umieszczając końcówki w gorącym sterylizatorze kulkowym na 10 minut w temperaturze 180 °C między 2 operacjami.</li>
</ol>
2. Przygotowanie leków
<ol>
	<li>Przygotuj 2 strzykawki o pojemności 1 ml na leki przedznieczulające, koktajlowe i pooperacyjne.</li>
	<li>W zależności od masy ciała szczura przygotuj strzykawkę z lekami znieczulającymi: karprofenem (5 mg/kg), buprenorfiną (50 μg/kg), Baytrilem (5 mg/kg) i deksmedetomidyną (0,5 mg/kg). Uzupełnić objętość do 1 ml za pomocą pierścienia z mleczanami.</li>
	<li>Przygotować w innej strzykawce odwrócenie dla leków wstępnie znieczulających: Atipamezol (500 μg/kg).</li>
</ol>
3. Znieczulenie Szczura
<ol>
	<li>Podać zwierzęciu podskórnie roztwór leków przedznieczulających opisanych w kroku 2.2. Następnie umieść zwierzę z powrotem w klatce i poczekaj, aż pojawi się efekt uspokajający.</li>
	<li>Umieść szczura w zamkniętej komorze wypełnionej 5% izofluranem w 100%O2 i poczekaj, aż rytm oddechowy zwolni (około 30 sekund). Następnie wyjmij szczura z komory i umieść go na stole do intubacji.</li>
</ol>
4. Intubacja ustno-tchawiczacza
<ol>
	<li>Połóż zwierzę na plecach, a następnie zabezpiecz głowę, przykładając pasek przymocowany do jego przednich zębów do stołu.</li>
	<li>Za pomocą światła światłowodowego oświetl przestrzeń piersiową. Następnie umieść laryngoskop (lub wykonany na zamówienie, Jou i wsp.20 w celu uzyskania szczegółowych informacji) w pysku zwierzęcia. Wizualizuj struny głosowe.</li>
	<li>Wsuń i umieść prowadnicę ustno-tchawiczą w tchawicy (między strunami głosowymi). Wsuń rurkę ustno-tchawiczą (rozmiar cewnika 16 G) na prowadnicę.</li>
	<li>Zdejmij prowadnicę i sprawdź za pomocą lusterka krtaniowego umieszczonego na końcu rurki ustno-tchawiczej pod kątem obecności wilgoci, potwierdzając prawidłowe położenie rurki w tchawicy, a nie w przełyku.</li>
	<li>Podłączyć rurkę do respiratora gryzoni (wentylator 683 gryzoni, aparat Harvarda) i dostosować stężenie izofluranu do 2% (w 100%O2).</li>
	<li>Zabezpiecz rurkę ustno-tchawiczą taśmą chirurgiczną.</li>
</ol>
5. Chirurgia kręgosłupa
<ol>
	<li>Umieść zwierzę w brzusznej pozycji odleżynowej na podgrzewanej płytce operacyjnej, z nosem skierowanym pod kątem 90° do chirurga. Utrzymuj temperaturę ciała około 37,5 °C przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>Ogol włosy maszynką do strzyżenia między łopatkami i usuń włosy gazą.</li>
	<li>Oczyść skórę betadyną, a następnie 70% alkoholem. Powtórz ten krok 3 razy. </li>
	<li>Szczypanie palca u nogi wykonuje się przed rozpoczęciem operacji, aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia.  Następnie wykonaj boczne nacięcie skóry rostro-doogonowo nożyczkami między łopatkami.</li>
	<li>Przetnij mięsień barkowo-ogonowy mięśnia akromiologicznego, podążając za ścięgnem, aby zapobiec krwawieniu. Następnie oddziel mięsień romboidalny, aby uzyskać dostęp do mięśni kręgosłupa (otaczających kręg).</li>
	<li>Wycofaj mięsień rdzeniowy z kręgu C1 do C3. Kręg C2 to kręg z wyraźną apofizą.</li>
	<li>Oczyść mięsień wokół grzbietowej części kręgu za pomocą sterylnych wacików.</li>
	<li>Zacznij ostrożnie usuwać apofizę C2 za pomocą rongeur. Następnie kontynuuj skrupulatnie, aż grzbietowy rdzeń kręgowy zostanie odsłonięty. Upewnij się, że laminektomia jest laminektomią grzbietową hemi. Zwróć szczególną uwagę na oponę twardą, która otacza rdzeń kręgowy i tętnice w pobliżu tego obszaru.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy #55 rozetnij rostro-doogonowo oponę twardą wzdłuż C2, a następnie kontynuuj bocznie po każdej stronie rostralnej i ogonowej.</li>
	<li>Naniec płyn mózgowo-rdzeniowy.</li>
	<li>Wykonaj boczną sekcję pod korzeniem grzbietowym szyjki macicy nr 2 za pomocą mikronożyczek. Sprawdź za pomocą mikroskalpela, czy zakres zmiany jest wystarczająco blisko, aby dotrzeć do linii środkowej rdzenia kręgowego (patrz rysunek 2A, aby uzyskać widok grzbietowy urazu). Jeśli nie, można wykonać kolejne cięcie, aby dokończyć kontuzję. W przypadku krwawienia należy użyć sterylnych wacików. Uważaj, aby nie przejść na stronę przeciwległą, w przeciwnym razie zwierzę nie wyzdrowieje po urazie i będzie miało niewydolność oddechową.</li>
	<li>Zszyj mięśnie jako warstwę ochronną i zszyj skórę z powrotem. Oczyść ranę sterylną gazą nasączoną betadyną.</li>
	<li>Wyłącz parownik izofluranu i wstrzyknij leki odwracające działanie (Atipamezole [500 μg/kg, i.m.]), sprawdź temperaturę ciała.</li>
	<li>Gdy zwierzę zacznie oddychać przy respiratorze, odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora, a następnie wyjmij rurkę ustno-tchawiczą. Umieść zwierzę w ogrzewanej klatce w celu odzyskania zdrowia.</li>
</ol>
6. Opieka pooperacyjna
Po operacji, zwierzęta są stale monitorowane, aby zapewnić jak najlepsze warunki do powrotu do zdrowia. Antybiotyki (Baytril, 5 mg/kg), przeciwzapalne (karprofen, 5 mg/kg) i buprenorfina (50 μg/kg) podaje się co 12 godzin przez pierwsze 2 dni po operacji, aby zapobiec infekcjom i zmniejszyć występowanie bólu pooperacyjnego. Szczury mają dostęp ad libitum do miękkiego pokarmu i wody (lub wody z galaretką na 1. dzień po operacji). Płyny podskórne mogą być stosowane w celu zapobiegania odwodnieniu w pierwszych dniach po operacji. Masa ciała i spożycie pokarmu są codziennie monitorowane. Ich środowisko jest wzbogacane przez cały eksperyment i czas po urazie (podwójna obudowa, rurki w klatkach).

<ol><li>Frankel, H. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+survival+in+spinal+cord+injury%3A+a+fifty+year+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Long-term survival in spinal cord injury: a fifty year investigation.</a> Spinal Cord. 36, 266-274 (1998).</li>
<li>Ramer, M. S., Harper, G. P., Bradbury, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+in+spinal+cord+research+-+a+refined+strategy+for+the+International+Spinal+Research+Trust%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Progress in spinal cord research - a refined strategy for the International Spinal Research Trust.</a> Spinal Cord. 38, 449-472 (2000).</li>
<li>Zimmer, M. B., Nantwi, K., Goshgarian, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+spinal+cord+injury+on+the+respiratory+system%3A+basic+research+and+current+clinical+treatment+options%5BTitle%5D)+AND+%22J+Spinal+Cord+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of spinal cord injury on the respiratory system: basic research and current clinical treatment options.</a> J Spinal Cord Med. 30, 319-330 (2007).</li>
<li>Mantilla, C. B., Sieck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+adaptations+to+respiratory+muscle+inactivity%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular adaptations to respiratory muscle inactivity.</a> Respir Physiol Neurobiol. 169, 133-140 (2009).</li>
<li>Goshgarian, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+crossed+phrenic+phenomenon+and+recovery+of+function+following+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The crossed phrenic phenomenon and recovery of function following spinal cord injury.</a> Respir Physiol Neurobiol. 169, 85-93 (2009).</li>
<li>Nantwi, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+of+respiratory+activity+after+C2+hemisection+%28C2HS%29%3A+involvement+of+adenosinergic+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Recovery of respiratory activity after C2 hemisection (C2HS): involvement of adenosinergic mechanisms.</a> Respir Physiol Neurobiol. 169, 102-114 (2009).</li>
<li>Sandhu, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+recovery+following+high+cervical+hemisection%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Respiratory recovery following high cervical hemisection.</a> Respir Physiol Neurobiol. 169, 94-101 (2009).</li>
<li>Lane, M. A., Lee, K. Z., Fuller, D. D., Reier, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+circuitry+and+respiratory+recovery+following+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Spinal circuitry and respiratory recovery following spinal cord injury.</a> Respir Physiol Neurobiol. 169, 123-132 (2009).</li>
<li>Seeds, N. W., Akison, L., Minor, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+plasminogen+activator+in+spinal+cord+remodeling+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Role of plasminogen activator in spinal cord remodeling after spinal cord injury.</a> Respir Physiol Neurobiol. 169, 141-149 (2009).</li>
<li>Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+regeneration+of+respiratory+pathways+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury.</a> Nature. 475, 196-200 (2011).</li>
<li>Vinit, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+spinal+cord+injuries+and+respiratory+insufficiency%3A+a+revolutionary+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Sci+%28Paris%22%5BJournal%5D)">Cervical spinal cord injuries and respiratory insufficiency: a revolutionary treatment.</a> Med Sci (Paris. 28, 33-36 (2012).</li>
<li>Kastner, A., Gauthier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+rodents+an+appropriate+pre-clinical+model+for+treating+spinal+cord+injury%3F+Examples+from+the+respiratory+system%29%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Are rodents an appropriate pre-clinical model for treating spinal cord injury? Examples from the respiratory system).</a> Exp Neurol. 213, 249-256 (2008).</li>
<li>Vinit, S., Lovett-Barr, M. R., Mitchell, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+hypoxia+induces+functional+recovery+following+cervical+spinal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Intermittent hypoxia induces functional recovery following cervical spinal injury.</a> Physiol Neurobiol. 169, 210-217 (2009).</li>
<li>Porter, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Path+of+the+Respiratory+Impulse+from+the+Bulb+to+the+Phrenic+Nuclei%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The Path of the Respiratory Impulse from the Bulb to the Phrenic Nuclei.</a> J Physiol. 17, 455-485 Forthcoming.</li>
<li>Nicaise, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phrenic+motor+neuron+degeneration+compromises+phrenic+axonal+circuitry+and+diaphragm+activity+in+a+unilateral+cervical+contusion+model+of+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury.</a> Exp Neurol. 235, 539-552 (2012).</li>
<li>Goshgarian, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+crossed+phrenic+phenomenon%3A+a+model+for+plasticity+in+the+respiratory+pathways+following+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">The crossed phrenic phenomenon: a model for plasticity in the respiratory pathways following spinal cord injury.</a> J Appl Physiol. 94, 795-810 (2003).</li>
<li>Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+cervical+lateral+spinal+cord+injury+results+in+long-term+ipsilateral+hemidiaphragm+paralysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis.</a> J Neurotrauma. 23, 1137-1146 (2006).</li>
<li>Fuller, D. D., Johnson, S. M., Johnson, R. A., Mitchell, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+cervical+spinal+sensory+denervation+reveals+ineffective+spinal+pathways+to+phrenic+motoneurons+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Chronic cervical spinal sensory denervation reveals ineffective spinal pathways to phrenic motoneurons in the rat.</a> Neurosci Lett. 323, 25-28 (2002).</li>
<li>Dougherty, B. J., Lee, K. Z., Lane, M. A., Reier, P. J., Fuller, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+the+spontaneous+crossed-phrenic+phenomenon+to+inspiratory+tidal+volume+in+spontaneously+breathing+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Contribution of the spontaneous crossed-phrenic phenomenon to inspiratory tidal volume in spontaneously breathing rats.</a> J Appl Physiol. 112, 96-105 (2012).</li>
<li>Jou, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+rat+intubation+using+a+new+oropharyngeal+intubation+wedge%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge.</a> J Appl Physiol. 89, 1766-1770 (2000).</li>
<li>Fuller, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+unilateral+cervical+spinal+cord+injury+and+respiratory+motor+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery.</a> Respir Physiol Neurobiol. 165, 245-253 (2009).</li>
<li>Vinit, S., Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipopolysaccharide+attenuates+phrenic+long-term+facilitation+following+acute+intermittent+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Lipopolysaccharide attenuates phrenic long-term facilitation following acute intermittent hypoxia.</a> Respir Physiol Neurobiol. 176, 130-135 (2011).</li>
<li>Ahmad, F., Wang, M. Y., Levi, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothermia+for+Acute+Spinal+Cord+Injury-A+Review%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Hypothermia for Acute Spinal Cord Injury-A Review.</a> World Neurosurg. , (2013).</li>
<li>Lovett-Barr, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repetitive+intermittent+hypoxia+induces+respiratory+and+somatic+motor+recovery+after+chronic+cervical+spinal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Repetitive intermittent hypoxia induces respiratory and somatic motor recovery after chronic cervical spinal injury.</a> J Neurosci. 32, 3591-3600 (2012).</li>
<li>Minor, K. H., Akison, L. K., Goshgarian, H. G., Seeds, N. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury-induced+plasticity+in+the+mouse--the+crossed+phrenic+phenomenon%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury-induced plasticity in the mouse--the crossed phrenic phenomenon.</a> Exp Neurol. 200, 486-495 (2006).</li>
<li>Baussart, B., Stamegna, J. C., Polentes, J., Tadie, M., Gauthier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+upper+cervical+spinal+contusion+inducing+a+persistent+unilateral+diaphragmatic+deficit+in+the+adult+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">A new model of upper cervical spinal contusion inducing a persistent unilateral diaphragmatic deficit in the adult rat.</a> Neurobiol Dis. 22, 562-574 (2006).</li>
<li>Golder, F. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breathing+patterns+after+mid-cervical+spinal+contusion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Breathing patterns after mid-cervical spinal contusion in rats.</a> Exp Neurol. 231, 97-103 (2011).</li>
<li>Lane, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+function+following+bilateral+mid-cervical+contusion+injury+in+the+adult+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat.</a> Exp Neurol. 235, 197-210 (2012).</li>
<li>Vinit, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axotomized+bulbospinal+neurons+express+c-Jun+after+cervical+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Axotomized bulbospinal neurons express c-Jun after cervical spinal cord injury.</a> Neuroreport. 16, 1535-1539 (2005).</li>
<li>Guenther, C. H., Windelborn, J. A., Tubon, T. C., Yin, J. C., Mitchell, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+atypical+PKC+expression+and+activity+in+the+phrenic+motor+nucleus+following+cervical+spinal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Increased atypical PKC expression and activity in the phrenic motor nucleus following cervical spinal injury.</a> Exp Neurol. 234, 513-520 (2012).</li>
<li>Mantilla, C. B., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motoneuron+BDNF%2FTrkB+signaling+enhances+functional+recovery+after+cervical+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Motoneuron BDNF/TrkB signaling enhances functional recovery after cervical spinal cord injury.</a> Exp Neurol. 247, 101-109 (2013).</li>
<li>Vinit, S., Darlot, F., Aoulaiche, H., Boulenguez, P., Kastner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+expression+of+c-Jun+and+HSP27+in+axotomized+and+spared+bulbospinal+neurons+after+cervical+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Distinct expression of c-Jun and HSP27 in axotomized and spared bulbospinal neurons after cervical spinal cord injury.</a> J Mol Neurosci. 45, 119-133 (2011).</li>
<li>Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+activation+in+the+spinal+ventral+horn+caudal+to+cervical+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Glial activation in the spinal ventral horn caudal to cervical injury.</a> Respir Physiol Neurobiol. 180, 61-68 (2012).</li>
<li>Vinit, S., Stamegna, J. C., Boulenguez, P., Gauthier, P., Kastner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restorative+respiratory+pathways+after+partial+cervical+spinal+cord+injury%3A+role+of+ipsilateral+phrenic+afferents%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Restorative respiratory pathways after partial cervical spinal cord injury: role of ipsilateral phrenic afferents.</a> Eur J Neurosci. 25, 3551-3560 (2007).</li>
<li>Dougherty, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+of+inspiratory+intercostal+muscle+activity+following+high+cervical+hemisection%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection.</a> Respir Physiol Neurobiol. 183, 186-192 (2012).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Trudności techniczne związane z wykonaniem modelu szkody C2
Mysi model urazu C2 jest interesującym narzędziem do badania neuroplastyczności pourazowej układu oddechowego. Jednak etapy potrzebne do stworzenia powtarzalnego i wiarygodnego modelu są liczne, a każdy z nich może mieć wpływ na wynik badania. Na przykład podczas procesu intubacji należy zachować szczególną ostrożność, ponieważ rurka ustno-tchawicza może wywołać zapalenie tchawicy, co może prowadzić do różnych powikła...

Uraz rdzenia kręgowego jest częstym urazem obserwowanym w populacji ludzkiej z dramatycznymi zdarzeniami, takimi jak trwały paraliż. Jednak ciężkość urazu zależy od poziomu i rozległości początkowego urazu. Niewydolność oddechowa jest główną przyczyną śmiertelności po urazie rdzenia kręgowego w górnej części odcinka szyjnego (SCI)1. Obecnie jedynym sposobem leczenia jest umieszczenie pacjenta pod respiratorem. Ze względu na to, że niewielu pacjentów można odłączyć od wspomagania wentylacji2 ze względu na spontaniczną rekonwalescencję, która następuje z opóźnieniem po zmianie chorobowej, pilna jest potrzeba opracowania nowych innowacyjnych nieinwazyjnych metod terapeutycznych3. Niezbędne jest posiadanie dobrego, ustandaryzowanego modelu przedklinicznego do zbadania wpływu SCI szyjki macicy na niewydolność oddechową, a tym samym do zbadania zastosowania przypuszczalnych strategii terapeutycznych.
W tym artykule technicznym opisujemy specyficzny przedkliniczny mysi model niewydolności oddechowej wywołanej przez częściowe SCI szyjki macicy na poziomie C2. Model ten jest obecnie używany przez kilka laboratoriów na całym świecie (dla recenzji: 4-13). Można jednak zaobserwować niewielkie różnice w procedurze chirurgicznej między różnymi badaczami, aby wygenerować ten konkretny mysi model uszkodzenia szyjki macicy. Wpływ C2 SCI na pojemność oddechową został po raz pierwszy opisany w 1895 roku przez Portera14. Hemisekcja szyjki macicy indukuje deaferencję przeponowych neuronów ruchowych z ich centralnego napędu (zlokalizowanego w rVRG w pniu mózgu, ryc. 1A) po ipsilateralnej stronie urazu, prowadząc do cichej aktywności nerwu przeponowego i późniejszego porażenia przepony. Przeciwległa strona pozostaje nienaruszona i pozwala zwierzęciu przetrwać. W przeciwieństwie do różnych SCI zlokalizowanych w dolnym segmencie kręgosłupa (na przykład uraz stłuczenia na poziomie C415), integralność jądra przeponowego neuronu ruchowego po obu stronach jest zachowana. Po urazie C2 szyjki macicy można zaobserwować pewną spontaniczną aktywność po stronie ipsilateralnej (przepona i przeponowa) z powodu aktywacji przeciwległych cichych szlaków synaptycznych, które przekroczyły linię środkową kręgosłupa na poziomie segmentu C3-C6 (skrzyżowane szlaki przeponowe, CPP, figura 1B). Aktywacja CPP, która z definicji jest hemisekcją C2 połączoną z kontralateralną frenikotomią, która indukuje ipsilateralną częściową regenerację nerwu przeponowego, może nastąpić od kilku godzin do tygodni po urazie16-18. Rzeczywisty korzystny wpływ tego szlaku CPP na regenerację oddechową jest ograniczony19 i należy opracować dalsze badania i leczenie w celu poprawy skali spontanicznej odbudowy3.
Ten protokół dostarcza potężnego typu przedklinicznego modelu mysiego do badania plastyczności oddechowej po zmianie chorobowej na różnych poziomach (fizjologia oddechowa od przed- i frenicznych neuronów ruchowych, interneuronów, molekularnych i komórkowych, na przykład lokomocji kończyny przedniej), a także model do testowania inwazyjnych i nieinwazyjnych strategii terapeutycznych mających na celu poprawę regeneracji oddechowej i lokomotorycznej po częściowym uszkodzeniu rdzenia kręgowego C2 w odcinku szyjnym.

<table><tbody><tr><td colspan="4"><silny>Zwierzę</td></tr><tr><td>Samiec Sprague Dawley Rat</td><td>Janvier</td><td></td><td>225-250 g</td></tr><tr><td colspan="4">Narzędzia chirurgiczne</td></tr><tr><td>Student Dumont #5 kleszcze</td><td>Fine Science Tool</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze studenckie Standard Pattern</td><td>Fine Science Tool</td><td>91100-12</td><td></td></tr><tr><td>Mayo-Stille Nożyczki</td><td>Fine Science Tool</td><td>14013-15</td><td>Zakrzywione</td></tr><tr><td>nożyczki sprężynowe Student Vannas</td><td>Narzędzie do nauki o nauce</td><td>91500-09</td><td>Proste</td></tr><tr><td>nożyczki sprężynowe - ostrza 8 mm</td><td>Narzędzie do nauki</td><td>15025-10</td><td>Proste/</td></tr><tr><td>Friedman Pearson Rongeur</td><td>Fine Science Tool</td><td>16121-14</td><td>Zakrzywiony</td></tr><tr><td>nóż preparacyjny - narzędzie</td><td></td> <td>do nauki z cienką końcówką10055-12</td><td>Prosty</td></tr><tr><td>uchwyt igły Olsen-Hegar</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-14</td><td>Ząbkowany</td></tr><tr><td>retraktor Weitlaner-Locktite</td><td>Fine Science Tool</td><td>17012-11</td><td>2x3</td></tr><tr><td>wchłanialne szwy chirurgiczne</td><td>Centravet</td><td>BYO001</td><td>Rozmiar szwu 4-0</td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Hot Bead Sterylizator</td><td>Fine Science Cewnik narzędziowy</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Centravet</td><td>CAT188</td><td>16 G</td></tr><tr><td>Laryngoskop</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przewód</td><td></td><td></td><td></td>doprowadzający</tr><tr><td>Lustro krtaniowe</td><td>Centravet</td><td>MIR011</td><td></td></tr><tr><td>Dzwonki z mleczanami</td><td>Centravet</td><td>RIN020</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka</td><td>Centravet</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Igła Centravet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>O2</td><td>Air Liquid</td><td>I1001M20R2A001</td><td></td></tr><tr><td>683 RodentT Wentylator 115/230V</td><td>Harvard Apparatus</td><td>55-0000</td><td></td></tr><tr><td>Samodzielny waporyzator</td><td>WPI</td><td>EZ-155</td><td></td></tr><tr><td>Cienka linia podgrzewanego łóżka</td><td>WPI</td><td>EZ-211</td><td></td></tr><tr><td>Kanister z powietrzem</td><td>WPI</td><td>EZ-258</td><td></td></tr><tr><td colspan="4"><silny>Narkotyki</silny></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Centravet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Centravet</td><td>RIM011</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Centravet</td><td>BUP001</td><td></td></tr><tr><td>Baytril</td><td>Centravet</td><td>BAY001</td><td></td></tr><tr><td>Dexmedetomidine</td><td>Centravet</td><td>DEX010</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezole</td><td>Centravet</td><td>ANT201</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór</td> <td>BetadineCentravet</td><td>VET002</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Centravet</td><td>VET066</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

Uraz rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym powoduje trwały paraliż i często prowadzi do niewydolności oddechowej. Do tej pory nie opracowano skutecznych metod terapeutycznych w celu poprawy/złagodzenia niewydolności oddechowej po wysokim urazie rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym (SCI). W tym miejscu proponujemy mysi przedkliniczny model wysokiego SCI na poziomie metamerycznym szyjki macicy 2 (C2) w celu zbadania zróżnicowanej neuroplastyczności oddechowej po zmianach chorobowych. Technika polega na chirurgicznym częściowym urazie na poziomie C2, który wywoła porażenie przepony z powodu deaferentacji przeponowych neuronów ruchowych z ośrodków oddechowych znajdujących się w pniu mózgu. Przeciwległa strona urazu pozostaje nienaruszona i umożliwia zwierzęciu powrót do zdrowia. W przeciwieństwie do innych SCI, które wpływają na funkcję lokomotoryczną (na poziomie klatki piersiowej i odcinka lędźwiowego), funkcja oddechowa nie wymaga motywacji zwierząt, a kwantyfikacja deficytu/powrotu do zdrowia może być łatwo przeprowadzona (zapisy przepony i nerwu przeponowego, wentylacja całego ciała). Ten przedkliniczny model C2 SCI jest potężnym, użytecznym i niezawodnym modelem przedklinicznym do badania różnych zdarzeń neuroplastyczności oddechowej i nieoddechowej na różnych poziomach (molekularnym i fizjologicznym) oraz do testowania różnych przypuszczalnych strategii terapeutycznych, które mogą poprawić oddychanie u pacjentów z SCI.

Zakres urazu
Sukces i powtarzalność tego konkretnego modelu eksperymentalnego zależą od doświadczenia każdego operatora/chirurga. Stopień późniejszego powrotu funkcji oddechowych (aktywność nerwu przeponowego i aktywność przepony) po urazie C2 jest skorelowany z pozostałą, oszczędzoną istoczą białą w części brzuszzno-bocznej21. Ponieważ uraz jest wykonywany ręcznie i wymaga wprawy chirurga, zakres każdego urazu musi zostać zweryfikowany za pomocą technik histologicz...

Niewydolność oddechowa jest główną przyczyną zgonów po urazie rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym. Posiadanie powtarzalnego, mierzalnego i wiarygodnego przedklinicznego modelu zwierzęcego niewydolności oddechowej wywołanej częściowym uszkodzeniem szyjki macicy pomoże zrozumieć późniejszą neuroplastyczność układu oddechowego i nieoddechowego oraz umożliwi przetestowanie przypuszczalnych strategii naprawczych.

Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Ogólnym celem tej procedury jest stworzenie wymiernego, wiarygodnego i powtarzalnego przedklinicznego modelu zwierzęcego niewydolności oddechowej i nieoddechowej wywołanej urazem rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym. Osiąga się to poprzez uprzednie przygotowanie narzędzi i leków potrzebnych do zabiegu. Drugim krokiem jest znieczulenie zwierzęcia, a następnie zaintubowanie go i podłączenie do respiratora dla gryzoni.Następnie odsłania się rdzeń kręgowy i indukuje uraz kręgosłupa szyjnego. Po zszyciu zwierzęcia usuwa się znieczulenie i zapewnia się odpowiednią opiekę pooperacyjną. Ostatecznie techniki histologiczne, a także zapisy nerwów i mięśni są wykorzystywane do zbadania zakresu i skutków uszkodzenia szyjki macicy.Główną przewagą tej techniki nad istniejącymi metodami, takimi jak stłuczenie sznura panelowego, jest to, że uraz jest mniejszy i dobrze zdefiniowany. Procedurę zademonstruje inżynier z mojego laboratorium Przygotowując się do operacji, oczyść i autoklawuj narzędzia chirurgiczne. Przygotuj również strzykawkę mililitrową dwa na jeden z lekami wstępnymi znieczulającymi i uzupełnij objętość do jednego mililitra za pomocą dzwonków z mleczanami W innej strzykawce przygotuj odwrócenie dla leków przedznieczulających Po podskórnym podaniu roztworu leków wstępno-znieczulających, umieść zwierzę z powrotem w klatce i odczekaj około 20 minut, aż pojawi się efekt uspokajający.Następnie umieść szczura w zamkniętej komorze, wypełnionej 5% izofluorem w stuprocentowym tlenie i odczekaj około 30 sekund, aż rytm oddechowy zwolni. Następnie wyjmij szczura z komory i połóż go na stole do intubacji na plecach. Teraz zabezpiecz głowę, umieszczając pasek, aby przymocować przednie zęby do stołu.Za pomocą światła światłowodowego oświetl przestrzeń piersiową. Następnie umieść laryngoskop w pysku zwierzęcia, aby uwidocznić struny głosowe. Następnie wsuń lub prowadnicę tchawicy do tchawicy między strunami głosowymi, a następnie wsuń rurkę ustno-tchawiczą na prowadnicę.Następnie zdejmij prowadnicę i umieść lusterko krtaniowe na końcu rurki ustno-tchawiczej, aby sprawdzić, czy nie ma wilgoci, potwierdzając, że rurka jest umieszczona w tchawicy. Następnie podłącz rurkę do respiratora i dostosuj stężenie fluoru do 2%Następnie przymocuj rurkę ustno-tchawiczą do pyska zwierzęcia za pomocą taśmy chirurgicznej. Przed operacją odwróć zwierzę i połóż je na podgrzewanej płytce operacyjnej z nosem skierowanym pod kątem 90 stopni do chirurga.Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie około 37,5 stopnia Celsjusza przez cały czas trwania zabiegu. Po ogoleniu między łopatkami maszynką do strzyżenia usuń włosy gazą i oczyść skórę. Najpierw z Betadine, a potem z 70% alkoholem.Następnie użyj nożyczek, aby wykonać boczne nacięcie skóry o długości od czterech do pięciu centymetrów. Roc coly między łopatkami. Przetnij mięsień czworoboczny barkowy, roc coly podążający za ścięgnem, aby zapobiec krwawieniu.Następnie rozdziel mięsień romboidalny, aby uzyskać dostęp do mięśni rdzeniowych, które otaczają kręg. Znajdź widoczny guzek mięśnia spineli. Oznacza to położenie C dwóch kręgów wydatnej apofizy.Korzystając z tego punktu orientacyjnego, przetnij mięsień spinelowy od kręgu C do kręgu C3. Następnie użyj sterylnych bawełnianych wacików, aby oczyścić mięsień wokół grzbietowej części kręgu. Za pomocą Rona Joura ostrożnie usuń apofizę C dwa.Następnie kontynuuj laminektomię skrupulatnie, uważając, aby uniknąć opony twardej i wszelkich tętnic. Po zakończeniu laminektomii grzbietowej hemi odsłania się grzbietowy rdzeń kręgowy. Trzymanie opony twardej za pomocą kleszczy numer 55.Użyj mikro nożyczek, aby wyciąć oponę twardą ROS coly wzdłuż C dwa. Następnie kontynuuj na boki po każdej stronie rostralu i dorszowego. W razie potrzeby nanieś płyn mózgowo-rdzeniowy do wykonania urazu rdzenia kręgowego.Najpierw zidentyfikuj drugi korzeń grzbietowy szyjki macicy, który będzie pierwszym widocznym korzeniem. Użyj mikronożyczek, aby wykonać boczny przekrój przylegający do drugiego korzenia grzbietowego szyjki macicy. W razie potrzeby użyj sterylnych bawełnianych wacików, aby usunąć krew.Sprawdź za pomocą mikroskalpela, czy zakres zmiany jest wystarczająco blisko, aby sięgać do linii środkowej rdzenia kręgowego. Następnie użyj mikroskalpela, aby wykonać kolejne cięcie, aby zakończyć uraz. Upewnij się, że zakres urazu rozciąga się od grzbietu do brzusznego i z boku do linii środkowej.Po zakończeniu sekcji HEMI zszyj mięśnie i skórę, a następnie oczyść ranę sterylną gazą nasyconą Betadine. Po wyłączeniu parownika fluorowego isof, wstrzyknij domięśniowo leki odwracające działanie i sprawdź temperaturę ciała. Gdy zwierzę zacznie oddychać wbrew respiratorowi, odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora i wyjmij rurkę.Umieść zwierzę w ogrzewanej klatce w celu rekonwalescencji Po operacji podawaj antybiotyki, leki przeciwzapalne i przeciwbólowe co 12 godzin przez pierwsze dwa dni, po operacji i stosuj płyny podskórne, aby zapobiec odwodnieniu. W ciągu pierwszych kilku dni po operacji zapewnij szczurom ad libido dostęp do galaretowatej wody przez pierwszy dzień po operacji oraz miękkiego pokarmu i wody w kolejnych dniach, a także monitoruj ich masę ciała i spożycie pokarmu. Przekroje poprzeczne rdzenia kręgowego po urazie C dwa pozwalają na rekonstrukcję urazu.Szare cieniowanie pokazuje zakres urazu przed urazem rdzenia kręgowego. Aktywność nerwu przeponowego jest podobna po obu stronach zwierzęcia po częściowym urazie C. dwa. Aktywność nerwu przeponowego jest zniesiona po stronie ipsilateralnej, ale pozostaje nienaruszona po stronie przeciwległej po siedmiu dniach od urazu.Następuje częściowe przywrócenie aktywności ipsilateralnego nerwu przeponowego z powodu skrzyżowanego szlaku przeponowego. Częściowe uszkodzenie C dwa znosi aktywność przepony ipsilateralnej. Niewielka aktywność pojawia się po siedmiu dniach od urazu, głównie z powodu aktywności w skrzyżowanym szlaku przeponowy.Rytmiczne odchylenie sygnału obserwowanego po stronie ipsilateralnej wynika ze sztucznego zapisu elektrokardiogramu. Należy zauważyć, że po urazie C dwa aktywność przepony przeciwległej pozostaje taka sama jak przed urazem i pozwala zwierzęciu przeżyć po jego rozwoju. Technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się fizjologią układu oddechowego do zbadania nowych środków terapeutycznych pomagających poprawić powrót do zdrowia po urazie.

a-murine-model-cervical-spinal-cord-injury-to-study-post-lesional

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Muryny model urazu rdzenia kręgowego szyi w celu badania neuroplastyczności oddechowej po uszkodzeniu

Opisano niezawodną i powtarzalną metodę wywoływania jednostronnego urazu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym przy użyciu impaktora Infinite Horizon. Metoda ta wykorzystuje specjalnie zaprojektowaną ramę i zacisk do stabilizacji kręgosłupa. Standaryzowana procedura oraz biomechaniczne parametry urazu pozwalają na uzyskanie wystarczających i trwałych obrażeń.

Model kontuzyjny jednostronnego urazu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym z wykorzystaniem urządzenia Infinite Horizon Impactor

Opisano nowatorską technikę tworzenia powtarzalnego modelu in vivo uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u myszy.  Technika ta opiera się na stabilizacji kręgosłupa poprzez unieruchomienie fasetek szyjnych i uszkodzenie rdzenia kręgowego za pomocą oscylującego ostrza z dokładnością do ±0,01 mm.

Kontrolowane uszkodzenie szyjki macicy u myszy

Brak mechanistycznego zrozumienia uszkodzenia niedokrwienia rdzenia kręgowego i reperfuzji utrudnił dalsze działania wspomagające zapobieganie paraplegii po operacjach aorty wysokiego ryzyka. W związku z tym konieczny jest rozwój modeli zwierzęcych. Manuskrypt ten przedstawia powtarzalne porażenie kończyn dolnych po niedrożności aorty piersiowej w modelu mysim.

Odtwarzalna paraplegia przez niedrożność aorty piersiowej w mysim modelu niedokrwienia rdzenia kręgowego

Uraz rdzenia kręgowego to traumatyczny stan, który powoduje ciężką zachorowalność i wysoką śmiertelność. W niniejszej pracy szczegółowo opisano model kontuzji rdzenia kręgowego u myszy, po którym następuje przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych.

Przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych w eksperymentalnym modelu kontuzyjnym uszkodzenia rdzenia kręgowego

Ten artykuł opisuje metodę generowania powtarzalnego uszkodzenia kompresyjnego rdzenia kręgowego (SCI) u noworodka myszy. Model ten stanowi korzystną platformę do badania mechanizmów plastyczności adaptacyjnej, które leżą u podstaw spontanicznej odbudowy funkcjonalnej.

Model urazu kompresyjnego rdzenia kręgowego u noworodków myszy

Tutaj demonstrujemy działanie modelu minimalnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u dorosłej myszy, która oszczędza centralną niszę kanałową, w której znajdują się endogenne nerwowe komórki macierzyste (NSC). Pokazujemy, w jaki sposób test neurosfery można wykorzystać do ilościowego określenia aktywacji i migracji ostatecznych i pierwotnych NSC po urazie.

Test neurosfery do oceny endogennej aktywacji nerwowych komórek macierzystych w mysim modelu minimalnego uszkodzenia rdzenia kręgowego

Hemisekcja kręgosłupa piersiowego u szczurów jest cennym i powtarzalnym modelem jednostronnego uszkodzenia rdzenia kręgowego do badania neuronalnych mechanizmów regeneracji lokomotorycznej i skuteczności leczenia. Ten artykuł zawiera szczegółowy przewodnik krok po kroku, jak wykonać zabieg hemisekcji i ocenić sprawność lokomotoryczną na arenie na otwartym boisku.

Operacja hemisesekcji rdzenia kręgowego klatki piersiowej i ocena lokomotoryczna w otwartym polu u szczura

Minimalnie inwazyjne techniki i proste urządzenie laboratoryjne poprawiają odtwarzalność modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego, zmniejszając uszkodzenia operacyjne u zwierząt doświadczalnych i umożliwiając utrzymanie anatomicznej morfologii. Metoda ta jest opłacalna, ponieważ wiarygodne wyniki i powtarzalna procedura ułatwiają badanie mechanizmów naprawy choroby.

Ustalenie modelu urazu rdzenia kręgowego stłuczenia u myszy w oparciu o technikę minimalnie inwazyjną

Obecny protokół symulujący zespół centralnego rdzenia kręgowego (CCS) u myszy poprawił powtarzalność i zminimalizował uszkodzenia operacyjne zwierząt doświadczalnych, unikając nadmiernego naruszania struktury anatomicznej. Strategia zawarta w tym badaniu jest korzystna, ponieważ pozwala na badanie mechanizmów urazów poprzez uzyskanie spójnych wyników.

Opracowanie modelu zespołu rdzenia kręgowego u myszy C57BL/6J

Powikłania oddechowe są główną przyczyną zgonów u osób z uszkodzeniem rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym (cSCI). Modele zwierzęce cSCI są niezbędne do oceny mechanistycznej i badań przedklinicznych. W tym miejscu wprowadzamy powtarzalną metodę oceny funkcjonalnego przywrócenia aktywności mięśnia przepony (DIAm) po jednostronnej hemisekcji rdzenia kręgowego C2 (C2SH) u szczurów.

Ocena funkcjonalnego przywrócenia aktywności eupeicznej przepony po jednostronnej hemisekcji rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów

Poznaj model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów do badania neuroplastyczności układu oddechowego. Ta metoda umożliwia ocenę strategii naprawczych po urazie.

Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej (Wideo) | JoVE Journal

Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej

Przeglądaj więcej filmów