Name: Diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne funkcji membrany myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-21T16:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę ultrasonograficzną do oceny kurczliwości przepony u myszy. Technika ta umożliwia ilościową analizę funkcji mięśni oddechowych bez konieczności poświęcania zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest wspierana przez granty OU General Fund G110 i Research Excellence Fund of Biomedical Research oraz OSU-HRS Fund 013000. Autorzy pragną podziękować Lauren Chen za pomoc w przygotowaniu tego manuskryptu.

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone i zakończone zgodnie z przepisami i wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Ohio (IACUC).
1. Znieczulenie myszy
<ol>
	<li>Ustaw czysty stół zabiegowy z podgrzewaną podkładką izotermiczną owiniętą ręcznikiem chirurgicznym. Poduszka grzewcza powinna być utrzymywana w temperaturze od 30 °C do 34 °C, aby ustabilizować temperaturę ciała zwierzęcia przy jednoczesnym zmniejszeniu potencjalnego stresu zwierzęcia.</li>
	<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia o następujących parametrach: przepływ tlenu ustawiony na 1,5 l/min i parownik izofluranowy ustawiony na 3,5%. Całkowita sedacja powinna nastąpić w ciągu 1-2 minut. Jeśli komora indukcyjna nie jest dostępna, można użyć słoika dzwonowego z siatką drucianą umieszczoną na dnie, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu zwierząt z izofluranem.</li>
	<li>Natychmiast wyjmij mysz z komory indukcyjnej, gdy zostanie całkowicie znieczulona (osiągane, gdy mysz traci dobrowolną funkcję motoryczną). Przyłóż stożek do nosa zwierzęcia w celu utrzymania znieczulenia. Natężenie przepływu tlenu powinno być zmniejszone do około 0,5 l/min, a parownik izofluranu powinien być ustawiony w zakresie od 1,5 do 2,5%.
	<ol>
		<li>Nałóż niewielką ilość maści okulistycznej bezpośrednio na rogówkę, aby zmniejszyć suchość oczu8. Ponadto podczas znieczulenia mysz powinna utrzymywać brak odruchu wycofania pedału, błony śluzowe powinny pozostać koloru różowego, a oddech powinien wydawać się stabilny.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie do procedury diagnostycznego obrazowania ultrasonograficznego
<ol>
	<li>Przytrzymaj każdą nogę myszy na podgrzewanym stole zabiegowym za pomocą usuwalnego kleju, takiego jak taśma chirurgiczna.</li>
	<li>Za pomocą elektrycznej maszynki do golenia usuń włosy z brzusznej powierzchni ciała między brzuchem a połową klatki piersiowej. Nałóż krem do depilacji, aby dodatkowo usunąć pozostałe włosy, które nie zostały przycięte maszynką do golenia. Po 2-3 minutach zetrzyj krem wilgotnym gazikiem.</li>
	<li>Usuń nadmiar włosów za pomocą gaziku zwilżonego wodą i oczyść ogolony obszar 70% alkoholem lub równoważnym środkiem antyseptycznym. Sonda ultradźwiękowa zostanie zastosowana w tym obszarze, aby uwidocznić funkcję membrany. Miejscowy środek przeciwbólowy może być podawany zwierzętom doświadczającym niewielkiego podrażnienia skóry z powodu depilacji.</li>
</ol>
3. Protokół diagnostycznego obrazowania ultrasonograficznego
<ol>
	<li>Włącz urządzenie ultrasonograficzne i wyreguluj moc wyjściową (jeśli to konieczne) w aparacie w procentach, aby uzyskać optymalną rozdzielczość.</li>
	<li>Ustaw ultrasonograf w trybie B (jasność), M (ruch) lub oba te tryb przed obrazowaniem, co pozwala na prawidłową wizualizację skurczu przysłony myszy.</li>
	<li>Nałóż niewielką ilość żelu ultradźwiękowego na górną część brzucha myszy i wmasuj żel w kierunku jamy klatki piersiowej.</li>
	<li>Umieść przetwornik ultradźwiękowy w tym obszarze i skieruj go w górę w kierunku serca. Wyreguluj sondę, aż do uzyskania optymalnej rozdzielczości obrazu. Uwaga: w przypadku tego protokołu idealnym do użycia jest przetwornik z matrycą mikrowypukłą lub liniowym przetwornikiem z matrycą fazowaną ze względu na niewielką powierzchnię i doskonałą rozdzielczość osiową9; częstotliwość musi być dostosowana w całym paśmie, a do tych eksperymentów można wykorzystać zakres 6,5-12 MHz.</li>
	<li>Naciśnij przycisk zamrażania, aby tymczasowo zapisać obrazy przysłony i view wybrane skurcze.</li>
	<li>Zapisz nagranie jako pętlę cine, która pozwala na późniejsze pomiary przepony przesunięcia, a także częstości oddechów. Uwaga: klatki obrazów można zapisać w pamięci komputera lub na zewnętrznym dysku twardym w celu przyszłej analizy9.
	<ol>
		<li>Precyzyjnie zmierz głębokość ruchu przepony od rozluźnienia do skurczu za pomocą suwmiarki elektronicznej, która jest częścią oprogramowania ultrasonograficznego.</li>
		<li>Przekonwertuj plik cine loop na plik MPEG i określ częstość oddechów, zliczając liczbę skurczów przepony w okresie nagrywania. Alternatywnie, liczba skurczów na minutę (częstość oddechów) może być policzona na podstawie obrazu trybu M.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Rekonwalescencja zwierząt po znieczuleniu
<ol>
	<li>Mysz powinna całkowicie wyzdrowieć ze znieczulenia w ciągu 1 godziny. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku.</li>
</ol>

<ol><li>Snyder, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complementarity+of+ultrasound+and+fluorescence+imaging+in+an+orthotopic+mouse+model+of+pancreatic+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer.</a> BMC Cancer. 9, 106(2009).</li>
<li>Franchi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+cardiac+function+in+a+mouse+model+of+renovascular+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension+Research%3A+Official+Journal+of+the+Japanese+Society+of+Hypertension%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of cardiac function in a mouse model of renovascular hypertension.</a> Hypertension Research: Official Journal of the Japanese Society of Hypertension. , (2013).</li>
<li>Coatney, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+imaging%3A+principles+and+applications+in+rodent+research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal+%2F+National+Research+Council%2C+Institute+of+Laboratory+Animal+Resources%22%5BJournal%5D)">Ultrasound imaging: principles and applications in rodent research.</a> ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 42, 233-247 (2001).</li>
<li>Morenz, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+air+trapping+in+chronic+obstructive+pulmonary+disease+by+low+frequency+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Pulmonary+Medicine%22%5BJournal%5D)">Detection of air trapping in chronic obstructive pulmonary disease by low frequency ultrasound.</a> BMC Pulmonary Medicine. 12, 8(2012).</li>
<li>Gilliam, L. A., Moylan, J. S., Ann Callahan, L., Sumandea, M. P., Reid, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doxorubicin+causes+diaphragm+weakness+in+murine+models+of+cancer+chemotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Doxorubicin causes diaphragm weakness in murine models of cancer chemotherapy.</a> Muscle & Nerve. 43, 94-102 (2011).</li>
<li>Ferreira, L. F., Campbell, K. S., Reid, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+sulfur-containing+antioxidants+in+delaying+skeletal+muscle+fatigue%5BTitle%5D)+AND+%22Medicine+and+Science+in+Sports+and+Exercise%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of sulfur-containing antioxidants in delaying skeletal muscle fatigue.</a> Medicine and Science in Sports and Exercise. 43, 1025-1031 (2011).</li>
<li>Zuo, L., Clanton, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+formation+in+the+transition+to+hypoxia+in+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species formation in the transition to hypoxia in skeletal muscle.</a> American Journal of Physiology. Cell Physiology. 289, 207-216 (2005).</li>
<li>Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+tracheal+instillation+of+solutes+into+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung.</a> J. Vis. Exp. , (2010).</li>
<li>Hedrick, W. R., Hykes, D. L., Starchman, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHedrick%2C+WR+%22Ultrasound+Physics+and+Instrumentation%22">Ultrasound Physics and Instrumentation</a>. , 4th edn, Elsevier Mosby. 445 (2005).</li>
<li>von Sarnowski, B., Khaw, A. V., Kessler, C., Schminke, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+microconvex+array+transducer+for+the+ultrasonographic+examination+of+the+intrathoracic+segments+of+the+supraaortic+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroimaging%3A+Official+Journal+of+the+American+Society+of+Neuroimaging%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a microconvex array transducer for the ultrasonographic examination of the intrathoracic segments of the supraaortic arteries.</a> Journal of Neuroimaging: Official Journal of the American Society of Neuroimaging. 20, 246-250 (2010).</li>
<li>Stocksley, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStocksley%2C+M+%22Abdominal+Ultrasound%22">Abdominal Ultrasound</a>. , Cambridge University Press. 7-8 (2001).</li>
<li>Kremkau, F. W., Taylor, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artifacts+in+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ultrasound+in+Medicine%3A+Official+Journal+of+the+American+Institute+of+Ultrasound+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Artifacts in ultrasound imaging.</a> Journal of Ultrasound in Medicine: Official Journal of the American Institute of Ultrasound in Medicine. 5, 227-237 (1986).</li>
<li>Kremkau, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnostic+Ultrasound%3A+Principles+and+Instruments%5BTitle%5D)+AND+%22Saunders+Elsevier%22%5BJournal%5D)">Diagnostic Ultrasound: Principles and Instruments.</a> Saunders Elsevier. , 7th edn, 521 (2006).</li>
<li>Laing, F. C., Kurtz, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+ultrasonic+side-lobe+artifacts%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">The importance of ultrasonic side-lobe artifacts.</a> Radiology. 145, 763-768 (1982).</li>
<li>Abu-Zidan, F. M., Hefny, A. F., Corr, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+ultrasound+physics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Emergencies%2C+Trauma%2C+and+Shock%22%5BJournal%5D)">Clinical ultrasound physics.</a> Journal of Emergencies, Trauma, and Shock. 4, 501-503 (2011).</li>
<li>Gargani, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+ultrasound%3A+a+new+tool+for+the+cardiologist%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Lung ultrasound: a new tool for the cardiologist.</a> Cardiovascular Ultrasound. 9, 6(2011).</li>
<li>Sanders, R. C., Winter, T. Clinical Sonography A Practical Guide. , 4th edn, Lippincott Williams & Wilkins. 632 (2007).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Obecny protokół eksperymentalny rozwija diagnostyczne techniki obrazowania ultrasonograficznego specyficzne dla aktywności przepony w modelu mysim za pomocą nieinwazyjnego podejścia in vivo . Ustawienia aparatu anestezjologicznego są wartościami przybliżonymi, które mogą być nieznacznie dostosowane dla każdego zwierzęcia, ponieważ poszczególne myszy mogą różnie reagować na znieczulenie. Aby zapobiec niewłaściwemu podawaniu znieczulenia, ważne jest regularne monitorowanie parametrów życiowych myszy, w tym tętna, ...

Ostatnio, techniki diagnostycznego obrazowania ultradźwiękowego zostały zastosowane do mysich modeli nadciśnienia naczyniowego i raka trzustki1,2. Jednak techniki te nie były szeroko stosowane w testach funkcji mięśni oddechowych gryzoni. W związku z tym opracowaliśmy diagnostyczną metodę obrazowania ultrasonograficznego jako cenne narzędzie do podłużnej oceny ruchomości przepony in vivo u myszy.
Istnieje kilka zalet obrazowania ultrasonograficznego. Na przykład jest nieinwazyjny, bezpieczny, przenośny i pozwala na pomiary w czasie rzeczywistym przy stosunkowo niskich kosztach3. W szczególności niektóre urządzenia ultrasonograficzne o niskiej częstotliwości były w stanie wykryć uwięzienie powietrza, kliniczną cechę przewlekłej obturacyjnej choroby płuc (POChP) z łagodnym lub ciężkim ograniczeniem przepływu powietrza4. W związku z tym diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne może służyć jako łatwo dostępna i powtarzalna metoda przesiewowa do monitorowania zaburzeń oddychania w czasie rzeczywistym.
Techniki diagnostycznego obrazowania ultrasonograficznego są często stosowane u większych zwierząt lub ludzi. Jednak przeprowadzono ograniczoną liczbę badań obrazowania ultrasonograficznego na modelach mysich, co prawdopodobnie wynika z wyzwań związanych z wykonywaniem ultradźwięków na małych obiektach. Obecny protokół przedstawia nowatorską procedurę pomiaru funkcji membrany u myszy. Ponadto, chociaż przeprowadzono kilka badań na gryzoniach dotyczących funkcji przepony, większość wyników uzyskano poprzez wyizolowanie pasków mięśniowych bezpośrednio od zwierzęcia poddanego eutanazji5-7. Z kolei zastosowanie metody diagnostycznego obrazowania ultrasonograficznego in vivo do analizy aktywności przepony zmniejszyłoby liczbę zwierząt uśmiercanych w celach doświadczalnych. Co więcej, długoterminowe leczenie skoncentrowane na zwiększeniu kurczliwości przepony można dokładnie ocenić za pomocą ultradźwięków w modelach gryzoni bez poświęcania zwierząt.
W naszym laboratorium opracowaliśmy skuteczną metodę wizualizacji i analizy aktywności przepony myszy za pomocą ultrasonografu, która pomaga zrozumieć funkcję membrany in vivo, unika metod inwazyjnych dla zwierząt i pomaga w rozwoju terapii dysfunkcji oddechowych.

<table><tbody><tr><td>Weterynaryjny cyfrowy ultradźwiękowy system obrazowania diagnostycznego</td><td>Edan</td><td>DUS 3 VET</td><td>Parametry ultrasonografii obejmują: częstotliwość 6,5 MHz, głębokość 29 mm. Uwaga: Do tego protokołu można użyć równoważnego aparatu ultradźwiękowego</td></tr><tr>Przetwornik<td>mikrowypukły</td><td>Edan</td><td>C611</td><td>Lub równoważny</td></tr><tr><td>GE Logiq i jednostka przenośna (HCU)&nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>GE Logiq i jednostka przenośna (HCU)</td><td>Lub równoważna</td></tr><tr><td>sonda liniowa GE 12 MHz</td><td>GE Healthcare</td><td>12L-RS</td><td>Lub równoważna</td></tr><tr><td>Parownik do znieczulenia weterynaryjnego</td><td>Webster Veterinary</td><td>Serial #: W422021</td><td>Isoflurane był używany wyłącznie z tym waporyzatorem (lub jego odpowiednikiem). Do znieczulenia wstępnego zmontowano specjalnie wykonaną komorę indukcyjną do znieczulenia. Znieczulenie podtrzymujące przeprowadzono przy użyciu stożka nosowego</td></tr><tr><td>Isothesia (Isoflurane, USP)</td> <td>Butler Schein</td><td>29405 250ML PVL</td><td>Lub równoważnego</td></tr><tr><td>kanistra pochłaniającego znieczulenie Enviro-pure</td><td>Surgivet Smiths Medical PM, Inc.</td><td>Część #: 32373B10</td><td>Lub równoważny</td></tr><tr><td>Żel do transmisji ultradźwięków</td><td>HM Sonic</td><td>N/A</td><td>Lub odpowiednik&nbsp;</td></tr><tr><td>Maść weterynaryjna</td><td>Puralube Puralube</td><td>NDC 17033-211-38</td><td>Lub równoważna</td></tr><tr><td>podkładka izotermiczna Deltaphase</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>39DP</td><td>Lub równoważny</td></tr><tr><td>Depilator</td><td>Nair</td><td>N/A</td><td>Lub równoważny</td></tr><tr><td>Elektryczna maszynka do golenia</td><td>Remington</td><td>HC-5015</td><td>Lub równoważny</td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>3M Micropore</td><td>1530-1</td><td>Lub odpowiednik</td></tr><tr><td>Gąbki z gazy</td><td>Dynarex</td><td>3262</td><td>Lub równoważny</td></tr></tbody></table>

diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne funkcji membrany myszy

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Analiza funkcji mięśni szkieletowych układu oddechowego gryzoni, szczególnie przepony, jest zwykle wykonywana poprzez izolowanie pasków mięśniowych za pomocą inwazyjnych procedur chirurgicznych. Chociaż jest to skuteczna metoda oceny aktywności przepony in vitro, wiąże się z operacją nieprzeżytkową. Zastosowanie nieinwazyjnego obrazowania ultrasonograficznego jako procedury in vivo jest korzystne, ponieważ nie tylko zmniejsza liczbę uśmiercanych zwierząt, ale nadaje się również do monitorowania postępu choroby u żywych myszy. W związku z tym nasza metoda obrazowania ultrasonograficznego może prawdopodobnie pomóc w opracowaniu nowych terapii, które łagodzą uszkodzenia mięśni wywołane różnymi chorobami układu oddechowego. W szczególności w diagnostyce klinicznej obturacyjnych chorób płuc obrazowanie ultrasonograficzne może być stosowane w połączeniu z innymi standardowymi testami w celu wykrycia wczesnego początku zmęczenia mięśni przepony. W obecnym protokole opisujemy, jak dokładnie ocenić kurczliwość przepony w modelu mysim za pomocą techniki diagnostycznego obrazowania ultrasonograficznego.

Typowy obraz USG przepony myszy przedstawiono na Rysunku 1A. Zarejestrowano maksymalne pionowe przemieszczenie przepony myszy. Odległość tę obliczono, precyzyjnie mierząc głębokość ruchu przepony od stanu rozluźnienia do skurczu, korzystając z elektronicznego suwmiarki będącej częścią oprogramowania USG. Tabela 1 przedstawia pomiary odległości skurczów przepony u trzech różnych myszy. Po przekonwertowaniu pliku pętli cine do formatu MPEG, częstotliwość oddychania określono poprzez policz...

Diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne okazało się skuteczne w diagnozowaniu różnych chorób układu oddechowego u ludzi i zwierząt. Demonstrujemy kompleksowy protokół ultrasonograficzny wykorzystywany przez laboratorium dr Zuo do analizy kinetyki membrany, szczególnie w modelach mysich. Jest to również nieinwazyjna technika badawcza, która może dostarczyć ilościowych informacji na temat funkcji mięśni oddechowych myszy.

Diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne funkcji membrany myszy

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zademonstrowanie sposobu dokładnej oceny kurczliwości przepony w modelu mysim. Wykorzystując obrazowanie ultradźwiękowe, w pierwszych krokach należy zznieczulić mysz i usunąć włosy z okolic brzucha. Kolejne etapy obejmują nałożenie żelu ultradźwiękowego oraz uzyskanie obrazu przepony przy użyciu głowic ultradźwiękowych.Ostatecznie, dzięki wykorzystaniu elektronicznych suwmiark w oprogramowaniu, możliwe jest wyznaczenie wychylenia przepony oraz częstości oddechów. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak inwazyjna miografia, jest jej nieinwazyjny charakter, co pozwala na zmniejszenie liczby poświęcanych zwierząt. Zastosowania tej techniki obejmują diagnostykę oraz potencjalną terapię dysfunkcji mięśni oddechowych.Choć metoda ta może dostarczyć informacji na temat kurczliwości przepony w modelu mysim, może zostać zastosowana również w innych systemach, takich jak modele kliniczne, w celu oceny postępu choroby i skuteczności terapii. Przygotuj czysty stół zabiegowy z podgrzewaną matą izotermiczną owiniętą ręcznikiem chirurgicznym. Podgrzewana mata powinna służyć do stabilizacji temperatury wewnętrznej zwierzęcia, jednocześnie zmniejszając potencjalny stres zwierzęcia.Myszy należy umieścić w komorze indukcyjnej do znieczulenia z przepływem tlenu ustawionym na 1,5 litra na minutę i 3,5% odparowanego izofluranu. Sedykacja zazwyczaj następuje w ciągu dwóch minut i jest sygnalizowana utratą dobrowolnych funkcji motorycznych. Następnie stan znieczulenia należy podtrzymać poprzez podawanie gazu za pomocą maski nosowej. Po znieczuleniu zwierzęcia należy nanieść niewielką ilość maści okulistycznej bezpośrednio na rogówki, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas znieczulenia.Mysz nie powinna wykazywać odruchu cofnięcia łapy. Błony śluzowe powinny być zawsze różowe, a zwierzę powinno oddychać miarowo. Unieruchom każdą kończynę znieczulonej myszy na podgrzewanym stole zabiegowym za pomocą usuwalnego materiału klejącego, np. taśmy chirurgicznej.Za pomocą golarki elektrycznej usuń większość owłosienia z brzusznej powierzchni ciała w obszarze między brzuchem a połową jamą klatki piersiowej. Następnie zastosuj krem do depilacji, aby usunąć pozostałe włosy. Po dwóch do trzech minutach zetrzyj krem wilgotnym gazikiem.Następnie usuń nadmiar włosów za pomocą wody i gazy. Potem oczyść ogoloną okolicę, wykonując cztery przetarcia 70% alkoholem lub równoważnym środkiem antyseptycznym, a następnie włącz urządzenie do ultrasonografii. Idealny będzie przetwornik mikro-konweksyjny lub liniowy z przesuwanym wiązką, ponieważ sondy te charakteryzują się niewielkim rozmiarem głowicy i doskonałą rozdzielczością osiową.Ustaw częstotliwość ultradźwięków w zakresie od 6,5 do 12 megahertz. Następnie skonfiguruj tryb pracy urządzenia, jasność oraz tryby ruchu w taki sposób, aby uzyskać najlepszy obraz skurczu przepony. Następnie nałóż niewielką ilość żelu do badań USG na górną część brzucha i rozmasuj żel w kierunku jamy klatki piersiowej.Umieść przetwornik ultradźwiękowy na żelu i skieruj go pod kątem w górę, w stronę serca. Dostosuj położenie głowicy, aby zoptymalizować rozdzielczość obrazu. Jest to wymagające zadanie, lecz z praktyką stanie się łatwiejsze.Niezwykle ważne jest monitorowanie oddychania zwierzęcia podczas znieczulenia, aby upewnić się, że wyniki badania nie zostaną zaburzone. Naciśnij przycisk zamrażania, aby tymczasowo zapisać obrazy przepony i obejrzeć wybrane skurcze. Zapisz nagranie jako pętlę cyl (cyl loop), co umożliwi późniejszy pomiar wychylenia przepony oraz częstości oddychania.Po wykonaniu obrazowania mysz powinna całkowicie wybudzić się z narkozy w ciągu 30 minut. Nie należy pozostawiać zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję grzbietową. Aby przeanalizować dane w trybie M, należy zmierzyć głębokość i częstotliwość ruchów przepony od rozluźnienia do skurczu, korzystając z elektronicznych suwmiark wprowadzonych w oprogramowaniu ultrasonograficznym.Alternatywnie, w trybie B, przekonwertuj plik pętli CINA do formatu MP4 i określ częstotliwość oddychania, licząc liczbę skurczów przepony w czasie trwania nagrania; w trybie B można również użyć elektronicznych suwmiark do określenia głębokości ruchu przepony. Zapisano maksymalne przemieszczenie pionowe przepony myszy, a następnie obliczono odległość zgodnie z opisem w protokole, korzystając z elektronicznych suwmiark. Takie pomiary wykonano na trzech różnych myszach.W celu zilustrowania, po konwersji pliku pętli CIL do formatu MP4, tempo oddychania określono poprzez zliczenie liczby skurczów przepony w ciągu sześciosekundowego okresu rejestracji. Analizę tę przeprowadzono w trybie B.Alternatywnie, tryb M umożliwił wizualizację pionowego ruchu przepony oraz pomiar częstotliwości oddychania. Podczas diagnostycznego obrazowania ultrasonograficznego mogą wystąpić pewne potencjalne artefakty obrazowania, takie jak pogłos. Innym artefaktem, z którym można się spotkać, jest obecność tzw. ogonów komet. Po opanowaniu tej techniki, prawidłowe badanie zajmuje od 20 do 30 minut.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak dokładnie ocenić kurczliwość przepony w modelu mysim przy użyciu diagnostycznej techniki obrazowania ultradźwiękowego.

diagnostic-ultrasound-imaging-of-mouse-diaphragm-function

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Obrazowanie ultrasonograficzne diagnostyczne funkcji przepony myszy

Echokardiografia przezklatkowa stanowi nieinwazyjną metodę oceny funkcji serca u myszy. Połączenie obrazowania ultradźwiękowego i dopplerowskiego pozwala na wykonanie pomiarów wymiarów serca oraz przepływu krwi wewnątrzsercowego, co łącznie umożliwia ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej serca.

Echokardiografia przezklatkowa u myszy

W niniejszym filmie zaprezentowano zastosowanie zamontowanej na szynie głowicy ultradźwiękowej o wysokiej częstotliwości do wykonywania echokardiografii u znieczulonej myszy. Metody obejmują zarówno konwencjonalne pomiary funkcji serca w trybie dwuwymiarowym i M-mode, jak i nowsze, bardziej zaawansowane narzędzia, takie jak kolorowy Doppler, analiza odkształceń (strain) oraz ogólne i ukierunkowane obrazowanie kontrastowe.

Echokardiografia i obrazowanie ultrasonograficzne u myszy

Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.

Echokardiografia płodowa myszy

Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy.  Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.

Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy

Obrazowanie ultradźwiękowe stało się powszechną metodą określania wymiarów światła tętniaków aorty piersiowej i brzusznej u myszy. Protokół ten opisuje procedurę uzyskiwania wiarygodnych i powtarzalnych dwuwymiarowych obrazów ultrasonograficznych aorty wstępującej i brzusznej u myszy.

Obrazowanie ultrasonograficzne aorty piersiowej i brzusznej u myszy w celu określenia wymiarów tętniaka

Ten protokół opisuje kroki podjęte w celu wywołania guzów płuc KRAS u myszy, jak również ilościowe określenie powstałych guzów za pomocą obrazowania ultradźwiękowego. Małe guzy są wizualizowane we wczesnych punktach czasowych jako linie B. W późniejszych punktach czasowych pomiary względnej objętości guza są osiągane za pomocą narzędzia pomiarowego w oprogramowaniu ultrasonograficznym.

Wykrywanie progresji guza płuc u myszy za pomocą obrazowania ultrasonograficznego

Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości mogą pomóc usprawnić eksperymenty wymagające myszy w ciąży w czasie, określając stan ciąży, wiek ciążowy i straty ciąży. Przedstawiono tutaj protokół ilustrujący metody oceny ciąż myszy, a także potencjalne pułapki (artefakty obrazu), które mogą naśladować ciążę.

Czy moja mysz jest w ciąży? Ocena ultrasonograficzna o wysokiej częstotliwości

Ten protokół opisuje metodę monitorowania postępu zmian morfologicznych w czasie w macicy w indukowalnym mysim modelu raka endometrium za pomocą obrazowania ultrasonograficznego z korelacją zmian ogólnych i histologicznych.

Nieinwazyjna ocena ultrasonograficzna progresji raka endometrium w kierowanej przez Pax8 delecji supresorów guza Arid1a i Pten u myszy

Grubość i funkcja membrany może być oceniana u zdrowych osób i krytycznie chorych pacjentów za pomocą ultrasonografii przyłóżkowej. Technika ta oferuje dokładną, powtarzalną, wykonalną i dobrze tolerowaną metodę oceny struktury i funkcji membrany.

Pomiar grubości i funkcji membrany za pomocą ultradźwięków przyłóżkowych

Ultrasonografia przyłóżkowa (POCUS) jest niezbędną techniką do badań przesiewowych w kierunku dysfunkcji przepony ze względu na jej przenośność, nieinwazyjność i możliwości obrazowania w czasie rzeczywistym. Chociaż istnieją obecnie protokoły membranowego POCUS, cierpią one z powodu niskiej niezawodności między operatorami i brakuje jednolitych wytycznych. Tutaj opisujemy technikę, która jest powtarzalna i prosta do wykonania.

USG przeponowe u dorosłych: akwizycja i interpretacja obrazu

Poznaj nieinwazyjną metodę ultrasonograficzną do oceny kurczliwości przepony u myszy. Technika ta umożliwia ilościową analizę funkcji mięśni oddechowych bez konieczności poświęcania zwierząt.

Diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne funkcji membrany myszy

Przeglądaj więcej filmów