Name: Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 46 s
Description: Poznaj model bólu pęcherza moczowego u myszy poprzez wzdęcie i rejestrację odpowiedzi trzewnomotorycznej. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów nerwowych w przebiegu zapalenia międzykomórkowego i pomaga w rozwoju nowych terapii przeciwbólowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy doktorom Robertowi Gereau, Henry'emu Lai i Larze Crock za ich pomocną pomoc w konfiguracji tego systemu. Chcielibyśmy również podziękować o źródłach finansowania tej pracy (BJK – International Association for the Study of Pain Early Career Research Grant przyznany przez Fundację Scan|Design przez INGER & JENS BRUUN oraz Duquesne University Hunkele Dreaded Disease Fund).

Poniższy protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Duquesne i jest zgodny z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia.
1. Chirurgiczne wszczepienie elektrod drucianych i cewnika pęcherza moczowego przy użyciu sterylnych technik (całkowity czas 5-10 min)
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem operacji należy przygotować następujące elementy:
	<ol>
		<li>Aktywnie monitoruj i dostosuj temperaturę ciała do 37,5±0,5 °C za pomocą systemu monitorowania temperatury z zasilaną bateryjnie poduszką grzewczą i sondą temperatury ciała zwierzęcia (Lista materiałów) Podłącz automatyczny system do niskowatowej lampy grzewczej, aby uzyskać dodatkową kontrolę temperatury ciała.</li>
		<li>Sprzęt potrzebny do znieczulenia izofluranem obejmuje sprężone powietrze (np. 100%O2), parownik izofluranu, izofluran, komorę indukcyjną izofluranu (do wstępnego knockdownu), stożek nosowy i układ wydechowy.</li>
		<li>Złóż odpowiednie narzędzia chirurgiczne, cewnik dożylny i elektrody (lista materiałów)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywołać stan znieczulenia w komorze indukcyjnej przy 2-3% izofluranie. Wyjmij mysz z komory, gdy utracisz odruch prostowania (0-1 min).</li>
	<li>Umieść mysz w stożku nosowym z 2-2,5% izofluranem. Ściśnij palec u nogi, aby sprawdzić, czy jest w pełni znieczulony. Nie powinno być żadnej reakcji ze strony zwierzęcia. Uruchom timer.</li>
	<li>Umieść 1 kroplę maści okulistycznej na każdym oku myszy.</li>
	<li>Odwróć kursor myszy tak, aby strona grzbietowa była skierowana w dół.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik przez cewkę moczową i do pęcherza moczowego.</li>
	<li>Zanurz cewnik w lubrykale chirurgicznym, aby nasmarować cewnik.
	<ol>
		<li>Delikatnie przytrzymaj ujście cewki moczowej spiczastymi kleszczami prostopadle do ciała zwierzęcia. Trzymając cewnik z 2. zestawem kleszczy, delikatnie włóż koniec cewnika do cewki moczowej pod kątem prostopadłym do ciała zwierzęcia.</li>
		<li>Gdy cewnik wejdzie do cewki moczowej ~1-2 mm, delikatnie wyreguluj cewnik tak, aby był teraz równoległy do ciała, kierując się w stronę głowy. Ten ruch jest konieczny, aby ominąć kość łonową.</li>
		<li>Delikatnie popchnij cewnik w kierunku ciała myszy. Cewnik powinien wsuwać się do jamy ciała płynnie i bez oporu. Nie wciskaj cewnika na siłę. Jeśli cewnik nie wejdzie płynnie, wróć do pozycji prostopadłego cewnika i zacznij od nowa.</li>
		<li>Po całkowitym włożeniu cewnika do pęcherza delikatnie dociśnij brzuch myszy, aby usunąć zawartość pęcherza. Usuń cały mocz z cewnika, wciskając mały kawałek ręcznika papierowego do otworu cewnika. Gdy ręcznik papierowy zostanie nasączony moczem, wymień. Usuwanie moczu w sposób ciągły przez cały pozostały protokół, w tym podczas eksperymentów z wzdęciem pęcherza moczowego (patrz Protokół 3 poniżej).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włóż dwa srebrne druty do lewych mięśni brzucha i jeden srebrny drut do klatki piersiowej (jako uziemienie).
	<ol>
		<li>Użyj alkoholu lub jodu do dezynfekcji obszaru po prawej stronie cewnika (lewa strona ciała zwierzęcia).</li>
		<li>Odsłoń lewy mięsień brzucha.
		<ol>
			<li>Przytrzymaj skórę w pobliżu lewego mięśnia brzucha za pomocą kleszczy. Wykonaj małe 1-2 cm nacięcie średnimi nożyczkami chirurgicznymi.</li>
			<li>Włóż końcówkę nożyczek w nacięcie i delikatnie rozszerz nacięcie do 2 cm.</li>
			<li>Użyj kleszczy, aby przesunąć leżącą powięź, aby odsłonić górny skośny mięsień brzucha. Uważaj, aby nie przeciąć/nie rozerwać żadnego z głównych naczyń krwionośnych, które znajdują się w tym regionie.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zegnij trzy srebrne druty na pół. Użyj ostrej igły 21 G, aby ugryźć mały kęs mięśnia. Następnie wbij igłę przez mięsień. Podczas wkładania do mięśnia należy uważać, aby nie przebić żadnych narządów wewnętrznych ani nie spowodować niepotrzebnego uszkodzenia mięśnia.</li>
		<li>Wbić wolny koniec jednego srebrnego drutu w otwór igły 21 G. Delikatnie przeciągnij igłę z powrotem przez mięsień, aby przeciągnąć srebrny drut przez ugryzienie mięśnia. Gdy igła jest wolna od mięśni, delikatnie przeciągnij srebrny drut przez mięśnie, aż pętla w drucie zrówna się ze zgryzem mięśniowym.</li>
		<li>Powtórz kroki 1.7.3-1.7.4 dla drugiego drutu mięśniowego. Drut ten należy umieścić w odległości ~0,5 cm od pierwszego drutu mięśniowego. Ważne jest, aby dwa przewody nie stykały się po włożeniu.</li>
		<li>Włóż trzeci srebrny drut (uziemienie) do klatki piersiowej poniżej serca.
		<ol>
			<li>Użyj ostrej igły 21 G, aby pobrać mały kęs skóry (nie jest konieczne wykonywanie nacięcia ani golenie skóry) i wbić igłę w skórę.</li>
			<li>Włóż srebrny drut zgodnie z powyższym opisem i przeciągnij przez skórę.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść niewielką ilość sterylnego oleju mineralnego o temperaturze 37,5 °C na odsłoniętych mięśniach, aby utrzymać je wilgotne i naciągnąć skórę na jak najwięcej odsłoniętych mięśni.</li>
	<li>Wstrzyknij podskórnie 0,5 ml soli fizjologicznej, aby pomóc utrzymać poziom płynów podczas kolejnych etapów.</li>
	<li>Delikatnie przewróć zwierzę na bok, aby łatwo utrzymać temperaturę ciała.</li>
</ol>
2. Procedura częściowego znieczulenia (całkowity czas ~75 min)
Poniższy protokół anestezjologiczny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Duquesne i jest zgodny z wytycznymi National Institutes of Health.
<ol>
	<li>Natychmiast po zakończeniu sekcji I (powyżej) należy obniżyć poziom izofluranu do 1,5%. Przytrzymaj na tym poziomie przez 15 minut.</li>
	<li>Niższy poziom izofluranu tak, aby zwierzę było częściowo znieczulone.
	<ol>
		<li>Obniżaj izofluran o 0,125% co 15 minut, aż zwierzę wykaże reakcję zgięciową na uszczypnięcie palca, ale nie wokalizuje ani nie porusza się w inny sposób.</li>
		<li>Zazwyczaj poziom 0,8-1,0% izofluranu jest optymalny, jednak poziomy mogą się różnić ze względu na różnice w ustawieniach znieczulenia. Wokalizacja i/lub poruszanie się są niezwykle rzadkimi zdarzeniami, gdy znieczulenie jest na odpowiednim poziomie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Zapis elektromiogramu (EMG) podczas rozdęcia pęcherza moczowego ze stopniowanym ciśnieniem (15-75 mmHg) (całkowity czas - zmienny w zależności od eksperymentu)
<ol>
	<li>Ustaw następujące elementy do zapisu EMG i wzdęcia pęcherza:
	<ol>
		<li>Skonfiguruj wzmacniacz, digitizer i oprogramowanie do nagrywania. W tej konfiguracji digitizer ma jedno wejście dla wzmacniacza i dwa wejścia dla regulatora ciśnienia (wejścia znacznika ciśnienia i bodźca, patrz sekcja 3.1.2 poniżej). Dokładną konfigurację sprzętu i oprogramowania można dostosować (szczegółowe instrukcje można znaleźć na liście materiałów).</li>
		<li>Skonfiguruj system, aby dostarczać zwierzęciu określone impulsy ciśnienia powietrza. System ten jest określany jako "czasowy regulator ciśnienia" w poniższym protokole. Pozwala na automatyczne dostarczanie ciśnienia, w tym digitalizację ciśnienia powietrza, kontrolę długości próby, automatyzację interwałów między próbami, kontrolę liczby prób i sygnał cyfrowy początku bodźca (patrz Anderson i wsp.14 dla schematu czasowego regulatora ciśnienia).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podłącz wszystkie przewody od myszy (2 przewody brzuszne + 1 przewód uziemiający) do amplifier i digitizera i rozpocznij nagrywanie sygnału EMG w oprogramowaniu digitizera. Zwróć uwagę, o której godzinie wybrano opcję "Zapisz" w oprogramowaniu digitizera.</li>
	<li>Wyjmij ręcznik papierowy z cewnika pęcherza moczowego. Podłączyć cewnik do rury przewodzącej powietrze (z czasowego regulatora ciśnienia).</li>
	<li>Przeprowadź pojedynczą 20-sekundową próbę przy ciśnieniu rozdęcia 60 mmHg.
	<ol>
		<li>Ustaw regulator przepływu na 60 mmHg (sprawdź ciśnienie za pomocą analogowego ciśnieniomierza).</li>
		<li>Ustaw czasowy regulator ciśnienia tak, aby dostarczał 20-sekundowy interwał ciśnienia wstępnego (będzie to sygnał bodźca 2 V zapisany w oprogramowaniu digitizera), a następnie 20-sekundowy impuls rozprężania ciśnienia.</li>
		<li>Rozpocznij próbę (interwał ciśnienia wstępnego + próba rozdęcia ciśnienia). Kiedy rozpocznie się właściwa próba ciśnieniowa, dokładnie sprawdź ciśnienie za pomocą 3 ciśnieniomierzy podłączonych do systemu.</li>
		<li>Podczas próby rozdęcia ciśnienia należy zaobserwować silny sygnał EMG (>0,5 V) w trakcie i ewentualnie po 20-sekundowym rozdęciu. Zwierzę może wykazywać ruchy brzucha, ale zwierzę nie powinno wokalizować ani w inny sposób się poruszać. Chociaż rzadko, jeśli obserwuje się nieprawidłowe ruchy lub wokalizacje, należy zwiększyć poziom izofluranu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeśli 1st 60 mmHg rozdęcie wytwarza odpowiedni sygnał EMG, powtórz krok 3.4 jeszcze dwa razy w odstępie międzypróbnym 1-2 min.</li>
	<li>Po otrzymaniu silnych sygnałów z trzech prób 60 mmHg, wykonaj eksperymentalne wzdęcia.
	<ol>
		<li>W wielu badaniach stosuje się stopniowane rozciągnięcia, zaczynając od niskiego ciśnienia (10-15 mmHg) i przechodząc do szkodliwych ciśnień (75-80 mmHg) w krokach co 10-15 mmHg. Zobacz reprezentatywne wyniki poniżej, na przykład ślady przy różnych ciśnieniach.</li>
		<li>Typowe próby obejmują 20-sekundowy interwał przedciśnienia, 20-sekundowy interwał ciśnienia i 1-2 minutowy interwał międzypróbny.</li>
		<li>Wykonaj trzy rozdęcia przy każdym ciśnieniu, a następnie uśrednij z trzech prób (aby uzyskać pojedynczą reakcję trzewnoruchową dla każdego nacisku). W alternatywnej metodzie wykonaj pięć rozciągnięć przy każdym ciśnieniu, odrzuć próby wysokie i niskie, a następnie uśrednij pozostałe trzy odpowiedzi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu rozciągnięć eksperymentalnych przerwij nagrywanie, zapisz plik eksperymentu i uśmierc zwierzę przy użyciu zatwierdzonych metod.</li>
</ol>
4. Analiza surowych śladów EMG
<ol>
	<li>Analiza reakcji trzewnomotorycznych (tj. zapisów EMG) jest łatwa do wykonania za pomocą wbudowanego oprogramowania digitizera lub programu innej firmy (Lista materiałów) Poniższe instrukcje są ogólnymi instrukcjami, które można wykorzystać do analizy tych danych za pomocą wielu programów lub przy użyciu analizy ręcznej.</li>
	<li>Aby wyeksportować dane EMG, ciśnienia i sygnału bodźca z oprogramowania digitizera, wykonaj następujące czynności:
	<ol>
		<li>Otwórz plik eksperymentalny.</li>
		<li>Kliknij "Plik" "Eksportuj jako".</li>
		<li>Zmień typ pliku na "tekst arkusza kalkulacyjnego (.txt)", nazwij plik i kliknij "Zapisz".</li>
		<li>W wyskakującym okienku zmień wyjściową częstotliwość próbkowania na "1000", zmień czas rozpoczęcia na moment rozpoczęcia zbierania danych i zmień czas zakończenia na "MaxTime()". Zaznacz pole wyboru "wyjście przesunięcia w czasie, więc pierwsza linia to 0,0 sekundy" i kliknij "OK".</li>
		<li>Dane zostaną teraz wyeksportowane jako plik tekstowy, który można otworzyć w różnych programach. Plik powinien zawierać cztery kolumny (Timer, VMR (EMG), Pressure, Stimulus).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dla każdego badanego zwierzęcia doświadczalnego należy wykonać następujące operacje matematyczne.
	<ol>
		<li>Popraw sygnał EMG dla całego zestawu danych, obliczając wartość bezwzględną każdego punktu czasowego.</li>
		<li>Określ średnią odpowiedź EMG podczas części tła eksperymentu.</li>
		<li>Odejmij tę średnią odpowiedź EMG tła od każdego skorygowanego punktu danych w eksperymencie, aby uzyskać zestaw danych skorygowanych w tle.</li>
		<li>Określ pole pod krzywą (AUC) dla każdego 20-sekundowego interwału ciśnienia wstępnego w zestawie danych skorygowanych w tle.</li>
		<li>Określ AUC dla każdej 20-sekundowej próby rozprężenia ciśnienia w skorygowanym zestawie danych w tle.</li>
		<li>Podzielić każdą wartość AUC próby rozprężenia ciśnienia (uzyskaną w kroku 4.3.5) przez najniższą wartość AUC w przedziale ciśnienia wstępnego z całego doświadczenia (uzyskaną w kroku 4.3.4). Jest to znormalizowane i skorygowane o tło AUC dla każdej pełnej próby rozdęcia ciśnienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dla każdego zwierzęcia doświadczalnego należy uśrednić wiele znormalizowanych prób z jednego ciśnienia, aby uzyskać znormalizowany VMR w woltach * sekundach (Vsec).</li>
	<li>Wykonaj odpowiednie statystyki na danych w zależności od projektu eksperymentu.</li>
</ol>

<ol><li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMerskey%2C+H+%22Classification+of+Chronic+Pain%22">Classification of Chronic Pain</a>. , IASP Press. (1994).</li>
<li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Med.+Assoc%22%5BJournal%5D)">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li>
<li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pain%22%5BJournal%5D)">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li>
<li>Berry, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+Symptoms+of+Bladder+Pain+Syndrome%2FInterstitial+Cystitis+Among+Adult+Females+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Prevalence of Symptoms of Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis Among Adult Females in the United States.</a> J. Urol. 186, 540-544 (2011).</li>
<li>Tunitsky, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+Pain+Syndrome%2FInterstitial+Cystitis+in+twin+sisters%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis in twin sisters.</a> J. Urol. 187, 148-152 (2012).</li>
<li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+smoking%2C+coffee%2C+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li>
<li>Warren, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWarren%2C+JW+%22Harrison%27s+Principles+of+Internal+Medicine%22">Harrison's Principles of Internal Medicine</a>. Longo, D. L., et al. , McGraw-Hill. New York. (2012).</li>
<li>Baldoni, F., Ercolani, M., Baldaro, B., Trombini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stressful+events+and+psychological+symptoms+in+patients+with+functional+urinary+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Perceptual+Motor+Skills%22%5BJournal%5D)">Stressful events and psychological symptoms in patients with functional urinary disorders.</a> Perceptual Motor Skills. 80, 605-606 (1995).</li>
<li>Tannenbaum, C., Gray, M., Hoffstetter, S., Cardozo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comorbidities+associated+with+bladder+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Clin.+Practice%22%5BJournal%5D)">Comorbidities associated with bladder dysfunction.</a> Int. J. Clin. Practice. 67, 105-113 (2013).</li>
<li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li>
<li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li>
<li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visceral+pain%3A+a+review+of+experimental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li>
<li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li>
<li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li>
<li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome%2FInterstitial+Cystitis%3A+A+Systematic+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Intern.+Med%22%5BJournal%5D)">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li>
<li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. reenwood-, Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li>
<li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pain%22%5BJournal%5D)">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

U ludzi śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS) stanowi poważny problem kliniczny, ponieważ pacjenci odczuwają wyniszczający ból, który często nie reaguje na regularne leczenie bólu15. Jednym z głównych wyzwań w zrozumieniu i ostatecznym leczeniu przewlekłego bólu pęcherza moczowego jest zrozumienie normalnych procesów neuronalnych, które są zaangażowane w reakcję na szkodliwe wzdęcia pęcherza. Aby sprostać temu wyzwaniu, niezbędny jest zwierzęcy model bólu pęcherza. ...

Przewlekły ból jest oficjalnie definiowany jako ból, który utrzymuje się przez około trzy miesiące, lub dłużej niż normalny czas gojenia się tkanek1. Ten rodzaj bólu jest jednym z głównych powodów, dla których ludzie są zmuszeni do szukania pomocy medycznej2 i może kosztować nawet 635 miliardów dolarów rocznie3. Obecne strategie radzenia sobie z przewlekłym bólem są uważane za archaiczne; Po dziesięcioleciach postępu w medycynie NLPZ (niesteroidowe leki przeciwzapalne) i opioidy są nadal podstawowymi metodami leczenia przepisywanymi przez lekarzy. Jednak zabiegi te są ukierunkowane na wszystkie rodzaje bólu w ten sam sposób, zapewniając efekty przeciwbólowe na całym ciele, w przeciwieństwie do skupiania się na przyczynie tego konkretnego incydentu bólowego. Aby lepiej pomagać osobom cierpiącym na przewlekły ból, należy skupić uwagę badań na etiologii i możliwych metodach leczenia specyficznego dla bólu związanych z najczęstszymi przyczynami bólu przewlekłego. Celem tego manuskryptu jest opisanie modelu używanego do lepszego zrozumienia stanu znanego jako śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bolesnego pęcherza moczowego (IC/BPS).
IC/BPS to wyniszczająca choroba, która dotyka miliony ludzi, głównie kobiety powyżej 40 roku życia 4. Dokładne przyczyny IC/BPS nie są znane, jednak rozpowszechnienie powiązano zgenetyką5, specyficzną dietą iwysokim poziomem stresu6. Objawy IC/BPS obejmują między innymi: zwiększoną parcie na mocz, zwiększoną częstotliwość oddawania moczu, ból, przekłuwający lub piekący ból podczas napełniania pęcherza i oddawania moczu oraz nokturię7. Pacjenci doświadczający tych schorzeń mają wyższy poziom stresu i są bardziej niespokojni8. Ten zwiększony stres powoduje zwiększony ból, który zwiększa pierwotny poziom stresu. Badania wykazały, że poziom depresji i lęku zmniejsza się po zabiegach, które łagodzą ból moczu, skutecznie przerywając w ten sposób cykl pozytywnego sprzężenia zwrotnego9. Jednym z wyzwań związanych z odkrywaniem nowych metod leczenia IC/BPS jest niedostatek podstawowej wiedzy naukowej na temat bólu pęcherza.
W celu zbadania wpływu układu nerwowego na ten stan, stworzono wiele modeli zwierzęcych, które naśladują ból i objawy związane z IC/BPS. Tradycyjnie, zapalenie pęcherza moczowego zostało odtworzone u zwierząt po wprowadzeniu do pęcherza różnych substancji chemicznych, takich jak olej musztardowy, aceton, lipopolisacharyd, kwas solny i cyklofosfamid . Jednak w sterylnym moczu pacjentów z IC/BPS nie ma żadnych obcych czynników, co kwestionuje wiarygodność tych modeli. Innym mysim modelem bólu urologicznego jest wzdęcie pęcherza moczowego (UBD)10. W tym modelu sprężone powietrze o określonym ciśnieniu jest dostarczane do pęcherza moczowego wybudzonego lub lekko znieczulonego zwierzęcia przez określony czas. Przez cały czas trwania zabiegu przewody w mięśniach skośnych górnych brzucha rejestrują aktywność elektryczną mięśnia (za pomocą elektromiogramu (EMG)). Aktywność ta jest znana jako odpowiedź trzewnoruchowa (VMR) i jest wiarygodną, powtarzalną miarą nocycepcji10. Podobne wzdęcie pustych narządów (np. pęcherza moczowego, odbytnicy) u zdrowych ochotników powoduje uczucie dyskomfortu i znaczny wzrost zgłaszanego bólu11,12, cechy, które są często wykorzystywane do diagnozowania IC/BPS. Tak więc, w połączeniu z elektrycznymi, farmakologicznymi i optogenetycznymi metodami stymulacji lub hamowania, UBD jest użytecznym i ważnym modelem do zrozumienia zarówno obwodowych, jak i ośrodkowych składników nocycepcji pęcherza moczowego i bólu.
Tutaj opisujemy procedurę dla UBD, która jest obecnie stosowana w naszym laboratorium u samic pospolitego szczepu myszy, C57Bl/6J. Ze względu na trudności w procesie cewnikowania u samców, procedura ta jest wykonywana głównie u samic myszy. Protokół ten został zaadaptowany z protokołu opracowanego przez Nessa i wsp.10 i wcześniej opublikowane w naszym laboratorium13. Poniższy protokół opisuje cztery podstawowe elementy tego modelu u znieczulonych zwierząt: (1) cewnik pęcherza moczowego i chirurgia elektrody rejestrującej, (2) częściowa indukcja znieczulenia, (3) rozdęcie pęcherza moczowego i zapis VMR oraz (4) analiza danych surowych śladów VMR/EMG. Subtelne różnice w procedurze UBD-VMR wynikające z wyboru organizmu, głębokości i indukcji znieczulenia oraz temperatury ciała omówiono poniżej.

<table><tbody><tr><td>Koc grzewczy na podczerwień i system monitorowania</td><td>Kent Scientific</td><td>Right-Temp System&nbsp;</td><td>Ten system jest skonfigurowany do monitorowania dwóch oddzielnych temperatur. Powinno to obejmować zwierzę i koc grzewczy.&nbsp; Dodatkowo system może automatycznie dostosować temperaturę, aby utrzymać zadaną temperaturę. Jednak ta automatyczna funkcja powoduje zakłócenia elektryczne podczas zapisu EMG i musi być wyłączona. Kent może dostarczyć akumulator do poduszki grzewczej do użytku podczas części eksperymentu dotyczącej nagrywania riEMG.</td></tr><tr><td>Waporyzator izofluranowy</td><td>Draeger</td><td>Vapor 19.1</td><td>Każdy waporyzator izofuranowy będzie działał, ale warto mieć taki, który ma wiele nacięć między 0-2% izofluranu.</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>z wielu źródeł</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>100% zbiornik tlenu</td> z <td>wielu źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td>Do wentylacji zwierząt</td></tr><tr><td>Stopień oddychania powietrzem</td><td>wiele źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td>Do rozdęcia pęcherza</td></tr><tr><td>moczowego 24 G 0,56 cala Cewnik dożylny</td><td>BD Biosciences&nbsp;</td><td>381411</td><td>Do cewnikowania pęcherza moczowego</td></tr><tr><td>Surgilube (sterylne)</td> <td>Savage Laboratories</td><td>0281-0205-02</td><td>Każdy smar klasy chirurgicznej będzie działał dobrze.</td></tr><tr><td>Olej mineralny (sterylny)</td><td>wiele źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna (sterylna)</td><td>wiele źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>AG8W Drut srebrny, 2 m, 0,20 mm (0,008 cala) D, L, bez izolacji&nbsp;</td><td>Warner Instruments</td><td>W4 64-1318&nbsp;</td><td>Każdy srebrny drut o tych specyfikacjach będzie działał.&nbsp; Drut nie musi być "chlorowany"."</td></tr><tr><td>Maść okulistyczna</td><td>wiele źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Małe nożyczki chirurgiczne</td><td>wiele źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Ostre kleszcze</td><td>wiele źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>21 G Igła</td><td>z wielu źródeł</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz trawiasty P511 z 3-odprowadzeniowym wejściowym</td><td>Grass Instruments</td><td>P511 ( F-P5IC3/REV1)To</td> <td>jest "wzmacniacz" używany w protokole.&nbsp; Wzmacniacz z następującymi ustawieniami: Kalibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Wzmocnienie = 20; Hi freq = 10 kHz; Filtr liniowy = w.</td></tr><tr><td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (lub odpowiednik)</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>1401 Plus</td><td>Jest to "digitizer" używany w protokole.&nbsp; Inne systemy digitizera od WINDAQ lub innych firm będą działać bez zarzutu; Potrzebne są wejścia dla sygnału ciśnienia, EMG i sygnału bodźca.</td></tr><tr><td>Oprogramowanie CED Spike2</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Spike 2</td><td>Jest to "oprogramowanie digitizera" używane w protokole.&nbsp; Powinien pochodzić od tego samego producenta co digitizer. Program powinien być skonfigurowany z 3 kanałami dla ciśnienia (skala 0-100 mmHg), sygnału EMG (typowo zakres od -5 do +5 V) i zakresu znacznika bodźca (0-2 V).</td></tr><tr><td>Schemat blokowy od zbiornika powietrza do cewnika pęcherza</td><td>moczowego nie</td><td>dotyczy Sekwencja</td><td>połączeń od zbiornika sprężonego powietrza do pęcherza moczowego zwierzęcia:&nbsp; Zbiornik powietrza do 1/4 w rurce do przepływomierza Gilmont do złącza y.&nbsp; Odgałęzienie 1 złącza y do ciśnieniomierza.&nbsp; Odgałęzienie 2 do pojedynczego wejścia na zaworze 4-drogowym do wyjścia zaworu 4-drogowego do czasowego regulatora ciśnienia do rurki 3/32 od czasowego regulatora ciśnienia do złącza 2nd y (odgałęzienie 1 do ciśnieniomierza) z odgałęzieniem 2 do 3/32 rurki&nbsp; do złącza 3rd Y.&nbsp; Odgałęzienie 1 łącznika y do 3. ciśnieniomierza i odgałęzienie 2 do cewnika pęcherza moczowego zwierzęcia.</td></tr><tr><td>Przepływomierz Gilmont&nbsp;</td><td>Gilmont</td><td>GF8321-1401</td><td>Będzie działać wiele marek przepływomierzy.&nbsp; W przypadku powietrza rozdętego pęcherza przepływomierz powinien być w stanie poradzić sobie z wysokimi ciśnieniami (takimi jak ten miernik Gilmonta).&nbsp; W przypadku powietrza do oddychania natężenie przepływu powinno być regulowane do 100 ml/min (typowa szybkość dla myszy to 500-1 000 ml/min).&nbsp;</td></tr><tr><td>Zawór 4-drogowy Gang</td><td>Elite To</td><td></td><td>specyficzny element wyposażenia.&nbsp; Zawór gangowy Elite jest przeznaczony do akwariów przy niskim ciśnieniu powietrza. W konfiguracji wzdęcia pęcherza zawór ten działa jak zawór bezpieczeństwa w przypadku skoków ciśnienia. Zbyt wysokie ciśnienie podczas początkowego włączania butli spowoduje zniszczenie przetwornika ciśnienia w regulatorze ciśnienia czasowego i/lub ciśnieniomierzach. Ponadto, zapewniając niewielką nieszczelność w układzie, zawór ten ułatwia regulację ciśnienia w zakresie 10-80 mmHg. &nbsp;</td></tr><tr><td>1/4 cala Rurki</td><td>z wieloma źródłami</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>3/32 cala Rurki</td> z <td>wieloma źródłami</td><td>bez</td><td></td></tr> <tr><td>złączy "Y" (1/4 i 3/32 cala)</td> <td>z wieloma źródłami</td><td>nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Ciśnieniomierz</td><td>CVS</td><td></td><td>Każdy analogowy ciśnieniomierz z apteki będzie działał w tym zastosowaniu.&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Niestandardowy</td><td></td> <td>regulator ciśnienia</td><td>czasowego Jest to niestandardowa maszyna zbudowana (warsztat mechaniczny Washington University w St. Louis), która pozwala na automatyczne dostarczanie ciśnienia, w tym digitalizację ciśnienia powietrza, kontrolę długości próby, automatyzację interwałów między próbami, kontrolę liczby prób i sygnał cyfrowy początku bodźca. Jednak podstawowe elementy systemu (włączanie i wyłączanie ciśnienia w danym okresie próbnym) mogą być kontrolowane za pomocą prostego przełącznika on/off w przewodzie. &nbsp; Taka analogowa kontrola badania wymagałaby dodatkowych parametrów analizy (zob. Protokół 4).&nbsp; Ponadto podczas analizy danych konieczne byłoby ręczne przypisanie ciśnienia na podstawie ciśnieniomierza analogowego.&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>IGOR Pro</td><td>Wavemetrics</td><td>n/a</td><td>Do analizy sygnału EMG. W tych eksperymentach można użyć wielu różnych typów oprogramowania do analizy danych.</td></tr></tbody></table>

wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się zwiększoną pilnością i częstotliwością oddawania moczu, a także nokturią i ogólnym bólem miednicy, zwłaszcza po wypełnieniu pęcherza moczowego lub oddaniu moczu. Pomimo wieloletnich badań, przyczyna IC/BPS pozostaje nieuchwytna, a strategie leczenia nie są w stanie zapewnić pacjentom całkowitej ulgi. W celu zbadania wpływu układu nerwowego na ten stan, opracowano wiele modeli zwierzęcych, które naśladują ból i objawy związane z IC/BPS. Jednym z takich mysich modeli jest wzdęcie pęcherza moczowego (UBD). W tym modelu sprężone powietrze o określonym ciśnieniu jest dostarczane do pęcherza lekko znieczulonego zwierzęcia przez określony czas. Przez cały czas trwania zabiegu przewody w mięśniach skośnych górnych brzucha rejestrują aktywność elektryczną mięśnia. Ta aktywność jest znana jako odpowiedź trzewnoruchowa (VMR) i jest wiarygodną i powtarzalną miarą nocycepcji. Tutaj opisujemy kroki niezbędne do wykonania tej techniki u myszy, w tym manipulacje chirurgiczne, rejestrację fizjologiczną i analizę danych. Za pomocą tego modelu można rozwikłać koordynację między pierwotnymi neuronami czuciowymi, wtórnymi aferentami rdzenia kręgowego i wyższymi obszarami ośrodkowego układu nerwowego zaangażowanymi w ból pęcherza. Ta podstawowa wiedza naukowa może być następnie klinicznie przełożona na leczenie pacjentów cierpiących na IC/BPS.

Ilustracja ogólnego schematu układu UBD-VMR przedstawiona jest na Rysunku 1A. Stopniowe zwiększanie ciśnienia indukuje wzrost surowego VMR (t.j. EMG) (Rysunek 1B). Surowy sygnał VMR, ciśnienie oraz marker bodźca, które powinny być obserwowane podczas rejestracji za pomocą oprogramowania digitalizującego, widoczne są na Rysunku 2. Górny kanał na Rysunku 2 to zapis EMG (w V). Sygnał tła zapisu EMG powinien być stabilny i mieć niską amplitudę (&lt;...

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się częściowo bólem miednicy. W celu zbadania udziału układu nerwowego w tym stanie, stosuje się fizjologiczny model bólu pęcherza moczowego u myszy i szczurów.

Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ustanowienie fizjologicznego modelu bolesnych podrażnień pęcherza u myszy podczas całej procedury. Temperaturę ciała utrzymuje się za pomocą mata grzewczego i nadprożkowego grzejnika promiennika. Pierwszym etapem zabiegu chirurgicznego jest wprowadzenie cewnika do cewki moczowej znieczulonej myszy.Drugim krokiem jest wykonanie nacięcia w celu odsłonięcia lewego mięśnia brzusznego. Trzecim krokiem jest pobranie fragmentu mięśnia za pomocą igły o rozmiarze 21 G. Następnie przez igłę wprowadza się zgiętą elektrodę z drutu srebrnego.Następnie igłę wycofuje się z mięśnia, pozostawiając w nim drut. Proces ten powtarza się dla drugiej srebrnej elektrody drucianej. Czwartym krokiem jest umieszczenie drutu uziemiającego w klatce piersiowej myszy.Piątym krokiem po zakończeniu zabiegu chirurgicznego jest rozciągnięcie pęcherza i rejestracja odpowiedzi EMG. W tym celu najpierw należy podłączyć trzy elektrody z drutu srebrnego do wzmacniacza i cyfryzatora, aby zarejestrować odpowiedź motoryczną trzewną, czyli VMR. Następnie cewnik pęcherzowy podłącza się do regulatora czasu i ciśnienia oraz zbiornika z powietrzem, aby dostarczyć konkretne bodźce rozciągające pęcherz pod różnymi ciśnieniami w zakresie 15 mmHg.Nie zarejestrowano VMR. Jednakże przy ciśnieniu 30, 45 i 60 mmHg wartość VMR wzrasta wraz ze wzrostem ciśnienia. Na wykresie można zauważyć stopniowy, skokowy wzrost znormalizowanej VMR wraz ze wzrostem ciśnienia.Niniejsza procedura może pomóc w zrozumieniu mechanizmów trzewnego bólu pęcherza moczowego. W szczególności, wykorzystując model rozciągania pęcherza moczowego, można badać cały układ nerwowy w kontekście szkodliwej stymulacji trzewnej. Obejmuje to rejestrację i analizę aktywności samych nerwów obwodowych, neuronów wtórnych w rdzeniu kręgowym oraz neuronów wyższego rzędu w pniu mózgu i mózgu.Ponadto w tym fizjologicznym modelu bólu pęcherza można testować nowe środki terapeutyczne do leczenia bólu pęcherza u ludzi. Wywołaj stan znieczulenia, umieszczając mysz w komorze indukcyjnej przy stężeniu 2 do 3% isofluorenu. Wyjmij mysz z komory indukcyjnej po utracie odruchu mrugania.Umieść mysz w stożku nosowym przy stężeniu izofluranu od 2 do 2,5%. Następnie odwróć mysz grzbietem do dołu. Po odwróceniu sprawdź głębokość znieczulenia, uciskając palec u nogi pęsetą.Zwierzę nie powinno wykazywać żadnej reakcji. Następnie za pomocą pęsety delikatnie uchwyć otwór cewki moczowej prostopadle do ciała myszy i wprowadź końcówkę cewnika do cewki. Obniż cewnik tak, aby znajdował się równolegle do ciała myszy, a następnie delikatnie wprowadź go do organizmu zwierzęcia.Delikatnie uciśnij brzuch, aby opróżnić pęcherz z moczu. Wchłoń ciecz za pomocą ręcznika papierowego. Nanieś alkohol na brzuch, aby zdezynfekować ten obszar.Wykonaj nacięcie o długości od jednego do dwóch centymetrów w sterylnym obszarze, aby odsłonić lewy mięsień brzucha. Użyj nożyczek, aby rozsunąć skórę i rozluźnić powięź w taki sposób, aby odsłonić mięsień brzucha skośny zewnętrzny. Na tym obrazie mięsień brzucha znajduje się w górnej części otworu chirurgicznego, a mięsień lug u dołu.Użyj igły o rozmiarze 21 G, aby pobrać niewielki fragment mięśnia. Przejedź igłą przez tkankę mięśniową. Ważne jest, aby podczas tego procesu unikać naczyń krwionośnych.Następnie wprowadź jeden koniec srebrnego drutu do igły. Przeciągnij igłę z powrotem przez mięsień, aby wciągnąć srebrny drut do wnętrza tkanki; drut powinien znajdować się na poziomie powierzchni uchwyconego fragmentu mięśnia. Powtórz ten proces.Zaimplantuj drugi srebrny drut w odległości około 0,5 centymetra od pierwszego drutu. Następnie zaimplantuj w klatce piersiowej trzeci srebrny drut. Drut ten pełni funkcję uziemienia.Na odsłonięte mięśnie brzucha nanieś ciepły olej mineralny, aby zapobiec ich wysychaniu. Przełóż mysz tak, aby znajdowała się na boku w wygodnej pozycji. Następnie podłącz klipsy elektrod do srebrnych elektrod drucianych.Ustaw trzy klipsy w taki sposób, aby przewody się nie stykały. Po zakończeniu zabiegu zmniejsz stężenie znieczulenia do 1,5%. Następnie obniżaj poziom znieczulenia o 0,125% co 15 minut, aż u myszy pojawi się odruch zgięciowy w odpowiedzi na ucisk palca u nogi.Uciśnij bez wokalizacji lub ambulacji. Podłącz cewnik pęcherza do przewodów powietrznych połączonych z regulatorem czasu i ciśnienia. Służy on do kontrolowania długości przedciśnieniowego odstępu czasu, próby rozciągania ciśnieniowego oraz międzypróbnego odstępu czasu po zastosowaniu ciśnienia.Wykonaj rozciąganie pod ciśnieniem 60 mmHg, aby przetestować reakcję myszy na rozciąganie. Powinien pojawić się silny sygnał EMG przekraczający 0,5 V. Jeśli zostanie on zaobserwowany, wykonaj dwa kolejne rozciągania w celu potwierdzenia reakcji.Jeśli nie zaobserwuje się odpowiedniej odpowiedzi, należy obniżyć poziom izofluranu. Jeśli mysz zacznie wydawać dźwięki lub poruszać się podczas próby rozciągania, należy zwiększyć poziom izofluranu. W niniejszym przykładzie widoczna jest silna odpowiedź EMG.Taki wynik można uznać za prawidłową reakcję bimo na rozciąganie pęcherza, w związku z czym nie byłoby konieczne wprowadzanie zmian w poziomie isofluryne. W wielu badaniach stosuje się stopniowane rozciąganie, rozpoczynając od niskich ciśnień, np. 15 mmHg, a następnie zwiększając je do wartości bardziej drażniących. Dane zostały już zebrane.Musi on zostać poddany procesowaniu i analizie. Pierwszym krokiem jest rektyfikacja całego zestawu danych poprzez wyznaczenie wartości bezwzględnej dla każdego punktu. Najłatwiej przeprowadzić to za pomocą oprogramowania do analizy danych, ale można to również zrobić ręcznie.Po sprostowaniu danych należy wyznaczyć średnią odpowiedź EMG podczas sekcji tła eksperymentu. Odejmij tę wartość odpowiedzi EMG tła od każdego punktu danych w eksperymencie, aby uzyskać zestaw danych skorygowany o tło. Następnie wyznacz pole pod krzywą dla przedziału przed przyłożeniem ciśnienia, a następnie pole pod krzywą dla próby rozciągania ciśnieniowego.Proces ten powtarza się dla wszystkich przedciśnieniowych odstępów czasu oraz prób rozciągania ciśnieniowego. Poniżej znajduje się zrzut ekranu z zestawu przeanalizowanych danych. Wykresy są ułożone od góry do dołu: surowe EMG, ciśnienie zarejestrowane przez przetwornik ciśnienia, sygnał stymulujący oraz na końcu wykres pola pod krzywą.W tym przykładzie, aby wyznaczyć nienormowaną wartość VMR dla pierwszej próby rozciągania ciśnieniowego, należy odjąć obliczoną powierzchnię pod krzywą na początku próby od powierzchni pod krzywą na jej końcu. Na koniec powierzchnia pod krzywą dla każdej próby rozciągania ciśnieniowego jest normowana do najniższej zmierzonej wartości z próby przed przedziałem ciśnieniowym. Odbywa się to poprzez podzielenie wyniku każdej próby rozciągania ciśnieniowego przez najniższą wartość próby przed przedziałem ciśnieniowym, aby uzyskać znormowaną wartość VMR w woltach na sekundę.Oto wykres przedstawiający znormalizowaną wartość VMR dla pojedynczego zestawu rozciągnięć w zakresie od 15 do 75 mmHg. Na osi Y widoczny jest stopniowy wzrost VMR wraz ze wzrostem ciśnienia na osi X. Ponadto, w przypadku trzech zestawów stopniowych rozciągnięć w zakresie od 15 do 75 mmHg, można zauważyć, że całkowita wartość VMR dla tej myszy jest spójna pomiędzy zestawami.Stabilność tej techniki pozwala na przeprowadzanie manipulacji trwających wiele godzin. Na koniec przedstawiono znaczenie uważnego monitorowania temperatury ciała podczas procedury VMR z rozciąganiem pęcherza. Poniższy zestaw danych pokazuje, że spadek temperatury ciała z 37,5 do 33,5 °C prowadzi do istotnego spadku VMR do poziomu 60 mmHg rozciągania pęcherza.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć jasne wyobrażenie o tym, jak chirurgicznie implantować elektrody druciane oraz cewnik pęcherza moczowego do wykorzystania w modelu rozciągania pęcherza moczowego w badaniu bólu trzewnego. Powinni Państwo również lepiej rozumieć sposób analizy danych generowanych w tym teście. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Rozciągnięcie pęcherza moczowego wywołane reakcje ruchowe narządów wewnętrznych jako model bólu pęcherza u myszy

Cystometria jest wydajną techniką pomiaru funkcji pęcherza moczowego u małych zwierząt in vivo. Do pęcherza prowadzona jest ciągła infuzja z szybkością kontrolowaną poprzez cewnik wewnątrz pęcherza, podczas gdy cewka moczowa pozostaje wolna, aby umożliwić mikcję. Pozwala to na wielokrotne napełnianie i opróżnianie pęcherza, przy jednoczesnym rejestrowaniu ciśnienia wewnątrz pęcherza oraz objętości wydalonego moczu.

Zastosowanie cystometrii u małych gryzoni: badanie chemosensytywności pęcherza moczowego

Etapy chirurgiczne powiększenia pęcherza moczowego opisano z wykorzystaniem rusztowań 3-D w modelach mysich i szczurzych. W celu przetestowania skuteczności konfiguracji biomateriałów do zastosowania w powiększeniu pęcherza przedstawiono techniki cystometrii przeprowadzanej zarówno u zwierząt w stanie czuwania, jak i znieczulonych.

Ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni

Infekcja prostaty może być czynnikiem przyczyniającym się do pośredniczenia w bólu miednicy w przewlekłym zapaleniu gruczołu krokowego. Opisujemy procedurę przygotowania standaryzowanego inokulum bakteryjnego, wkraplania bakterii do cewki moczowej samców myszy oraz metodologii pomiaru allodynii dotykowej u myszy w czasie.

Pomiar dotykowej allodynii w mysim modelu bakteryjnego zapalenia gruczołu krokowego

Mierzymy obwodowo-płciową wrażliwość mechaniczną i aktywację komórek tucznych u samców myszy C57BL/6, które przeszły paradygmat stresu we wczesnym okresie życia - separację noworodków od matek, w celu wywołania przedklinicznego modelu przewlekłego zapalenia gruczołu krokowego/przewlekłego bólu miednicy.

Ocena wrażliwości okołopłciowej i aktywacji komórek tucznych gruczołu krokowego w mysim modelu separacji noworodków od matek

To badanie opisuje procedury chirurgiczne i techniki eksperymentalne do wykonywania cystometrii na jawie u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto dostarcza dowodów eksperymentalnych wspierających jego optymalizację i standaryzację.

Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

Inkraplanie przezcewkowe jest trudną procedurą i nie zostało dobrze opisane w literaturze. Celem pracy jest opisanie techniki przezcewkowego wprowadzania cewnika do dopęcherzowego podawania płynów z substancjami czynnymi do pęcherza moczowego i/lub prostaty u dorosłych samców myszy.

Procedura wkraplania przezcewkowego u dorosłego samca myszy

Model pęcherza bez detrusorów umożliwia bezpośredni dostęp do błony podmoczowej w celu zbadania lokalnych mechanizmów regulacji dostępności biologicznie aktywnego mediatora w suburotelium/blaszce właściwej podczas przechowywania i oddawania moczu. Preparat bardzo przypomina napełnianie nienaruszonego pęcherza moczowego i pozwala na wykonanie badań ciśnienia i objętości bez wpływów ogólnoustrojowych.

Zdecentralizowany (ex vivo) mysi model pęcherza moczowego z usuniętym mięśniem wypierającym w celu uzyskania bezpośredniego dostępu do błony dróg moczowych podczas napełniania pęcherza

Metody prostej, szybkiej indukcji modelu bólu pleców u myszy są tutaj dostępne za pomocą iniekcji aktywatora plazminogenu w moczu do wnętrza więzadła.

Model bólu pleców myszy wywołany aktywatorem plazminogenu typu urokinazy

Ten protokół opisuje procedurę pomiaru stężenia ATP w świetle pęcherza moczowego u znieczulonego gryzonia.

In vivo (in vivo) Pomiar luminalny wywołanego rozdęciem urotelialnego uwalniania ATP u gryzoni

Ten artykuł opisuje nową metodę badania zachowania myszy podczas mikcji poprzez włączenie monitoringu wideo do konwencjonalnego testu pustego miejsca. Takie podejście dostarcza czasowych, przestrzennych i wolumetrycznych informacji na temat zdarzeń mikcji i szczegółów zachowania myszy podczas jasnych i ciemnych faz dnia.

Test pustej przestrzeni w czasie rzeczywistym

Ten protokół zawiera przewodnik do impregnacji skóry cyjanoakrylem, aby zapobiec wchłanianiu moczu przez sierść i skórę. Zawiera instrukcję nakładania kleju na skórę, wszczepiania cewnika do pęcherza moczowego oraz elektrody do cystometrii i zapisy elektromiografii zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych myszy.

Optymalizacja technik urodynamicznych myszy w celu zwiększenia dokładności

Poznaj model bólu pęcherza moczowego u myszy poprzez wzdęcie i rejestrację odpowiedzi trzewnomotorycznej. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów nerwowych w przebiegu zapalenia międzykomórkowego i pomaga w rozwoju nowych terapii przeciwbólowych.

Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Przeglądaj więcej filmów