Name: Eksperymentalny protokół manipulowania heterogenicznością gleby wywołaną przez rośliny (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 16 s
Description: Poznaj metody tworzenia heterogeniczności gleby wywołanej przez rośliny w badaniach ekologicznych. Ten protokół pozwala zrozumieć mechanizmy współistnienia gatunków i dynamikę zbiorowisk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękujemy Squire Valleevue i Valley Ridge Farms z Case Western Reserve University, w tym A. Locci, C. Bondowi i A. Alldridge'owi, za pomoc w założeniu wspólnego ogrodu. J. Hooks, L. Huffman, L. Gonzales, S. C. Leahy, B. Ochocki, A. Ubiles, C. Yu, X. Zhao i N. M. Zimmerman udzielili pomocy w terenie. A.J.B. i J.H.B. były finansowane przez fundusze startowe od CWRU do J.H.B. G.A.D. było wspierane przez grant Summer Programs in Undergraduate Research z CWRU finansowane przez Howard Hughes Medical Institute. Praca ta była również wspierana przez fundusze National Science Foundation dla J.H.B. (DEB 1250170).

1. Pobranie gleb polowych w celu przygotowania heterogenicznych i homogenicznych wariantów glebowych
<ol>
	<li>Wybierz dwa współwystępujące gatunki roślin w podobnych siedliskach i typach gleby do przeprowadzenia badania (np. Rysunek 1a). Określ ilość gleby potrzebną do wykorzystania w eksperymencie na podstawie wielkości plamy gleby (np. od jednej trzeciej do jednej połowy głównej strefy korzeniowej gatunku badanego (lub objętości zajmowanej przez bryłę korzeniową) oraz liczba plastrów niezbędnych do przeprowadzenia eksperymentu (patrz Protokół 2 i 3 poniżej).
	<ol>
		<li>Dla Rdestieniec spp. (Rycina 1a), należy zastosować fragmenty gleby o wymiarach 10 cm x 10 cm x 18 cm (długość x szerokość x głębokość), aby objąć przybliżoną strefę korzeniową o promieniu 10 cm od podstawy rośliny do głębokości 18 cm (5,655 cm3 pobranie gleby z tej określonej strefy oddziaływania korzeni dla jednej rośliny daje 3 próbki gleby o powierzchni 1800 cm²3).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadź rozpoznanie terenu w celu zlokalizowania dorosłych osobników dwóch badanych gatunków. Unikaj osobników, których strefa korzeniowa prawdopodobnie nakłada się na strefę korzeniową drugiego badanego gatunku (np. Rdestowiec osobniki znajdujące się w odległości 0,25 m od innego gatunku). Zaznaczyć pinezkami liczbę osobników niezbędnych do pobrania wymaganej ilości gleby.
	<ol>
		<li>Zaznacz 20 losowo wybranych osobników z każdej grupy Rdestiec gat. dla 20 jednostek eksperymentalnych (2 gatunki x 2 rodzaje podłoża x 5 powtórzeń), z których każda wymaga 3 fragmentów gleby od każdego gatunku ogniskowego (zgodnie z Protokołem 2 poniżej).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zesterylizuj sprzęt do pobierania gleby (łopaty, rękawice, pojemniki transportowe), używając mieszaniny wybielacza (5–10% NaClO) i wody w stosunku około 1:10, aby usunąć wszystkie cząsteczki gleby. Przed użyciem wysusz sprzęt, aby uniknąć wpływu wybielacza na biotę glebową. Oznacz każdy element sprzętu taśmą laboratoryjną, wskazując gatunek docelowy, z którego otoczenia gleba będzie pobierana lub do którego będzie transportowana, aby uniknąć kontaminacji krzyżowej.np. opisz jedną łopatkę dla gatunku A i drugą łopatkę dla gatunku B).</li>
	<li>Przed rozpoczęciem pobierania próbek gleby należy sprawdzić warunki pogodowe oraz stan gleby pod kątem niedawnych opadów. Aby zminimalizować zagęszczenie gleby, należy unikać pobierania próbek, gdy gleba jest zbyt wilgotna (błotnista lub całkowicie nasycona wodą), a także podczas opadów. Z kolei należy unikać pobierania próbek z gleby zbyt suchej (bardzo twardej, utrudniającej wbicie łopaty), aby ułatwić oddzielenie gleby od korzeni.</li>
	<li>Pobierz próbki gleby polowej od oznakowanych osobników dwóch badanych gatunków w powtórzonych partiach, aby uniknąć pseudoreplikacji (np. pojedyncza próbka gleby zawierająca rzadki patogen, która jest następnie mieszana pomiędzy powtórzeniami eksperymentalnymi).
	<ol>
		<li>Wykop całą strefę korzeniową osobnika gatunku A (zdefiniowanego w kroku 1.1) za pomocą odpowiednio oznakowanej sterylnej łopaty, usuń widoczne grube korzenie z gleby, używając odpowiednio oznakowanych sterylnych rękawiczek, a następnie umieść glebę w odpowiednio oznakowanym sterylnym pojemniku transportowym (np. wiadro). W przypadku eksperymentu z 4 jednostkami doświadczalnymi w każdym bloku, gdzie strefa korzeniowa jednej rośliny dostarcza wystarczającą ilość gleby dla 1 jednostki doświadczalnej (jak w sekcji 1.2.1), należy powtórzyć tę procedurę dla 3 kolejnych osobników gatunku A.</li>
		<li>Powtórz procedurę opisaną w sekcji 1.5.1 dla gatunku B.</li>
		<li>Przenieść powtórzone próbki gleby obu gatunków do miejsca prowadzenia eksperymentu. Umieścić glebę w jednostkach eksperymentalnych dla bloku 1 eksperymentu (zgodnie z poniższym Protokołem 2 lub 3), przy czym blok zawiera jednostkę eksperymentalną dla każdej kombinacji zabiegów (tj. każdy gatunek x każda metoda zabiegu glebowego).</li>
		<li>Powtórz sekcję 1.5.3.</li>
		<li>Powtórz etapy 1.5.1–1.5.4 dla pozostałych bloków w eksperymencie. W celu zminimalizowania pseudoreplikacji, podczas każdego poboru powtórzonego należy pobierać glebę od grup osobników znajdujących się w odległości co najmniej 1 m od poprzednich miejsc poboru.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schemat interakcji roślina-gleba; gatunki Rumex w układach gleb heterogenicznych i homogenicznych." fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51580/51580fig1highres.jpg" width="500" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Przykład projektu eksperymentu polowego manipulującego indukowaną przez rośliny heterogenicznością gleby. (a) Gleby są pobierane z strefy oddziaływania korzeni osobników konspecyficznych (α) i heterospecyficznych (β) w polu, zgodnie ze standardowymi protokołami badania efektów sprzężeń zwrotnych między rośliną a glebą9. (b) Zabiegi eksperymentalne z glebami heterogenicznymi, składającymi się z gleb od rośliny A (gleby α) i gleb od rośliny B (gleby β), są rozmieszczone w siatce, natomiast zabiegi z glebą homogenizowaną są tworzone z równomiernej mieszaniny gleb z tych dwóch źródeł. W tym przykładzie siatki gleb polowych są umieszczane w donicach o dużej średnicy wkopanych w ziemię, a obszar wokół każdej siatki jest wypełniony gruboziarnistym, wysterylizowanym piaskiem. Rysunek zmodyfikowano na podstawie pracy Brandt et al.10
2. Przykład eksperymentu polowego: tworzenie siatek gleb heterogenicznych i homogenicznych w celu pomiaru odpowiedzi populacji roślin
<ol>
	<li>Wykorzystując gleby z powtórzonej kolekcji gleb polowych (Protokół 1), przygotuj w następujących krokach wariant niejednorodny (t.j. naprzemienne komórki siatki zawierają glebę pobraną od gatunku A lub gatunku B) oraz wariant jednorodny (t.j. każda komórka siatki zawiera mieszaninę gleby od gatunku A i B w stosunku 1:1) (Rysunek 1b) dla bloku 1 eksperymentu.
	<ol>
		<li>Zdezynfekuj sprzęt do manipulacji glebą (łopaty, rękawice, plastikową siatkę) mieszaniną wybielacza (5-10% NaClO) i wody w proporcji około 1:10, aby usunąć wszystkie cząsteczki gleby. Przed użyciem osusz sprzęt, aby uniknąć wpływu wybielacza na biotę glebową. Oznacz każdy element sprzętu taśmą laboratoryjną, aby wskazać gatunek docelowy, którego gleba będzie przetwarzana, w celu uniknięcia zanieczyszczeń krzyżowych (np. oznacz jedną łopatę dla gatunku A, a drugą dla gatunku B) oraz oznacz plastikową siatkę, aby wskazać, czy zostanie ona użyta do wariantu gleby niejednorodnej czy jednorodnej.</li>
		<li>Umieść wyjmowaną plastikową siatkę w donicy wkopanej w ziemię [lub w innej działce bądź pojemniku wystarczająco dużym, aby pomieścić siatkę], która zostanie wypełniona pobraną z pola glebą (np. 1 800 cm3/komórka siatki, jak w kroku 1.1.1). Użyj specjalnie wykonanej siatki o pożądanych wymiarach, np. siatki 2 x 3 z 6 komórkami o rozmiarze określonym w kroku 1.1 (Rysunek 1b).
		<ol>
			<li>W przypadku wariantu niejednorodnego z naprzemiennymi typami plam glebowych, umieść porcje gleby od gatunku A w komórkach siatki dla gleby α oraz glebę od gatunku B w komórkach dla gleby β (Rysunek 1b).</li>
			<li>W przypadku wariantu jednorodnego, umieść naprzemienne porcje gleb a i b w każdej komórce siatki, dbając o równomierne rozprowadzenie obu typów gleby i unikając tworzenia się warstw każdego z typów gleby (Rysunek 1b). Dla przykładowej plamy glebowej o objętości 1 800 cm3 (Sekcja 1.1.1), umieść 900 cm3 każdego typu gleby w każdej komórce siatki.</li>
			<li>Należy zadbać o wywołanie jednakowego stopnia zaburzenia (t.j. rozbić grudki gleby w tym samym stopniu) podczas tworzenia wariantów gleby niejednorodnej i jednorodnej, aby uniknąć pomylenia zaburzenia struktury gleby z jej niejednorodnością.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Jeśli wokół zewnętrznej krawędzi siatki wewnątrz użytej dużej donicy pozostanie wolne miejsce (jak na Rysunku 1b), wypełnij je sterylnym piaskiem. Sterylizuj piasek dowolną standardową metodą (np. autoklawowaniem, naświetlaniem gamma).</li>
		<li>Podnieś plastikową siatkę pionowo z donicy, pozostawiając plamy glebowe nienaruszone. Pozwala to korzeniom różnych osobników oddziaływać na siebie w glebie, a każdej roślinie na kontakt z wieloma plamami, co jest niezbędne, aby korzenie roślin mogły wrastać w wiele plam glebowych (t.j. komórek siatki).</li>
		<li>Powtórz kroki z Sekcji 2.1.2-2.1.4 dla drugiej pary jednostek eksperymentalnych, aby utworzyć pełny blok eksperymentalny (t.j. siatkę z glebą niejednorodną, do której posadzi się każdy gatunek docelowy, oraz siatkę z glebą jednorodną, do której posadzi się każdy gatunek docelowy, co daje łącznie 4 jednostki eksperymentalne).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz krok 2.1 dla pozostałych bloków w eksperymencie, korzystając z pozostałych powtórzeń kolekcji gleb (Protokół 1). Rozmieść bloki oraz działki wewnątrz bloków w sposób losowy na obszarze eksperymentalnym, stosując w razie potrzeby agrowłókninę wokół działek, aby zminimalizować zacienienie przez roślinność zewnętrzną (nie pokazano).</li>
	<li>Posadź nasiona gatunków docelowych w każdej komórce siatki każdej donicy eksperymentalnej (2 gatunki docelowe x 2 warianty glebowe). Użyj nasion z mieszanki, aby uniknąć pomylenia genotypów roślin lub mikrobiomów powierzchni nasion z wariantami glebowymi. Na przykład posadź nasiona każdego z gatunków Rumex w donicy dla danego gatunku (Rysunek 1a), przyklejając je pojedynczo do plastikowych wykałaczek za pomocą kleju rozpuszczalnego w wodzie w 12 pozycjach sadzenia (2 pozycje na komórkę siatki), aby wyraźnie zidentyfikować posadzone osobniki.</li>
	<li>Zmierz odpowiedzi populacyjne jednostek eksperymentalnych, takie jak kiełkowanie i przeżywalność, przeprowadzając regularne spisy poszczególnych oznakowanych miejsc sadzenia nasion (np. z użyciem wykałaczek, jak w kroku 2.3). Minimalizuj zaburzenia gleby podczas pomiaru jakiejkolwiek odpowiedzi, aby uniknąć mieszania gleby między plamami.
	<ol>
		<li>Określ odpowiednie odstępy czasowe między spisami na podstawie oczekiwanej szybkości odpowiedzi populacyjnych gatunków docelowych. Na przykład przeprowadzaj cotygodniowe spisy dla gatunków Rumex, które mogą szybko kiełkować.</li>
		<li>Kontynuuj eksperyment przez odpowiedni czas, zależnie od cyklu życiowego gatunków docelowych. Na przykład kontynuuj eksperyment przez co najmniej 2 lata w przypadku krótkowiecznych bylin z rodzaju Rumex, aby uzyskać dane dla wszystkich etapów życia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przykład eksperymentu szklarniowego z użyciem gleby heterogenicznej i homogenizowanej w doniczkach w celu pomiaru indywidualnych odpowiedzi roślin
<ol>
	<li>Użyj gleb z powtórzonej kolekcji gleb polowych (Protokół 1), aby przygotować wariant heterogeniczny (t.j. każda połowa doniczki wypełniona glebą pobraną od gatunku A lub gatunku B) oraz wariant homogeniczny (t.j. doniczka zawiera mieszankę gleby od gatunku A i B w proporcji 1:1) (Rycina 2a) dla bloku 1 eksperymentu, wykonując następujące kroki.
	<ol>
		<li>W pojemniku transportowym (np. wiadrze) i przed przesadzaniem, wymieszaj glebę polową pobraną od każdego gatunku z jałowym piaskiem, aby uzyskać mieszankę 1:1. Należy to zrobić w celu ograniczenia zagęszczania gleby i poprawy drenażu w doniczkach, co jest szczególnie pomocne przy płukaniu korzeni, ułatwiając ich oddzielenie od gleby. Piasek wysterylizuj dowolną standardową metodą (np. autoklawowaniem, promieniowaniem gamma).</li>
		<li>Upewnij się, że stopień naruszenia struktury gleby jest jednakowy (t.j. rozbij grudki gleby w tym samym stopniu) podczas mieszania każdej partii gleby polowej z piaskiem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wysterylizuj sprzęt do manipulowania glebą (szpachelki, rękawiczki, arkusz plastiku) za pomocą mieszaniny wybielacza (5-10% NaClO) i wody w proporcji około 1:10, aby usunąć wszystkie cząsteczki gleby. Wysusz sprzęt przed użyciem, aby uniknąć wpływu wybielacza na biotę glebową. Oznacz każdy element sprzętu taśmą laboratoryjną, aby wskazać gatunek docelowy, którego gleba będzie przetwarzana, w celu uniknięcia zanieczyszczeń krzyżowych (np. jedną szpachelkę oznacz dla gatunku A, a drugą dla gatunku B) oraz każdą stronę sztywnego arkusza plastiku, aby wskazać, który typ gleby zostanie umieszczony po każdej z jego stron w wariancie gleby heterogenicznej.</li>
	<li>Przygotuj wariant gleby heterogenicznej, używając mieszanek gleby polowej i piasku od dwóch gatunków docelowych (z sekcji 3.1.1).
	<ol>
		<li>Umieść sztywny arkusz plastiku w centrum doniczki, aby podzielić ją na pół (Rycina 2a). Użyj doniczki o takim rozmiarze, aby jej połowa odpowiadała objętością odpowiedniej wielkości płata gleby (krok 1.1). Na przykład, dla Rumex spp. na Rycynie 1a użyj doniczki o średnicy 15 cm i głębokości 18 cm (całkowita objętość 3 181 cm3).</li>
		<li>Dwóch badaczy powinno jednocześnie dodawać glebę polową pobraną od każdego gatunku na odpowiednią stronę doniczki (np. glebę α od gatunku A) za pomocą odpowiednio oznaczonych szpachelek, aby utrzymać równe poziomy podczas napełniania doniczki.</li>
		<li>Usuń plastikowy separator, wyciągając go pionowo z gleby, pozostawiając płaty gleby nienaruszone. Pozwala to roślinom na kontakt z obydwoma płatami gleby w jednej doniczce, co jest niezbędne do doświadczania heterogeniczności przez rośliny.</li>
		<li>Powtórz sekcje 3.3.1-3.3.3 dla 3 dodatkowych jednostek eksperymentalnych, aby utworzyć pełny blok wariantu gleby heterogenicznej (2 gatunki x 2 typy płatów gleby w wariancie heterogenicznym; Rycina 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj wariant gleby homogenicznej, używając mieszanek gleby polowej i piasku od dwóch gatunków docelowych (z sekcji 3.1.1).
	<ol>
		<li>Powtórz sekcję 3.3.1. Dwóch badaczy powinno jednocześnie dodawać gleby α i β na obie strony doniczki za pomocą odpowiednio oznaczonych szpachelek, równomiernie rozprowadzając oba typy gleby w obrębie każdego płata i unikając tworzenia warstw. Powtórz sekcję 3.3.3.</li>
		<li>Powtórz sekcję 3.4.1 dla drugiej jednostki eksperymentalnej, aby utworzyć pełny blok wariantu gleby homogenicznej (jedna doniczka dla każdego z 2 gatunków docelowych).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz kroki 3.2-3.4 dla pozostałych bloków w eksperymencie, korzystając z pozostałych powtórzeń kolekcji gleby (Protokół 1). Zrandomizuj bloki oraz działki wewnątrz bloków na stole w szklarni.</li>
</ol>
<img alt="Schemat zabiegu glebowego przedstawiający konfiguracje heterogeniczne i homogeniczne wraz z etapami rozmieszczania roślin." fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51580/51580fig2highres.jpg" width="500" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Przykład projektu eksperymentu szklarniowego manipulującego heterogenicznością gleby indukowaną przez rośliny. (a) Gleby pobrane z strefy oddziaływania korzeni gatunku A (gleby α) i gatunku B (gleby β) w terenie są umieszczane w każdej połowie doniczki (zabieg heterogeniczny) lub mieszane w całej doniczce (zabieg homogeniczny). (b) Następnie rośliny gatunku A są sadzone w eksperymencie w każdym typie płata glebowego w zabiegu heterogenicznym oraz po jednej stronie w zabiegu homogenicznym. Tutaj pokazano nasadzenie tylko jednego gatunku (A) w tym układzie. W pełni recyprokalny projekt obejmowałby rośliny drugiego badanego gatunku (B) posadzone w każdym zabiegu glebowym i typie płata w obrębie zabiegu heterogenicznego.
<ol start="6">
	<li>Posadź siewki gatunków docelowych A i B w każdym typie plamy glebowej zgodnie z planem factorialnym (2 gatunki x 3 typy plam glebowych [gleba α, gleba β oraz jednorodna mieszanina gleby α i β]; Rysunek 2b).</li>
	<li>Zmierz odpowiedzi poszczególnych roślin wskazujące na ich kondycję, takie jak wielkość rośliny, produkcja biomasy lub cechy funkcjonalne. Wybór odpowiednich cech do pomiaru będzie zależał od gatunków docelowych oraz badanych pytań naukowych.
	<ol>
		<li>Kontynuuj eksperyment do momentu, aż rośliny staną się duże w stosunku do plam glebowych (np. około 1,5x szerokości plamy glebowej w przypadku roślin zielnych tworzących rozetę), aby zapewnić wrastanie korzeni roślin w obie plamy glebowe. Czas trwania eksperymentu będzie zatem zależny od tempa wzrostu gatunków docelowych.</li>
		<li>Zbierz rośliny i/lub zmierz odpowiedzi przed momentem, w którym rośliny staną się ograniczone przez doniczkę (tzn. wzrost korzeni zostanie ograniczony przez wymiary doniczki, a korzenie zaczną owijać się wokół jej dna), jeśli pożądane są realistyczne odpowiedzi na środowisko glebowe. Na przykład korzenie roślin ograniczonych przez doniczkę prawdopodobnie nie będą przeszukiwać całej kolumny gleby w sposób podobny do roślin w warunkach polowych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Agrawal, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filling+key+gaps+in+population+and+community+ecology%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Ecol.+Environ%22%5BJournal%5D)">Filling key gaps in population and community ecology.</a> Front. Ecol. Environ. 5, 145-152 (2007).</li>
<li>Suding, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+an+era+of+restoration+in+ecology%3A+successes%2C+failures%2C+and+opportunities+ahead%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rev.+Ecol.+Evol.+System%22%5BJournal%5D)">Toward an era of restoration in ecology: successes, failures, and opportunities ahead.</a> Ann. Rev. Ecol. Evol. System. 42, 465-487 (2011).</li>
<li>Melbourne, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Invasion+in+a+heterogeneous+world%3A+resistance%2C+coexistence+or+hostile+takeover%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Invasion in a heterogeneous world: resistance, coexistence or hostile takeover.</a> Ecol. Lett. 10, 77-94 (2007).</li>
<li>Lundholm, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+species+diversity+and+environmental+heterogeneity%3A+spatial+scale+and+competing+hypotheses%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Veg.+Sci%22%5BJournal%5D)">Plant species diversity and environmental heterogeneity: spatial scale and competing hypotheses.</a> J. Veg. Sci. 20, 377-391 (2009).</li>
<li>Pacala, S. W., Tilman, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limiting+similarity+in+mechanistic+and+spatial+models+of+plant+competition+in+heterogeneous+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+Natural%22%5BJournal%5D)">Limiting similarity in mechanistic and spatial models of plant competition in heterogeneous environments.</a> Am. Natural. 143, 222-257 (1994).</li>
<li>Chesson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((General+theory+of+competitive+coexistence+in+spatially-varying+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Theor.+Pop.+Biol%22%5BJournal%5D)">General theory of competitive coexistence in spatially-varying environments.</a> Theor. Pop. Biol. 58, 211-237 (2000).</li>
<li>Bever, J. D., Westover, K. M., Antonovics, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incorporating+the+soil+community+into+plant+population+dynamics%3A+the+utility+of+the+feedback+approach%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Incorporating the soil community into plant population dynamics: the utility of the feedback approach.</a> J. Ecol. 85, 561-573 (1997).</li>
<li>Kulmatiski, A., Beard, K. H., Stevens, J. R., Cobbold, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant-soil+feedbacks%3A+a+meta-analytical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Plant-soil feedbacks: a meta-analytical review.</a> Ecol. Lett. 11, 980-992 (2008).</li>
<li>Bever, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rooting+theories+of+plant+community+ecology+in+microbial+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Trends.+Ecol.+Evol%22%5BJournal%5D)">Rooting theories of plant community ecology in microbial interactions.</a> Trends. Ecol. Evol. 25, 468-478 (2010).</li>
<li>Brandt, A. J., de Kroon, H., Reynolds, H. L., Burns, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+heterogeneity+generated+by+plant-soil+feedbacks+has+implications+for+species+recruitment+and+coexistence%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Soil heterogeneity generated by plant-soil feedbacks has implications for species recruitment and coexistence.</a> J. Ecol. 101, 277-286 (2013).</li>
<li>R: A language and environment for statistical computing. , Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. (2012).</li>
<li>Crawley, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCrawley%2C+MJ+%22The+R+Book%22">The R Book</a>. , John Wiley & Sons, Ltd. (2007).</li>
<li>Petermann, J. S., Fergus, A. J. F., Turnbull, L. A., Schmid, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Janzen-Connell+effects+are+widespread+and+strong+enough+to+maintain+diversity+in+grasslands%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology%22%5BJournal%5D)">Janzen-Connell effects are widespread and strong enough to maintain diversity in grasslands.</a> Ecology. 89, 2399-2406 (2008).</li>
<li>Reynolds, H. L., Haubensak, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+fertility%2C+heterogeneity%2C+and+microbes%3A+towards+an+integrated+understanding+of+grassland+structure+and+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Veg.+Sci%22%5BJournal%5D)">Soil fertility, heterogeneity, and microbes: towards an integrated understanding of grassland structure and dynamics.</a> Appl. Veg. Sci. 12, 33-44 (2009).</li>
<li>Sokal, R. R., Rohlf, F. J. Biometry, 3rd edn. , W. H. Freeman. (1995).</li>
<li>Klironomos, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feedback+with+soil+biota+contributes+to+plant+rarity+and+invasiveness+in+communities%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Feedback with soil biota contributes to plant rarity and invasiveness in communities.</a> Nature. 417, 67-70 (2002).</li>
<li>Mommer, L., van Ruijven, J., Jansen, C., van de Steeg, H. M., de Kroon, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactive+effects+of+nutrient+heterogeneity+and+competition%3A+implications+for+root+foraging+theory%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Funct.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Interactive effects of nutrient heterogeneity and competition: implications for root foraging theory?</a> Funct. Ecol. 26, 66-73 (2012).</li>
<li>Felsenstein, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenies+and+the+comparative+method%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+Natural%22%5BJournal%5D)">Phylogenies and the comparative method.</a> Am. Natural. 125, 1-15 (1985).</li>
<li>Burns, J. H., Strauss, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((More+closely+related+species+are+more+ecologically+similar+in+an+experimental+test%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">More closely related species are more ecologically similar in an experimental test.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 5302-5307 (2011).</li>
<li>Fukami, T., Nakajima, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Community+assembly%3A+alternative+stable+states+or+alternative+transient+states%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Community assembly: alternative stable states or alternative transient states.</a> Ecol. Lett. 14, 973-984 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Heterogeniczność gleby indukowana przez rośliny jest wysoce prawdopodobna w zbiorowiskach naturalnych, ponieważ rośliny wywierają silny i często specyficzny gatunkowo wpływ na środowisko glebowe oraz na rośliny, które następnie w tej glebie rosną (np. Petermann et al.13). Jednak nasza wiedza na temat roli tego rodzaju heterogeniczności w zbiorowiskach roślinnych jest znikoma10,14. Przedstawiamy tutaj metodę manipulowania heterogenicznością gleby indukowaną przez rośliny, wykorzystu...

Jednym z głównych celów ekologii społeczności jest wyjaśnienie i przewidzenie procesów rządzących zgromadzeniami społeczności. Jednak zbiorowiska roślinne są często bardziej zróżnicowane, niż przewiduje teoria współistnienia1, a ekolodzy zajmujący się odbudową muszą zrozumieć mechanizmy współistnienia, aby skutecznie odtworzyć zróżnicowane społeczności rodzime2. Heterogeniczność środowiskowa jest teoretycznie ważnym mechanizmem, który może pomóc wyjaśnić wysoki poziom różnorodności społeczności, ale eksperymentalne manipulacje heterogenicznością są rzadkie3 i koncentrują się na heterogeniczności abiotycznej (np. przegląd w Lundholm4). Teoria, która zakłada heterogeniczność, zazwyczaj zakłada, że heterogeniczność jest zewnętrzna w stosunku do społeczności gromadzącej się. Niejednorodność zewnętrzna jest regulowana przez takie czynniki, jak typologia krajobrazu, które są niezależne od składu społeczności. Heterogeniczność zewnętrzna może skutkować współistnieniem poprzez partycjonowanie nisz (przegląd w Melbourne i wsp.3, np. Pacala i Tilman5 oraz Chesson6). Jednak znaczna część niejednorodności środowiskowej istotnej dla zbiorowisk roślinnych może być nieodłączna od zbiorowiska, rozwijając się w miarę gromadzenia się społeczności i w zależności od tożsamości gatunku w zbiorowisku. Wewnętrzna heterogeniczność może wynikać z biotycznych sprzężeń zwrotnych, które mogą prowadzić do współistnienia poprzez ujemną zależność od częstotliwości (np. Bever i wsp.7). W tym miejscu opisujemy nowatorską metodę manipulowania niejednorodnością gleby wywołaną przez rośliny, rodzajem niejednorodności gleby, która jest nieodłączna dla społeczności i wynika ze sprzężeń zwrotnych roślina-gleba.
Sprzężenia zwrotne roślina-gleba (PSF) występują, gdy rośliny wpływają na strukturę gleby, chemię lub faunę w sposób, który wpływa na późniejszą wydajność roślin w tej glebie, a PSF mają duży średni wpływ na wydajność roślin w rodzimych zbiorowiskach roślinnych8. W badaniach nad poliestrowymi włóknami odcinkowymi zazwyczaj zbierano gleby z pola lub kondycjonowano gleby eksperymentalnie, a następnie pytano, jak rośliny radzą sobie w glebie współgatunkowej w stosunku do gleby heterospecyficznej lub wysterylizowanej9. Jeśli rośliny osiągają lepsze wyniki w glebie współgatunkowej w porównaniu z glebami referencyjnymi, to poliestrowe włókna odcinkowe są dodatnie, natomiast jeśli rośliny osiągają lepsze wyniki w glebach referencyjnych, poliestrowe włókna odcinkowe są ujemne. Wzajemnie ujemne poliestrowe włókna odcinkowe mogą prowadzić do zależnego od częstotliwości współistnienia między gatunkami7. Podczas gdy średnie skutki PSF są dobrze scharakteryzowane8, skutki niejednorodności przestrzennej PSF są słabo poznane10.
Ponieważ PSF występuje w skali pojedynczych roślin7 i ponieważ rośliny są często nielosowo rozmieszczone w przestrzeni i czasie, PSF prawdopodobnie doprowadzą do niejednorodności gleby, którą nazywamy niejednorodnością gleby wywołaną przez rośliny. W przeciwieństwie do wielu innych form heterogeniczności (np. topologii krajobrazu), ta heterogeniczność jest nieodłączna od społeczności gromadzącej się i dlatego może wpływać na gromadzenie się społeczności inaczej niż bardziej zewnętrzne formy heterogeniczności. Aby zrozumieć wpływ tej formy niejednorodności na wydajność i współistnienie roślin, potrzebujemy metod eksperymentalnych, które manipulują heterogenicznością gleby wywołaną przez rośliny. W tym miejscu demonstrujemy taką metodę, która wykorzystuje gleby kondycjonowane przez dwa gatunki w celu stworzenia niejednorodnego traktowania z oddzielnymi plamami z dwóch źródeł glebowych oraz jednorodnego traktowania, które jest mieszanką dwóch źródeł glebowych. Takie mieszanie się gleby może reprezentować co najmniej dwa prawdopodobne scenariusze w terenie: (1) zakłócenie (np. gryzonie, rolnictwo), które miesza gleby różnego pochodzenia lub (2) rośliny dwóch gatunków rosnących w bliskim sąsiedztwie, tak że ich strefy wpływu korzeni przenikają się i homogenizują.
Prezentujemy dwa przykładowe eksperymenty, które wykorzystują indukowaną przez rośliny heterogeniczność gleby, aby odpowiedzieć na kluczowe pytania na różnych poziomach organizacji ekologicznej: (1) Czy populacje roślin reagują na indukowaną przez rośliny niejednorodność gleby? oraz (2) Czy poszczególne rośliny reagują na indukowaną przez rośliny niejednorodność gleby? Opisujemy eksperyment terenowy z użyciem 6 płatów gleby, aby odpowiedzieć na pierwsze pytanie oraz eksperyment szklarniowy z użyciem 2 płatów gleby, aby odpowiedzieć na drugie pytanie. Kwantyfikacja zarówno reakcji populacji, jak i poszczególnych roślin na niejednorodność gleby jest niezbędna do zrozumienia, w jaki sposób heterogeniczność wpływa na gromadzenie się społeczności.

<table><tbody><tr><td>Łopata(y)</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Pomocne jest posiadanie co najmniej dwóch łopat, po jednej dla każdego gatunku pochodzenia glebowego.</td></tr><tr><td>Kielnia(e)</td><td>Wszelkie</td><td>NA</td><td>Konieczne jest posiadanie co najmniej dwóch kielni o identycznym rozmiarze, po jednej dla każdego gatunku pochodzenia glebowego.</td></tr><tr><td>Rękawiczki</td><td>Można używać dowolnych</td><td>rękawic ogrodniczych</td> <td>NA</td>.</tr><tr><td>Rozcieńczony wybielacz</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Używamy domowego wybielacza o stężeniu ~1:10 (zawierającego 5-10% NaClO) do wody do sterylizacji całego sprzętu między zbieraniem gleby.</td></tr><tr><td>Plastikowa siatka (y)</td> <td>Dowolna</td><td>NA</td><td>NIESTANDARDOWA. Do stworzenia siatki wykorzystywanej w eksperymencie terenowym wykorzystaliśmy folię z tworzywa sztucznego pochodzącą z budowy ścian szklarni. Można jednak użyć dowolnego sztywnego plastiku, którym można manipulować. Pomocne jest posiadanie trzech siatek do wytwarzania wzajemnych zabiegów heterogenicznych i jednorodnego leczenia bez konieczności sterylizacji między każdą jednostką eksperymentalną.</td></tr><tr><td>Plastikowe przegrody</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>ZAMÓWIENIE. Użyliśmy sztywnych arkuszy plastiku, przyciętych tak, aby pasowały do minimalnej szerokości doniczki, tak aby mogły zsunąć się na dno doniczki do eksperymentu szklarniowego. Pomocne jest posiadanie co najmniej dwóch dzielników, jednego dla heterogenicznych i jednego dla jednorodnych zabiegów, jeśli badacze chcą losowo ustawić kolejność, w jakiej jednostki eksperymentalne w bloku są wypełniane bez konieczności sterylizacji dzielnika między każdą jednostką eksperymentalną.</td></tr><tr><td>Wiadra lub taczki</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Dowolny pojemnik do transportu ziemi.</td></tr><tr><td>Nasiona</td><td>Dowolna</td><td>NA</td><td>Zbieramy nasiona na polu ręcznie. W razie potrzeby nasiona można również zamówić u dostawców ogrodniczych.</td></tr><tr><td>Wykałaczki plastikowe</td><td>Soodhalter Plastics, Inc.</td><td>805KP</td><td>Sadzimy pojedyncze nasiona przyklejone na wykałaczkę w eksperymencie polowym, aby ułatwić monitorowanie kiełkowania i przeżywalności osobników.</td></tr><tr><td>Klej rozpuszczalny w wodzie</td><td>Elmer's</td><td>Elmer's Glue-all</td><td>Każdy klej rozpuszczalny w wodzie może być użyty do przyklejenia nasion do plastikowych wykałaczek.</td></tr><tr><td>Doniczki</td>: <td>Każdy</td><td></td><td>rozmiar doniczki NA będzie zależał od użytych roślin eksperymentalnych i pożądanej liczby plam gleby (np. 2 lub 6).</td></tr><tr><td>Piasek</td><td>Każdy</td><td></td><td>gruboziarnisty piasek NA można mieszać z glebami polowymi, aby poprawić drenaż w doniczkach.</td></tr><tr><td>Taśma laboratoryjna&nbsp;</td><td>Każda</td><td></td><td>taśma NA może być używana do oznaczania sprzętu używanego do obchodzenia się z glebą gatunkami pochodzenia.</td></tr><tr><td>Flagi przypinane</td><td>Dowolne</td><td></td><td>flagi NA mogą być używane do identyfikacji osób w terenie przed zebraniem gleby.</td></tr><tr><td>Tkanina krajobrazowa</td><td>Każda</td><td>tkanina krajobrazowa NA może być używana w terenie, aby zminimalizować wzrost roślin poza poletkami doświadczalnymi.</td><td></td></tr></tbody></table>

eksperymentalny protokół manipulowania heterogenicznością gleby wywołaną przez rośliny

Experimental Protocol for Manipulating Plant-induced Soil Heterogeneity

Teoria współistnienia często traktowała heterogeniczność środowiska jako niezależną od składu społeczności; jednak biotyczne sprzężenia zwrotne, takie jak sprzężenia zwrotne roślina-gleba (PSF), mają duży wpływ na wydajność roślin i tworzą niejednorodność środowiskową, która zależy od składu społeczności. Zrozumienie znaczenia poliestrowych włókien odcinkowych dla tworzenia zbiorowisk roślinnych wymaga zrozumienia roli heterogeniczności w poliestrowych włóknach odcinkowych, a także średnich skutków poliestrowych włókien odcinkowych. W tym miejscu opisujemy protokół manipulowania niejednorodnością gleby wywołaną przez rośliny. Przedstawiono dwa przykładowe eksperymenty: (1) eksperyment terenowy z siatką gleb z 6 plamami do pomiaru reakcji populacji roślin oraz (2) eksperyment szklarniowy z glebami z 2 plamami do pomiaru reakcji poszczególnych roślin. Gleby można pobierać ze strefy oddziaływania korzeni (gleby z ryzosfery i bezpośrednio przylegające do ryzosfery) roślin na polu z gatunków roślin współgatunkowych i heterospecyficznych. Kolekcje powtórzone są stosowane w celu uniknięcia pseudoreplikacji próbek gleby. Gleby te są następnie umieszczane w oddzielnych plamach w celu niejednorodnych zabiegów lub mieszane w celu uzyskania jednorodnego traktowania. Należy dołożyć starań, aby zapewnić, że zabiegi heterogeniczne i homogenizowane doświadczają takiego samego stopnia naruszenia gleby. Rośliny można następnie umieścić w tych zabiegach doglebowych, aby określić wpływ niejednorodności gleby wywołanej przez rośliny na wydajność roślin. Wykazaliśmy, że heterogeniczność indukowana przez rośliny skutkuje innymi wynikami niż przewidywane przez tradycyjne modele współistnienia, być może ze względu na dynamiczną naturę tych sprzężeń zwrotnych. Teoria, która uwzględnia heterogeniczność środowiskową, na którą wpływa społeczność gromadząca, oraz dodatkowe prace empiryczne są potrzebne do określenia, kiedy heterogeniczność wewnętrzna dla społeczności gromadzącej się spowoduje różne wyniki montażu w porównaniu z heterogenicznością zewnętrzną w stosunku do składu społeczności.

Gatunki reagowały na indukowaną przez rośliny heterogeniczność gleby w różny sposób, zarówno na poziomie populacji, jak i osobników (Rycina 3 i 4), co ma znaczenie dla formowania się społeczności. Aby ustalić, czy populacje roślin reagują na indukowaną przez rośliny heterogeniczność gleby, przeprowadzono eksperyment polowy zgodnie z Protokołem 2, wykorzystując trzy pary gatunków kongenerycznych. Populacje roślin spisywano co tydzień przez trzy miesiące, a następnie obliczono całkowitą pr...

Zrozumienie roli heterogeniczności środowiska we współistnieniu gatunków zazwyczaj skupiało się na typach heterogeniczności, które są zewnętrzne w stosunku do składu gatunkowego społeczności. Przedstawiamy nowatorskie szczegółowe metody tworzenia zabiegów na rzecz niejednorodności gleby przy użyciu gleb poddanych warunkowaniu zwrotnemu roślina-gleba lub heterogeniczności nieodłącznie związanej ze składem zbiorowiska.

Eksperymentalny protokół manipulowania heterogenicznością gleby wywołaną przez rośliny

Coexistence theory has often treated environmental heterogeneity as being independent of the community composition; however biotic feedbacks such as ...

experimental-protocol-for-manipulating-plant-induced-soil

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Eksperymentalny Protokół do manipulowania nierównomiernością gleby indukowaną przez rośliny

To badanie przedstawia metodę wykopaliskową do badania podpowierzchniowej hydrologicznej, geochemicznej i mikrobiologicznej heterogeniczności lizymetru glebowego. Lizymetr symuluje sztuczne zbocze wzgórza, które początkowo było w jednorodnym stanie i zostało poddane działaniu około 5000 mm wody w ciągu ośmiu cykli nawadniania w okresie 18 miesięcy.

Wykopy lizymetryczne gleby do sprzężonych badań hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych

Wydobywanie korzeni roślin z pola, jak również przetwarzanie próbek do endosfery, ryzosfery i gleby są szczegółowo opisane, łącznie z metodami ekstrakcji DNA i analizy danych. Niniejszy artykuł ma na celu umożliwienie innym laboratoriom wykorzystania tych technik do badania mikrobiomów glebowych, endosfery i ryzosfer.

Izolacja i analiza zbiorowisk mikrobiologicznych w glebie, ryzosferze i korzeniach w eksperymentach z wieloletnimi trawami

Tradycyjna procedura pobierania próbek gleby arbitralnie określa liczbę próbek gleby. W tym przypadku zapewniamy prosty, ale wydajny projekt grupowego pobierania próbek gleby, aby zademonstrować niejednorodność przestrzenną gleby i ilościowo określić wymaganą liczbę próbek gleby i związaną z tym dokładność pobierania próbek.

Pobieranie próbek gleb na niejednorodnej powierzchni badawczej

Wizualizacja i pomiar wzrostu korzeni in situ jest niezwykle trudne. Przedstawiamy konfigurowalną metodę rhizobox do śledzenia rozwoju i proliferacji korzeni w czasie w odpowiedzi na wzbogacenie w składniki odżywcze. Metoda ta służy do analizy różnic genotypowych w plastyczności korzeni kukurydzy w odpowiedzi na organiczne źródło azotu.

Zoptymalizowany protokół Rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze

Ta wysokoprzepustowa, telemetryczna, grawimetryczna metoda fenotypowania stosunków wodnych całej rośliny umożliwia bezpośrednie i jednoczesne pomiary w czasie rzeczywistym, a także analizę wielu cech fizjologicznych związanych z plonami, zaangażowanych w dynamiczne interakcje roślina-środowisko.

Telemetryczna, grawimetryczna platforma do fizjologicznego fenotypowania interakcji między roślinami a środowiskiem w czasie rzeczywistym

Ten protokół przedstawia szczegółowe podsumowanie strategii inokulacji korzeni roślin mikrobami przenoszonymi przez glebę. Na przykładzie grzybów Verticillium longisporum i Verticillium dahliae opisano trzy różne systemy infekcji korzeni. Przedstawiono potencjalne zastosowania i możliwe dalsze analizy, a także omówiono zalety i wady każdego systemu.

Strategie inokulacji w celu infekowania korzeni roślin mikroorganizmami przenoszonymi przez glebę

Laboratoryjne eksperymenty z ocieplaniem gleby zazwyczaj wykorzystują dwie lub więcej stałych temperatur w wielu komorach. Prezentując wyrafinowaną komorę środowiskową, zapewniamy dokładną metodę kontroli temperatury, aby naśladować wielkość i amplitudę temperatury gleby in situ oraz ulepszać eksperymentalny projekt badań inkubacji gleby.

Symulacja temperatury w eksperymencie inkubacji gleby

Tutaj prezentujemy budowę i działanie eksperymentalnego zestawu do wzmacniania wietrzenia minerałów poprzez aktywność organizmów glebowych, przy jednoczesnym manipulowaniu zmiennymi abiotycznymi, o których wiadomo, że stymulują wietrzenie. Reprezentatywne wyniki z funkcjonowania konfiguracji i analizy próbek są omawiane wraz z punktami do poprawy.

Projekt i budowa układu doświadczalnego w celu poprawy wietrzenia minerałów poprzez aktywność organizmów glebowych

Tutaj prezentujemy badanie przeprowadzone w iDiv Ecotron, naziemnych komorach mezokosmicznych z kontrolowanymi warunkami środowiskowymi nad i pod ziemią, w celu zbadania niezależnego i interaktywnego wpływu historii roślin i historii gleby na funkcjonowanie ekosystemu zbiorowisk trawiastych wzdłuż gradientu różnorodności roślin.

JenaTron - eksperymentalne podejście do badania wpływu historii roślin i historii gleby na funkcjonowanie ekosystemów użytków zielonych

Ta metoda wyjaśnia, jak zbudować i obsługiwać ciągłą komorę do znakowania izotopów 13C i 15N do jednolitego lub zróżnicowanego etykietowania tkanek roślinnych. Omówiono reprezentatywne wyniki znakowania metabolicznego i strukturalnego Andropogon gerardii.

Konstrukcja i działanie komory do ciągłego znakowania izotopami 13C i 15N do jednorodnego lub różnicowego, metabolicznego i strukturalnego znakowania izotopów roślinnych

Poznaj metody tworzenia heterogeniczności gleby wywołanej przez rośliny w badaniach ekologicznych. Ten protokół pozwala zrozumieć mechanizmy współistnienia gatunków i dynamikę zbiorowisk.

Eksperymentalny protokół manipulowania heterogenicznością gleby wywołaną przez rośliny

Przeglądaj więcej filmów