Name: Przeszczepienie zastawki płucnej z wykorzystaniem mysiego modelu heterotopowego przeszczepienia serca (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Poznaj technikę przeszczepienia zastawki płucnej w mysim modelu heterotopowym do badań nad tworzeniem się neotkanek i rozwojem zwężenia w inżynierii tkankowej serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była częściowo wspierana przez grant z NIH (RO1 HL098228) dla CKB.

Uwaga: Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Ogólnokrajowy Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Szpitalu Dziecięcym.
1. Pobranie zastawki płucnej od myszy dawcy zastawki serca
<ol>
	<li>Autoklaw wszystkie narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem: 1x cienkie nożyczki, 3x mikrokleszcze, 2x mikrozaciski naczyniowe, 1x zacisk do kleszczy, 1x uchwyt do mikroigieł, 1x nożyczki sprężynowe, 1x zwijacz</li>.
	<li>6-8 tygodniowa samica myszy C57BL/6 jest używana jako dawca zastawki płucnej serca. Wyjmij mysz z klatki i zważ ją, a następnie poddaj eutanazji za pomocą koktajlu ketamina/ksylazyna (ketamina, 200 mg/kg i ksylazyna, 20 mg/kg, IP) w przypadku przedawkowania.</li>
	<li>Przypnij obszar klatki piersiowej i umieść mysz w grzbietowej pozycji leżącej na podkładce. Następnie wykonaj torakotomię. Odsłoń serce, wykonaj małe nacięcie na prawym przedsionku i przelej lewą komorę lodowatą solą fizjologiczną.</li>
	<li>Tępo wypreparuj tętnicę płucną (PA) z aorty wstępującej. Wyciąć zastawkę płucną (PV) wraz z 2 mm mankietem tętnicy płucnej. Pozbądź się pozostałej części serca.</li>
	<li>Przechowywać PV w zimnym roztworze heparyny i soli fizjologicznej (100 jednostek/ml). Uwaga: PV można przechowywać w roztworze przez dwie godziny przed przeszczepieniem do serca dawcy.</li>
</ol>
2. Przygotowanie serca dawcy
<ol>
	<li>6-8 tygodniowa samica myszy C57BL/6 jest używana jako dawca serca. Wyjmij mysz z klatki i zważ ją, a następnie poddaj eutanazji za pomocą koktajlu ketamina/ksylazyna (ketamina, 200 mg/kg i ksylazyna, 20 mg/kg, IP) w przypadku przedawkowania. Jest to procedura terminalna. </li>
	<li>Przypnij obszar klatki piersiowej i umieść mysz w grzbietowej pozycji leżącej na podkładce. Następnie wykonaj torakotomię. Tępo oddziel serce, żyłę główną dolną (IVC), żyłę główną górną (SVC), aortę wstępującą, PA i żyłę płucną. Wykonaj fuzję IVC lodowatą sterylną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Podwiązać IVC, SVC i żyłę płucną za pomocą jedwabnego szwu 6-0, a następnie przeciąć powyżej ligatur.</li>
	<li>Przetnij aortę i PA za pomocą mankietu 2 mm.</li>
	<li>Odetnij fotowoltaikę i wyrzuć ją.</li>
</ol>
3. Przeszczepienie zastawki serca do serca dawcy
<ol>
	<li>Natychmiast po kroku 2.5 umieść zastawkę serca z kroku 1.5 w sercu dawcy i ustaw zastawkę serca.</li>
	<li>Zabezpiecz PV ściegiem po prawej stronie zaworu za pomocą szwów monofilamentowych 10-0 na stożkowych igłach i zacznij szyć w sposób ciągły za pomocą 5-6 szwów z drugiej strony PV.</li>
	<li>Po zakończeniu przedniej strony obróć serce poziomo i zacznij zszywać tylną stronę PV na sercu dawcy.</li>
	<li>Przechowuj serce w zimnym, sterylnym roztworze heparyny/soli fizjologicznej. Uwaga: Serce dawcy może być trzymane w roztworze przez dwie godziny przed implantacją myszy biorcy.</li>
</ol>
4. Heterotopowy przeszczep serca na mysz biorcę
<ol>
	<li>Jako biorcę wykorzystano 6-8 tygodniową samicę myszy C57BL/6. Wyjmij mysz z klatki i zważ ją, a następnie znieczul koktajlem ketamina/ksylazyna (ketamina, 100 mg/kg i ksylazyna 10 mg/kg). Ketoprofen (5 mg/kg) jest stosowany jako środek przeciwbólowy przed znieczuleniem.</li>
	<li>Po sprawdzeniu poziomu sedacji poprzez szczypanie ogona, przytnij włosy na brzuchu i klatce piersiowej. Nasmaruj oczy sterylną maścią okulistyczną i umieść mysz w pozycji grzbietowej leżącej na podkładce. Zdezynfekuj brzuch betadyną i wacikami nasączonymi alkoholem. Następnie przykryj mysz sterylną serwetą i odsłoń tylko obszar nacięcia.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie laparotomii w linii środkowej od dołu ksyloidalności do okolicy nadłonowej i włóż retraktor samozabezpieczający. Zawiń jelita w gazę zwilżoną solą fizjologiczną. Dosadnie zdefiniuj aortę podnerkową i żyłę główną.</li>
	<li>Umieść dwa jedwabne szwy 6-0 proksymalnie i dystalnie wokół aorty i IVC, aby ograniczyć krążenie krwi.</li>
	<li>Umieść serce dawcy po prawej stronie aorty brzusznej i przykryj je sterylną gazą. Nawilż go solą fizjologiczną.</li>
	<li>Wykonaj aortomię w aorcie brzusznej za pomocą igły 30 G i rozszerz otwór nożyczkami do rozmiaru aorty dawczej.</li>
	<li>Wykonać zespolenie z boku za pomocą sterylnych szwów monofilamentowych 10-0 na igłach stożkowych. Zabezpiecz aortę dawczą jednym szwem na bliższym końcu otworu w aorcie brzusznej i zacznij szyć w sposób ciągły 4-5 szwami od dystalnego końca aorty brzusznej.</li>
	<li>Odwróć serce na lewą stronę, przykryj je gazą z solą fizjologiczną i zacznij szyć w sposób ciągły 4-5 szwami od dystalnego końca aorty brzusznej.</li>
	<li>Wykonać janotomię w IVC za pomocą igły 30 G i rozszerzyć otwór do wielkości tętnicy płucnej dawcy.</li>
	<li>Wykonać zespolenie koniec z bok za pomocą sterylnych szwów monofilamentowych 10-0 na igłach stożkowych. Zabezpiecz PA dawcy jednym szwem na bliższym końcu otworu w IVC i zacznij szyć w sposób ciągły 4-5 szwami od dystalnego końca żyły głównej dolnej. Tym razem, ponieważ aorta przeszkadza, upewnij się, że szwy lewej ściany PA dawcy znajdują się po wewnętrznej stronie IVC.</li>
	<li>Przepłukać światło IVC heparyną i roztworem soli fizjologicznej (100 jednostek/ml). Zamknij prawą ścianę PA dawcy i biorcy IVC, zszywając je w sposób ciągły do dystalnego końca.</li>
	<li>Usuń dystalną ligaturę i zatamuj krwotok, stosując miejscowo wchłanialny sterylny środek hemostatowy. Gdy krwotok całkowicie ustaje, usuń szew proksymalny i zatamuj krwotok w ten sam sposób.</li>
	<li>Zwróć jelita i zamknij mięśnie brzucha i skórę w dwóch warstwach za pomocą czarnego nici poliamidowego 6-0.</li>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie 0,5 ml soli fizjologicznej i umieścić mysz w klatce regeneracyjnej na podkładce rozgrzewającej, aż mysz będzie w pełni mobilna. Po powrocie do zdrowia umieść mysz z powrotem w nowej klatce z papierową ściółką. Podawaj leki przeciwbólowe (ibuprofen, 30 mg/kg, woda pitna) przez 48 godzin. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.</li>
</ol>

<ol><li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li>
<li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dis+Child+Fetal%22%5BJournal%5D)">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li>
<li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, Chicago Ill. 545-549 (1960).</li>
<li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li>
<li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+thoracic+and+cardiovascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li>
<li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today%27s+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li>
<li>Quinn, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+for+Bench+to+Bedside+Translation+of+Regenerative+Cardiac+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Pediatric+cardiology%22%5BJournal%5D)">Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs.</a> Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+journal+%28American+Society+for+Artificial+Internal+Organs%22%5BJournal%5D)">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Śmiertelność po tym zabiegu wynosi blisko 20%, co było spowodowane głównie krwotokiem w miejscu przeszczepienia PV i zespoleniem aorty dawcy z aortą brzuszną biorcy. W większości przypadków śmiertelność znacznie spada 48 godzin po operacji. Myszy, które przeżyły, wykazywały silne bicie serca i przepływ krwi przez wszczepiony PV. Cały proces trwa cztery godziny dla doświadczonego mikrochirurga. Potrzeba około 250 myszy, aby opanować tę technikę. Heterotopowy przeszczep serca jest stosunkowo prosty w porównaniu z implantac...

Wrodzone wady układu krążenia są jedną z głównych przyczyn śmiertelności niemowląt w świecie zachodnim1,2. Wśród nich często występującą formą są zwężenie zastawki płucnej i dwupłatkowe wady zastawki aortalnej3. Operacja wymiany zastawki serca jest rutynowym wyborem operacji rekonstrukcyjnych; jednak powikłania, w tym zwężenie i zwapnienie zastawki serca, a trwające całe życie uzależnienie od antykoagulantów jest znaczącym źródłem przewlekłych chorób i zgonów4-7. Co więcej, brak potencjału wzrostu wymaga operacji rewizyjnych, co dodatkowo zwiększa śmiertelność tych młodych pacjentów4,8,9.
W próbie opracowania funkcjonalnej zastępczej zastawki serca o potencjale wzrostu, Shinoka i in. umieścili autologiczne komórki na biodegradowalnej syntetycznej zastawce serca8. Syntetyczna zastawka przekształciła się w natywną strukturę podobną do zastawki serca o potencjale wzrostu. Wstępne badania na dużych zwierzętach wykazały możliwość zastosowania tej metodologii do stworzenia funkcjonalnej zastawki serca10. Jednak długoterminowe badania implantacji wykazały słabą trwałość z powodu postępującego pogrubienia tkanki zastawki, co prowadzi do zwężenia zastawki serca. W pracy Sodian i wsp. wykorzystano metodologię Shinoka, ale ostatecznie zastąpiono matrycę PGA biodegradowalnym elastomerem, który nadał właściwościom biomechanicznym konstrukcji zastawki inżynierii tkankowej bardziej fizjologiczny profil9,11,12. W badaniu in vivo, pomimo powodzenia implantacji, nie utworzyła się zlewająca się wyściółka komórek śródbłonka, co mogłoby ograniczyć długoterminowy sukces tego rusztowania12.
Aby racjonalnie zaprojektować ulepszoną syntetyczną zastawkę serca drugiej generacji, stworzono mysi model przeszczepu zastawki serca w celu zbadania komórkowych i molekularnych mechanizmów leżących u podstaw powstawania nowych tkanek, pogrubiania zastawki i rozwoju zwężeń. Modele mysie oferują szeroki wachlarz odczynników molekularnych, w tym transgenicznych, które nie są łatwo dostępne uinnych gatunków7. W tym modelu przeszczepu zastawki serca najpierw przeprowadzono syngeniczną wymianę zastawki płucnej ex vivo; A następnie serce z wszczepioną zastawką serca zostało wszczepione heterotopowo do syngenicznego gospodarza przy użyciu techniki mikrochirurgicznej. Model ten umożliwia wymianę zastawki serca bez konieczności stosowania krążenia pozaustrojowego.
W tym artykule opisano szczegółowe wyjaśnienie pobierania zastawek serca, preparatów serca dawcy, przeszczepu zastawki serca i heterotopowego przeszczepu serca. Wyniki wykazały ciągłe bicie serca dawcy, które było niezależne od bicia serca biorcy. Przepływ krwi przez wszczepioną zastawkę płucną mierzono za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości z dopplerem z falą pulsacyjną.

<table><tbody><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Kobieta</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 tygodni</td></tr><tr><td>Chlorowodorek ketaminy do wstrzykiwań</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Sterylny roztwór ksylazyny</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna Sodium</td><td>Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór soli fizjologicznej (sterylny 0,9% chlorek sodu)</td> <td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0,9% Chlorek sodu do wstrzykiwań</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Maść oftalmiczna z wazeliną</td><td>Dechra Produkty weterynaryjne</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Jodowe podkładki przygotowawcze</td><td>Triada jednorazowe, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Podkładki do przygotowywania alkoholu</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyk do mikrozębów</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcz do nakładania zacisków</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S& T Zacisk naczyniowy</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Zwijacze Colibri</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Kleszcz</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Kleszcze drobne</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Kleszcze</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igły Tish/ Kleszcze</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>poliamidowy szew monofilamentowy, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Do szycia przeszczepu</td></tr><tr><td>poliamidowy szew monofilamentowy, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Do muskulatury i zamykania skóry</td></tr><tr><td>Gąbki włókninowe</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Wchłanialny hemostat</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr> 1 <tr><td>ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 cala, Igła</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 in., Igła</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in., Igła</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Recyrkulator ciepłej wody</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Podkładka rozgrzewająca</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trymer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 Ultradźwięki wysokiej częstotliwości</td><td>VisualSonics</td><td><a href="http://www.visualsonics.com/vevo2100">http://www.visualsonics.com/vevo2100</a></td><td>Numer katalogowy i cennik można uzyskać u przedstawicieli handlowych.</td></tr><tr><td>Żel do transmisji ultradźwięków</td><td>Parker Laboratories, INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Stołowy laboratoryjny system znieczulenia zwierząt</td><td>VetEquip, INC.</td><td></td><td></td>901806</tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

przeszczepienie zastawki płucnej z wykorzystaniem mysiego modelu heterotopowego przeszczepienia serca

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Zastawki serca wykonane techniką tkankową, zwłaszcza zastawki bezkomórkowe, zaczynają nabierać rozpędu w klinicznym zastosowaniu chirurgii rekonstrukcyjnej z mieszanymi wynikami. Jednak komórkowe i molekularne mechanizmy rozwoju tkanki nowotworowej, pogrubienia zastawki i rozwoju zwężenia nie są szeroko badane. Aby odpowiedzieć na powyższe pytania, opracowaliśmy mysi heterotopowy model przeszczepu zastawki serca. Zastawkę serca pobrano od myszy dawcy zastawki i przeszczepiono jej mysz-dawcę serca. Serce z nową zastawką przeszczepiono heterotopowo myszy biorcy. Przeszczepione serce wykazywało bicie własnego serca, niezależnie od bicia serca biorcy. Przepływ krwi określono ilościowo za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości z Dopplerem z falą pulsacyjną. Przepływ przez wszczepioną zastawkę płucną wykazywał przepływ do przodu z minimalną niedomykalnością, a przepływ szczytowy był bliski 100 mm/s. Ten mysi model przeszczepu zastawki serca jest bardzo wszechstronny, więc może być modyfikowany i dostosowywany w celu zapewnienia różnych środowisk hemodynamicznych i / lub może być stosowany z różnymi transgenicznymi myszami do badania rozwoju tkanki w zastawce serca zmodyfikowanej tkankowo.

Rysunek 1 przedstawia schemat modelu transplantacji zastawki serca z wykorzystaniem heterotopowego przeszczepu serca. Zastawkę serca pobrano z serca dawcy i wszczepiono do serca drugiej myszy dawcy. Następnie serce z nową zastawką wszczepiono do jamy brzusznej myszy biorcy. Rysunek 2 przedstawia ilustrację wszczepionego serca w przestrzeni brzusznej (A), bezpośrednio po transplantacji serca (B) oraz 5 min po transplantacji. Po usunięciu szwów po obu stro...

Aby zrozumieć komórkowe i molekularne mechanizmy leżące u podstaw powstawania nowotworów i rozwoju zwężeń w zastawkach serca z inżynierii tkankowej, opracowano mysi model heterotopowego przeszczepu zastawki serca. Zastawkę płucną serca przeszczepiono biorcy przy użyciu techniki heterotopowego przeszczepiania serca.

Przeszczepienie zastawki płucnej z wykorzystaniem mysiego modelu heterotopowego przeszczepienia serca

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zbadanie mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw tworzenia się nowej tkanki, pogrubienia zastawek oraz rozwoju stenozy w zastawce serca otrzymanej metodą inżynierii tkankowej. Zostaje to osiągnięte poprzez wstępne pobranie zastawki tętnicy płucnej z tkanki serca myszy donora. W drugim kroku z drugiego donora pobierane jest całe serce.Następnie donorska zastawka tętnicy płucnej jest implantowana do serca dawcy, a serce z nową zastawką zostaje przeszczepione heterotopowo do myszy biorcy. Ostatecznie funkcję przeszczepionego serca oraz przepływ krwi przez zastawkę płucną można monitorować za pomocą systemu ultradźwiękowego o wysokiej częstotliwości w trybie Dopplera falowego. Główną zaletą zastosowania modelu mysiego w porównaniu z innymi modelami dużych zwierząt jest fakt, że model ten pozwala na wykorzystanie szerokiej gamy odczynników molekularnych, które umożliwiają badanie komórkowych i molekularnych mechanizmów leżących u podstaw tworzenia się nowej tkanki naczyniowej w rozwoju stenozy oraz w inżynierii tkankowej zastawek serca. Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą będą miały trudności ze względu na złożoność mikrochirurgii przeżywalności.Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, ponieważ prawidłowa osmoza w miejscach transplantacji jest trudna do opanowania, a przeprowadzenie osmozy w naczyniach o małym kalibrze bez wystąpienia krwotoku jest skomplikowane. Aby pobrać zastawkę tętnicy płucnej od dawcy, najpierw należy ogolić klatkę piersiową samicy myszy szczepu C 57 black six w wieku od sześciu do ośmiu tygodni i ułożyć zwierzę w pozycji grzbietowej. Po wykonaniu torakotomii należy odsłonić serce, wykonać niewielkie nacięcie w prawym przedsionku i przepłukać lewą komorę lodowatym roztworem soli fizjologicznej. Następnie należy rozdzielić tętnicę płucną od aorty wstępującej za pomocą rozczepiania tępego, a następnie wyciąć zastawkę płucną wraz z dwumilimetrowym mankietem tętnicy płucnej i przechowywać zastawkę w zimnym roztworze heparyny i soli fizjologicznej przez maksymalnie dwie godziny przed transplantacją na serce biorcy w celu pobrania serca dawcy.Po wykonaniu torakotomii u uśpionej samicy myszy szczepu C 57 black six w wieku od sześciu do ośmiu tygodni, zgodnie z wcześniejszą demonstracją, oddziel metodą tępą serce, żyłę główną dolną, żyłę główną górną, aortę wstępującą, tętnicę płucną oraz żyłę płucną. Przepłucz żyłę główną dolną lodowatym, sterylnym roztworem soli fizjologicznej, a następnie podwiąż żyłę główną dolną, żyłę główną górną i żyłę płucną jedwabną nicią 6.0; następnie przetnij naczynia powyżej podwiązań, odetnij aortę i tętnicę płucną wraz z mankietem o szerokości 2 mm i wytnij zastawkę płucną, aby przeszczepić ją do serca dawcy. W pierwszej kolejności umieść zastawkę w sercu dawcy i ustaw tkankę w odpowiedniej orientacji.Następnie, używając szwów monofilamentowych 10-0 na igłach stożkowych, wykonaj szew po prawej stronie zastawki, aby ją przymocować. Następnie wykonaj od pięciu do sześciu szwów ciągłych wzdłuż drugiej strony zastawki płucnej. Po zakończeniu zszywania przedniej części zastawki, obróć serce poziomo i przyszyj tylną część zastawki płucnej do serca dawcy.Następnie należy podwiązać żyłę płucną serca dawcy i wyciąć serce. Potem serce umieszcza się w zimnym roztworze soli fizjologicznej z heparyną na maksymalnie dwie godziny przed implantacją do myszy biorcy. Obecnie należy potwierdzić sedację u sześciu- do ośmiotygodniowej samicy biorcy, myszy C 57 black six, poprzez uciśnięcie palca u stopy.Następnie, po przystrzyżeniu włosów na brzuchu i nasmarowaniu oczu sterylną maścią oftalmiczną, ułóż mysz w pozycji grzbietowej, zdezynfekuj brzuch Betadine oraz wacikami nasączonymi alkoholem i przykryj zwierzę sterylnym polem operacyjnym, pozostawiając odsłonięty jedynie obszar nacięcia. Następnie wykonaj cięcie wzdłuż linii środkowej brzucha (laparotomię) od miejsca poniżej wyrostka mieczowatego do regionu nadłonionkowego. Po tym wprowadź rozwieracz samoistnie utrzymujący i owiń jelita gazą zwilżoną w soli fizjologicznej.Wykonaj tępe wypreparowanie aorty podnerkowej oraz żyły głównej dolnej. Następnie załóż dwa szwy jedwabne 6-0 i podwiąż aortę oraz żyłę główną dolną proksymalnie i dystalnie. Aby zatrzymać krążenie krwi, użyj igły 30 G do wykonania aortotomii w aorcie brzusznej oraz wenotomii w żyle głównej dolnej.Poszerzyć otwór nożyczkami do rozmiaru aorty i tętnicy płucnej dawcy. Umieścić serce dawcy po prawej stronie aorty brzusznej i przykryć je nawilżoną sterylną gazą, dbając o stałe nawilżanie. Zabezpieczyć aortę dawcy jednym szwem na bliższym końcu otworu w aorcie brzusznej, a następnie nałożyć od czterech do pięciu szwów ciągłych od dystalnego końca aorty brzusznej.Przesuń serce na lewą stronę. Przykryj je gazą nasączoną solą fizjologiczną i zszyj dystalny koniec aorty brzusznej, wykonując od czterech do pięciu kolejnych szwów ciągłych. Przymocuj tętnicę płucną dawcy jednym szwem na proksymalnym końcu otworu w żyle głównej dolnej, a następnie wykonaj od czterech do pięciu szwów ciągłych od dystalnego końca żyły głównej dolnej.Następnie przepłucz światło dolnej żyły głównej CVA heparyną i roztworem soli fizjologicznej. Zamknij prawą ścianę tętnicy płucnej dawcy oraz dolną żyłę główną CVA biorcy za pomocą szwów ciągłych do końca dystalnego. Teraz usuń podwiązkę dystalną i zastosuj miejscowy wchłanialny sterylny środek hemostatyczny w celu opanowania krwawienia.Gdy krwawienie całkowicie ustanie, usuń szew proksymalny i opanuj drugie krwawienie w ten sam sposób; przeszczepione serce zacznie bić w ciągu pięciu minut po udanej anastomozie. Następnie wprowadź jelita z powrotem i użyj szwów 6-0, aby zamknąć mięśnie brzucha oraz skórę w dwóch warstwach. Na koniec wstrzyknij podskórnie 0,5 ml soli fizjologicznej i umieść mysz w klatce rekonwalescencyjnej na podgrzewaczce, aż zwierzę odzyska pełną sprawność ruchową.Po wybudzeniu umieść mysz pojedynczo w nowej klatce z papierową ściółką, aż do pełnego powrotu do sprawności, i podaj leki przeciwbólowe. Zapewnij dostęp do wody pitnej przez 48 h. Na poniższych zdjęciach przedstawiono wszczepione serce w jamie brzusznej bezpośrednio po transplantacji serca oraz pięć minut po transplantacji.Po usunięciu szwów po obu stronach aorty i żyły głównej dolnej, serce zaczyna bić w ciągu jednej do dwóch minut i nabiera różowego koloru w miarę gdy krew zaczyna krążyć. Należy zwrócić uwagę na większe rozszerzenie prawego przedsionka. W miarę jak bicie serca stopniowo staje się silniejsze i stabilizuje się po 24 godzinach, przepływ krwi przez wszczepioną zastawkę płucną może zostać zmierzony drogą przezskórną 10 dni po implantacji.Przy użyciu systemu ultradźwiękowego o wysokiej częstotliwości w trybie dopplerowskim z falą impulsową można zaobserwować w trybie B położenie aorty, prawej komory, wszczepionej zastawki płucnej oraz tętnicy płucnej. Żółta nakładka objętości próbkowania znajduje się na wszczepionej zastawce płucnej, zgodnie z przedstawionym schematem. Jak wskazano na wykresie, fala QRS serca dawcy jest wykrywana rytmicznie i niezależnie od fali serca biorcy, z prędkością szczytową wynoszącą około 100 mm/s.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby całkowicie zatamować wszelki krwotok w miejscu transplantacji zastawki płucnej lub w miejscu anastomozy aorty dawcy z aortą brzuszną biorcy po zakończeniu tego zabiegu. W celu udzielenia odpowiedzi na dodatkowe pytania dotyczące pochodzenia komórek zasiedlających chorobowo zmienioną zastawkę serca można zastosować inne metody, takie jak transplantacja zastawek serca inżynierowanych tkankowo u myszy transgenicznych. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo zdobyć gruntowną wiedzę na temat tego, jak pobrać zastawkę płucną, jak przeprowadzić wymianę zastawki serca oraz heterotopiczną transplantację serca w modelu mysim.

transplantation-pulmonary-valve-using-mouse-model-heterotopic-heart

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczep zastawki płucnej z wykorzystaniem mysiego modelu heterotopowego przeszczepu serca

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Technika jest demonstrowana dla procedury mikrochirurgicznej do heterotopowego przeszczepu serca u myszy, w tym uproszczone metody pobierania dawców i zespolenia naczyń biorców.

Zmodyfikowana metoda heterotopowego przeszczepu serca myszy

W manuskrypcie opisano kroki wymagane do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu serca u myszy.

Mysia heterotopowa technika przeszczepu serca

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Tutaj opisujemy przedkliniczny model ortotopowego przeszczepu serca na dużych zwierzętach (świniach), który został mocno ugruntowany i wykorzystany do zbadania nowych strategii kardioprotekcyjnych.

Przedkliniczny model ortotopowego przeszczepiania serca od świń

Pokazano nowatorską technikę rekonstrukcji obwodu krwi w heterotopowym modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej.

Rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej

Ten protokół opisuje prostą i efektywną metodę przeszczepiania płatków zastawki aortalnej pod torebkę nerkową, aby umożliwić badanie alloreaktywności zastawek serca.

Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Poznaj technikę przeszczepienia zastawki płucnej w mysim modelu heterotopowym do badań nad tworzeniem się neotkanek i rozwojem zwężenia w inżynierii tkankowej serca.

Przeszczepienie zastawki płucnej z wykorzystaniem mysiego modelu heterotopowego przeszczepienia serca

Przeglądaj więcej filmów