Name: Przeszczep rogówki u myszy: model do badania najczęstszej formy przeszczepu narządów litych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Poznaj model przeszczepu rogówki u myszy do badania ostrego odrzucania przeszczepu. Ta metoda pozwala ocenić integralność przeszczepu i testować strategie terapeutyczne w badaniach immunologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować wielu osobom, które pracowały nad tą techniką i udoskonaliły ją oraz były odpowiedzialne za wygenerowanie wielu manuskryptów zarówno w tym laboratorium, jak i w innych. Praca ta była wspierana przez National Institutes of Health Grant EY12707 (PMS) oraz nieograniczony grant z Research to Prevent Blindness dla Oddziału Okulistyki.

UWAGA: Wszystkie zwierzęta wykorzystywane w tej procedurze są traktowane zgodnie z oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką dotyczącą wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych, a także wytycznymi ustalonymi przez komitet nadzoru nad zwierzętami na Uniwersytecie Saint Louis. 
UWAGA: Wszystkie narzędzia i roztwory chirurgiczne są sterylizowane przed operacją, aby ograniczyć infekcję mikrobiologiczną oka. Należy zauważyć, że chociaż zwierzęta odczuwają pewien ból po tym zabiegu, nie stosujemy środków przeciwbólowych. Powodem tego jest to, że wszystkie leki przeciwbólowe są przeciwzapalne, a reakcje przeszczepu rogówki obejmują stan zapalny, Stosowanie leków przeciwzapalnych zagroziłoby naszej zdolności do określenia, jakie czynniki są zaangażowane w niewydolność przeszczepu rogówki.
1. Znieczulenie
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>Myszy dawców i biorców należy poddać znieczuleniu ogólnemu poprzez wstrzyknięcia IP ketaminy (86,98 mg / kg) i ksylazyny (13,04 mg / kg).</li>
	<li>Utrzymuj mysz biorcę w znieczuleniu przez cały czas trwania zabiegu, który zwykle trwa od 30 minut do godziny. W związku z tym należy stale monitorować mysz pod kątem oznak odzyskania przytomności.</li>
	<li>Nałóż maść puralube na oko, które nie zostanie poddane operacji po znieczuleniu zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
</ol>
2. Szczepienie rogówki
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>Uzyskanie guzika rogówki dawcy.
	<ol>
		<li>Gdy zwierzę jest w pełni znieczulone, osiągnij odpowiednie rozszerzenie źrenic, podając kilka kropli do oczu zawierających 1% tropikamidu i 2,5% chlorowodorku fenylefryny.</li>
		<li>Ułóż głowę zwierzęcia dawcy poziomo na desce umieszczonej na solidnym ruchomym wsporniku. Przymocuj głowę paskiem taśmy na szyi, aby upewnić się, że oko jest w pozycji poziomej przez całą operację.</li>
		<li>Za pomocą trepanacji o średnicy 2 mm, której końcówka została zabarwiona błękitem metylowym, obrysuj centralne miejsce przeszczepu rogówki.</li>
		<li>Ostrym ostrzem wbij się w rogówkę i wstrzyknij healon do przedniej komory, aby ją pogłębić, aby zmniejszyć ryzyko uszkodzenia śródbłonka dawcy i leżącej pod nim soczewki.</li>
		<li>Wytnij przeszczep dawcy nożyczkami vannas i umieść w naczyniu zawierającym zbilansowany roztwór soli Hanksa do czasu użycia.</li>
		<li>Po usunięciu przeszczepu dawcy należy poddać mysz dawcy eutanazji poprzez wdychanie CO2 .</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie łóżka do przeszczepu.
	<ol>
		<li>Powtórz te same kroki, które opisano w punktach od 2.1.1 do 2.1.2 dla odbiorcy.</li>
		<li>Za pomocą trefiny o średnicy 1,5 mm obrysuj miejsce przeszczepu biorcy.</li>
		<li>Ostrym ostrzem wbij się w rogówkę i wstrzyknij healon do przedniej komory, aby ją pogłębić i zmniejszyć ryzyko uszkodzenia leżącej pod spodem soczewki.</li>
		<li>Usuń zarysowany centralny guzik rogówki od odbiorcy za pomocą nożyczek vannas i wyrzuć.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zszywanie przeszczepu
	<ol>
		<li>Umieść rogówkę dawcy nad łożem przeszczepu w rogówce biorcy. Upewnij się, że pod rogówką dawcy znajduje się odpowiednie gojenie, aby chronić komórki śródbłonka dawcy przed uszkodzeniem przez bezpośredni kontakt z soczewką.</li>
		<li>Używając mikrokleszczyków z bardzo cienką końcówką, umieść pierwszy kęs nylonowego szwu 11-0 po stronie dawcy, przez dawcę z 90% głębokością pełnej grubości po stronie biorcy, a następnie zwiąż.</li>
		<li>Gdy rogówka zostanie zakotwiczona na miejscu, wykonaj szwy przerywane środkowe, tak aby rogówka miała od 8 do 10 szwów całkowitych, a rogówka dawcy była bezpiecznie wyrównana i przymocowana do łożyska przeszczepu rogówki biorcy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pogłębienie komory przedniej
	<ol>
		<li>Pogłębić komorę przednią, wstrzykując HBSS lub pęcherzyk powietrza do komory przedniej i delikatnie sprawdzić integralność przeszczepu rogówki pod kątem wycieków za pomocą gąbki celulozowej. 
		UWAGA: Jeśli komory przedniej nie można zreformować, istnieje duże prawdopodobieństwo wystąpienia zaćmy, co bardzo utrudni przyszłe oceny przeszczepionej rogówki, a także potencjalnie doprowadzi do dysfunkcji śródbłonka rogówki dawcy, a tym samym niepowodzenia przeszczepu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ocena końcowa
	<ol>
		<li>Obserwuj oko, aby stwierdzić, czy źrenica jest okrągła, a głębokość przedniej komory jest normalna. 
		UWAGA: Jeśli źrenica nie jest okrągła, oznacza to, że podczas szycia tęczówka została uszkodzona, a zatem przeszczep jest uważany za awarię techniczną.</li>
		<li>Nałóż maść z antybiotykiem na oko. Opcjonalnie: Zamknij powiekę jedwabnym szwem 7-0.</li>
		<li>Obserwuj myszy, aż w pełni się obudzą, a następnie trzymaj je indywidualnie przez co najmniej dwa dni po operacji.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Usuwanie szwów
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>W przypadkach, w których stosuje się szew powiekowy, znieczulij myszy zgodnie z powyższym opisem i zdejmij szew pokrywy po 48 godzinach.</li>
	<li>Znieczulenie myszy w 7 dniu po operacji. Usunąć szwy mocujące przeszczep rogówki. Gdy szwy zostaną usunięte, a zwierzę w pełni się obudzi, włóż je z powrotem do klatki.</li>
</ol>
4. Ocena kliniczna
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>Zbadaj oko pod kątem oznak powikłań zabiegowych, które obejmują zaćmę (zmętnienie soczewki), strzępkę (krew w komorze przedniej), przednią komorę, która nie ma odpowiedniej głębokości lub znaczne zmętnienie rogówki. Rozważ te, które wykazują te powikłania, jako "zagrożone" i poddaj je eutanazji przez wdychanie CO2 .
	<ol>
		<li>Wykonaj wszystkie badania na nieznieczulonych myszach. Przytrzymaj mysz jedną ręką, przytrzymując w ten sposób mysz, aby druga ręka mogła podeprzeć oko, aby umożliwić lepszy widok oka. Po zakończeniu obserwacji włóż zwierzę z powrotem do klatki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Niech obserwator niezaznajomiony z grupami terapeutycznymi oceni przeszczepione rogówki 2 do 3 razy w tygodniu pod kątem objawów epizodów odrzucenia przeszczepu rogówki lub niewydolności przeszczepu rogówki. Do tych obserwacji należy użyć mikroskopu chirurgicznego lub biomikroskopu z poziomą lampą szczelinową.
	<ol>
		<li>Oceń każdą rogówkę pod kątem zmętnienia za pomocą skali od 0 do 5. Skala jest zdefiniowana w następujący sposób:
		<ol>
			<li>Przypisz wynik 0 tym rogówkom, które nie mają oznak zmętnienia.</li>
			<li>Przypisz wynik 1 tym rogówkom, które wykazują minimalne powierzchowne zmętnienie.</li>
			<li>Przypisz wynik 2 rogówce, która wykazuje łagodne i głębsze zmętnienie, ale leżąca pod spodem źrenica i tęczówka są nadal dostrzegalne.</li>
			<li>Przypisz wynik 3 rogówce, która wykazuje zmętnienie zrębu, w którym tęczówka nie jest widoczna w szczegółach, z wyjątkiem brzegów źrenic.</li>
			<li>Przypisz wynik 4 rogówce, która wykazuje gęste zmętnienie zrębu i jeśli nie można zobaczyć żadnych leżących pod nią struktur.</li>
			<li>Przypisz wynik 5 rogówce, która wykazuje całkowite zmętnienie i intensywny obrzęk zrębu, z całkowicie zasłoniętą źrenicą i tęczówką.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Oceń również każdą rogówkę pod kątem stopnia naciekania naczyń krwionośnych (neowaskularyzacja) za pomocą skali oceny od 1 do 8. Aby to osiągnąć, spójrz na rogówkę jako składającą się z 4 równych kwadrantów i określ ilość naczyń krwionośnych w każdym z tych kwadrantów z punktem, który będzie się wahał od 0 (brak naczyń) do 2 dla rozległego unaczynienia tego kwadrantu. Dodaj indywidualne wyniki z każdej ćwiartki, aby obliczyć ostateczny wynik neowaskularyzacji.</li>
		<li>Klasyfikuj rogówki jako ostro odrzucone, jeśli mają wynik 3 w dwóch kolejnych obserwacjach przez punkty czasowe do 5 tygodni.</li>
		<li>Sklasyfikuj myszy, których rogówka była czysta po 5 tygodniach, ale czasami >45 dni po wszczepieniu, z wynikiem 3 przez dwa kolejne punkty czasowe, jako te, które przeszły późne odrzucenie alloprzeszczepu rogówki. Użyj krzywych przeżycia Kaplana-Meiera do analizy przeżywalności przeszczepu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Manipulacja modelem
<ol style="margines po lewej: 40px;">
	<li>Przygotowanie pojedynczych komórek ze śledziony.
	<ol>
		<li>Aby przygotować pojedyncze komórki, najpierw poddaj eutanazji mysz dawcy. Następnie usuń śledzionę.</li>
		<li>Umieścić śledzionę w sitku do komórek i rozbić ją tłokiem strzykawki ze strzykawki o pojemności 3 ml.</li>
		<li>Umyj komórki i ponownie zawieś w 10 ml zbilansowanego roztworu soli Hanksa.</li>
		<li>Usunąć 10 μl zawiesiny komórek i dodać do 10 μl 0,4% błękitu trypanowego i wymieszać. Dodaj to do hemocytometru i policz komórki w centralnej siatce. Liczba komórek w probówce to liczba komórek x 10,4 x 2 (współczynnik rozcieńczenia w błękicie trypanowym) x 10 (objętość w probówce).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wstrzyknięcie do komory przedniej.
	<ol>
		<li>Znieczulenie myszy zgodnie z wcześniejszym opisem.</li>
		<li>Wykonaj zastrzyki za pomocą mikroskopu preparacyjnego. Do każdego wstrzyknięcia dokomorowego należy użyć 106 komórek śledziony w objętości 0,005 ml i strzykawki o pojemności 0,25 ml mikrolitra wyposażonej w igłę 33 G. 
		UWAGA: Inne manipulacje modelem można wykonać, traktując zwierzęta odczynnikami, które działają jako antagoniści lub agoniści, w celu określenia roli, jaką dany czynnik może odgrywać po ortotopowej operacji alloprzeszczepu rogówki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Farooq, A. V., Shukla, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Herpes+simplex+epithelial+and+stromal+keratitis%3A+an+epidemiologic+update%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Herpes simplex epithelial and stromal keratitis: an epidemiologic update.</a> Surv. Ophthalmol. , 448-462 (2012).</li>
<li>Gipson, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+changes+and+diseases+of+the+ocular+surface+and%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Opthlamol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Age-related changes and diseases of the ocular surface and.</a> Invest. Opthlamol. Vis. Sci. 54, 48-53 (2013).</li>
<li>Edwards, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indications+for+corneal+transplantation+in+New+Zealand%3A+1991-1999%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Indications for corneal transplantation in New Zealand: 1991-1999.</a> Cornea. 21, 152-155 (2002).</li>
<li>Thompson, R. W., Price, M. O., Bowers, P. J., Price, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+survival+after+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Long-term survival after penetrating keratoplasty.</a> Ophthalmol. 110, 1396-1402 (2003).</li>
<li>Williams, K. A., Roder, D., Esterman, A., Muehlberg, S. M., Coster, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+predictive+of+corneal+graft+survival.+Report+form+the+Australian+Corneal+Graft+Registry%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Factors predictive of corneal graft survival. Report form the Australian Corneal Graft Registry.</a> Ophthalmology. 99, 403-414 (1992).</li>
<li>Larkin, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Corneal allograft rejection.</a> Br. J. Ophthalmol. 78, 649-652 (1994).</li>
<li>Boisjoly, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+of+corneal+graft+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Risk factors of corneal graft failure.</a> Ophthalmol. 100, 1728-1735 (1993).</li>
<li>Sugar, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recipient+Risk+Factors+for+Graft+Failure+in+the+Cornea+Donor+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Recipient Risk Factors for Graft Failure in the Cornea Donor Study.</a> Ophthalmol. 116, 1023-1028 (2009).</li>
<li>Namba, K., Kitaichi, N., Nishida, T., Taylor, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+regulatory+T+cells+by+the+immunomodulating+cytokines+alpha-melanocyte-stimulating+hormone+and+transforming+growth+factor-beta2%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Induction of regulatory T cells by the immunomodulating cytokines alpha-melanocyte-stimulating hormone and transforming growth factor-beta2.</a> J. Leukoc. Biol. 72, 946-952 (2002).</li>
<li>Taylor, A. W., Yee, D. G., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+nitric+oxide+generated+by+inflammatory+macrophages+by+calcitonin+gene-related+peptide+in+aqueous+humor%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Suppression of nitric oxide generated by inflammatory macrophages by calcitonin gene-related peptide in aqueous humor.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 1372-1378 (1998).</li>
<li>Wilbanks, G. A., Mammolenti, M., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+induction+of+anterior+chamber-associated+immune+deviation+%28ACAID%29.+III.+Induction+of+ACAID+depends+upon+intraocular+transforming+growth+factor-beta%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Studies on the induction of anterior chamber-associated immune deviation (ACAID). III. Induction of ACAID depends upon intraocular transforming growth factor-beta.</a> Eur. J. Immunol. 22, 165-173 (1992).</li>
<li>Volpert, O. V., et al. Inducer-stimulated Fas targets activated endothelium for destruction by anti-angiogenic thrombospondin-1 and pigment epithelium-derived factor. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVolpert%2C+OV+%22Nat.+Med%22">Nat. Med</a>. , 8-349 (2002).</li>
<li>Apte, R. S., Sinha, D., Mayhew, E., Wistow, G. J., Niederkorn, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutting+edge%3A+role+of+macrophage+migration+inhibitory+factor+in+inhibiting+NK+cell+activity+and+preserving+immune+privilege%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Cutting edge: role of macrophage migration inhibitory factor in inhibiting NK cell activity and preserving immune privilege.</a> J. Immunol. 160, 5693-5696 (1998).</li>
<li>Kennedy, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+production+of+interleukin-1+receptor+antagonist+peptides+in+normal+human+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Novel production of interleukin-1 receptor antagonist peptides in normal human cornea.</a> J. Clin. Invest. 95, 82-88 (1995).</li>
<li>Shimmura-Tomita, M., Wang, M., Taniguchi, H., Akiba, H., Yagita, H., Hori, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Galectin-9-mediated+protection+from+allo-specific+T+cells+as+a+mechanism+of+immune+privilege+of+corneal+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Galectin-9-mediated protection from allo-specific T cells as a mechanism of immune privilege of corneal allografts.</a> PLoS One. 8, (2013).</li>
<li>Goldberg, M. F., Ferguson, T. A., Pepose, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+cellular+adhesion+molecules+in+inflamed+human+corneas%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Detection of cellular adhesion molecules in inflamed human corneas.</a> Ophthalmol. 101, 161-168 (1994).</li>
<li>Stuart, P. M., Griffith, T. S., Usui, N., Pepose, J. S., Yu, X., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD95+ligand+%28FasL%29-induced+apoptosis+is+necessary+for+corneal+allograft+survival%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">CD95 ligand (FasL)-induced apoptosis is necessary for corneal allograft survival.</a> J Clin Invest. 99, 396-402 (1997).</li>
<li>Yamagami, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+Fas-Fas+ligand+interactions+in+the+immunorejection+of+allogeneic+mouse+corneal+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Role of Fas-Fas ligand interactions in the immunorejection of allogeneic mouse corneal transplants.</a> Transplantation. 64, 1107-1111 (1997).</li>
<li>Stuart, P. M., Pan, F., Plambeck, S., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fas%2FFas+ligand+interactions+regulate+neovascularization+in+the+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Fas/Fas ligand interactions regulate neovascularization in the cornea.</a> Invest. Ophthalmmol. Vis. Sci. 44, 93-98 (2003).</li>
<li>Stuart, P. M., Yin, X. T., Pan, F., Haskova, Z., Plambeck, S., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitors+of+matrix+metalloproteinases+activity+prolong+corneal+allograft+acceptance+by+increasing+FasL+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Inhibitors of matrix metalloproteinases activity prolong corneal allograft acceptance by increasing FasL expression.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 45, 1169-1173 (2004).</li>
<li>Joo, C. -K., Pepose, J. S., Stuart, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T-cell+mediated+responses+in+a+murine+model+of+orthotopic+corneal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">T-cell mediated responses in a murine model of orthotopic corneal transplantation.</a> Invest.Ophthalmol. Vis. Sci. 36, 1530-1540 (1995).</li>
<li>Sonoda, Y., Sano, Y., Ksander, B., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+cell-mediated+immune+responses+elicited+by+orthotopic+corneal+allografts+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Characterization of cell-mediated immune responses elicited by orthotopic corneal allografts in mice.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 36, 427-434 (1995).</li>
<li>Sano, Y., Osawa, H., Sotozono, C., Kinoshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytokine+expression+during+orthotopiccorneal+allograft+rejection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cytokine expression during orthotopiccorneal allograft rejection in mice.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 1953-1957 (1998).</li>
<li>Haskova, Z., Usui, N., Ferguson, T. A., Pepose, J. S., Stuart, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD4%2B+T+cells+are+critical+in+corneal+but+not+skin+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">CD4+ T cells are critical in corneal but not skin allograft rejection.</a> Transplantation. 69, 483-488 (2000).</li>
<li>Tan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunological+disruption+of+antiangiogenic+signals+by+recruited+allospecific+T+cells+leads+to+corneal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Immunological disruption of antiangiogenic signals by recruited allospecific T cells leads to corneal allograft rejection.</a> J. Immunol. 188, 5962-5969 (2012).</li>
<li>Dana, M. R., Yamada, J., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+interleukin-1+receptor+antagonist+promotes+corneal+transplant+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Topical interleukin-1 receptor antagonist promotes corneal transplant survival.</a> Transplantation. 63, 1501-1507 (1997).</li>
<li>Cunnusamy, K., Chen, P. W., Niederkorn, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-17A-dependent+CD4%2BCD25%2B+regulatory+T+cells+promote+immune+privilege+of+corneal+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">IL-17A-dependent CD4+CD25+ regulatory T cells promote immune privilege of corneal allografts.</a> J. Immunol. 186, 6737-6745 (2011).</li>
<li>Fu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arginine+depletion+as+a+mechanism+for+the+immune+privilege+of+corneal+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Arginine depletion as a mechanism for the immune privilege of corneal allografts.</a> Eur. J. Immunol. 41, 2997-3005 (2011).</li>
<li>Medina, C. A., Rowe, A. M., Yun, H., Knickelbein, J. E., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Azithromycin+treatment+increases+survival+of+high-risk+corneal+allotransplants.Cornea%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Azithromycin treatment increases survival of high-risk corneal allotransplants.Cornea.</a> , 32-658 (2013).</li>
<li>Cho, Y. K., Zhang, X., Uehara, H., Young, J. R., Archer, B., Ambati, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor+1+morpholino+increases+graft+survival+in+a+murine+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Vascular Endothelial Growth Factor Receptor 1 morpholino increases graft survival in a murine penetrating keratoplasty.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53, 8458-8471 (2012).</li>
<li>Kim, H. K., Choi, J. A., Uehara, H., Zhang, X., Ambati, B. K., Cho, Y. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presurgical+corticosteroid+treatment+improves+corneal+transplant+survival+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Presurgical corticosteroid treatment improves corneal transplant survival in mice.</a> Cornea. 32, 1591-1598 (2013).</li>
<li>Yamazoe, K., Yamazoe, K., Shimazaki-Den, S., Shimazaki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognostic+factors+for+corneal+graft+recovery+after+severe+corneal+graft+rejection+following+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Prognostic factors for corneal graft recovery after severe corneal graft rejection following penetrating keratoplasty.</a> BMC Ophthalmol. 13, 5(2013).</li>
<li>Panda, A., Vanathi, M., Kumar, A., Dash, Y., Priya, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+graft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Corneal graft rejection.</a> Surv. Ophthalmol. 52, 375-396 (2007).</li>
<li>Patel, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+survival+and+endothelial+outcomes+in+the+new+era+of+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Graft survival and endothelial outcomes in the new era of endothelial keratoplasty.</a> Exp. Eye Res. 95, 40-47 (2012).</li>
<li>Anshu, A., Price, M. O., Tan, D. T., Price, F. W. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+keratoplasty%3A+a+revolution+in+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Endothelial keratoplasty: a revolution in evolution.</a> Surv. Ophthalmol. 57, 236-252 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opisany tutaj mysi model przeszczepu rogówki umożliwia badaczowi badanie odrzucenia alloprzeszczepu rogówki u człowieka w modelu, który pozwala przewidzieć, jakie czynniki są najlepiej związane zarówno z odrzuceniem15,17,18,20, 26-30, jak i akceptacją21-25 alloprzeszczepów rogówki. W przeciwieństwie do przeszczepu ludzkiej rogówki, w którym pacjentom podaje się miejscowe lub ogólnoustrojowe leczenie steroidami w celu leczenia lub zapobiegania odrzuceniuprzeszczepu 31, model ten jest zwykl...

Przeszczep rogówki jest jednym z najbardziej udanych i powszechnych rodzajów transplantacji przeprowadzanych u ludzi. Powody, dla których wykonuje się tę operację, są wynikiem urazu, choroby zakaźnej1 lub innych form niezakaźnej choroby rogówki2. Dane z Eye Bank Association of America wskazują, że w 2011 roku wykonano ponad 46 000 zabiegów (patrz strona internetowa: restoresight.org/eye_banks/eye_banks.html). Wskaźnikiem jego sukcesu jest to, że roczne wskaźniki niepowodzeń w przypadku allogenicznych przeszczepów rogówki wahają się od 10 do 15%, a po 5 latach sukces przekracza 70%3-8. Jak wykazało wiele badań, sukces alloprzeszczepów rogówki jest bezpośrednio związany z faktem, że oko jest miejscem immunologicznie uprzywilejowanym. Czynniki odpowiedzialne za status rogówki jako miejsca uprzywilejowania immunologicznego obejmują brak naczyń krwionośnych i limfatycznych w rogówce, względny brak komórek prezentujących antygen, czynniki wytwarzane przez rogówkę, które hamują funkcje efektorów immunologicznych9-15, niską ekspresję antygenów MHC16 i ekspresję FasL17-20.
Jednakże, pomimo tych czynników predysponujących te przeszczepy do sukcesu, przechodzą one odrzucenie3-7. W związku z tym zrozumienie mechanizmów, które pośredniczą w tym odrzuceniu, a także testowanie różnych terapii w celu zapobiegania odrzuceniu, ma kluczowe znaczenie. W tym celu opisujemy tutaj mysi model przeszczepu rogówki, który jest używany od ponad 20 lat do badania przeszczepu rogówki w kontrolowanym środowisku eksperymentalnym. Ponieważ reakcje transplantacyjne obejmują wiele różnych czynników współpracujących ze sobą, które ostatecznie określą, czy przeszczepiona tkanka zakończy się niepowodzeniem, czy sukcesem, nie jest możliwe zrozumienie znaczenia tych czynników w żadnym modelu in vitro. W związku z tym konieczne są badania na nienaruszonych zwierzętach, aby określić, jakie czynniki są ważne dla sukcesu lub porażki przeszczepionej tkanki.
Podczas gdy inne gatunki zwierząt były wykorzystywane do badania przeszczepu rogówki, model mysi ma kilka zalet w porównaniu do innych gatunków. Pierwszym z nich jest istnienie wielu szczepów myszy, które wykazują ekspresję pewnych transgenów lub są ukierunkowane na geny pozbawione ekspresji specyficznych czynników immunologicznych, których funkcję w transplantacji można lepiej zbadać. Ponadto istnieje wiele odczynników (zarówno czynników rekombinowanych, jak i przeciwciał neutralizujących czynniki), które są specyficzne dla myszy i które nie występują dla wielu innych gatunków zwierząt. Ze względu na istnienie tych czynników, model ten był szeroko stosowany do identyfikacji istotnych czynników zaangażowanych w ostre odpowiedzi alloprzeszczepu rogówki 15,17,18,20-29. Co więcej, wiadomo również, że wiele czynników związanych z przeszczepem rogówki jest funkcjonalnych w przeszczepianiu innych tkanek.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop chirurgiczny Zeiss</td><td>Zeiss</td><td>Rebuilt</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Vannus</td><td>Stortz</td><td>E-3387</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Szwy</td><td>Alcon</td><td>717939M</td><td></td></tr><tr><td>Trephine 2,0 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7520</td><td></td></tr><tr><td>Trephine 1,5 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7510</td><td></td></tr><tr><td>Chlorowodorek trikainy 0,5%</td><td>Alcon</td><td>NDC 0065-0741-12</td><td></td></tr><tr><td>Healon</td><td>Abbott</td><td>Healon OVD</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Nici</td><td>Alcon</td><td>8065</td><td></td></tr><tr><td>2,5% Fenylefryna HCl</td><td>Alcon</td><td>NDC 61314-342-02</td><td></td></tr><tr><td>1% tropicamid</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC-24208-585-59</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka Hamilton</td><td></td><td>Hamilton 7654-01</td><td></td></tr><tr><td>Igła o rozmiarze 33</td><td></td> Hamilton <td>90033</td><td></td></tr><tr><td>Sitko do komórek (100 &mu; m nylon)</td><td>BD Falcon</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Hemocytometr</td><td>Cardinal Health</td><td>B3175</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma</td><td>T8154</td><td></td></tr></tbody></table>

przeszczep rogówki u myszy: model do badania najczęstszej formy przeszczepu narządów litych

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Przeszczep rogówki jest najczęstszą formą przeszczepu narządów w Stanach Zjednoczonych, gdzie każdego roku wykonuje się od 45 000 do 55 000 zabiegów. Chociaż istnieje kilka modeli zwierzęcych do tej procedury, a myszy są gatunkiem, który jest najczęściej używany. Powodem wykorzystania myszy jest względny koszt wykorzystania tego gatunku, istnienie wielu genetycznie zdefiniowanych szczepów, które pozwalają na badanie odpowiedzi immunologicznych, oraz istnienie szerokiej gamy odczynników, które można wykorzystać do dalszego definiowania odpowiedzi u tego gatunku. Model ten został wykorzystany do zdefiniowania czynników w rogówce, które są odpowiedzialne za względny status uprzywilejowania immunologicznego tej tkanki, który umożliwia alloprzeszczepom rogówki przetrwanie ostrego odrzucenia przy braku leczenia immunosupresyjnego. Został również wykorzystany do zdefiniowania tych czynników, które są najważniejsze w odrzuceniu takich przeszczepów allogenicznych. W związku z tym wiele z tego, co wiemy o mechanizmach zarówno akceptacji, jak i odrzucenia alloprzeszczepu rogówki, wynika z badań z wykorzystaniem mysiego modelu przeszczepu rogówki. Oprócz opisania modelu ostrego odrzucenia alloprzeszczepu rogówki, po raz pierwszy prezentujemy również model późnego odrzucenia alloprzeszczepu rogówki.

Mysi model transplantacji rogówki jest wykorzystywany od ponad 20 lat do skutecznej charakterystyki mechanizmów zarówno odrzucania19-23, jak i akceptacji13,15,16,18, 24-27 allograftu rogówki. Model ten posłużył do wykazania znaczenia ekspresji FasL w akceptacji allograftu rogówki, gdyż zwierzęta z niedoborem FasL nie były w stanie zaakceptować allograftów rogówki15. Wykorzystano go również do wykazania, że leczenie morfolino przeciwko receptorowi 1 czynnika wzrostu ś...

Myszy były używane jako model do badania wielu form transplantacji, w tym przeszczepu rogówki. W niniejszym raporcie opisujemy mysi model zarówno do ostrego, jak i późnego przeszczepu rogówki.

Przeszczep rogówki u myszy: model do badania najczęstszej formy przeszczepu narządów litych

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Ogólnym celem poniższej procedury jest wprowadzenie modelu ostrego odrzucania alloprzeszczepu rogówki. Osiąga się to poprzez usunięcie najpierw rogówki dawcy. Kolejnym etapem zabiegu jest przygotowanie łoża przeszczepu biorcy i zszycie rogówki dawcy na miejsce.Następnie testowana jest integralność przeszczepu, a jeśli nie ma wycieków, powieka jest zszywana na zamknięty. Po tygodniu ocenia się zmętnienie przeszczepu rogówki w celu zmierzenia odrzucenia przeszczepu allogenicznego. Ostatecznie model może być wykorzystany, może testować różne strategie terapeutyczne w celu zdefiniowania najważniejszych czynników związanych z odrzuceniem przeszczepu allogenicznego przeszczepów narządów litych.Przeszczep rogówki jest najbardziej powszechny w Stanach Zjednoczonych. Do tej procedury dostępnych jest kilka modeli zwierzęcych, ale najczęściej używane są myszy. Model ten został wykorzystany do zdefiniowania czynników, obejmujących zarówno odrzucenie, jak i akceptację przeszczepu rogówki.Po znieczuleniu myszy dawcy i biorcy i potwierdzeniu ich stanów znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi, nałóż czystą maść lubrykantową na oczy, które nie są poddawane operacji. Następnie przymocuj głowę z okiem dawcy poziomo do solidnego, ruchomego wspornika za pomocą paska taśmy na szyi. Teraz za pomocą zęba o średnicy dwóch milimetrów, którego końcówka została zabarwiona błękitem metylowym, obrysuj centralne miejsce przeszczepu rogówki.Następnie za pomocą ostrza noża okulistycznego pod kątem 15 stopni wbij się w rogówkę, aby uniknąć uszkodzenia leżącej pod spodem soczewki. Wstrzyknąć roztwór lepkosprężysty do komory przedniej, aby komora stała się głębsza. Teraz wytnij przeszczep dawcy nożyczkami weneckimi i przenieś przeszczep do naczynia z HBSS na lodzie, aż do użycia w celu uzyskania madres, podaj kilka kropli 1% tpic aide i 2,5% chlorowodorku efryny do oka biorcy.Następnie za pomocą 1,5-milimetrowego zęba obrysuj miejsce przeszczepu, jak opisano wcześniej, używając ostrza noża okulistycznego pod kątem 15 stopni, wniknij w rogówkę i wstrzyknij lepkosprężysty roztwór do przedniej komory, aby ją pogłębić. Aby zachować przestrzeń między rogówką dawcy a soczewką, zmniejsza to ryzyko uszkodzenia leżącej pod spodem soczewki i śródbłonka dawcy. Za pomocą nożyczek Venice usuń zarysowany centralny guzik rogówki z odbiorcy i wyrzuć.Dodaj lepkosprężystą pożywkę do obszaru opróżnionego przez usunięcie guzika rogówki, aby chronić komórki śródbłonka rogówki przed uszkodzeniem przez bezpośredni kontakt z soczewką. Teraz umieść rogówkę dawcy na łożu przeszczepu za pomocą mikrokleszczyków z bardzo cienką końcówką. Umieść pierwszy kęs nylonowego szwu 11.0 po stronie dawcy przez rogówkę dawcy do około 90% pełnej grubości.Następnie po stronie biorcy na tej samej głębokości, a następnie zwiąż. Kontynuuj zabezpieczanie przeszczepionej rogówki za pomocą szwów przerywanych w środku kardynalnej. W sumie wystarczy od ośmiu do 10 szwów.Teraz zreformuj i umyj przednią komorę wstrzyknięciem soli fizjologicznej. Alternatywnie, wstrzyknij powietrze do przedniej komory, aby ją zreformować. Po wstrzyknięciu należy delikatnie sprawdzić integralność przeszczepu za pomocą gąbki celulozowej.Na koniec oceń oko. Określ, czy źrenica jest okrągła i czy przednia komora wydaje się normalna. Jeśli przeszczep wydaje się dobry, nałóż maść z antybiotykiem i opcjonalnie zamknij powiekę za pomocą biegnącego szwu jedwabnego 7.0 po operacji.Monitoruj mysz, aż całkowicie się obudzi, a następnie kontynuuj obserwację w klatce domowej przez dwa dni. Usuń szwy ze znieczulonej myszy między czterema a siedmioma dniami po operacji. Po zdjęciu szwów obserwuj mysz przez kilka dni.Korzystając ze skali zmętnienia, oceń każdą rogówkę z wynikiem od zera do pięciu. Zero oznacza brak krycia. Wynik jeden odpowiada minimalnemu powierzchownemu zmętnieniu.Wynik dwa wskazuje na łagodne lub głębsze zmętnienie z dostrzegalną dolną źrenicą. A tęczówka to znak o nachyleniu trzech do rogówek z przezroczystością zrębu, w której tęczówki nie widać szczegółowo, z wyjątkiem brzegów źrenic. Jeśli występuje gęste zmętnienie zrębu i nie widać żadnych leżących pod nim struktur, przyznaj przeszczepowi wynik cztery.Jeśli występuje całkowite zmętnienie z intensywnym obrzękiem zrębu, a zarówno źrenica, jak i tęczówka są całkowicie zasłonięte, należy ocenić przeszczep na piątkę. Protokół tekstowy sugeruje również skalę od zera do ośmiu dotyczącą infiltracji naczyń krwionośnych. Za pomocą modelu przeszczepu można wykonać wiele różnych manipulacji.Na przykład komórki śledziony mogą zostać dodane do przedniej komory od myszy dawcy. Po eutanazji dawcy należy usunąć śledzionę i przenieść ją do sitka komórkowego za pomocą trzymililitrowego tłoka strzykawki, rozbić śledzionę, a następnie umyć komórki śledziony w 10 mililitrach HBSS, ponownie zawiesić umyte komórki w 10 mililitrach HBSS i policzyć komórki za pomocą hemocytometru. Utrzymuj ogniwa w temperaturze pokojowej, dopóki nie zostaną wykorzystane później.Przed wykonaniem przeszczepu rogówki wstrzyknąć komórki do przedniej komory w przeciwległym oku za pomocą mikroskopu preparacyjnego, wstrzyknąć 1 milion komórek śledziony w pięciu mikrolitrach HBSS z igły o rozmiarze 33. Model wykorzystano do zbadania, czy tolerancja uogólnionego alloantygenu T na antygeny allo wyrażane przez alloprzeszczep rogówki dawcy może poprawić przeżywalność przeszczepu. Myszy BC były tolerowane na czarne antygeny 10 allo C 57 przez wstrzyknięcie komórek śledziony B 10 do komory przedniej.Nie poprawiło to akceptacji alloprzeszczepu rogówki. Badania wykazują, że ustalenie swoistej dla antygenu tolerancji na allo antygen, mierzonej odpowiedziami DTH, nie wpływa na wynik alloprzeszczepów skóry ani rogówki. Podobne badanie wykazało, że gdy ustalono tolerancję DTH u myszy BAB c w kierunku antygenów B 10 allo, przeszczep skóry oszczędzający niektóre lub wszystkie antygeny B 10 allo nie zwiększył przeżycia.W związku z tym jelito C z ustalonym DTH specyficznym dla antygenu nie odniosło mierzalnych korzyści z alloprzeszczepów rogówki lub skóry. Jak widać z dzisiejszego eksperymentu, przeszczep rogówki jest procedurą wymagającą technicznie. Jest to jednak najlepszy model do badania komórek i czynników, które decydują o sukcesie lub niepowodzeniu wykresu.

murine-corneal-transplantation-model-to-study-most-common-form-solid

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Tutaj prezentujemy protokół do badania immunologii odrzucenia. Przedstawiony model chirurgiczny informuje o krótkim czasie operacji i zwięzłej technice. W zależności od kombinacji szczepu dawca-biorca, w przeszczepionej nerce może rozwinąć się ostre odrzucenie komórkowe lub przewlekłe uszkodzenie przeszczepu allogenicznego, zdefiniowane przez zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych.

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Przeszczep skóry pełnej grubości myszy jest dobrze znanym modelem do badania odrzucenia w środowisku alloimmunologicznym. W tym miejscu przedstawiamy samouczek dotyczący każdego kroku związanego z wykonaniem przeszczepu skóry pełnej grubości BALB/c--&gt;C57BL/6.

Mysi przeszczep skóry o pełnej grubości

Tutaj przedstawiono krok po kroku protokół przygotowania i uprawy rozszczepionych guzików rogówki u świń. Ponieważ ten typowy dla organoorganizacji model hodowli narządów wykazuje wskaźnik umieralności komórek w ciągu 15 dni, porównywalny z ludzkimi rogówkami dawców, stanowi on pierwszy model umożliwiający długotrwałą hodowlę rogówek innych niż ludzkie bez dodawania toksycznego dekstranu.

Model hodowli śródbłonka śródbłonka rogówki świni przy użyciu podzielonych guzików rogówki

Niniejszy artykuł opisuje zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu unaczynionego serca z zaktualizowaną techniką aseptyczną, analgezją i znieczuleniem.

Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji

Ten protokół przedstawia przezźrenicowe, sterowane widzeniem podejście przeztwardówkowe do bezpiecznego i precyzyjnego dostarczania przeszczepów komórkowych podsiatkówkowych, z niskim wskaźnikiem powikłań chirurgicznych, u myszy, biorców ze zwyrodnieniem siatkówki lub bez.

Przezźrenicowe przeszczepienie przeztwardówkowe przeszczepów podsiatkówkowych w mysim modelu zwyrodnienia siatkówki

To badanie ustanawia dwa standaryzowane modele ksenotransplantacji u myszy, aby specyficznie naśladować ostre odrzucenie komórkowe i ostre odrzucenie pośredniczone przeciwciałami. Modele te służą jako niezawodna platforma do badania mechanizmów immunologicznego odrzucania ksenotransplantatów, oceny strategii immunosupresyjnych i rozwijania przedklinicznych badań nad ksenotransplantacją.

Standaryzowany model na myszach z trzyosobowym przepływem pracy do badania ostrego odrzutu komórkowego i przekaźnikowego w ksenotransplantacji

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Poznaj model przeszczepu rogówki u myszy do badania ostrego odrzucania przeszczepu. Ta metoda pozwala ocenić integralność przeszczepu i testować strategie terapeutyczne w badaniach immunologicznych.

Przeszczep rogówki u myszy: model do badania najczęstszej formy przeszczepu narządów litych

Przeglądaj więcej filmów