Name: Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
Description: Naucz się przygotowywać tkankę śródbłonkową do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta. Metoda obejmuje częściową trepanację, barwienie i kontrolowane odwarstwianie błony Descemeta od łożyska.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Ustawienie sterylnego pola
<ol>
	<li>Załóż odpowiedni strój, w tym czapkę i maskę. Nosić okulary ochronne podczas przebywania w pomieszczeniu zabiegowym.</li>
	<li>Przygotuj obszar przetwarzania. Podczas korzystania z pomieszczenia procesowego należy utrzymywać ciągłą pracę wentylatora, aby wytworzyć nadciśnienie w pomieszczeniu.</li>
	<li>Zbierz wszystkie zapasy. Sprawdź daty ważności, integralność opakowania i wskaźnik sterylizacji.</li>
	<li>Umyj ręce i załóż niesterylne rękawiczki.</li>
	<li>Otwórz sterylne zestawy, aby utworzyć sterylne pole. W przypadku korzystania z pomieszczenia do przetwarzania należy położyć zestawy na stole i aseptycznie otworzyć opakowania. Nie używaj zewnętrznych 11/2 cala folii jako części sterylnego pola, ponieważ ten segment jest uważany za niesterylny.</li>
	<li>Stosując technikę aseptyczną, otwórz i upuść sterylne przedmioty na sterylne pole, chyba że są już częścią gotowego opakowania.</li>
	<li>Przesuń mikroskop tak, aby znajdował się nad sterylnym polem, włącz źródło światła mikroskopu i w razie potrzeby wyreguluj okulary.</li>
	<li>Pobrać tkankę rogówki, która ma zostać usunięta (w pożywce konserwującej) i umieścić obok przygotowanego sterylnego obszaru obróbki. Poluzuj nasadkę komory obserwacyjnej i pozwól jej spoczywać na podstawie komory obserwacyjnej bez gwintów. Wyrzuć niesterylne rękawice.</li>
	<li>Otwórz jedną parę sterylnych rękawiczek i sterylny fartuch ręcznikiem.</li>
	<li>Wykonaj peeling chirurgiczny. Załóż sterylny fartuch, a następnie sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Otwórz skrzynki z instrumentami, aby wszystkie materiały były dostępne. Otwórz zasłonę nieprzepuszczalną dla wilgoci, aby stworzyć obszar roboczy.</li>
	<li>Podłączyć igłę do strzykawki o pojemności 5 cm3. Za pomocą hemostatu przygotuj igłę 30 G, umieszczając zagięcie 1 mm od skosu, a drugie zagięcie 1 mm od podstawy (aby utworzyć kształt litery "S").</li>
	<li>Zmontować szklaną strzykawkę do niebieskiego barwnika trypanowego, umieszczając tłok w strzykawce i dokręcając tłok palcem. Załóż kaniulę.</li>
	<li>Podłącz kaniulę do butelki ze zrównoważonym roztworem soli (BSS).</li>
	<li>Oddziel stempel trepanacyjny od bloku próżniowego i odłóż na bok. Wyśrodkuj blok podciśnieniowy w polu view mikroskopu.</li>
	<li>Ustaw ostrość bloku podciśnienia, regulując ustawienia mikroskopu.</li>
</ol>
2. Procedura przygotowania tkanek dawcy
<ol>
	<li>Podnieś pokrywę komory widokowej za pomocą kwadratu foliowego jako bariery. Drugą ręką i za pomocą kleszczy delikatnie chwyć rogówkę za krawędź twardówki, aby usunąć rogówkę. Załóż pokrywę viewkomora.</li>
	<li>Całkowicie wciśnij strzykawkę ssącą, a następnie umieść nabłonek rogówki do dołu na bloku próżniowym i upewnij się, że jest wyśrodkowany. (Rysunek 1)</li>
	<li>Delikatnie opuść pierścień osadzenia na blok podciśnieniowy za pomocą słupków prowadzących. Włączyć podciśnienie, powoli zwalniając tłok sstrzykawki. Zdejmij pierścień gniazda i odłóż na bok. (Rysunek 2).</li>
	<li>Wykonaj częściową trepanację, aby przebić się przez błonę Descemeta.</li>
	<li>Dostosuj powiększenie i ostrość mikroskopu, aby tkanka była dobrze uwidoczniona.</li>
	<li>Przechyl blok próżniowy i użyj sterylnej włóczni wacika umieszczonej na rąbku, aby usunąć nadmiar pożywki. (Rysunek 3)</li>
	<li>Umieść wystarczającą ilość plamy na rąbku, aby zabarwić krawędź naciętej błony Descemeta. Pozostaw plamę na śródbłonku przez 60-90 sekund (Rysunek 4)</li>
	<li>Usuń plamę:
	<ol>
		<li>Przechyl blok próżniowy, aby wylać plamę z rogówki na gazik.</li>
		<li>Użyj włóczni chirurgicznych, aby usunąć nadmiar plamy z rąbka rogówki, uważając, aby nie dotknąć śródbłonka. (Rysunek 5)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj kilku kropli BSS, aby przepłukać rogówkę z roztworu barwiącego i sterylnych włóczni wacików, aby usunąć nadmiar BSS. (Rysunek 6)</li>
	<li>Umieść 1-2 krople BSS na brzegu twardówki, aby zapobiec wysuszeniu tkanki. Powtarzaj w razie potrzeby przez cały czas trwania procedury.</li>
	<li>Wykonaj częściową sekcję błony Descemeta:
	<ol>
		<li>Zaczynając od miejsca, w którym rurka łączy się z blokiem próżniowym, za pomocą otwartych kleszczy umieść jedną końcówkę na krawędzi znacznika nacięcia i delikatnie oddziel błonę i śródbłonek Descemeta od zrębu. (Rysunek 7).</li>
		<li>Oddzielić błonę Descemeta i śródbłonek nie dalej niż 1 mm od naciętej krawędzi i kontynuować sekcję 360° dookoła. (Rysunek 8).</li>
		<li>Zanotuj lokalizację wszelkich mikro rozdarć, umieszczając kropkę na bloku podciśnienia za pomocą markera skóry. 
		UWAGA: Jeśli trepanacja nie przeniknęła całkowicie przez membranę Descemeta, użyj skośnej krawędzi przygotowanej igły 30 G, aby w razie potrzeby uzupełnić nacięcie przez membranę Descemeta, a następnie w razie potrzeby ponownie nałóż barwnik. Jeśli adhezjalność błony Descemeta utrudnia częściowe rozwarstwienie, w razie potrzeby usuń śródbłonek poza obszar trefinacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby usunąć wszelkie znaczniki śródbłonka, które zachodzą na znacznik nacięcia.</li>
	<li>Weź pod uwagę położenie wcześniej zaznaczonych mikro rozdarć i obróć blok podciśnienia tak, aby największy znajdował się na godzinie 6. Stanie się to zawiasem klapy.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy chwyć membranę Descemeta na godzinie 12. Delikatnie oddziel membranę Descemeta od zrębu, obierając się w kierunku zawiasu. Utwórz zawias, zatrzymując separację 2 mm od znaku nacięcia. 
	UWAGA: Krawędzie peryferyjne klapy zaczną się przewijać podczas separacji. (Rysunek 9).</li>
	<li>Delikatnie połóż klapkę z powrotem na miejscu na zrębie. Użyj włóczni BSS i wacików, aby odwinąć śródbłonek i przywrócić go do pierwotnej pozycji. (Rysunek 10A-C)</li>
	<li>Usuń resztki płynu spomiędzy błony Descemeta i zrębu za pomocą sterylnych włóczni wacika, aby klapka pozostała na swoim miejscu. (Rysunek 11)</li>
	<li>Użyj sterylnych włóczni do wacików, aby wchłonąć nadmiar wilgoci z twardówki w pobliżu zawiasu. Użyj markera skóry, aby narysować grot strzałki na krawędzi twardówki wskazujący środek zawiasu, usuń nadmiar atramentu za pomocą sterylnej włóczni do wacików. (Rysunek 12)</li>
	<li>Uwolnić podciśnienie, naciskając tłok strzykawki podłączonej do bloku podciśnienia. Gdy podciśnienie jest wyłączone, użyj kleszczy, aby usunąć rogówkę z bloku próżniowego.</li>
	<li>Podnieś pokrywę komory widokowej za pomocą kwadratu foliowego jako bariery. Umieść rogówkę w komorze obserwacyjnej, śródbłonkiem do góry i załóż pokrywę komory obserwacyjnej.</li>
	<li>Powtórz powyższe kroki procedury z mate rogówką, jeśli ma to zastosowanie. Użyj gazy do oczyszczenia bloku próżniowego przed przetworzeniem drugiej tkanki.</li>
	<li>Dokręcić pokrywę (pokrywy) komory podglądu i usunąć tkankę z obszaru przetwarzania.</li>
	<li>Rozbij sterylne pole, pozbywając się przedmiotów zgodnie z Planem Gospodarki Odpadami Niebezpiecznymi Biologicznymi. Zdjąć zanieczyszczone rękawice i fartuch. Umyj ręce i załóż niesterylne rękawiczki.</li>
	<li>Wykonaj ocenę lampy szczelinowej po cięciu i mikroskopię zwierciadlaną rogówki (rogówek) i zapisz wyniki.</li>
</ol>

<ol><li>Fernandez, M., Afshari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+Keratoplasty%3A+From+DLEK+to+DMEK%5BTitle%5D)+AND+%22Middle+East+African+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK.</a> Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).</li>
<li>Kruse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Stepwise+Approach+to+Donor+Preparation+and+Insertion+Increases+Safety+and+Outcome+of+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li>
<li>Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+%27No-Touch%27+Technique+for+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).</li>
<li>Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty+versus+Descemet+Stripping+Automated+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).</li>
<li>Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+Keratoplasty%3A+fellow+eyes+comparison+of+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+and+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%222012+Eye+Banking+Statistical+Report%3A+Surgical+Use+and+Indications+for+Corneal+Transplant+Statistical+Report+Analysis%22">2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis</a>. , Eye-Bank Association of America. (2012).</li>
<li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet%27s+stripping+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Descemet's stripping endothelial keratoplasty.</a> Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).</li>
<li>Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+Donor+Tissue+Preparation+for+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e3847(2012).</li>
<li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet%27s+membrane+endothelial+keratoplasty+surgery%3A+update+on+the+evidence+and+hurdles+to+acceptance%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance.</a> Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).</li>
<li>Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet+Membrane+air-bubble+separation+in+donor+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cataract+and+Refractive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea.</a> Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).</li>
<li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPrice%2C+F+%22DSEK%3A+What+you+need+to+know+about+endothelial+keratoplasty%22">DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty</a>. , SLACK Inc.. Thorofare, NJ. (2009).</li>
<li>Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+technique+of+lamellar+keratoplasty+%28DMEK-S%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S).</a> Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383(2013).</li>
<li>Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+the+preparation+of+corneal+grafts+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).</li>
<li>Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue+preparation+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cataract+Refractive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).</li>
<li>Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+stepwise+approach+to+donor+preparation+and+insertion+increases+safety+and+outcome+of+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li>
<li>Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+higher-order+aberrations+after+Descemet%E2%80%99s+membrane+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Corneal higher-order aberrations after Descemet’s membrane endothelial keratoplasty.</a> Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).</li>
<li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Evolution of endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 32, 28-32 (2013).</li>
<li>Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+acuity+and+endothelial+cell+density+following+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty+%28DMEK%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Soc+Esp+Oftalmol%22%5BJournal%5D)">Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK).</a> Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).</li>
</ol>

Hassan Tausif i dr Navasuja Chandrasekaran nie mają nic do ujawnienia. Doktorzy Mian, Shtein i Woodward są dyrektorami medycznymi Michigan Eye Bank. Pan Mavin, pan Titus i pani Johnson są pracownikami Midwest Eye Banks.

Warstwa komórek śródbłonka rogówki odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu czystości rogówki poprzez odwodnienie. Choroby komórek śródbłonka mogą prowadzić do znacznego upośledzenia widzenia. DMEK ma na celu zastąpienie chorych komórek śródbłonka przeszczepem dawcy składającym się z błony Descemeta i warstwy komórek śródbłonka. Przygotowanie tkanki dawcy z nienaruszoną cukrzycą i odpowiednią liczbą komórek śródbłonka ma kluczowe znaczenie dla przeżycia przeszczepionej tkanki. Rozerwanie cukrzycy podczas przygotowywania tkanki...

Keratoplastyka śródbłonka (EK) szybko zastąpiła keratoplastykę penetrującą (PKP) jako procedurę z wyboru w leczeniu chorób śródbłonka, stanowiąc ponad 50% wszystkich przeszczepów wykonanych w Stanach Zjednoczonych w 2012 roku6. PKP jest ograniczona przez długotrwałą rehabilitację wzrokową z wysokim astygmatyzmem i niestabilnością refrakcji, utratą integralności gałki ocznej i powikłaniami związanymi z zakładaniem szwów. Procedury EK wczesnej generacji, w tym keratoplastyka śródbłonka głębokiego blaszki (DLEK), polegały na ręcznym rozwarstwieniu zrębu rogówki z przeszczepem tkanki dawcy o częściowej grubości. Procedury te były skuteczne w przeszczepianiu tkanki śródbłonka dawcy przy zachowaniu nienaruszonej powierzchni rogówki, ale były trudne technicznie i skutkowały ograniczoną najlepszą skorygowaną ostrością wzroku z powodu nieregularnego interfejsu blaszkowatego rogówki1. Obecnie preferowaną procedurą EK jest keratoplastyka śródbłonka Descemeta (DSEK), która zapewnia przejrzystość rogówki z szybszym odzyskiwaniem wzroku, minimalizuje pooperacyjną wadę refrakcji i astygmatyzm oraz zmniejsza ryzyko rozejścia się ran pourazowych przy zachowaniu powierzchni rogówki7. Zabieg ten polega na usunięciu chorej błony i śródbłonka Descemeta i zastąpieniu go tkanką rogówki dawcy o częściowej grubości, zawierającą nową warstwę komórek śródbłonka. Rogówkę dawcy preparuje się mikrokeratomem w celu przygotowania przeszczepianej tkanki tylnej8. Przygotowanie tkanki dawcy przez banki oczu odegrało zasadniczą rolę w szybkim wzroście i prawdopodobnie powodzeniu tej procedury. Prawie 16-krotny wzrost liczby zabiegów DSEK w Stanach Zjednoczonych w latach 2005-2012 odpowiada prawie połowie tkanek przygotowywanych obecnie przez banki oczu6.
Chociaż DSEK może poprawić ostrość widzenia do 20/40 lub lepiej, większość pacjentów nie osiąga widzenia 20/20 z powodu zamglenia interfejsu zrębu i zwiększonego rozpraszania światła przez dodanie tkanki zrębudawcy 7. Technika chirurgiczna EK rozwinęła się do keratoplastyki śródbłonka błonowego Descemeta (DMEK), która polega na przeszczepieniu tylko błony Descemeta (DM) i śródbłonka dawcy. Ta procedura ma większy odsetek pacjentów, którzy osiągają widzenie 20/20, szybszy powrót do zdrowia i mniejsze ryzyko odrzucenia śródbłonka9. Jednak przygotowanie tkanki dawcy jest trudniejsze ze względu na cieńsze wymiary przeszczepu.

<table><tbody><tr><td>VisionBlue</td><td>D.O.R.C., Zuiland, Holandia</td><td>BRAK INFORMACJI Dziurkacz</td><td></td></tr><tr><td>próżniowy Barron</td><td>Katena, Denville, New Jersey</td><td>K20-2112</td><td></td></tr></tbody></table>

przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony descemeta

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Keratoplastyka śródbłonkowa Descemeta (DMEK) to forma przeszczepu rogówki, w której tylko pojedyncza warstwa komórkowa, śródbłonek rogówki, wraz z jej błoną podstawną (błona Descemeta) jest wprowadzana do tylnego zrębu biorcy3. W przeciwieństwie do zautomatyzowanej keratoplastyki śródbłonka (DSAEK) firmy Descemet, w której wprowadzany jest dodatkowy zrąb dawcy, nie powstaje nienaturalne połączenie zrębu do zrębu. W rezultacie naturalna anatomia rogówki zostaje zachowana w jak największym stopniu, co pozwala na skrócenie czasu rekonwalescencji i poprawę ostrości wzroku4. Keratoplastyka śródbłonka (EK) jest zabiegiem z wyboru w leczeniu dysfunkcji śródbłonka. Do zalet EK należy szybkie odzyskanie wzroku, zachowanie integralności oka oraz minimalna zmiana refrakcyjna dzięki zastosowaniu małego, obwodowego nacięcia1. DSAEK wykorzystuje tkankę dawcy przygotowaną z częściowej grubości zrębu i śródbłonka. Szybki sukces i wykorzystanie tej procedury można przypisać dostępności wstępnie pociętej tkanki przygotowanej przez bank oczu. Korzyści płynące z przygotowania tkanki dawcy z banku oka obejmują wyeliminowanie konieczności stosowania specjalistycznego sprzętu na sali operacyjnej oraz dostępność zapasowej tkanki dawcy w przypadku perforacji tkanki podczas preparacji. Ponadto przygotowanie dużej objętości tkanki dawcy przez techników banku oka może zapewnić poprawę jakości tkanki dawcy. DSAEK może mieć ograniczoną najlepiej skorygowaną ostrość wzroku ze względu na utworzenie interfejsu zrębu między rogówką dawcy i biorcy. Eliminacja tego interfejsu przy przeszczepieniu tylko błony i śródbłonka dawcy Descemeta w DMEK może poprawić wyniki wizualne i zmniejszyć powikłania po EK5. Podobnie jak w przypadku DSAEK, długoterminowy sukces i akceptacja DMEK zależy od łatwości dostępności wstępnie wyciętej, przygotowanej w banku oka tkanki dawcy. W tym miejscu przedstawiamy stopniowe podejście do przygotowania tkanek dawcy, które może zmniejszyć niektóre bariery, z jakimi borykają się banki oczu przy dostarczaniu przeszczepów DMEK.

Prawidłowe oddzielenie błony Descemeta (DM) i śródbłonka od stromy jest niezbędne podczas przygotowywania wstępnie pociętej tkanki do zabiegu DMEK. W celu oceny wykonalności i powtarzalności techniki przygotowania chirurgicznego przez dwóch techników banku tkanek wykorzystano pięćdziesiąt rogówek dawców o średnim wieku 65 ± 6 lat (zakres 55-75), czasie od śmierci do przetworzenia 5,9 ± 2,3 dni (zakres 1-10) oraz gęstości komórek śródbłonka (ECD) wynoszącej 2 616 ± 321 komórek/mm2 (zakres 2 049-3 247). Odsetek ...

Śródbłonkowa keratoplastyka jest techniką chirurgiczną, która stale ewoluuje, ponieważ postęp prowadzi do przeszczepu cieńszych przeszczepów z każdym kolejnymkrokiem 1. W tym miejscu przedstawiamy technikę kontrolowanego ręcznego preparowania tkanek, która umożliwia bezpieczne i powtarzalne oddzielenie śródbłonka i błon Descemeta od guzików twardówkowych dawcy do przeszczepu2.

Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Ogólnym celem tej procedury jest przygotowanie tkanki śródbłonka Demasa do insercji DMEC. Osiąga się to poprzez wykonanie najpierw częściowej trepanacji i nałożenie bejcy w celu jej wizualizacji. Następnie wykonuje się częściową dyssekcję 360 stopni na linii TATed między zrębem S a błoną demas.Następnie membrana Demas jest ręcznie odklejana od złoża zrębu, pozostawiając tylko mały zawias przymocowany. Na koniec membrana Demas jest zawracana do złoża zrębu, a wszelkie resztki cieczy między nimi są usuwane. Ostatecznie plastyka śródbłonka błony Demas przy użyciu wstępnie pociętych preparatów tkankowych jest bezpieczną i powtarzalną formą kontrolowanej ręcznej sekcji tkanek stosowaną w leczeniu chorób śródbłonka.Główną zaletą banku oczu przygotowującego tkankę dawcy z odlewu śródbłonka zdziesiątkowanej błony jest to, że zmniejsza ryzyko utraty tkanki w preparacie i poprawia wydajność na sali operacyjnej dla chirurga. Ogólnie rzecz biorąc, chirurdzy w każdej z tych technik mogą na początku mieć problemy, ponieważ mogą mieć trudności z uniknięciem rozerwania błony Demas, szczególnie podczas częściowego rozwarstwienia i usuwania desme Wizualna demonstracja tej techniki ma kluczowe znaczenie, ponieważ etapy separacji są trudne do opisania. W szczególności pomyślne rozgraniczenie między deses a zrębem Zademonstruje procedurę Lauren Johnson, kierownik ds. przetwarzania tkanek z laboratorium Midwest Ibis w stanie Michigan.Aby rozpocząć przygotowywanie tkanki śródbłonka Demas, należy założyć odpowiedni strój, w tym czepek i maskę, oraz nosić okulary ochronne w pomieszczeniu zabiegowym. Przygotuj pomieszczenie procesowe, najpierw włączając wentylator, aby wytworzyć nadciśnienie. Uporządkuj wszystkie zapasy, upewniając się, że sprawdzasz daty ważności, integralność opakowań i wskaźniki sterylizacji świeżo umytymi rękami, a nosząc sterylne rękawiczki, ustal sterylne pole, aseptycznie otwierając opakowania.Unikaj używania zewnętrznego półtora cala folii jako części sterylnego pola, ponieważ ta część jest uważana za niesterylną, upuść sterylne przedmioty na sterylne pole. Następnie umieść mikroskop nad sterylnym polem. Włącz źródło światła i w razie potrzeby wyreguluj okulary, jednocześnie uzyskując tkankę rogówki do usunięcia.Umieść go obok przygotowanego sterylnego obszaru przetwarzania. Poluzuj nasadkę viewkomora i spoczywaj na górze viewkomora bez gwintów i wyrzuć niesterylne rękawice. Następnie otwórz jedną parę sterylnych rękawiczek i sterylny fartuch z ręcznikiem.Wykonaj peeling chirurgiczny przed założeniem sterylnego fartucha, a następnie sterylnych rękawiczek. Otwórz skrzynki z instrumentami, aby wszystkie materiały były dostępne, i otwórz przepuszczalną dla wilgoci zasłonę, aby utworzyć obszar roboczy. Założyć szklaną strzykawkę w celu uzyskania potrójnej luźnej plamy, umieszczając tłok w strzykawce i dokręcając tłok palcem.Podłącz jedną kaniulę do strzykawki trian blue, a drugą kaniulę do butelki ze zrównoważonym roztworem soli. Oddziel stempel uszlachetniający TR od bloku próżniowego i odłóż go na bok. Następnie wyśrodkuj blok podciśnieniowy w polu widzenia mikroskopu przed dostosowaniem ustawień mikroskopu, aby ustawić ostrość bloku próżniowego.Używając kwadratu foliowego jako bariery, podnieś pokrywę komory podglądu drugą ręką i za pomocą kleszczy. Chwyć rogówkę za krawędź twardówki, aby usunąć rogówkę z nośnika pamięciowego. Następnie załóż pokrywę komory widokowej, całkowicie wciśnij strzykawkę ssącą.Następnie umieść nabłonek rogówki stroną do dołu na bloku próżniowym i upewnij się, że jest wyśrodkowany. Korzystając z prowadnic, delikatnie opuść pierścień gniazda na bloku podciśnienia. Zdejmij pierścień osadzający i odłóż go na bok z tkanką skupioną i dobrze uwidocznioną pod mikroskopem.Wykonaj częściową trepanację, aby przebić się przez błonę demas. Przechyl blok próżniowy i użyj sterylnej włóczni wacika umieszczonej na rąbku, aby usunąć nadmiar pożywki. Następnie umieść wystarczającą ilość plamy na rąbku, aby poplamić krawędź nacięcia.Membrana Demas pozwala plamie pozostać na śródbłonku przez 60 do 90 sekund. Następnie użyj włóczni chirurgicznych, aby usunąć nadmiar plamy z rąbkowego obszaru rogówki. Uważając, aby nie dotknąć śródbłonka kilkoma kroplami BSS.Opłucz rogówkę z roztworu barwiącego i użyj sterylnych wacików, aby usunąć nadmiar BSS. Następnie umieść jedną lub dwie krople BSS na krawędzi twardówki, aby zapobiec wyschnięciu tkanki. W razie potrzeby powtarzaj przez cały zabieg, aby wykonać częściowe rozwarstwienie błony desme za pomocą otwartych kleszczy, umieść jedną końcówkę na krawędzi znacznika nacięcia i delikatnie oddziel błonę desme i śródbłonek od zrębu.Oddziel błonę Descemeta i śródbłonek, nie więcej niż jeden do dwóch milimetrów od naciętej krawędzi, i kontynuuj sekcję o 360 stopni dookoła. Zanotuj lokalizację wszelkich mikro rozdarć, używając markera do skóry, aby umieścić kropkę na bloku próżniowym. Użyj kleszczy, aby usunąć wszelkie znaczniki śródbłonka, które zachodzą na znacznik nacięcia.Następnie zlokalizuj zaznaczone wcześniej mikro rozdarcia i obróć blok podciśnienia tak, aby największy znajdował się na godzinie szóstej. Stanie się to zawiasem klapy. Następnie, za pomocą kleszczy, chwyć tę błonę SMA na godzinie 12.Następnie delikatnie oddziel od zrębu S, odklejając go w kierunku zawiasu. Utwórz zawias, zatrzymując separację dwa milimetry od znacznika nacięcia. Delikatnie połóż klapkę z powrotem na miejscu na zrębie S.Użyj włóczni BSS i wacików, aby odciąć śródbłonek i przywrócić go do pierwotnej pozycji. Usuń resztki płynu spomiędzy błony demasowej a zrębu, tak aby klapka pozostała na swoim miejscu. Wchłoń nadmiar wilgoci z twardówki w pobliżu zawiasu.Użyj markera do skóry, aby narysować grot strzałki na krawędzi twardówki, kierując go na środek zawiasu i usuń nadmiar atramentu. Zwolnić podciśnienie, naciskając tłok strzykawki podłączonej do bloku podciśnienia, gdy podciśnienie jest odłączone. Użyj kleszczy, aby usunąć rogówkę z bloku próżniowego, używając kwadratu foliowego jako bariery.Podnieś pokrywę viewkomora. Umieść rogówkę w komorze obserwacyjnej śródbłonkiem do góry. Załóż pokrywę i dokręć ją.Na koniec, po usunięciu tkanki z obszaru przetwarzania i rozbiciu sterylnego pola zgodnie z protokołem tekstowym, należy przeprowadzić ocenę w lampie szczelinowej po cięciu i mikroskopię zwierciadlaną rogówek, a następnie zapisać wyniki. 50 rogówek dawców o średnim wieku 65 lat plus minus sześć lat śmierć do czasu przetwarzania 5,9 plus minus 2,3 dnia, oraz gęstość komórek śródbłonka lub ECD wynosząca 2 616 plus minus 321 komórek na centymetr kwadratowy wykorzystano do oceny wykonalności i odtwarzalności techniki przygotowania chirurgicznego. Wskaźnik sukcesu wynosił 72% w pierwszych 25 przypadkach i wzrósł do 80% w drugiej połowie przy ogólnym wskaźniku sukcesu wynoszącym 76%, do określenia korelacji z przedoperacyjnymi czynnikami tkankowymi zastosowano korelację punktową przez szeregową korelację lub RPB.Wiek dawcy, zgon do czasu przetwarzania i ECD nie korelowały z pomyślnym przygotowaniem tkanki. ECD po przygotowaniu wynoszące 2 676 plus minus 284 nie różniło się istotnie od preparacji. ECD. Niepomyślne wyniki wynikały z łez DM i ciężkiej utraty komórek.Przypadki te były również związane z trudnościami w ponownym montażu tkanki i niepełnym zabarwieniem dm Edge iBank. Ocena wyników pacjentów z dziewięciu procedur DEC przeprowadzonych przez pięciu chirurgów wykazała, że w jednym przypadku doszło do zwichnięcia w ciągu jednego dnia, a w jednym tygodniu bez konieczności bulgoczącego ostrości wzroku w jednym dniu i w ciągu tygodnia poprawa do 2 103. Po opanowaniu tej procedury można ją wykonać w ciągu zaledwie 20 minut, a przy praktyce czas, w którym tkanka pozostaje poza oryginalnym podłożem, może wynosić nawet 10 minut.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby uzyskać tkankę rogówki od dawców w wieku powyżej 45 lat. Minimalizuje to ryzyko rozerwania błony pszczelej. Po tej procedurze można przeprowadzić dodatkowe przetwarzanie, takie jak nałożenie oznaczeń orientacyjnych, które identyfikują, która strona jest stroną zrębu membrany po jej rozwinięciu.Technika ta utorowała drogę do szybkiej akceptacji DMEC przez chirurgów rogówki.

corneal-donor-tissue-preparation-for-descemet-s-membrane-endothelial

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W pracy opisano uproszczoną technikę wycinania rogówki oraz ewizceracji tkanek siatkówki z gałki ocznej ludzkich dawców pośmiertnych. Opisana tutaj technika pozwala na pobranie wysokiej jakości tkanek do celów transplantacyjnych, chirurgicznych lub badawczych bez uszkadzania pozostałych struktur gałki ocznej.

Uproszczona technika wycięcia rogówki in situ oraz ewakuacji tkanki siatkówki z ludzkiego gałki ocznej

Przeszczep śródbłonkowy rogówki jest techniką chirurgiczną stosowaną w leczeniu chorób tylnej części rogówki. Disekcja za pomocą mechanicznego mikrokeratomu w celu przygotowania tkanki pozwala na uzyskanie cieńszych, bardziej symetrycznych graftów, z mniejszą utratą komórek śródbłonka oraz lepszymi efektami terapeutycznymi. Disekcje mogą być przeprowadzane w banku tkanek oka przed zabiegiem transplantacji rogówki.

Przygotowanie tkanki rogówki od dawcy do keratoplastyki śródbłonowej

Przedstawiamy technikę wytwarzania mikrokieszeni w membranach elektroprzędzonych, w których można badać zachowanie komórek. W szczególności opisujemy połączenie mikrostereolitografii i elektroprzędzenia w celu produkcji urządzeń z biomateriału rogówki PLGA (poli(laktyd-ko-glikolid)) wyposażonych w mikrocechy.

Połączenie mikrostereolitografii i elektroprzędzenia w celu wytworzenia membran wyposażonych we wnęki do regeneracji rogówki

Myszy były używane jako model do badania wielu form transplantacji, w tym przeszczepu rogówki.  W niniejszym raporcie opisujemy mysi model zarówno do ostrego, jak i późnego przeszczepu rogówki.

Przeszczep rogówki u myszy: model do badania najczęstszej formy przeszczepu narządów litych

W przeszczepie śródbłonka proponuje się całkowicie laserową procedurę. Technika chirurgiczna opiera się na wykorzystaniu lasera femtosekundowego do przygotowania tkanki dawcy. Następnie stosuje się technikę spawania laserowego, aby zabezpieczyć śródbłonek dawcy we właściwej pozycji.

"Całkowicie laserowy" przeszczep śródbłonka

Przykład terapii genowej adenowirusa w ludzkich rogówkach z hodowlą narządów cukrzycowych jest przedstawiony w kierunku normalizacji opóźnionego gojenia się ran i znacznie zmniejszonej ekspresji markerów nabłonkowych komórek macierzystych w tych rogówkach. Opisano również optymalizację tego procesu w kulturach nabłonka rąbka włokanego wzbogaconych komórkami macierzystymi.

Adenowirusowa terapia genowa w keratopatii cukrzycowej: wpływ na gojenie się ran i ekspresję markerów komórek macierzystych w rogówkach i komórkach nabłonka rąbka ludzkiego hodowanych w narządach

Ten protokół opisuje nowatorski trójwymiarowy model in vitro, w którym komórki zrębu rogówki i zróżnicowane komórki neuronalne są hodowane razem, aby pomóc w badaniu i zrozumieniu interakcji dwóch typów komórek.

Inżynieria tkanki rogówki: model in vitro interakcji zrębu-nerw ludzkiej rogówki

Opisujemy użycie pełnej koherentnej mikroskopii optycznej jako metody wysokiej jakości oceny zrębu dawcy rogówki. Protokół ten może być stosowany do identyfikacji cech wskazujących na zdrowie lub chorobę i ma na celu poprawę badań przesiewowych i selekcji tkanek dawcy, a tym samym wyników keratoplastyki.

Pełnopolowa optyczna mikroskopia koherentna do histologicznej analizy cech zrębu w przeszczepach rogówki

Tutaj prezentujemy protokół odłączania komórek śródbłonka rogówki (CEC) od błony Descemeta (DM) za pomocą lasera neodymowego:YAG (Nd:YAG) jako model choroby ex vivo dla keratopatii pęcherzowej (BK).

Opracowanie nieinwazyjnego, wspomaganego laserem eksperymentalnego modelu utraty komórek śródbłonka rogówki

Ten protokół opisuje kluczowe kroki wymagane do założenia i wyhodowania hodowli komórek śródbłonka rogówki z eksplantatów tkanek ludzkich lub owczych. Przedstawiono również metodę subhodowli komórek śródbłonka rogówki na biomateriałach błoniastych.

Wzrost warstw komórek śródbłonka rogówki ludzi i owiec na błonach biomateriałowych

Stripping Only Descemeta to eksperymentalna procedura, w której pacjenci z centralnym gutem rogówki wynikającym z dystrofii śródbłonka Fuchsa mają usuniętą błonę Descemeta na potrzeby komórek obwodowych w celu regeneracji warstwy śródbłonka. Przedstawiono nowatorską metodologię symulującą DSO w dystroficznych rogówkach ludzkich ex vivo z przyspieszonym gojeniem stymulowanym przez eFGF1 (NM141).

Model hodowli ludzkiego narządu rogówki z usuwaniem Descemeta tylko z przyspieszonym gojeniem stymulowanym przez zmodyfikowany czynnik wzrostu fibroblastów 1

Naucz się przygotowywać tkankę śródbłonkową do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta. Metoda obejmuje częściową trepanację, barwienie i kontrolowane odwarstwianie błony Descemeta od łożyska.

Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta

Przeglądaj więcej filmów