Name: Akwizycja wysokiej jakości cyfrowego wideo larw Drosophila i zachowań dorosłych z perspektywy bocznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Poznaj metodę akwizycji wysokiej jakości wideo larw i dorosłych Drosophila z perspektywy bocznej. Technika mikroskopowa umożliwia precyzyjną analizę fenotypów mutacyjnych i zachowań lokomocyjnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy pragną podziękować Alexandrze Opie za pomoc techniczną i wsparcie, Jamesowi Bartonowi za dostarczenie narracji wideo oraz Ramonie Flatz i Joellen Sweeney za pojawienie się w dołączonym filmie. Praca ta była wspierana przez M.J. Murdock Charitable Trust (grant nr 2012205 dla JED).

1. System mikroskopu stereoskopowego
Uwaga: Chociaż ten protokół można łatwo dostosować do praktycznie każdego systemu mikroskopu stereoskopowego połączonego z kamerą cyfrową z możliwością pozyskiwania wideo, szczegóły są podane na temat systemu używanego w naszym laboratorium (Tabela materiałów/sprzętu).
<ol>
	<li>Rejestruj cyfrowe wideo za pomocą trójokularowego mikroskopu stereoskopowego sprzężonego z komercyjną kamerą cyfrową.</li>
	<li>Aby podłączyć komercyjną kamerę cyfrową do portu trójokularowego mikroskopu stereoskopowego, należy usunąć mocowanie C 1/2x z portu lampy fotometrowej mikroskopu stereoskopowego i zastąpić je mocowaniem 1X C.</li>
	<li>Zamontuj łącznik do aparatu cyfrowego (gwint 43 mm) do mocowania 1X C-mount.</li>
	<li>Zamontuj dwa pierścienie obniżające napięcie, od 58 mm do 48 mm i od 48 mm do 43 mm, do złącza aparatu, aby zmostkować połączenie między złączem aparatu cyfrowego a zestawem adaptera obiektywu do aparatu cyfrowego.</li>
	<li>Zamontuj aparat cyfrowy w zestawie adaptera obiektywu.</li>
	<li>Rejestruj wideo za pomocą mikroskopu, powiększenia i zoomu optycznego zestawu aparatu cyfrowego, aby uzyskać łączne powiększenie około 12x (30 klatek na sekundę, 640 x 480 pikseli). Uwaga: Powiększenie mikroskopu stereoskopowego musi być skompensowane zgodnie z nowo skonfigurowanym mocowaniem 1X C portu trinokularowego.</li>
</ol>
2. Obrazowanie larw trzeciego stadium rozwojowego Drosophila
<ol>
	<li>Przyklej marker permanentny do czarnej płytki scenicznej mikroskopu stereoskopowego sprzężonego z kamerą cyfrową tak, aby bok nasadki markera zajmował około 1/3 do 1/4 pionowego pola widzenia obserwowanego na monitorze LCD kamery. Użyj wierzchołków markerów jako sceny do wykonywania obrazowania larw, ponieważ są one dostępne w różnych kolorach, które można wykorzystać do kodowania kolorami i różnicowania genotypów obrazowanych larw.</li>
	<li>Odznacz pole widzenia obserwowane na monitorze LCD aparatu cyfrowego na powierzchni górnej części znacznika za pomocą cienkiego znacznika punktowego.</li>
	<li>Wybierz trzecią larwę w stadium rozwojowym do sfotografowania. Kryteriami wyboru larw w trzecim stadium rozwojowym były: długość ciała, wyłanianie się ze źródła pożywienia w fazie larwalnej cyklu życiowego, obecność przetchlinków przednich i tylnych oraz budowa haków żuchwy aparatu gębowego11. Upewnij się, że larwa jest czysta, myjąc ją dokładnie w wodzie.</li>
	<li>Oświetl górny stopień markera permanentnego od góry światłem z systemu oświetlenia światłowodowego. Dostosuj kąt padania światła, aby zapewnić optymalne oświetlenie.</li>
	<li>Ustaw ostrość mikroskopu na krawędzi górnej części markera permanentnego. Rozpocznij pobieranie cyfrowego wideo.</li>
	<li>Umieść larwę z boku nasadki znacznika w odległości około 75° od osi pionowej, tuż poza polem widzenia, z przednią częścią larwy skierowaną w stronę pola widzenia (ryc. 1). Uwaga: Umieszczenie larwy z boku nasadki markera pozwala kamerze rejestrować ruch larwy z perspektywy bocznej. Pomaga utrzymać wilgotność larwy w wodzie, dzięki czemu nie spadają z boku nasadki markera. Należy jednak uważać, aby nie używać zbyt dużej ilości wody, ponieważ nadmierne ilości będą przylegać do larwy podczas czołgania się po polu.</li>
	<li>Delikatnie szturchnij i szturchnij larwę małym pędzlem, aby zmusić ją do czołgania się po polu widzenia. Uzbrój się w cierpliwość, ponieważ larwy rzadko współpracują i często muszą być wielokrotnie zwracane do punktu wyjścia, zanim przeczołgają się prosto przez pole.</li>
	<li>Nagraj około 10-15 minut nieprzerwanego cyfrowego materiału wideo, a następnie przytnij i usuń cały niepotrzebny materiał po akwizycji za pomocą oprogramowania do cyfrowej edycji wideo.</li>
</ol>
3. Obrazowanie dorosłej Drosophila
<ol>
	<li>Umieść pojedynczą dorosłą Drosophilę w jednorazowej kuwecie spektroskopowej z polistyrenu o pojemności 1,5 ml. 
	Uwaga: Znieczulenie CO2 dorosłych Drosophila bezpośrednio przed protokołem analizy behawioralnej może pogorszyć wyniki12. Zaleca się, aby dorosłe Drosophila otrzymały 24-godzinny okres na powrót do zdrowia po znieczuleniu CO2 przed wykonaniem testu behawioralnego13.</li>
	<li>Zatkaj koniec kuwety małym wacikiem. Upewnij się, że wacik jest wystarczająco ciasno zapakowany, aby zajmował dużą przestrzeń na nasadkę i ograniczał muchę do komory o zmniejszonej objętości kuwety.</li>
	<li>Umieść kuwetę na białym stage płytka mikroskopu stereoskopowego i odpowiednio wyrównaj komorę zmniejszonej objętości kuwety z polem view na monitorze LCD aparatu cyfrowego.</li>
	<li>Oświetl kuwetę od góry światłem z systemu oświetlenia światłowodowego. Dostosuj kąt padania światła, aby zapewnić optymalne oświetlenie.</li>
	<li>Ustaw ostroskop i rozpocznij nagrywanie cyfrowego wideo.</li>
	<li>Nagraj około 30-45 minut nieprzerwanego cyfrowego materiału wideo, a następnie przytnij i usuń wszystkie niepotrzebne nagrania po akwizycji za pomocą oprogramowania do cyfrowej edycji wideo.</li>
</ol>

<ol><li>Zhang, B., Freeman, M. R., Waddell, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+B+%22Drosophila+neurobiology%3A+a+laboratory+manual%22">Drosophila neurobiology: a laboratory manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2010).</li>
<li>Frank, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+approaches+for+studying+synaptic+development%2C+function%2C+and+plasticity+using+Drosophila+as+a+model+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">New approaches for studying synaptic development, function, and plasticity using Drosophila as a model system.</a> J Neurosci. 33, 17560-17568 (2013).</li>
<li>Mudher, A., Newman, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMudher%2C+A+%22Drosophila+%3A+a+toolbox+for+the+study+of+neurodegenerative+disease%22">Drosophila : a toolbox for the study of neurodegenerative disease</a>. , Taylor & Francis Group. (2008).</li>
<li>Bilen, J., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+as+a+model+for+human+neurodegenerative+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Drosophila as a model for human neurodegenerative disease.</a> Annu Rev Genet. 39, 153-171 (2005).</li>
<li>Jakubowski, B. R., Longoria, R. A., Shubeita, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high+throughput+and+sensitive+method+correlates+neuronal+disorder+genotypes+to+Drosophila+larvae+crawling+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Fly+%28Austin%29%22%5BJournal%5D)">A high throughput and sensitive method correlates neuronal disorder genotypes to Drosophila larvae crawling phenotypes.</a> Fly (Austin). 6, 303-308 (2012).</li>
<li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila+chordotonal+organ+mutants%29%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila chordotonal organ mutants).</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 16053-16058 (2003).</li>
<li>Jahn, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+early+locomotor+abnormalities+in+a+Drosophila+model+of+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Detection of early locomotor abnormalities in a Drosophila model of Alzheimer's disease.</a> J Neurosci Methods. 197, 186-189 (2011).</li>
<li>Donelson, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+positional+tracking+for+long-term+analysis+of+Drosophila+sleep+and+locomotion+using+the+%26%2334%3Btracker%26%2334%3B+program%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">High-resolution positional tracking for long-term analysis of Drosophila sleep and locomotion using the &#34;tracker&#34; program.</a> PLoS ONE. 7, e37250(2012).</li>
<li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+video+tracking+of+locomotion+in+adult+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">High-resolution video tracking of locomotion in adult Drosophila melanogaster.</a> J Vis Exp. (24), (2009).</li>
<li>Colomb, J., Reiter, L., Blaszkiewicz, J., Wessnitzer, J., Brembs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open+source+tracking+and+analysis+of+adult+Drosophila+locomotion+in+Buridan%27s+paradigm+with+and+without+visual+targets%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Open source tracking and analysis of adult Drosophila locomotion in Buridan's paradigm with and without visual targets.</a> PLoS ONE. 7, e42247(2012).</li>
<li>Demerec, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDemerec%2C+M+%22Biology+of+Drosophila%22">Biology of Drosophila</a>. , Hafner Pub. Co. (1965).</li>
<li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthetising+Drosophila+for+behavioural+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Anaesthetising Drosophila for behavioural studies.</a> J Insect Physiol. 46, 439-442 (2000).</li>
<li>Greenspan, R. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreenspan%2C+RJ+%22Fly+pushing+%3A+the+theory+and+practice+of+Drosophila+genetics.%22">Fly pushing : the theory and practice of Drosophila genetics.</a>. , 2nd edn, Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2004).</li>
<li>Duncan, J. E., Lytle, N. K., Zuniga, A., Goldstein, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Microtubule+Regulatory+Protein+Stathmin+Is+Required+to+Maintain+the+Integrity+of+Axonal+Microtubules+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The Microtubule Regulatory Protein Stathmin Is Required to Maintain the Integrity of Axonal Microtubules in Drosophila.</a> 8, e683244(2013).</li>
<li>Belmont, L. D., Mitchison, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+protein+that+interacts+with+tubulin+dimers+and+increases+the+catastrophe+rate+of+microtubules%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Identification of a protein that interacts with tubulin dimers and increases the catastrophe rate of microtubules.</a> Cell. 84, 623-631 (1996).</li>
<li>Cassimeris, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+oncoprotein+18%2Fstathmin+family+of+microtubule+destabilizers%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The oncoprotein 18/stathmin family of microtubule destabilizers.</a> Curr Opin Cell Biol. 14, 18-24 (2002).</li>
</ol>

Autorzy oświadczyli, że nie istnieją konkurencyjne interesy.

Siła Drosophila melanogaster jako modelowego systemu do badania funkcji układu nerwowego wynika w dużej mierze z konwergencji dostępnych potężnych narzędzi genetycznych i szerokiego wachlarza opracowanych solidnych testów behawioralnych. Poniżej przedstawiamy prostą i szeroko dostępną technikę mikroskopową do pozyskiwania wysokiej jakości cyfrowego wideo fenotypów dorosłych i larw lokomotyw Drosophila z perspektywy bocznej. Z powodzeniem zastosowaliśmy to podejście do scharakteryzowania i ilościowego ok...

Pospolita muszka owocowa Drosophila melanogaster to potężny eksperymentalny system modelowy do badania funkcji układu nerwowego1-3. Ewolucyjne zachowanie budowy i funkcji układu nerwowego u człowieka, a także łatwość manipulacji genetycznych i szeroki wachlarz narzędzi genetycznych sprawiają, że Drosophila jest pierwszym organizmem do modelowania chorób neurodegeneracyjnych człowieka4. Mutacje genów, które powodują dysfunkcję układu nerwowego, często skutkują żywotnymi zmutowanymi larwami i dorosłymi Drosophila z upośledzoną lokomocją. Fenotypy obserwowane u mutantów z wadami układu nerwowego obejmują zmniejszoną szybkość poruszania się, nieprawidłową koordynację i ruchy spastyczne u dorosłych, a także deficyty w perystaltycznym skurczu mięśni ściany ciała i częściowy paraliż larw. Fenotypy te zostały wykorzystane w rozwoju wysokoprzepustowych genetycznych badań przesiewowych i testów lokomocji zmutowanych larw5,6 i dorosłych7-10 Drosophila, mających na celu ilościowe określenie upośledzenia lokomocji i identyfikację genów niezbędnych do funkcjonowania układu nerwowego. Chociaż podejścia te są niezwykle przydatne do ilościowego określania zachowań larw i dorosłych osobników lokomucyjnych, nie są one w stanie przekazać jakościowych informacji o każdym konkretnym nieprawidłowym zachowaniu. Na przykład, podczas gdy zmutowane larwy trzeciego stadium rozwojowego mogą wykazywać zmienione parametry lokomocji w teście behawioralnym, może być niejasne, czy jest to wynikiem zmian w rytmicznych skurczach perystaltycznych podczas cyklu pełzania, ogólnego braku koordynacji, czy częściowego paraliżu mięśni tylnej ściany ciała. W tym miejscu opisujemy prostą i szeroko dostępną technikę mikroskopową służącą do pozyskiwania wysokiej jakości cyfrowych filmów fenotypów dorosłych i larw lokomotyw Drosophila z perspektywy bocznej. Cyfrowe wideo pozyskane z perspektywy bocznej pozwala na bezpośrednią obserwację i analizę subtelnych różnic w zachowaniach lokomotyw z bardziej pouczającej orientacji bocznej.

<table><tbody><tr><td>Trójokularowy mikroskop stereozoomowy</td><td>Olympus Corporation</td><td>SZ6145TR</td><td>&frac12; C-mount został usunięty i zastąpiony przez 1X C-mount</td></tr><tr><td>1X C-mount</td><td>Leeds Precision Instruments</td><td>LSZ-1XCMT2</td><td></td></tr><tr><td>Łącznik do aparatu cyfrowego (gwint 43 mm)</td><td>Qioptiq Imaging Solutions</td><td>25-70-10-02</td><td></td></tr><tr><td>Pierścień obniżający napięcie od 58 mm do 48 mm</td><td>B& H Video</td><td>GBSDR5848</td><td></td></tr><tr><td>48 mm do 43 mm Pierścień obniżający poziom B</td><td>& H Video</td><td>GBSDR4843</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw adapterów Lensmate do Canon G10</td><td>LensMateOnline.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Canon PowerShot G10 Aparat cyfrowy</td><td>Canon USA, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml kuweta spektroskopowa z polistywonu</td><td>Denville Scientific</td><td>U8650-4</td><td></td></tr></tbody></table>

akwizycja wysokiej jakości cyfrowego wideo larw drosophila i zachowań dorosłych z perspektywy bocznej

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Drosophila melanogaster to potężny eksperymentalny system modelowy do badania funkcji układu nerwowego. Mutacje genów, które powodują dysfunkcję układu nerwowego, często wytwarzają zdolne do życia larwy i dorosłe osobniki, które mają fenotypy z wadami lokomocji, które trudno jest odpowiednio opisać tekstem lub całkowicie przedstawić za pomocą jednego obrazu fotograficznego. Obecne sposoby publikowania naukowego wspierają jednak składanie cyfrowych nośników wideo jako materiału uzupełniającego do manuskryptu. W tym artykule opisujemy prostą i powszechnie dostępną technikę mikroskopową służącą do pozyskiwania wysokiej jakości cyfrowych filmów wideo zarówno larw, jak i dorosłych fenotypów Drosophila z perspektywy bocznej. Wideo lokomocji larw i dorosłych osobników z boku jest korzystne, ponieważ umożliwia obserwację i analizę subtelnych różnic i zmian w nieprawidłowych zachowaniach lokomotywy. Z powodzeniem wykorzystaliśmy tę technikę do wizualizacji i ilościowego określenia nieprawidłowych zachowań pełzania u larw w trzecim stadium rozwojowym, a także dorosłych zmutowanych fenotypów i zachowań, w tym pielęgnacji.

Z sukcesem zastosowaliśmy tę technikę do pozyskania i ilościowego określenia fenotypu behawioralnego larw związanego z utratą funkcji genu stathmin (Rysunek 2)14. Gen stathmin koduje białko regulacyjne mikrotubul, które oddziela dimery tubuliny od pul soluble tubuliny, wiąże mikrotubule i promuje ich depolimeryzację15,16. Funkcja statminy jest niezbędna do utrzymania integralności mikrotubul w aksonach nerwów obwodowych14. Zaburzenie aktywności statminy ...

Tutaj opisujemy prostą i powszechnie dostępną technikę mikroskopową, która pozwala uzyskać wysokiej jakości cyfrowe wideo z fenotypami dorosłych i larw zmutowanych Drosophila z perspektywy bocznej.

Akwizycja wysokiej jakości cyfrowego wideo larw Drosophila i zachowań dorosłych z perspektywy bocznej

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of ...

Obecne tryby publikacji naukowych umożliwiają składanie cyfrowych plików multimedialnych wideo jako materiału uzupełniającego do manuskryptu. Te pliki multimedialne wideo są często używane do przekazywania czytelnikowi informacji jakościowych, które są łatwiejsze do zaobserwowania niż opisane w tekście lub na pojedynczym zdjęciu. Tutaj przedstawiamy prostą metodologię pozyskiwania wysokiej jakości cyfrowego wideo zmutowanych fenotypów drosophila z perspektywy bocznej, Chociaż protokół ten można łatwo dostosować do praktycznie każdego systemu mikroskopu stereoskopowego sprzężonego z kamerą cyfrową, z możliwością pozyskiwania wideo, szczegóły znajdują się w systemie, którego używamy w naszym laboratorium.Nagrywamy za pomocą stereoskopowego mikroskopu okularowego Olympus SZ 61, sprzężonego z komercyjnym aparatem cyfrowym Canon G 10. Połowa mocowania XC portu lampy fotograficznej mikroskopu stereoskopowego została ponownie skonfigurowana z jednym mocowaniem XC. Do jednego mocowania XC zamontowano łącznik do aparatu cyfrowego.Do złącza kamery zamontowano dwa pierścienie obniżające napięcie od 58 milimetrów do 48 milimetrów i od 48 milimetrów do 43 milimetrów. Zamontowano zestaw adapteró

acquisition-high-quality-digital-video-drosophila-larval-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Badanie złożonych zachowań lokomocyjnych u Drosophila melanogaster zależy od możliwości ilościowego określenia zmian w ruchu danej muchy. Niniejszy artykuł demonstruje, jak przeprowadzić ten proces przy użyciu wysokorozdzielczego systemu śledzenia.

Wysokorozdzielcze śledzenie wideo lokomocji u dorosłych osobników Drosophila melanogaster

Ten artykuł demonstruje użycie szybkiego skaningowego mikroskopu konfokalnego do obrazowania zachowania komórek bezpośrednio przez poczwarkę. Pozostawiając nienaruszoną obudowę poczwarki, metoda ta umożliwia obserwację i pomiar dynamicznych procesów komórkowych na etapie rozwoju Drosophila, który jest trudny do bezpośredniego zbadania.

Obrazowanie przez poczwarkę Drosophila melanogaster

Ten protokół przedstawia skuteczną metodę obrazowania żywego nabłonka oka poczwarki Drosophila. Metoda ta kompensuje ruch tkanek i nierówną topologię, poprawia wizualizację granic komórek dzięki zastosowaniu wielu białek połączeniowych znakowanych GFP i wykorzystuje łatwe w montażu urządzenie do obrazowania.

Obrazowanie na żywo oka poczwarki Drosophila

Tutaj prezentujemy metodę rejestrowania skurczów mięśni embrionalnych w zarodkach Drosophila w sposób nieinwazyjny i zorientowany na szczegóły.

Obrazowanie i analiza na żywo skurczów mięśni w zarodku Drosophila

Ten protokół jest przeznaczony do obrazowania i analizy dynamiki orientacji komórek i wzrostu tkanek w nabłonku brzusznym Drosophila, gdy muszka owocowa przechodzi metamorfozę. Opisana tutaj metodologia może być zastosowana do badania różnych etapów rozwojowych, tkanek i struktur subkomórkowych u Drosophila lub innych organizmów modelowych.

Obrazowanie i analiza orientacji tkanek i dynamiki wzrostu w rozwijającym się nabłonku Drosophila w stadiach poczwarkowych

Ten protokół opisuje metodę montowania larw Drosophila w celu osiągnięcia dłuższego niż 10 godzin nieprzerwanego obrazowania poklatkowego u nienaruszonych żywych zwierząt. Metoda ta może być stosowana do obrazowania wielu procesów biologicznych w pobliżu ściany ciała larwy.

LarvaSPA, czyli metoda montowania larw Drosophila do długotrwałego obrazowania poklatkowego

Prezentowany tutaj jest protokół mikroiniekcji i jednoczesnego obrazowania wielu zarodków Drosophila podczas rozwoju embrionalnego za pomocą obrazowania o wysokiej zawartości na płytce.

Przygotowanie zarodków Drosophila i mikroiniekcja do mikroskopii żywych komórek wykonana przy użyciu automatycznego analizatora o wysokiej zawartości

Ten protokół opisuje, jak stworzyć prostą komorę obserwacyjną zachowania dorosłego Drosophila i jak robić zdjęcia/filmy w wysokiej rozdzielczości morfologii lub zachowania różnych typów muszek owocowych w komorze obserwacyjnej za pomocą stosunkowo prostych i niedrogich metod.

Regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych Drosophila

Tutaj przedstawiono protokół długoterminowego obrazowania na żywo nogi Drosophila w fazie poczwarki, obejmujący całkowite usunięcie poczwarki. Protokół ten można również zastosować do innych tkanek.

Długoterminowe obrazowanie na żywo rozwoju nogi poczwarki Drosophila po usunięciu pupary

Drosophila melanogaster larwy stanowią idealny model badawczy do analizy mechanizmów transportu aksonalnego w nerwach segmentowych larw. Stosując tę procedurę, 3Badania i rozwój larwy w stadium poczwarki niosące różne mutacje można porównać z larwami typu dzikiego.

Wizualizacja nerwów segmentowych larw w preparatach larw Drosophila w 3rd stadium zasiedlenia

Poznaj metodę akwizycji wysokiej jakości wideo larw i dorosłych Drosophila z perspektywy bocznej. Technika mikroskopowa umożliwia precyzyjną analizę fenotypów mutacyjnych i zachowań lokomocyjnych.

Akwizycja wysokiej jakości cyfrowego wideo larw Drosophila i zachowań dorosłych z perspektywy bocznej

Przeglądaj więcej filmów