Name: Synergiczne zastosowanie neuronalnych komórek prekursorowych i samoorganizujących się peptydów w eksperymentalnym uszkodzeniu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 57 s
Description: Poznaj metodę leczenia uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów, łączącą samoorganizujące się peptydy z komórkami prekursorowymi. Technika ta wspiera regenerację nerwów i poprawia funkcjonalną odbudowę tkanek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować za wsparcie finansowe dla tej pracy ze strony Kanadyjskich Instytutów Badań nad Zdrowiem (CIHR), Fundacji Rodziny Krembil, Katedry Halberta w Naprawie i Regeneracji Neuronów, Phillipa i Peggy DeZwirek oraz Gordona Yao za wkład w Rysunek 2. Klaus Zweckberger został sfinansowany z grantu "Deutsche Forschungsgesellschaft" (DFG).

UWAGA: Poniższy protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez komitet opieki nad zwierzętami University Health Network (Toronto, Kanada) i jest zgodny z zasadami ustalonymi w przewodniku do opieki i użytkowania zwierząt doświadczalnych przygotowanym przez Kanadyjską Radę Opieki nad Zwierzętami.
1. Model stłuczenia/ucisku tętniaka szyjki macicy
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy autoklawować narzędzia i utrzymywać sterylne warunki podczas całego zabiegu chirurgicznego poprzez umieszczanie narzędzi w kąpieli alkoholowej o stężeniu 70%.</li>
	<li>Znieczulenie szczurów Wistar (250-270 g) kombinacją tlenu (O2), podtlenku azotu (N2O) (1:1) i 1,8-2,2% izofluranu i wspomaganie spontanicznego oddychania za pomocą maski do znieczulenia gazowego. W celu indukcji znieczulenia należy rozpocząć od 5% izofluranu przez 1 minutę, a następnie zmniejszyć. Przed przystąpieniem do zabiegu należy kontrolować głębokość znieczulenia poprzez podanie bolesnego bodźca (np. w łapy). Stosuj tłuste maści do oczu, aby uniknąć wysuszenia i zapobiec późniejszym infekcjom.</li>
	<li>Połóż szczury na poduszce grzewczej (37 °C) i przymocuj głowę do ramy stereotaktycznej.</li>
	<li>Ogolić obszar chirurgiczny wokół odcinka szyjnego kręgosłupa i zdezynfekować jodonem powidonu i 70% alkoholem.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej powyżej kręgosłupa od kręgu szyjnego (C2) sięgające do wydatnego wyrostka trzonu kręgu piersiowego 2 (T2).</li>
	<li>Przetnij zewnętrzną warstwę mięśni kręgowych bezpośrednio na linii środkowej (aby uniknąć krwawienia) w kierunku czaszkowo-ogonowym i dalej tępo rozetnij głębsze warstwy mięśni, aż dotrzesz do wyrostka kolczastego i blaszek. Wkładać zwijacze.</li>
	<li>Zorientuj wydatny processus spinosus trzonu kręgu T2, aby obserwować docelowe poziomy dla laminektomii. Po identyfikacji i mikrochirurgicznym przygotowaniu wybranych blaszek należy przeciąć więzadła kłamkowe w celu rozluźnienia blaszek i wyrostka kolczastego. Na koniec przetnij blaszki obcinaczem do kości bocznym do rdzenia kręgowego i usuń je delikatnie, unikając ucisku samego rdzenia kręgowego. 
	UWAGA: Najpopularniejsze poziomy to C5/6, C6/7 lub C7/T1. Śmiertelność okołooperacyjna wzrasta wraz z poziomem urazu. Krwawienie z zatoki żylnej przykręgosłupowej jest powszechne i można mu zaradzić poprzez ostrożne uciskanie gąbką.</li>
	<li>Przed włożeniem klipsa w celu uszkodzenia pępowiny, zidentyfikuj wyłaniające się korzenie nerwowe, aby oszczędzić im przycinania (szczególnie na poziomie C5/6).</li>
	<li>W celu zapewnienia płynnej indukcji klipsa należy poluzować oponę twardą brzuszną od grzbietowej strony trzonów kręgów za pomocą haczyka i przygotować korytarz dla klipsa.</li>
	<li>Na koniec włóż otwarty klips i pozwól mu się zatrzasnąć (szybkie zamknięcie), aby uzyskać uraz spowodowany kontuzją. Siła zamykania klipsa i czas trwania zamknięcia klipsa określają intensywność urazu i stopień kompresji. Powszechnie stosowane są siły klipsa wynoszące od 15 do 35 g i czas przycinania wynoszący np. 1 minutę (rysunek 1).</li>
	<li>Po zdjęciu klipsa należy ułożyć mięśnie w 2 warstwach i zamknąć ranę.</li>
	<li>Przerwij znieczulenie i pozwól zwierzęciu obudzić się pod ciągłą obserwacją, aż odzyska wystarczającą świadomość do leżenia mostka. Na koniec umieść szczura w pojedynczej klatce i postępuj zgodnie z wytycznymi dotyczącymi leczenia pooperacyjnego.</li>
	<li>Ponieważ zwierzęta zmagają się z ciężkością tego typu urazów, należy zwrócić szczególną uwagę na leczenie pooperacyjne:
	<ol>
		<li>Podawać leki przeciwbólowe (buprenorfinę i meloksykam odpowiednio przez 3 dni i 5 dni oraz w zależności od objawów klinicznych).</li>
		<li>Podawać dodatkowy roztwór soli fizjologicznej podskórnie przez 3 dni (2 razy dziennie po 5-10 mililitrów (ml)).</li>
		<li>Antybiotyki należy dodawać do wody pitnej 2 dni przed zabiegiem i do 7 dni po zabiegu (np. moksyfloksacyna)</li>
		<li>Ściskaj pęcherz moczowy 2-3 razy dziennie, aż powrót do funkcji pęcherza będzie stale widoczny.</li>
		<li>Deficyty neurologiczne i stan fizjologiczny operowanych zwierząt należy obserwować co najmniej raz dziennie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Wstrzykiwanie SAP i NPC (14 dni po kontuzji)
<ol>
	<li>Wywołać znieczulenie zgodnie z opisem w ppkt 1.1 do 1.3, zamocować głowę szczura w ramie stereotaktycznej, usunąć szwy lub klipsy do ran i zdezynfekować ranę i obszar operacyjny jodonem powidonu i 70% alkoholem.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj mięśnie przykręgosłupowe, włóż retraktory, usuń mikroskopijnie tkankę bliznowatą z opony twardej i ponownie odsłonij miejsce zmiany.</li>
	<li>Przygotuj SAPs w stężeniu 1% (w/v) do wykonania żelu macierzy zewnątrzkomórkowej. QL6 SAP mają fizjologicznie zgodne pH i nie muszą być buforowane przed wstrzyknięciem. Do wizualizacji SAP w rdzeniu kręgowym należy użyć fluorescencyjnej pochodnej QL6 (QL6-FITC).</li>
	<li>Wstrzyknąć SAP (5 mikrolitrów (μl) do środka zmiany, rozprowadzane w 2 porcjach, każda 2,5 μl obustronna od linii środkowej. Użyj strzykawki Hamilton połączonej z ramką stereotaktyczną za pomocą kapilary z mikroszkła (średnica zewnętrzna (OD) 100 mikrometrów (μm)). Ostrożnie otwórz oponę twardą końcówką ostrej igły i włóż szklaną kapilarnę stereotaktycznie na 2 milimetry (mm) do uszkodzonego rdzenia kręgowego.</li>
	<li>Po wstrzyknięciu 1/3 objętości należy usunąć igłę na głębokość 1,5 mm, a po upływie kolejnych 1/3 do 1 mm. Po wstrzyknięciu całej objętości, a przed wyjęciem strzykawki, należy odczekać 5 minut, aby ustabilizować tworzenie się żelu.</li>
	<li>Aby wygenerować NPC, użyj dorosłych myszy DsRed (lub myszy YFP dodatnich, zielonych) i wyizoluj je i hoduj ze strefy przybrzusznej4,18,21.</li>
	<li>Oceń żywotność NPC za pomocą barwienia błękitem trypanowym wskazującym na obecność ~90% żywych komórek w zawiesinie komórki. Rozcieńczyć komórki w pożywce wzrostowej (50 x 103 żywe komórki/μl), a następnie użyć ich do przeszczepu komórek.</li>
	<li>Wykonać cztery wstrzyknięcia dordzeniowe o objętości 2 μl (8 μl objętości całkowitej, zawierające 4 x 105 NPC) obustronnie w odległości 2 mm od miejsca urazu. Po otwarciu opony twardej należy wprowadzić kapilarnę Hamilton micro glass 1,5 mm poniżej grzbietowej powierzchni rdzenia kręgowego i wstrzyknąć 2 μl zawiesiny komórkowej. Wybrać szybkość wstrzykiwania na poziomie około 0,5 μl /min (min).</li>
	<li>Pod koniec każdego wstrzyknięcia, a przed usunięciem naczynia włosowatego ze włókniny włóknistej, należy odczekać co najmniej 1 minutę, pozwalając na rozciągnięcie tkanki w celu dostosowania się do nowej objętości komórki. (Rysunek 2)</li>
</ol>
3. Implantacja pomp podtwardówkowych do aplikacji czynnika wzrostu
<ol>
	<li>W celu wzbogacenia płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) w czynniki wzrostu wspomagające przeżycie komórek, należy stosować pompy mikroosmotyczne rozcieńczające czynniki wzrostu podstożkowo przez 7-14 dni, o szybkości rozcieńczania 0,5 μl/h, średnicy cewnika 0,04 cm OD i objętości zbiornika 100 μl.</li>
	<li>Wybierz preferowane czynniki wzrostu (np. czynnik wzrostu pochodzenia mózgowego (BDGF), naskórkowy czynnik wzrostu (EGF), czynnik wzrostu fibroblastów (FGF)), napełnij pompy 6-10 godzin przed implantacją i wyrównaj pompy w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Bezpośrednio po wstrzyknięciu NPC należy przygotować wgłębienie podskórne w celu umieszczenia pompy. Preferowane lokalizacje to boczne boki okolicy piersiowo-brzusznej, co pozwala uniknąć dużego miejscowego dyskomfortu spowodowanego przez samą pompę.</li>
	<li>Aby uzyskać najwyższe stężenie czynników wzrostu, upewnij się, że otwarta końcówka cewnika kończy się blisko miejsca zmiany. Dlatego należy wykonać skip-laminektomię sąsiedniego górnego lub dolnego poziomu. Na przykład, jeśli SCI znajduje się na C7/T1, wykonaj małą laminektomię C5.</li>
	<li>Umieścić pompę w wgłębieniu podskórnym, skrócić cewnik do niezbędnej długości i zabezpieczyć go kilkoma szwami (6,0) na mięśniach przykręgosłupowych, unikając zwichnięć związanych z ruchem.</li>
	<li>Po otwarciu opony twardej (np. w C5) ostrą końcówką igły, należy wprowadzić cewnik do przestrzeni podtwardówkowej i pozwolić mu przesuwać się w kierunku doogonowym bez żadnego oporu i bez uszkadzania pasma włóknistego. Pominięta blaszka np. C6 służy jako dodatkowy punkt mocowania i stabilizacji cewnika.</li>
	<li>Upewnij się, że cewnik działa płynnie i nie składa się.</li>
	<li>Zamknij mięśnie warstwami i skórę za pomocą szwów lub klipsów. (Rysunek 3)</li>
	<li>Przerwij znieczulenie i pozwól zwierzęciu obudzić się pod ciągłą obserwacją, aż odzyska wystarczającą świadomość do leżenia mostka. Na koniec umieść je z powrotem w jednej klatce i postępuj zgodnie z wytycznymi dotyczącymi leczenia pooperacyjnego.</li>
	<li>Zapewnij specjalne leczenie pooperacyjne, nawet jeśli zwierzęta mogły częściowo wyzdrowieć w tym momencie:
	<ol>
		<li>Podawać leki przeciwbólowe (Buprenorthine i Meloksykam odpowiednio przez 3 dni i 5 dni, w zależności od objawów klinicznych).</li>
		<li>Antybiotyki należy podawać w butelkach z wodą na 2 dni przed zabiegiem do 7 dni po zabiegu (np. moksyfloksacyna).</li>
		<li>Kontynuuj ściskanie pęcherza moczowego, jeśli nadal jest to konieczne.</li>
		<li>Podaj dodatkowe płyny podskórne, jeśli szczury wydają się odwodnione.</li>
		<li>Obserwuj funkcje neurologiczne i stan fizjologiczny operowanych zwierząt co najmniej raz dziennie.</li>
		<li>Leczenie immunosupresyjne należy podawać odpowiednio 2 dni przed wstrzyknięciem NPC i do 7 dni po transplanacji (minocyklina) i do uśmiercenia (sandimmunologia).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Ocena tkanek
<ol>
	<li>Uśmiercać zwierzęta pod koniec czasu obserwacji (np. 4 tygodnie po SCI) w głębokim znieczuleniu (5% izofluranu przez 2-3 minuty) i perfuzjować je przezsercowo za pomocą 50 ml zimnego (4 °C) soli fizjologicznej, a następnie 150 ml zimnego 4% paraformaldehydu w 0,1 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS).</li>
	<li>Usuń rdzeń kręgowy i umieść go w 4% paraformaldehydzie w 0,1 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) na 24 godziny.</li>
	<li>Umieść rdzeń kręgowy w 25% roztworze sacharozy w celu krioprotekcji przez 48 godzin.</li>
	<li>Wykonaj kriosekcje wzdłużne o grubości <30 μm.</li>
	<li>Do barwienia immunohistochemicznego wszystkich jąder komórkowych stanowiących tło należy użyć DAPI (1:1,000). DsRed dodatnie NPC są czerwone, QL-6 FITC pojawiają się na zielono, a zatem oba nie muszą być specjalnie barwione. (Rysunek 4).</li>
	<li>W przypadku skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) pozwól próbkom zanurzyć się w aldehydzie glutarowym w temperaturze 4 °C przez 2 godziny, odwadniaj je powoli w krokach co 10% etanolu przez 5 minut i umieść je w syfonie CO2 pod ciśnieniem na 1 godzinę. Pokryj rusztowania złotem za pomocą powlekarki do napylania. Rób zdjęcia za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego Hitachi S-3400N. (Rysunek 5)</li>
</ol>

<ol><li>Sekhon, L. H., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology%2C+demographics%2C+and+pathophysiology+of+acute+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+%28Phila+Pa+1976%29%22%5BJournal%5D)">Epidemiology, demographics, and pathophysiology of acute spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 26, S2-S12 (2001).</li>
<li>Fehlings, M. G., Tator, C. H., Linden, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationships+among+the+severity+of+spinal+cord+injury%2C+motor+and+somatosensory+evoked+potentials+and+spinal+cord+blood+flow%29%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The relationships among the severity of spinal cord injury, motor and somatosensory evoked potentials and spinal cord blood flow).</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 74, 241-259 (1989).</li>
<li>Thuret, S., Moon, L. D., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+interventions+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Therapeutic interventions after spinal cord injury.</a> Nat Rev Neurosci. 7, 628-643 (2006).</li>
<li>Iwasaki, M., Wilcox, J. T., Nishimura, Y., Zweckberger, K., Suzuki, H., Wang, J., Liu, Y., Karadimas, S. K., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synergistic+effects+of+self-assembling+peptide+and+neural+stem%2Fprogenitor+cells+to+promote+tissue+repair+and+forelimb+functional+recovery+in+cervical+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Synergistic effects of self-assembling peptide and neural stem/progenitor cells to promote tissue repair and forelimb functional recovery in cervical spinal cord injury.</a> Biomaterials. 35, 2617-2629 (2014).</li>
<li>Holmes, T. C., de Lacalle, S., Su, X., Liu, G., Rich, A., Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extensive+neurite+outgrowth+and+active+synapse+formation+on+self-assembling+peptide+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Extensive neurite outgrowth and active synapse formation on self-assembling peptide scaffolds.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 6728-6733 (2000).</li>
<li>Dong, H., Paramonov, S. E., Aulisa, L., Bakota, E. L., Hartgerink, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembly+of+multidomain+peptides%3A+balancing+molecular+frustration+controls+conformation+and+nanostructure%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Chem+Soc%22%5BJournal%5D)">Self-assembly of multidomain peptides: balancing molecular frustration controls conformation and nanostructure.</a> J Am Chem Soc. 129, 12468-12472 (2007).</li>
<li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg Neurol. 10, 38-43 (1978).</li>
<li>Poon, P. C., Gupta, D., Shoichet, M. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clip+compression+model+is+useful+for+thoracic+spinal+cord+injuries%3A+histologic+and+functional+correlates%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+%28Phila+Pa+1976%29%22%5BJournal%5D)">Clip compression model is useful for thoracic spinal cord injuries: histologic and functional correlates.</a> Spine (Phila Pa 1976). 32, 2853-2859 (2007).</li>
<li>Fehlings, M. G., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationships+among+the+severity+of+spinal+cord+injury%2C+residual+neurological+function%2C+axon+counts%2C+and+counts+of+retrogradely+labeled+neurons+after+experimental+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The relationships among the severity of spinal cord injury, residual neurological function, axon counts, and counts of retrogradely labeled neurons after experimental spinal cord injury.</a> Exp Neurol. 132, 220-228 (1995).</li>
<li>Joshi, M., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+characterization+of+a+novel%2C+graded+model+of+clip+compressive+spinal+cord+injury+in+the+mouse%3A+Part+2.+Quantitative+neuroanatomical+assessment+and+analysis+of+the+relationships+between+axonal+tracts%2C+residual+tissue%2C+and+locomotor+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Development and characterization of a novel, graded model of clip compressive spinal cord injury in the mouse: Part 2. Quantitative neuroanatomical assessment and analysis of the relationships between axonal tracts, residual tissue, and locomotor recovery.</a> J Neurotrauma. 19, 191-203 (2002).</li>
<li>Joshi, M., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+characterization+of+a+novel%2C+graded+model+of+clip+compressive+spinal+cord+injury+in+the+mouse%3A+Part+1.+Clip+design%2C+behavioral+outcomes%2C+and+histopathology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Development and characterization of a novel, graded model of clip compressive spinal cord injury in the mouse: Part 1. Clip design, behavioral outcomes, and histopathology.</a> J Neurotrauma. 19, 175-190 (2002).</li>
<li>Cigognini, D., Satta, A., Colleoni, B., Silva, D., Donegà, M., Antonini, S., Gelain, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+early+and+late+effects+into+the+acute+spinal+cord+injury+of+an+injectable+functionalized+self-assembling+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of early and late effects into the acute spinal cord injury of an injectable functionalized self-assembling scaffolds.</a> PLoS One. 6 (5), e19782(2011).</li>
<li>Hou, T., Wu, T., Wang, L., Liu, Y., Li, M., Long, Z., Chen, H., Li, Y., Wang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+prostheses+fabricated+with+motor+neurons+seeded+in+self-assembling+peptides+promotes+partial+functional+recovery+afters+spinal+cord+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Cellular prostheses fabricated with motor neurons seeded in self-assembling peptides promotes partial functional recovery afters spinal cord injury in rats.</a> Tissue eng Part A. 18 (9-10), (2012).</li>
<li>Gelain, F., Cigognini, D., Caprini, A., Silva, D., Colleoni, B., Donegà, M., Antonini, S., Cohen, B. E., Vescovi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+bioactive+motifs+and+their+use+in+functionalized+self-assembling+peptides+for+NPC+differentiation+and+neural+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">New bioactive motifs and their use in functionalized self-assembling peptides for NPC differentiation and neural tissue engineering.</a> Nanoscale. 4 (9), 2946-2957 (2012).</li>
<li>Liu, Y., Ye, H., Satkunendrarajah, K., Yao, G. S., Bayon, Y., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+self-assembling+peptide+reduces+glial+scarring%2C+attenuates+post-traumatic+inflammation+and+promotes+neurological+recovery+following+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">A self-assembling peptide reduces glial scarring, attenuates post-traumatic inflammation and promotes neurological recovery following spinal cord injury.</a> Acta Biomater. 9, 8075-8088 (2013).</li>
<li>Rosner, J., Avalos, P., Axosta, F., Liu, J., Drazin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+potential+for+cell+therapy+combined+with+growth+factors+in+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Int%22%5BJournal%5D)">The potential for cell therapy combined with growth factors in spinal cord injury.</a> Stem Cell Int. , 826754(2012).</li>
<li>Lu, P., Wang, Y., Graham, L., McHale, K., Gao, M., Wu, D., Brock, J., Blesch, A., Rosenzweig, E. S., Havton, L. A., Zheng, B., Conner, J. M., Marsala, M., Tuszynsky, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+distance+growth+and+connectivity+of+neural+stem+cells+after+severe+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Long distance growth and connectivity of neural stem cells after severe spinal cord injury.</a> Cell. 150, 1265-1273 (2012).</li>
<li>Karimi-Abdolrezaee, S., Schut, D., Wang, J., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chondrioitinase+and+grwoth+factors+enhance+activation+and+oligodendrocyte+differentiation+of+endogenous+neural+precursor+cells+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Chondrioitinase and grwoth factors enhance activation and oligodendrocyte differentiation of endogenous neural precursor cells after spinal cord injury.</a> PLoS One. 7 (5), e37589(2012).</li>
<li>Awad, B. I., Carmody, M. A., Steinmetz, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+role+of+growth+factors+in+the+management+of+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Potential role of growth factors in the management of spinal cord injury.</a> World Neurosurg. (13), 1875-8750 (2013).</li>
<li>Kojima, A., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrathecal+administration+of+epidermal+growth+factor+and+fibroblast+growth+factor+2+promotes+ependymal+proliferation+and+functional+recovery+after+spinal+cord+injury+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Intrathecal administration of epidermal growth factor and fibroblast growth factor 2 promotes ependymal proliferation and functional recovery after spinal cord injury in adult rats.</a> J Neurotrauma. 19 (2), 223-238 (2002).</li>
<li>Karimi-Abdolrezaee, S., Eftekharpour, E., Wang, J., Cindi, M. M., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+trasplantation+of+adult+neural+presursor+cells+promotes+remyelination+and+functional+neurological+recovery+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Delayed trasplantation of adult neural presursor cells promotes remyelination and functional neurological recovery after spinal cord injury.</a> J Neurosci. 26 (13), 3377-3389 (2006).</li>
<li>Burdick, J. A., Ward, M., Liang, E., Young, M. J., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+of+neurite+outgrowth+by+neurotrophins+delivered+from+degradable+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels.</a> Biomaterials. 27, 452-459 (2006).</li>
</ol>

Firma Covidien dostarczyła QL6 SAP na potrzeby tego badania.

Protokół ten został opracowany, aby umożliwić czytelnikowi wykonanie modelu urazu szyjki macicy u szczurów i zastosowanie skojarzonego podejścia do leczenia z SAP i NPC, co sprzyja lepszej rekonwalescencji po SCI szyjki macicy.
Szczególnie w porównaniu z innymi modelami urazów szyjki macicy, takimi jak model przecięcia (półkrwi) lub modele spadku masy ciała i wstrząsu mózgu, model stłuczenia/kompresji klipsa reprezentuje oba główne patofizjologiczne mechanizmy urazów – stłuczenie i ucisk – a z...

Ponad 50% urazów rdzenia kręgowego jest związanych z odcinkiem szyjnym kręgosłupa. W warunkach klinicznych opisano dwa główne mechanizmy patofizjologiczne: początkowe stłuczenie rdzenia kręgowego, a następnie ciągły ucisk spowodowany złamaniami kości, krwotokami lub obrzękiem tkanek.
Model ucisku tętniaka/ucisku naśladuje oba patofizjologiczne mechanizmy: zatrzaśnięcie klipsa powoduje stłuczenie, a czas trwania przycinania reprezentuje składnik kompresji, przyznając, że ucisk w warunkach klinicznych spowodowany złamaniami kości, krwotokami lub obrzękiem tkanek trwa znacznie dłużej. Zastosowany klips do tętniaka jest modyfikowany przez sprężynę pierścieniową, która gwarantuje dokładną i powtarzalną siłę zacisku. Zwłaszcza w porównaniu z modelem transsekcji połowiczej lub kontuzją, ten model klipsa tętniaka naśladuje najlepsze warunki kliniczne. Podczas gdy pacjenci z urazami klatki piersiowej cierpią na paraplegię, większość pacjentów z urazami szyjki macicy jest tetraplegiczna i całkowicie zależna. Budowa anatomiczna rdzenia szyjnego wykazuje jednak znaczne różnice w porównaniu z odcinkiem piersiowym lub lędźwiowym kręgosłupa, a zatem jest w szczególności uwzględniona w niniejszym protokole.
Rozwój jam śródszpikowych i bliznowacenie tkanek są przeszkodami w powrocie do zdrowia i regeneracji. Aby pokonać te bariery, obiecującym podejściem jest zastosowanie materiału rusztowaniowego. Peptydy samoorganizujące się mogą być wstrzykiwane bezpośrednio do epicentrum zmiany. Tam łączą się w rusztowania z nanowłókien wypełniające jamę i poprawiają środowisko hamujące, zmniejszając stan zapalny i bliznowacenie tkanek. Podczas gdy sztywne materiały powodują znaczne uszkodzenia rdzenia kręgowego podczas implantacji, peptydy płynu mogą być wstrzykiwane bezpiecznie i bez poważnych dodatkowych uszkodzeń.
Poprawa środowiska hamującego za pomocą peptydów samoorganizujących się przed przeszczepem komórek macierzystych, a tym samym wspomaganie integracji komórek, różnicowanie i w końcu, odzyskiwanie funkcji po urazie rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym.

<table><tbody><tr><td>Klips tętniaka</td><td>SharpTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>System mikroiniekcyjny</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aparat stereotaktyczny dla małych zwierząt</td><td>David Kopf Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka Hamiltona</td><td>Hamilton company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompy podtwardżówkowe</td><td><a href="http://www.alzet.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Alzet osmotic micro pump 1007D</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instrument chirurgiczny</td><td>Fine Science tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Izofluran USP</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.9% Roztwór chlorku sodu do zastrzyków USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7.5% Powidon jodowy</td><td>Purdue Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% Alkohol izopropylowy USP</td><td>GreenField Ethanol Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>QL6 SAP</td><td>Covidien</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.4% Błękit trypanu</td><td>Gibco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Czynnik wzrostu pochodzenia płytkowego (PDGF)</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Epidermalny czynnik wzrostu (EGF)</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fibroblastyczny czynnik wzrostu (FGF)</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

synergiczne zastosowanie neuronalnych komórek prekursorowych i samoorganizujących się peptydów w eksperymentalnym uszkodzeniu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Urazy rdzenia kręgowego (SCI) powodują poważne upośledzenie neurologiczne oraz psychologiczne, ekonomiczne i społeczne konsekwencje dla pacjentów i ich rodzin. Klinicznie ponad 50% SCI dotyczy odcinka szyjnegokręgosłupa 1. W wyniku pierwotnego urazu dochodzi do kaskady mechanizmów wtórnych, w tym zapalenia, apoptozy i demielinizacji, co ostatecznie prowadzi do bliznowacenia tkanek i rozwoju jam śródszpikowych2,3. Oba stanowią fizyczne i chemiczne bariery dla przeszczepu, integracji i regeneracji komórek. W związku z tym kształtowanie środowiska hamującego i wypełnianie jam w celu stworzenia środowiska wspierającego dla przeszczepu i regeneracji komórek jest obiecującym celem terapeutycznym4. W tym miejscu opisano model stłuczenia/ucisku SCI szyjki macicy za pomocą klipsa tętniaka. Model ten jest bardziej istotny klinicznie niż inne modele eksperymentalne, ponieważ całkowite przecięcie lub pęknięcie rdzenia jest rzadkie. Również w porównaniu z modelem spadku masy ciała, który w szczególności uszkadza kolumny grzbietowe, kompresję obwodową rdzenia kręgowego wydaje się korzystna. Siłę zamykania klipsa i czas trwania można dostosować, aby uzyskać różną ciężkość obrażeń. Sprężyna pierścieniowa ułatwia precyzyjną kalibrację i stałość siły zacisku. W warunkach fizjologicznych syntetyczne peptydy samoorganizujące się (SAP) samoorganizują się w nanowłókna, a tym samym są atrakcyjne do zastosowania w SCI5. Można je wstrzykiwać bezpośrednio do zmiany, minimalizując uszkodzenia rdzenia. SAP to biokompatybilne struktury wznoszące rusztowania w celu wypełnienia jam śródszpikowych, a tym samym wyposażenia uszkodzonego rdzenia do zabiegów regeneracyjnych. K2(QL)6K2 (QL6) to nowy SAP wprowadzony przez Dong et a l.6 W porównaniu z innymi peptydami, QL6 samoorganizuje się w β-arkusze przy neutralnym pH6,14 dnia po SCI, po ostrym etapie SAP są wstrzykiwane do środka zmiany, a neuronalne komórki prekursorowe (NPC) są wstrzykiwane do sąsiednich kolumn grzbietowych. W celu wsparcia przeżycia komórek przeszczep łączy się z ciągłym podtwardówkowym podawaniem czynników wzrostu za pomocą mikropomp osmotycznych przez 7 dni.

Podczas wykonywania opisanego powyżej zabiegu powstanie rusztowanie SAP wypełniające ubytek, co poprawia środowisko hamujące, zmniejsza bliznowacenie tkanek i zwiększa przeżywalność NPC. Rysunek 4 przedstawia przekrój podłużny rdzenia kręgowego szczura pobrany z miejsca urazu 6 tygodni po SCI oraz 4 tygodni po wstrzyknięciu SAP QL6 i transplantacji NPC. Peptydy QL6 zostały pomyślnie wstrzyknięte do rdzenia, zagregowały się w epicentrum i rozprzestrzeniły w kierunku rostralno-kaudalnym w obrębie penumbry....

Leczenie uszkodzeń rdzenia kręgowego odcinka szyjnego zarówno za pomocą peptydów samoorganizujących się (SAP), jak i nerwowych komórek prekursorowych (NPC), wraz z czynnikami wzrostu, jest obiecującym podejściem do promowania regeneracji i regeneracji. Ustalono szczurzy model klisa do stłuczenia/ucisku tętniaka szyjki macicy i leczenia skojarzonego obejmującego wstrzyknięcie SAP i przeszczep NPC.

Synergiczne zastosowanie neuronalnych komórek prekursorowych i samoorganizujących się peptydów w eksperymentalnym uszkodzeniu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Ogólnym celem tej procedury jest wprowadzenie modelu klipsa uciskowego stłuczenia szyjki macicy u szczurów oraz protokołu leczenia skojarzonego obejmującego wstrzyknięcie SAP i przeszczep NPC. Najpierw klips do tętniaka umieszcza się wokół rdzenia kręgowego i utrzymuje na miejscu przez jedną minutę. Powoduje to obustronny uraz kompresyjny spowodowany stłuczeniem.Następnie SAP są wstrzykiwane w epicentrum urazu, NPC są wstrzykiwane natychmiast po wstrzyknięciu SAP. Wprowadza się pompę osmotyczną z cewnikiem podtwardówkowym w celu zapewnienia ciągłego dostarczania czynników wzrostu. Zabieg ten powoduje dostarczenie NPC do uszkodzonego rdzenia kręgowego.Przeżywalność i wszczepianie NPC jest wspierane przez leczenie skojarzone SAP i czynnikami wzrostu. Implikacje tej techniki rozciągają się w kierunku terapii urazowego uszkodzenia rdzenia kręgowego, ponieważ zapewnia ona klinicznie istotny model, który można wykorzystać do badania terapii COMBINATOR opartych na komórkach, które promują regenerację rdzenia kręgowego. Poniższy protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia w Toronto w Kanadzie i jest zgodny z zasadami ustanowionymi w przewodniku dotyczącym opieki i wykorzystywania zwierząt doświadczalnych przygotowanym przez Kanadyjską Radę Opieki nad Zwierzętami.Wszystkie zabiegi chirurgiczne muszą być wykonywane w sterylnych warunkach przy użyciu sterylnego sprzętu i roztworów, a zgodnie z wytycznymi instytucji i rządu, w procedurze tej wykorzystuje się szczury o wadze od 250 do 270 gramów przed rozpoczęciem zabiegu. W dniu zabiegu należy zapewnić zwierzętom antybiotyki w wodzie do picia przez dwa dni. Po umieszczeniu szczura w komorze anestezjologicznej i wywołaniu znieczulenia 5% fluorem ISO w tlenie jeden do jednego tlenu i podtlenku azotu przez jedną minutę, zmniejsz fluor ISO do 1,8 do 2,2%Nałóż maść lambic na oczy i potwierdź znieczulenie chirurgiczne, wykonując uszczypnięcie łapy.Następnie umieść szczura na podgrzewanej poduszce i przymocuj głowę do ramy stereotaktycznej ze stożkiem nosowym. Po zgoleniu sierści wokół kręgosłupa szyjnego zdezynfekuj skórę, pobierając wymaz z jodem powidonu, a następnie 70% etanolem po wykonaniu nacięcia w linii środkowej od okolicy C dwóch kręgów szyjnych do wydatnego wyrostka trzonu kręgu piersiowego T dwa. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby przeciąć zewnętrzną warstwę mięśni kręgowych bezpośrednio na linii środkowej w kierunku rozpieszczania czaszki, użyj nożyczek chirurgicznych, aby stępić głębsze warstwy mięśni, aż do osiągnięcia wyrostka, osis i laminatu.Włóż kątomierze i przytrzymaj. Otwórz warstwy mięśniowe, a następnie zorientuj wydatną wyrostek trzonu kręgu T i zidentyfikuj docelowe poziomy laminektomii. Następnie użyj skalpela numer 15, aby przeciąć warstwę więzadła, aby poluzować lamini i processis posis.Następnie użyj maszynki do strzyżenia kości, aby przeciąć lamini boczną do rdzenia kręgowego i delikatnie usuń lamini bez uciskania rdzenia kręgowego. Teraz poświęć chwilę na zidentyfikowanie pojawiających się korzeni nerwowych, aby oszczędzić im przycinania. Następnie za pomocą haczyka poluzuj oponę twardą brzuszną od grzbietowej strony trzonów kręgów i przygotuj korytarz dla klipsa.Upewnij się, że sprężyna pierścieniowa zacisku jest ustawiona tak, aby dostarczała żądaną siłę. Siła zacisku określa zakres urazu i ściskania. Włóż otwarty zacisk wokół rdzenia kręgowego i pozwól mu się zatrzasnąć, aby wywołać kontuzję.Często stosuje się siły zacisku od 15 do 35 gramów, a czas przycinania wynosi jedną minutę po wykonaniu urazu rdzenia kręgowego. Zdejmij klips i zamknij mięśnie w dwóch warstwach, a następnie zamknij skórę. Po prawidłowym zamknięciu rany przerwij znieczulenie i obserwuj szczura, gdy się budzi.Po tym, jak zwierzę odzyska wystarczającą przytomność do mostka, leżąc, umieść szczura w czystej klatce. Ze względu na ciężkość tego typu urazów konieczne jest przestrzeganie następujących zabiegów pooperacyjnych. Po pierwsze, należy podawać leki przeciwbólowe, takie jak buprenorfina i meloksykam, przez trzy do pięciu dni, w zależności od objawów.Zapobiegaj również odwodnieniu podskórnie. Wstrzykiwanie od pięciu do 10 mililitrów soli fizjologicznej dwa razy dziennie przez trzy dni i kontynuowanie podawania antybiotyków w wodzie pitnej przez pięć dni. Po operacji. Ściskaj pęcherz moczowy dwa do trzech razy dziennie, aż konsekwentne odzyskiwanie funkcji pęcherza będzie widoczne, nawet po tym, jak zwierzęta wydają się wyleczone.Należy obserwować operowane zwierzęta pod kątem deficytów neurologicznych i stanu fizjologicznego. Iniekcję wykonuje się 14 dni po urazie rdzenia kręgowego. Przed rozpoczęciem operacji należy przygotować SAP w stężeniu 1% masy na objętość w sterylnej wodzie i napełnić szklaną kapilarnę o grubości 100 mikrometrów przymocowaną do strzykawki Hamiltona.Za pomocą roztworu przymocuj strzykawkę Hamiltona do ramy stereotaktycznej. Po znieczuleniu szczur umieszcza głowę w ramce stereotaktycznej i dezynfekuje miejsce operacji jodowidonem i 70% alkoholem. Tak jak poprzednio, jeszcze raz, po otwarciu skóry, ostrożnie wypreparuj parę mięśni kręgowych i włóż retraktory.Użyj skalpela numer 15, aby usunąć tkankę bliznowatą z opony twardej i ponownie odsłonić miejsce zmiany. Następnie użyj końcówki ostrej igły, aby ostrożnie otworzyć oponę twardą. Na koniec, stereotaktycznie, wprowadź szklaną kapilarnę na głębokość dwóch milimetrów do uszkodzonego rdzenia kręgowego i wstrzyknij SAP.Po wstrzyknięciu SAPs należy pozostawić naczynia włosowate w miejscu wstrzyknięcia przez jedną minutę przed usunięciem, aby umożliwić rozciągnięcie tkanki w celu dostosowania się do wstrzykniętego roztworu. Następnie powtórzyć wstrzyknięcie w następnym miejscu. W tym przypadku NPC zostały wyizolowane ze strefy przykomorowej dorosłej myszy czerwonej DS i hodowane zgodnie z wcześniej opublikowanymi procedurami.Tuż przed mikroiniekcją rozcieńczyć NPC w pożywce wzrostowej do stężenia 50 razy 10 do trzeciej żywej komórki na mikrolitr do przeszczepu komórek i załadować do szklanej kapilary na strzykawce Hamiltona. NPC są wstrzykiwane natychmiast po wstrzyknięciu SAP-ów. W tym celu należy umieścić szklaną kapilarnę strzykawki Hamiltona w odległości 0,2 milimetra od miejsca urazu i 1,5 milimetra poniżej grzbietowej powierzchni rdzenia kręgowego.Wstrzyknąć dwa mikrolitry zawiesiny komórkowej w tempie około 0,5 mikrolitra na minutę. Po zakończeniu pierwszego wstrzyknięcia należy pozostawić naczynia włosowate w rdzeniu kręgowym przez jedną minutę, tak jak poprzednio, a następnie wycofać naczynia włosowate, przenieść je w sąsiednie miejsce i powtórzyć procedurę wstrzyknięcia. Po odczekaniu minuty, tak jak poprzednio, cofnij kapilę i przesuń ją o dwa milimetry do miejsca urazu.Wykonaj dwa wstrzyknięcia po dwa mikrolitry w tym miejscu. Ten obraz pokazuje wszystkie miejsca wstrzyknięć w stosunku do urazu rdzenia kręgowego. Implantacja podtwardówkowych mini pomp osmotycznych w celu wsparcia czynnika wzrostu wykonywana jest bezpośrednio po iniekcjach NPC.Najpierw wybierz miejsce implantacji. Preferowanymi miejscami są boczne boki okolicy piersiowo-brzusznej, aby uniknąć dyskomfortu spowodowanego przez samą pompę. Po zdezynfekowaniu obszaru, tak jak poprzednio, przygotowuje się wgłębienie podskórne dla pompy.Następnie należy wykonać laminektomię górnego lub dolnego kręgu przylegającego do urazu rdzenia kręgowego. W tym przypadku uraz rdzenia kręgowego został wykonany w C 7 T jeden, a więc laminektomia jest wykonywana w C 5. Teraz umieść pompę w wgłębieniu podskórnym, następnie przytnij cewnik na niezbędną długość, a na koniec użyj szwów 6.0, aby przymocować go do pary mięśni kręgowych.Unikanie przemieszczeń związanych z ruchem. Użyj końcówki ostrej igły, aby otworzyć oponę twardą poniżej laminektomii. Następnie wprowadź cewnik do przestrzeni podtwardówkowej i pozwól mu przesuwać się w kierunku rozpieszczania bez oporu i bez uszkadzania pępowiny.Teraz sprawdź, czy cewnik działa płynnie i nie ma żadnych załamań ani fałd, jak pokazano tutaj. Następnie zamknij mięśnie warstwa po warstwie za pomocą szwów lub klipsów, a następnie zamknij skórę. Po prawidłowym zamknięciu rany przerwij znieczulenie i obserwuj zwierzę, gdy się budzi.Po tym, jak zwierzę odzyska wystarczającą przytomność do leżenia mostka, umieść szczura w czystej klatce. Należy przestrzegać wszystkich procedur leczenia pooperacyjnego, w tym monitorowania zwierzęcia i analgezji pooperacyjnej. Leczenie immunosupresyjne należy podawać odpowiednio dwa dni przed wstrzyknięciem NPC i do siedmiu dni po przeszczepieniu i do momentu uśmiercenia.Ten obraz z mikroskopii fluorescencyjnej pokazuje podłużny przekrój uszkodzonego rdzenia kręgowego szczura. Barwienie to fluorescencyjne SAP DPI oznaczone QL six. Plamistości wydają się zielone i agregują się w epicentrum zmiany.Wstrzyknięte czerwone NPC DS dyfundują w kierunkach rostralnym i rozpieszczanym wskazanym przez czerwoną fluorescencję. Pasek skali reprezentuje pięć milimetrów. Tutaj obraz ze skaningowego mikroskopu elektronowego pokazuje tworzenie się rusztowania z nanowłókien ze zmontowanych SAP.Podziałka skali reprezentuje jeden mikrometr. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć procedury chirurgiczne związane z kompresją klipsów, SCI oraz to, jak obiecujące podejście do leczenia skojarzonego z SAP i NPC może być badane w tym modelu.

synergetic-use-neural-precursor-cells-self-assembling-peptides

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Uraz rdzenia kręgowego zaburza komunikację z mózgiem. Aby przywrócić utraconą łączność, wykorzystujemy przeszczep nerwu obwodowego, który stanowi podłoże dla regenerujących się włókien, w połączeniu z czynnikami neurotroficznymi i enzymami modyfikującymi macierz, które usuwają cząsteczki hamujące w celu promowania wzrostu na duże odległości.

Połączenie przeszczepu nerwu obwodowego i modulacji macierzy w celu naprawy uszkodzonego rdzenia kręgowego szczura

Transplantacja prekursorów neuronalnych jest obiecującą strategią ochrony i/lub zastępowania utraconych lub dysfunkcyjnych szyjnych neuronów ruchowych nerwu przeponowego w przypadku urazów rdzenia kręgowego (SCI) oraz w przebiegu stwardnienia bocznego zanikowego (ALS), będącego chorobą neuronów ruchowych. Przedstawiamy protokół dostarczania komórek do przedniego rogu szyjnego rdzenia kręgowego w gryzoniach w modelach ALS i SCI.

Wewnątrzrdzeniowa transplantacja komórek w celu ukierunkowania na przednie rogi rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym w stwardnieniu bocznym zanikowym i urazowym uszkodzeniu rdzenia kręgowego

W niniejszej pracy opisujemy zastosowanie samoorganizującego się rusztowania trójwymiarowego do hodowli ludzkich komórek progenitorowych neuronów. Przedstawiamy protokół uwalniania komórek z rusztowań w celu ich późniejszej analizy, np. za pomocą cytometrii przepływowej. Protokół ten może zostać dostosowany do innych typów komórek w celu przeprowadzenia szczegółowych badań mechanistycznych.

Hodowla ludzkich komórek progenitorowych neuronów w trójwymiarowym samoorganizującym się hydrożelu peptydowym

Źródło: Zweckberger, K., et al. Synergiczne zastosowanie neuronalnych komórek prekursorowych i samoorganizujących się peptydów w eksperymentalnym uszkodzeniu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym.  J. Vis. Exp. (2015).Protokół ten demonstruje ukierunkowane podejście do iniekcji w celu naprawy urazu rdzenia kręgowego w modelu szczurzym. Polega na dostarczeniu samoorganizujących się peptydów (SAP) do rdzenia zmiany chorobowej w celu stworzenia rusztowania nośnego, a następnie wstrzyknięciu komórek...

Wstrzykiwanie samoorganizujących się peptydów i nerwowych komórek prekursorowych w celu naprawy rdzenia kręgowego w modelu szczurzym

Matryce fibrynowe zawierające czynniki wzrostu zostały użyte do zatrzymania przeszczepionych nerwowych komórek macierzystych w miejscach całkowitego przecięcia rdzenia kręgowego. Przeszczepione komórki całkowicie wypełniły jamę chorobową i zróżnicowały się w wiele typów komórek nerwowych, w tym neurony, które rozciągały aksony do rdzenia kręgowego gospodarza na duże odległości.

Promowanie przeżycia i różnicowania nerwowych komórek macierzystych z koktajlami fibryny i czynnika wzrostu po ciężkim urazie rdzenia kręgowego

Uraz rdzenia kręgowego to traumatyczny stan, który powoduje ciężką zachorowalność i wysoką śmiertelność. W niniejszej pracy szczegółowo opisano model kontuzji rdzenia kręgowego u myszy, po którym następuje przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych.

Przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych w eksperymentalnym modelu kontuzyjnym uszkodzenia rdzenia kręgowego

Poważne urazy rdzenia kręgowego często skutkują wadami tkanek. Opisano dwie możliwości skutecznego wypełnienia takich luk w celu promowania adaptacji tkanek, reakcji regeneracyjnych i poprawy funkcjonalnej u szczurów poprzez wszczepienie mechanicznego systemu mikrołączników po ostrym urazie i pięć tygodni po całkowitym przecięciu rdzenia kręgowego.

Eksperymentalne strategie wypełniania dużych luk tkankowych w uszkodzonym rdzeniu kręgowym po ostrym i przewlekłym uszkodzeniu

Ten manuskrypt szczegółowo opisuje wytwarzanie mikro-tkankowych sieci neuronowych: trójwymiarowe konstrukcje o rozmiarach mikronów, składające się z długich, wyrównanych dróg aksonalnych, obejmujących zagregowane populacje neuronów, zamknięte w rurkowym hydrożelu. Te żywe rusztowania mogą służyć jako funkcjonalne przekaźniki do rekonstrukcji lub modulacji obwodów nerwowych lub jako biofideliczne stanowiska testowe naśladujące neuroanatomię istoty szarej i białej.

Inspirowane anatomią trójwymiarowe sieci neuronowe oparte na inżynierii mikrotkankowej do rekonstrukcji, modulacji i modelowania układu nerwowego

Ten artykuł opisuje technikę wprowadzania pustego przewodu między kikuty rdzenia kręgowego po całkowitym przecięciu i wypełnieniu komórkami Schwanna (SC) oraz wstrzykiwalną macierzą błony podstawnej w celu wypełnienia i wspomagania regeneracji aksonów w poprzek szczeliny.

Przeszczep komórek Schwanna wewnątrz przewodów PVDF-TrFE w celu zmostkowania przeciętych kikutów rdzenia kręgowego szczura w celu promowania regeneracji aksonów w poprzek luki

W tym artykule przedstawiamy powtarzalną metodę generowania i utrzymywania długoterminowych wycinków organotypowych rdzenia kręgowego przeszczepionych z nerwowymi komórkami macierzystymi jako model ex vivo do testowania komórkowych terapii zastępczych.

Długoterminowa organotypowa hodowla warstw rdzenia kręgowego myszy jako platforma do walidacji przeszczepu komórek w urazie rdzenia kręgowego

W tym badaniu opracowano i scharakteryzowano kompozytowe hydrożele mimetyczne nerwowe, które mogą być wykorzystywane do badania i wykorzystania proregeneracyjnego zachowania komórek macierzystych pochodzących z tłuszczu do naprawy urazu rdzenia kręgowego.

Rozwój kombinatorycznych terapii w leczeniu urazów rdzenia kręgowego z wykorzystaniem dostarczania komórek macierzystych

Poznaj metodę leczenia uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów, łączącą samoorganizujące się peptydy z komórkami prekursorowymi. Technika ta wspiera regenerację nerwów i poprawia funkcjonalną odbudowę tkanek.

Synergiczne zastosowanie neuronalnych komórek prekursorowych i samoorganizujących się peptydów w eksperymentalnym uszkodzeniu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym (Wideo) | JoVE Journal

Synergiczne zastosowanie neuronalnych komórek prekursorowych i samoorganizujących się peptydów w eksperymentalnym uszkodzeniu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym

Przeglądaj więcej filmów