Name: Zakończ tymektomię u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
Description: Naucz się całkowitej tymektomii u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą i wentylacją z dodatnim ciśnieniem końcowym wydechu. Ta metoda minimalizuje śmiertelność okołooperacyjną i umożliwia badanie funkcji limfocytów T.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez AI101263 z National Institutes of Health (T.V.B) oraz przez grant z The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. jest członkiem Duke Comprehensive Cancer Center.

UWAGA: Wszystkie procedury eksperymentalne z wykorzystaniem szczurów zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Duke'a.
1. Przygotowanie kaniuli intubacyjnej tchawicy
<ol>
	<li>Odetnij koniec igły 2-calowej igły angiocathether 14 G za pomocą szczypiec tnących.</li>
	<li>Ścisnąć światło igły zamknięte szczypcami z końcówkami.</li>
	<li>Przyciąć ściśnięty fragment do krawędzi części o otwartym prześwicie za pomocą szczypiec tnących, a następnie przyciąć krawędzie po obu stronach pozostałego końca pod kątem 30 - 45° do krawędzi igły.</li>
	<li>Umieść dolne 3 - 4 mm kaniuli w otwartej przestrzeni prostych szczypiec do złączek ślizgowych i pociągnij w górę, aż na końcu utworzy się lekka krzywizna w górę. 
	UWAGA: Ułatwi to skierowanie cewnika do tchawicy (ryc. 1).</li>
	<li>Użyj drobnego papieru ściernego, aby wygładzić krawędzie na końcu kaniuli.</li>
	<li>Włóż stępiony instrument z powrotem do rurki angiocewnika. Upewnij się, że rurka jest nieco krótsza niż igła.</li>
</ol>
2. Zabiegi przedoperacyjne
<ol>
	<li>Przygotuj miejsce do zabiegu, umieszczając mikroskop operacyjny ustawiony na 10-krotne powiększenie nad obszarem operacyjnym.</li>
	<li>Umieść podkładkę rozgrzewającą w obszarze roboczym i przykryj czystą podkładką absorpcyjną.</li>
	<li>Ustaw monitor tętna i natlenienia krwi w pobliżu pola operacyjnego.</li>
	<li>Zważ szczura pod kątem dawkowania leków w zależności od masy ciała (np. znieczulenia pooperacyjnego, antybiotyków lub przeciwciał zubożających limfocyty). 
	UWAGA: Typowe dorosłe szczury ważą od 350 do 450 g.</li>
	<li>Uspokoić szczura odparowanym 3% izofluranem-O2 (3 l / min) za pomocą komory indukcyjnej odpowietrzanej do systemu usuwania gazów znieczulających zawierających węgiel aktywny. Odczekaj 5 minut na indukcję znieczulenia, aby zapewnić głębokie znieczulenie niezbędne do intubacji dotchawiczej.</li>
	<li>Karprofen lub meloksykan (4,4 mg/kg) należy podać szczurowi podskórnie przed przystąpieniem do intubacji i operacji.</li>
	<li>Użyj elektrycznych maszynek do strzyżenia, aby ogolić szyję i klatkę piersiową znieczulonego szczura przed intubacją.</li>
</ol>
3. Intubacja
<ol>
	<li>Przygotuj zestaw do intubacji, wcierając niewielką ilość smaru (np. żelu K-Y) w koniec kaniuli intubacyjnej. Włączyć wentylator, aby rozpocząć przepływ izofluranu przez rurkę łączącą.</li>
	<li>Przenieś szczura do aparatu intubacyjnego i zawieś szczura na metalowym pręcie za górne siekacze (ryc. 2A). 
	UWAGA: Niektóre aparaty do intubacji można zakupić online. Pokazany tutaj model jest domowej roboty przy użyciu arkusza akrylowego uformowanego wokół odcinków odcinka lędźwiowego o wymiarach 2 x 4 cale za pomocą palnika butanowego, a wzmocnienia są przymocowane chloroformem. Pręt (lub metalowy drut) mocuje się poprzez wywiercenie otworów nad taśmą maskującą umieszczoną z boku akrylu, aby zapobiec odpryskiwaniu lub pękaniu.</li>
	<li>Oświetlić szyję szczura, umieszczając elastyczne źródło światła o dużej intensywności w odległości 1-2 cm od brzusznej powierzchni szyi (ryc. 2B).</li>
	<li>Użyj pary kleszczyków o standardowym wzorze studenckim, aby delikatnie pociągnąć język w górę i na bok dolnych zębów. Chwyć język między kciukiem a palcem wskazującym jednej ręki, jednocześnie przykładając płaską wewnętrzną powierzchnię jednej strony kleszczy do dolnego końca języka. Naciśnij brzusznie, aby odsłonić nagłośnię i otwór krtani (ryc. 2C).</li>
	<li>Wizualizuj struny głosowe i prowadź odwrócony, stępiony koniec kaniuli intubacyjnej do przodu przez otwartą głośnię do tchawicy, aż piasta angiocewnika dotknie siekaczy.</li>
	<li>Zdejmij metalowy trzpień i przymocuj rurkę anestezjologiczną do otworu angiocewnika, aby rozpocząć wentylację izofluranem. 
	UWAGA: Typowe natężenie przepływu tlenu do respiratora wynosi 3 l/min z 3% izofluranem.
	<ol>
		<li>Ustaw wentylator na szybkość 60 oddechów/min w trybie wentylatora o kontrolowanej objętości, który osiąga ciśnienie ~12 - 14 mmHg. Stosować dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP) wynoszące 3 cm H2O.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obserwuj obustronne rozszerzanie się ściany klatki piersiowej w synchronizacji z respiratorem, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie rurki dotchawiczej.</li>
	<li>Nałóż zalecaną przez weterynarza maść do oczu szczura, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Nałóż maść weterynaryjną na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Przymocuj rurkę dotchawiczą do głowy szczura za pomocą paska taśmy z tkaniny. Upewnij się, że rurka dotchawicza jest dobrze połączona z rurką doprowadzającą środek znieczulający.</li>
	<li>Przymocuj monitor natlenienia krwi i tętna do stopy szczura i rozpocznij monitorowanie. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, potwierdzając, że nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.</li>
</ol>
4. Torakotomia i tymektomia
<ol>
	<li>Postępuj zgodnie ze standardową techniką aseptyczną przez cały czas trwania procedury.
	<ol>
		<li>Oczyść obszar roboczy i stół operacyjny i zdezynfekuj 70% roztworem etanolu.</li>
		<li>Podczas zabiegu należy używać sterylnych rękawiczek chirurgicznych, a wszystkie narzędzia i materiały używane podczas zabiegu należy sterylizować w autoklawie.</li>
		<li>Nałóż jod prowidonu na całą powierzchnię klatki piersiowej i pozostaw do wyschnięcia. Następnie oczyść powierzchnię skóry 70% etanolem na gazie. Przykryj szczura przezroczystą folią, wycinając otwór, aby odsłonić sterylne pole operacyjne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zidentyfikuj wcięcie nadmostkowe w górnej części klatki piersiowej. Wykonaj 2-centymetrowe nacięcie linii środkowej przez skórę, zaczynając 2-3 mm powyżej wcięcia nadmostkowego i rozciągając dystalnie linię środkową wzdłuż mostka za pomocą tępo zakończonych nożyczek Shea.</li>
	<li>Ponownie wykonaj 1,5 cm medianę sternotomii od wcięcia nadmostkowego za pomocą nożyczek Shea. Trzymaj dolną krawędź nożyczek tuż pod mostkiem i powoli przesuwaj się.</li>
	<li>Włóż mały retraktor Alm tuż pod oddzielonym mostkiem i otwórz, aby odsłonić mięśnie paska przedtchawicy (mięśnie mostkowo-gnykowe i mostkowo-tarczowe). Oddziel mięśnie paska przedtchawiczego za pomocą kleszczy Graefe. UWAGA: W tym momencie można zobaczyć tchawicę, a rurkę intubacyjną należy uwidocznić wewnątrz tchawicy.</li>
	<li>Umieść zęby małego retraktora Alm pod oddzielonymi mięśniami paska i mostkiem. Otwórz retraktor, aby odsłonić górny aspekt grasicy.</li>
	<li>Użyj cienkich kleszczy Dumonta, aby uwolnić boczne krawędzie tkanki grasicy i odsłonić dolne płaty grasicy.</li>
	<li>Delikatnie wciągnąć grasicę w otwarte miejsce nacięcia, uważając, aby uniknąć kontaktu z żyłą główną górną, naczyniami podobojczykowymi i szyjnymi oraz zminimalizować przerwanie delikatnej błony śluzowej opłucnej między grasicą a płucami.</li>
	<li>Gdy naczynia grasicy są preparowane i odsłaniane, użyj mikronożyczek, aby je podzielić. W razie potrzeby użyj bawełnianego wacika, aby przytrzymać nacisk na naczynia w celu hemostazy.</li>
	<li>Wprowadź dolne płaty grasicy do nacięcia, a następnie ostro zlikwiduj tylne przyczepy. Usuń nienaruszoną grasicę i dokładnie sprawdź usuniętą grasicę pod kątem brakujących sekcji. 
	UWAGA: Małe węzły chłonne piersiowe mogą być uwidocznione wokół grasicy i często są trudne do odróżnienia od tkanki grasicy. Będą to dyskretne okrągłe węzły o wyglądzie podobnym do tkanki grasicy, ale nie będą w ciągłości z grasicą.</li>
	<li>Wyjmij retraktor Alm i zamknij mięśnie mostkowo-gnykowe i mostkowo-tydowe dwoma przerwanymi szwami Maxon 5-0.</li>
	<li>Nałóż 2 krople kleju tkankowego z cyjanoakrylanu klasy chirurgicznej na szwy, aby uszczelnić śródpiersie pod wentylacją pod nadciśnieniem. 
	UWAGA: Zmniejszy to częstość występowania odmy opłucnowej i krwiaka.</li>
	<li>Zamknij mostek dwoma przerwanymi jedwabnymi szwami 4-0 na igle do cięcia. Wbić igłę przez szczeliny między żebrami, uważając, aby poprowadzić igłę tuż pod mostkiem, aby uniknąć leżącej pod spodem warstwy mięśniowej.</li>
	<li>Zamknij warstwę skóry za pomocą biegnącego szwu nylonowego 4-0. W tym momencie należy przerwać stosowanie izofluranu, aby skrócić okres rekonwalescencji po znieczuleniu pooperacyjnym.</li>
	<li>Oczyść miejsce nacięcia i otaczającą skórę gazą zwilżoną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Nałóż kilka kropli bupiwakainy (0,25%) do znieczulenia miejscowego, a następnie 1-2 krople kleju cyjanoakrylowego na nacięcie, aby uszczelnić nacięcie.</li>
	<li>Kontynuuj wentylację, aż szczur wykaże oznaki niezależnego wysiłku oddechowego i zacznie poruszać kończynami. Ekstubować szczura i pozwolić mu dojść do siebie pod ścisłą obserwacją w klatce umieszczonej na podkładce rozgrzewającej.</li>
	<li>Buprenorfinę (0,01 - 0,05 mg/kg) podaje się podskórnie szczurowi bezpośrednio po operacji i powtarza co 8-12 godzin przez 48 godzin po operacji (zwykle 5 dawek całkowitych). Po 24 i 48 godzinach od operacji karprofen lub meloksykan (4,4 mg/kg) należy podawać podskórnie (3 dawki całkowite, w tym dawkę przedoperacyjną).</li>
	<li>Kontynuuj monitorowanie, aż szczur zacznie poruszać się po klatce. W przypadku jakichkolwiek objawów niewydolności oddechowej należy przeprowadzić ponowną intubację i ponowną eksplorację klatki piersiowej.
	<ol>
		<li>Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.</li>
		<li>Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń szwy warstwy skóry 1 tydzień po operacji.</li>
</ol>

<ol><li>Hard, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thymectomy+in+the+neonatal+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Thymectomy in the neonatal rat.</a> Lab. Anim. 9 (2), 105-110 (1975).</li>
<li>Kobayashi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+complete+thymectomy+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol.+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for complete thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 1759 (94), 0-3 (1994).</li>
<li>Delrivière, L., Gibbs, P., Kobayashi, E., Kamada, N., Gianello, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+technique+of+complete+thymectomy+in+adult+rats+without+tracheal+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New technique of complete thymectomy in adult rats without tracheal intubation.</a> Microsurgery. 18 (1), 6-8 (1998).</li>
<li>Walker, K. G., Jacques, B. C., Tweedle, J. R., Bradley, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simpler+technique+for+open+thymectomy+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol.+Methods%22%5BJournal%5D)">A simpler technique for open thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 175 (1), 141(1994).</li>
<li>Na, N., Zhao, D., Huang, Z., Hong, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+for+rat+intubation+and+thymectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Chin.+Med.+J.+%28Engl%29%22%5BJournal%5D)">An improved method for rat intubation and thymectomy.</a> Chin. Med. J. (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).</li>
<li>Kastl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplification+of+rat+intubation+on+inclined+metal+plate%29%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Physiol.+Educ%22%5BJournal%5D)">Simplification of rat intubation on inclined metal plate).</a> Adv. Physiol. Educ. 28 (1-4), 29-34 (2004).</li>
<li>Weksler, B., Ng, B., Lenert, J., Burt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simplified+method+for+endotracheal+intubation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A simplified method for endotracheal intubation in the rat.</a> J. Appl. Physiol. 76 (4), 1823-1825 (1994).</li>
<li>Jou, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+rat+intubation+using+a+new+oropharyngeal+intubation+wedge%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge.</a> J. Appl. Physiol. 89 (5), 1766-1770 (2000).</li>
<li>Rivard, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+intubation+and+ventilation+for+surgical+research%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Invest.+Surg%22%5BJournal%5D)">Rat intubation and ventilation for surgical research.</a> J. Invest. Surg. 19 (4), 267-274 (2006).</li>
<li>Zhao, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+isolated%2C+vascular+whole+thymus+transplantation+in+nude+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">A model of isolated, vascular whole thymus transplantation in nude rats.</a> Transplant Proc. 44 (5), 1394-1398 (2012).</li>
<li>AbuAttieh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Affinity+maturation+of+antibodies+requires+integrity+of+the+adult+thymus%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Affinity maturation of antibodies requires integrity of the adult thymus.</a> Eur. J. Immunol. 42 (2), 500-510 (2012).</li>
<li>Reeves, J. P., Reeves, P. A., Chin, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+surgery%3A+removal+of+the+spleen+or+thymus%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Protoc.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Survival surgery: removal of the spleen or thymus.</a> Curr. Protoc. Immunol. 1 (Unit 1.10), (2001).</li>
<li>Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+thymus+in+operational+tolerance+induction+in+limb+allograft+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model.</a> Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).</li>
<li>Satoh, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunosuppressive+effect+of+long-term+drainage+of+thoracic+duct+on+immunological+memory+in+adult+thymectomized+rats.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">Immunosuppressive effect of long-term drainage of thoracic duct on immunological memory in adult thymectomized rats. Transplant.</a> Proc. 37 (4), 1947-1948 (2005).</li>
<li>Groen, H., Klatter, F., Pater, J., Nieuwenhuis, P., Rozing, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporary%2C+but+Essential+Requirement+of+CD8%2B+T+Cells+Early+in+the+Pathogenesis+of+Diabetes+in+BB+Rats+as+Revealed+by+Thymectomy+and+CD8+Depletion%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Dev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Temporary, but Essential Requirement of CD8+ T Cells Early in the Pathogenesis of Diabetes in BB Rats as Revealed by Thymectomy and CD8 Depletion.</a> Clin. Dev. Immunol. 10 (2-4), 141-151 (2003).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Obecny protokół całkowitej tymektomii zapewnia minimalnie inwazyjne podejście z trójwarstwowym zamknięciem nacięcia z nałożeniem kleju chirurgicznego, zaprojektowanym w celu zminimalizowania powikłań. Całkowite usunięcie grasicy wykazano przez utratę naiwnych limfocytów T oraz przez barwienie IHC tkanki limfatycznej śródpiersia na obecność cytokeratyny.
Procedura tymektomii u dorosłych szczurów została skomplikowana przez śmiertelność wahającą się od 1,5 do 20% z powodu powikłań okołooperacyjn...

Od początku lat sześćdziesiątych grasica jest uznawana za kluczową rolę w rozwoju centralnej tolerancji immunologicznej. Wykazano, że tymektomia gryzoni jest niezbędną procedurą w określaniu roli grasicy w różnicowaniu limfocytów, samotolerancji i immunotolerancji w przypadku przeszczepu allogenicznego i przerzutów nowotworowych. Usunięcie grasicy szczura pozwala na badania polegające na zubożeniu limfocytów T lub adoptywnym transferze określonych populacji limfocytów T bez ponownego pojawienia się natywnych naiwnych limfocytów T.
Tymektomia u noworodków gryzoni może być wykonana przy użyciu techniki ssania z wiarygodnymi wynikami1. U dorosłych szczurów technika ta wiąże się z około 20% śmiertelnością i często prowadzi do niepełnej tymektomii2. Aby konsekwentnie osiągnąć całkowitą tymektomię u dorosłych szczurów, wymagana jest otwarta ekspozycja śródpiersia przez sternotomię środkową. Jednak procedura ta wiąże się z powikłaniami, które obejmują uraz tchawicy, krwotok i odmę opłucnową, co prowadzi do ogólnej śmiertelności w zakresie od 1,5 do 6%2-4.
W ciągu ostatnich dwóch dekad ulepszenia technik tymektomii zmniejszyły liczbę powikłań okołooperacyjnych i poprawiły wskaźniki przeżycia. Intubacja dotchawicza, która pozwala na wentylację nadciśnieniową, zmniejszyła częstość występowania odmy opłucnowej5. Opisane wcześniej metody intubacji obejmują zarówno otwartą ekspozycję na tchawicę, jak i mniej inwazyjne metody wykorzystujące bezpośrednią wizualizację strun głosowych. Powikłania związane z procedurą intubacji obejmują uraz tchawicy, pęknięcie strun głosowych, niezamierzoną intubację przełyku oraz krwotok wynikający z nakłucia serca lub uszkodzenia żyły głównej górnej. Ponadto bliskie sąsiedztwo dolnych płatów grasicy do błony śluzowej opłucnej może powodować odmę opłucnową.
Tutaj opisujemy technikę tymektomii poprzez minimalnie inwazyjne 2 cm nacięcie skóry po prostej metodzie intubacji dotchawiczej przy użyciu cewnika naczyniochłonnego i przezskórnego oświetlenia tchawicy. Tymektomia polega na sternotomii o długości 1,5 cm i trójwarstwowym zamknięciu z nałożeniem kleju chirurgicznego w celu uszczelnienia śródpiersia i zminimalizowania częstości występowania krwotoku i powikłań oddechowych. Metoda ta niezawodnie prowadzi do całkowitej tymektomii, o czym świadczy zanik limfocytów T nieżyjących wcześniej CD4 + i CD8 + po tymektomii i brak tkanki grasicy na barwieniu IHC. Czas operacji i śmiertelność okołozabiegowa są ograniczone do minimum.

<table><tbody><tr><td>2-calowy cewnik</td><td></td><td></td><td></td>angiologiczny 14 G</tr><tr><td>Mikroskop operacyjny</td><td>Zeiss Podkładka</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>rozgrzewająca</td></tr><tr><td>Monitor tętna i natlenienia krwi dla gryzoni z czujnikami stóp</td><td>Aparat Harvarda</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (czujnik łapy szczura)</td><td></td></tr><tr><td>Aparat do intubacji (plastikowy z metalowym prętem u góry)</td><td></td><td></td><td>Patrz Rysunek 2</td></tr><tr><td>System znieczulenia małych zwierząt ze skrzynką indukcyjną, zbiornikiem izofluranu i zbiornikiem O2</td><td>Aparat Harvarda</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Wentylator dla małych zwierząt z rurką</td><td>CWE</td><td>12-02000 (respirator) i 12-04000 (zewnętrzny zespół zaworu dla myszy/szczurów)</td><td></td></tr><tr><td>Oświetlacz światłowodowy o wysokiej intensywności</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze studenckie o standardowym wzorze</td><td>Narzędzia do nauki pięknej</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie proste nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki shea z końcówką</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Mały zwijacz Alm (do mostka)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>kleszcze Graefe</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie kleszcze Dumont</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Nici Maxon</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Nici jedwabne (z igłą do cięcia)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nici nylonowe</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klej cyjanoakrylowy (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żel nawilżający</td><td>Akorn Animal NDC Zdrowie</td><td>17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

zakończ tymektomię u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Tymemektomia u noworodków gryzoni jest sprawdzoną i wiarygodną procedurą badań immunologicznych. Jednak u dorosłych szczurów powikłania krwotoku i odmy opłucnowej spowodowane zaburzeniem opłucnej mogą prowadzić do znacznej śmiertelności. Protokół ten jest prostą metodą tymektomii szczura, która wykorzystuje mini-sternotomię i intubację dotchawiczą. Intubacja odbywa się nieinwazyjną i łatwą do odtworzenia metodą i pozwala na wentylację nadciśnieniową w celu zapobiegania odmie opłucnowej i kontrolowanym drogom oddechowym, które dają wystarczająco dużo czasu na staranne wypreparowanie grasicy w celu zminimalizowania zaburzeń opłucnej. Nacięcie mostka o długości 1,5 cm zmniejsza kontakt z naczyniami śródpiersia i opłucną, zapewniając jednocześnie pełną wizualizację grasicy. Po odsłonięciu śródpiersia grasica jest usuwana przez rozwarstwienie w powiększeniu. Przestrzeń opłucnowa jest następnie uszczelniana poprzez zamknięcie szwem mięśni przedtchawiczych, a następnie nałożenie kleju chirurgicznego. Klatka piersiowa jest następnie zamykana przez zamknięcie szwem mostka, a następnie zamknięcie szwem skóry. Wszystkie tymektomia były kompletne, o czym świadczy immunohistochemiczne (IHC) barwienie tkanki śródpiersia i brak naiwnych limfocytów T w cytometrii przepływowej, a procedura miała 96% wskaźnik przeżycia. Ta metoda jest odpowiednia, gdy pożądana jest całkowita tymektomia z minimalnymi powikłaniami do dalszych badań immunologicznych u dorosłych szczurów atymicznym.

Procedurę przeprowadzono na dorosłych szczurach szczepu Lewis (n = 26). Średni czas operacji wynosił 15 ± 3 min. Nie odnotowano śmiertelności śródoperacyjnej. Średni czas intubacji – od umieszczenia szczura w aparacie do intubacji do nawiązania wentylacji – wynosił 45 ± 5 sec. 24 szczury całkowicie powróciły do zdrowia po operacji, bez oznak trudności oddechowych lub krwawień do 14. dnia po operacji (POD 14). U jednego szczura w 4. dniu po operacji (POD 4) wystąpiły trudności oddechowe, co wymagało reoperacji w celu zbad...

Tymektomia gryzoni jest cenną techniką w badaniach immunologicznych. W tym miejscu opisano protokół całkowitej tymektomii u dorosłych szczurów przy użyciu mini-sternotomii wraz z nieinwazyjną intubacją i wentylacją nadciśnieniową w celu zminimalizowania zachorowalności i śmiertelności okołooperacyjnej.

Zakończ tymektomię u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

Ogólnym celem tej procedury jest ocena funkcji limfocytów T przy braku grasicy. Osiąga się to poprzez najpierw intubację szczura, a następnie otwarcie klatki piersiowej w celu odsłonięcia grasicy. Następnie grasica jest wycinana z otaczających tkanek i w ostatnim etapie uzyskuje się hemostazę.Nacięcie jest zamknięte warstwami. Ostatecznie populację komórek jednojądrzastych krwi obwodowej można ocenić za pomocą analizy cytometrii przepływowej, ale obecność naiwnych limfocytów T przy braku funkcji grasicy. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami tymektomii jest to, że dzięki tej technice drogi oddechowe są kontrolowane przez prostą rurkę intubacyjną.Wielkość nacięcia mostka jest zminimalizowana. Wentylacja nadciśnieniowa z peep zapobiega powstawaniu odmy opłucnowej, a śmiertelność jest zminimalizowana. Procedurę zademonstruję ja i Toria Reell, studentka czwartego roku medycyny na Uniwersytecie Duke'a w moim laboratorium.Aby przygotować kaniulę do intubacji tchawicy, najpierw użyj szczypiec tnących, aby usunąć koniec igły z dwucalowej igły do cewnika angiologicznego z manometrem. Ściśnij prześwit igły zamkniętej szczypcami z końcówkami igłowymi, a następnie użyj szczypiec tnących, aby usunąć część zaciskającą aż do krawędzi otwartej części światła. Następnie przytnij krawędzie po obu stronach pozostałego końca pod kątem 30 do 45 stopni do krawędzi igły i umieść dolne trzy do czterech milimetrów kaniuli w otwartej przestrzeni pary prostych szczypiec do połączeń ślizgowych.Pociągnij do góry, aż utworzy się lekka krzywizna w górę i użyj drobnego papieru ściernego, aby wygładzić krawędzie na końcu kaniuli. Następnie włóż stępiony instrument z powrotem do rurki cewnika angiologicznego, upewniając się, że rurka jest nieco krótsza niż stępiona igła. Przed rozpoczęciem zabiegu należy wetrzeć niewielką ilość smaru w koniec kaniuli intubacyjnej, a następnie włączyć respirator, aby rozpocząć przepływ gazowego izofluoru przez rurkę łączącą.Po potwierdzeniu sedacji przez uszczypnięcie palca u nogi przenieś zwierzę do aparatu inkubacyjnego. Zawieś szczura na metalowym pręcie za górne siekacze i umieść elastyczne źródło światła o dużej intensywności w odległości od jednego do dwóch centymetrów od brzusznej powierzchni szyi. Następnie użyj pary kleszczy o standardowym wzorze uczniowskim, aby delikatnie pociągnąć język w górę i na bok dolnych zębów.Następnie chwyć język między kciukiem a palcem wskazującym jednej ręki, używając płaskiej wewnętrznej powierzchni jednego bolca kleszczy. Aby docisnąć dolny koniec języka brzusznie, odsłaniając epi gloss i otwór krtani. Wizualizuj struny głosowe, a następnie poprowadź odwrócony, stępiony koniec kaniuli intubacyjnej do przodu przez otwarty połysk do tchawicy, aż piasta cewnika naczynionośnego dotknie siekaczy.Teraz zdejmij metalowy trzpień i przymocuj rurkę anestezjologiczną do otworu cewnika naczynioroślowego. Aby rozpocząć wentylację fluorową, należy ustawić wentylator na ustawienia kontroli ciśnienia z ciśnieniem od 12 do 14 milimetrów słupa rtęci z szybkością 60 oddechów na minutę i użyć dodatniego końcowego ciśnienia wydechowego wynoszącego trzy centymetry wody. Przyłóż oko do dorosłego szczura w sedacji Po zaobserwowaniu obustronnego rozszerzania się ściany klatki piersiowej, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie cewnika, zabezpiecz rurkę dotchawiczą paskiem taśmy z tkaniny.Następnie przymocuj monitor natlenienia krwi i tętna do stopy szczura i rozpocznij monitorowanie w celu usunięcia grasicy. Najpierw wysterylizuj skórę, nakładając jod powidonu na całą klatkę piersiową zwierzęcia. Gdy jod wyschnie, przetrzyj powierzchnię skóry gazą nasączoną 70% etanolem.Następnie przykryj szczura przezroczystą folią, wycinając otwór, aby odsłonić sterylne pole operacyjne, a następnie zidentyfikuj wcięcie nadmostkowe w górnej części klatki piersiowej. Wykonaj dwucentymetrowe nacięcie linii środkowej przez skórę za pomocą skalpela, zaczynając dystalnie i rozciągając się proksymalnie wzdłuż mostka do dwóch do trzech milimetrów powyżej wcięcia. Następnie wykonaj 1,5-centymetrową częściową sternotomię pośrodkową, zaczynając od wcięcia nadmostkowego za pomocą nożyczek shea.Następnie użyj kleszczy do przeszczepów, aby oddzielić mięśnie paska przedtchawiczego. W tym momencie można zobaczyć tchawicę i należy uwidocznić cewnik dotchawiczy w środku. Umieść zęby małego retraktora ALM pod oddzielonymi mięśniami paska i mostkiem, a następnie otwórz retraktor, aby odsłonić górny aspekt grasicy.Użyj cienkich kleszczyków Dumonta, aby uwolnić boczne krawędzie tkanki grasicy i odsłonić dolne płaty grasicy. Następnie delikatnie i lepiej wciągnij grasicę w otwarte miejsce nacięcia, uważając, aby ominąć otaczające tkanki. W razie potrzeby uzyskaj hemostazę, wywierając nacisk na dowolne obszary krwawienia za pomocą sterylnej końcówki higienicznej.Teraz wprowadź dolne płaty grasicy do nacięcia i ostro przetrzyj tylne przyczepy za pomocą kleszczy i mikronożyczek. Następnie usuń nienaruszoną grasicę i dokładnie sprawdź, czy nie ma w niej brakujących sekcji. Teraz zdejmij retraktor ALM i oprzyj mięśnie paska dwoma przerwanymi pięcioma zerowymi szwami maxonowymi.Następnie nałóż dwie krople kleju tkankowego z cyjanoakrylanu klasy chirurgicznej na szwy. Oprzyj mostek za pomocą 2 4 0 jedwabnych szwów umieszczonych przez szczeliny między żebrami tuż pod mostkiem, aby uniknąć leżącej pod spodem warstwy mięśniowej. Następnie użyj biegnącego czteroma zerowego szwu nylonowego, aby zamknąć warstwę skóry, a następnie odstaw isof fluoru.Aby skrócić okres rekonwalescencji po znieczuleniu pooperacyjnym, oczyść miejsce nacięcia i otaczającą skórę solą fizjologiczną, wilgocią i gazą, a następnie kilkoma kroplami bupiwakainy do znieczulenia miejscowego i jedną do dwóch kropli kleju cyjanoakrylowego w celu uszczelnienia. Nacięcie kontynuuje wentylację. Po wyłączeniu izofluoru do momentu, gdy szczur wykaże oznaki niezależnego oddychania, należy ekstubować zwierzę i pozwolić mu w pełni wyzdrowieć pod ścisłą obserwacją w klatce umieszczonej na podkładce rozgrzewającej.W tym eksperymencie tkankę piersiową badano metodą immunohistochemiczną pod kątem barwienia cytokeratyną i eozyną hematyny, ujawniając gęstsze zabarwienie jądrowe tkanki grasicy przez h i d oraz charakterystyczny wzór koronkowy przez barwienie cytokeratyną, co pozwala na różnicowanie tkanki grasicy od, na przykład, węzłów chłonnych klatki piersiowej. Próbki krwi obwodowej pobrane od szczurów poddanych eutanazji po czterech tygodniach zostały następnie przeanalizowane pod kątem trwałego wyczerpania naiwnych limfocytów T. Zgodnie z oczekiwaniami szczury ThermaCo utrzymują ogólną liczbę limfocytów T w porównaniu ze szczurami kontrolnymi, ale wykazały utratę zarówno naiwnych populacji limfocytów T CD czter, jak i 8.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak bezpiecznie i szybko zaintubować szczura, wyciąć i usunąć grasicę oraz zamknąć śródpiersie i nacięcie w sposób, który minimalizuje wszelkie powikłania pooperacyjne.

complete-thymectomy-adult-rats-with-non-invasive-endotracheal

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Przedstawiono metodę pomiaru prędkości przepływu krwi mikrokrążącej w raku płuc z przerzutami do powierzchni opłucnej u szczurów w sposób zautomatyzowany, przy użyciu mikroskopii przyżyciowej płuc z zamkniętą klatką piersiową. Model ten ma potencjał do wykorzystania jako szeroko rozpowszechnione narzędzie do prowadzenia badań fizjologicznych nad przerzutami do płuc u gryzoni.

Zautomatyzowany pomiar prędkości przepływu krwi w mikrokrążeniu w przerzutach do płuc szczurów

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół inwazyjnych pomiarów parametrów hemodynamicznych, w tym ciśnienia wrotnego, splanchnicznego przepływu krwi i hemodynamiki ogólnoustrojowej, aby scharakteryzować zespół nadciśnienia wrotnego u szczurów.

Inwazyjna charakterystyka hemodynamiczna zespołu wrotno-nadciśnieniowego u szczurów z marskością wątroby

Lewa pneumonektomia gryzoni jest cenną techniką w badaniach nad nadciśnieniem płucnym. W tym miejscu przedstawiamy protokół opisujący procedurę pneumonektomii u szczurów i opiekę pooperacyjną w celu zapewnienia minimalnej zachorowalności i śmiertelności.

Lewa pneumonektomia w połączeniu z monokrotaliną lub Sugenem jako model nadciśnienia płucnego u szczurów

Obecne badanie pokazuje ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym). Porównuje procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami.

Badanie eksperymentalnych modeli dawstwa narządów do przeszczepu płuc

Modele chirurgiczne kardio-torakochirurgiczne u myszy w wieku &gt;7 dni wymagają intubacji, ale jest to wyzwanie dla młodych (8-14-dniowych) mysich szczeniąt i niewiele jest informacji na temat schematów anestezjologicznych do intubacji. W tym miejscu przedstawiamy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J, które umożliwiają intubację dotchawiczą, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt.

Znieczulenie i intubacja młodzieńczych szczeniąt myszy do kardiochirurgii

Model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnego tchawicy (IPTT) jest cenny do badania choroby zarostowej dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Oferuje wgląd w specyficzne dla płuc zachowania immunologiczne i angiogenne w znoszeniu dróg oddechowych po allotransplantacji z wysoką odtwarzalnością. W tym miejscu opisujemy procedurę IPTT i jej oczekiwane efekty.

Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się prawostronnym rozszerzeniem i przerostem serca, co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania komór i przedsionków. Chorobom krążeniowo-oddechowym związanym z RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zaburzeń rytmu serca. W artykule opisano standaryzowany model RHF indukowanego pasmami tętnic płucnych związanego ze zwiększoną arytmogenezą komorową i przedsionkową.

Szczurzy model prawostronnej przebudowy serca i arytmii z wykorzystaniem pasma tętnicy płucnej

Protokół ten opisuje ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczurów, koncentrując się na zmniejszeniu trudności operacyjnych i poprawie wskaźników przeżycia.

Ortotopowy przeszczep lewego płuca u szczurów

W niniejszym badaniu zaproponowano ustrukturyzowane podejście do ekstubacji dostosowane do szczurzych modeli wentylacji mechanicznej (MV). Podejście to ułatwia płynne przejście od oddychania MV do oddychania spontanicznego, jednocześnie minimalizując powikłania związane z ekstubacją. Standaryzacja odzwyczajania, udrażniania dróg oddechowych i opieki po ekstubacji zwiększa wiarygodność i odtwarzalność badań eksperymentalnych.

Usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie

Ten protokół opisuje prostą, niedrogą metodę intubacji doustnej wspomaganą wideo, umożliwiającą szybką i wizualizacyjnie sterowaną intubację u dorosłych szczurów pod znieczuleniem izofluranem.

Intubacja orotrachealna wspomaganą wideo u szczurów z wykorzystaniem taniego otoskopu połączonego ze smartfonem

Naucz się całkowitej tymektomii u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą i wentylacją z dodatnim ciśnieniem końcowym wydechu. Ta metoda minimalizuje śmiertelność okołooperacyjną i umożliwia badanie funkcji limfocytów T.

Zakończ tymektomię u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą

Przeglądaj więcej filmów