Name: Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Poznaj technikę trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Metoda pozwala badać przebudowę mięśnia sercowego i niewydolność serca po zawale, wykorzystując inwazyjne pomiary hemodynamiczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant Onderzoekstoelagen OT/13/090 z KU Leuven oraz przez grant G0A3114N FWO-Vlaanderen.

UWAGA: Wszystkie procedury eksperymentalne opisane w tej sekcji zostały zatwierdzone przez Komitet Doradczy ds. Opieki nad Zwierzętami i Badań Instytucjonalnych Katholieke Universiteit Leuven (Projekt: 154/2013-B De Geest).
1. Stałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej
<ol>
	<li>Znieczulić mysz przez dootrzewnowe podanie od 40 mg/kg do 70 mg/kg pentobarbitalu sodu. Upewnij się, że mysz osiągnie właściwą płaszczyznę znieczulenia, gdy nie będzie już reagować na mocne uszczypnięcie palca. Zawsze potwierdzaj prawidłowe znieczulenie w ten sposób przed jakimkolwiek zabiegiem chirurgicznym lub interwencją. Użyj smarującej maści okulistycznej, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas znieczulenia. Przedoperacyjne znieczulenie należy wykonać na 2-4 godziny przed rozpoczęciem zabiegu (buprenorfina 0,05 mg/kg SQ).
	<ol>
		<li>Stosuj konsekwentne techniki aseptyczne podczas operacji przetrwania. Wdrażaj procedury, które w maksymalnym możliwym stopniu hamują zanieczyszczenie mikrobiologiczne, aby nie doszło do znacznego zakażenia lub ropienia. Procedury te obejmują użycie sterylnych narzędzi i sterylnych materiałów, dezynfekcję obszaru operacyjnego oraz usunięcie sierści/włosów z pola operacyjnego i dezynfekcję tego miejsca.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zaintubuj mysz za pomocą samodzielnie przygotowanej, igły o rozmiarze 20.
	<ol>
		<li>Ułóż mysz w pozycji leżącej z nadmiernym wyprostem głowy.
		<ol>
			<li>Skoncentruj światło na okolicy szyi. Podnieś język pincetem. Wejście do krtani jest wyraźnie widoczne.</li>
			<li>Przełóż igłę przez krtań do tchawicy pod bezpośrednim widzeniem. Oceń poprawność intubacji, podłączając mysz do respiratora (objętość wyrzutowa w μl: 3 x masa ciała (g) + 155; częstotliwość: 120 uderzeń na minutę).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Alternatywnie, popraw wizualizację intubacji dotchawiczej, najpierw ostrożnie odsłaniając tchawicę.
		<ol>
			<li>Wykonaj 5-milimetrowe nacięcie w połowie szyi i wycofaj tkankę mięśniową tuż nad tchawicą.</li>
			<li>Wykonaj intubację za pomocą stereoskopowego mikroskopu chirurgicznego w celu bezpośredniej wizualizacji tchawicy. Podnieś język i wprowadź do tchawicy samodzielnie przygotowaną, igłę o rozmiarze 20. Potwierdź poprawność intubacji, podłączając mysz do respiratora (objętość wyrzutowa w μl: 3 x masa ciała (g) + 155; częstotliwość: 120 uderzeń na minutę).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Trzymaj mysz w pozycji leżącej na plecach i przymocuj mysz taśmą. Wykonaj operację na poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii.
	<ol>
		<li>Gol i zdezynfekuj skórę za pomocą Betadine. Uważaj, aby lewa tylna kończyna krzyżowała się z prawą tylną kończyną, aby uzyskać lepszy widok na lewą komorę podczas operacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj małe poprzeczne nacięcie skóry aż do mostka i oddziel leżącą pod spodem skórę i mięśnie.</li>
	<li>Odsuń na bok m. pectoralis minor i m. pectoralis major za pomocą jedwabnego szwu 5-0.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej, wprowadzając pincet.</li>
	<li>Przesuń pincet pod mięśniami międzyżebrowymi z bocznych na przyśrodkowe, aż dojdziesz do mostka. Nakłuj ścianę klatki piersiowej, wciskając pincet od wewnątrz do skóry. Zakończ torakotomię, ostrożnie przecinając mięsień międzyżebrowy tuż nad pincet małymi nożyczkami. Użyj tej techniki, aby zapobiec przebiciu płuc.</li>
	<li>Włóż gąbkę zanurzoną w 0,9% NaCl do jamy, aby chronić płuca. Wprowadzić rozsiewacz ran (retraktor klatki piersiowej) do przestrzeni międzyżebrowej, aby uzyskać odsłonięcie lewej strony serca. Na razie pod mikroskopem stereoskopowym widoczny jest lewy przedsionek, lewa komora i lewa przednia zstępująca tętnica wieńcowa.</li>
	<li>Wykonaj podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą pojedynczej ligatury prolenowej 6-0 około 1 mm pod końcem lewego przedsionka. Jest to dystalne od pierwszej gałęzi ukośnej. 
	UWAGA: Alternatywnie 7-0 (średnica 0,05 mm) lub 8-0 Można stosować gwinty o średnicy 0,04 mm. Igła to igła C-1 13 mm 3/8 o okręgu stożkowym. Udane podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej wywołuje natychmiastowe przebarwienia, co skutkuje bladym wyglądem mięśnia sercowego w dotkniętym obszarze.</li>
	<li>Zdjąć rozsiewacz ran (zwijacz klatki piersiowej).
	<ol>
		<li>Umieść trzy szwy 6-0 Ti-Cron wokół przestrzeni międzyżebrowej. Przed zaciśnięciem szwów należy wyjąć gąbkę z jamy klatki piersiowej i ponownie rozszerzyć płuca, blokując odpływ respiratora. W ten sposób płuca ponownie łączą się z opłucną ciemieniową.</li>
		<li>Następnie mocno naciągnij szwy i powtórz ponowne rozszerzanie, naciskając na klatkę piersiową. Potwierdź pomyślne zamknięcie klatki piersiowej za pomocą niewielkiej ilości soli fizjologicznej (podczas uciskania na klatkę piersiową nie musi być widać pęcherzyków powietrza).</li>
		<li>Spójrz przez mięsień międzyżebrowy, aby potwierdzić normalne rozszerzanie się płuc. Zmień położenie obu mięśni piersiowych, służąc jako dodatkowa bariera zapobiegająca odmie opłucnowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamknij skórę za pomocą jedwabnych szwów 5-0.</li>
	<li>Odłącz mysz od wentylatora i poczekaj, aż odzyskasz moc na poduszce grzewczej. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.</li>
	<li>Konsekwentne stosowanie analgezji pooperacyjnej (buprenorfina 0,05 mg/kg mc. dwa razy na dobę przez co najmniej 48 godzin po zabiegu). </li>
</ol>
2. Inwazyjne pomiary hemodynamiczne in vivo u myszy
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy zanurzyć cewnik ciśnieniowy 1,0 French Millar w sterylnej wodzie o temperaturze 37 °C na co najmniej 30 minut, aby zminimalizować dryft sygnału. Elektroniczna kalibracja czujnika ciśnienia przy 0 mm Hg i 100 mm Hg i rejestrowanie danych przy 2 000 Hz.</li>
	<li>Znieczulenie należy wykonać przez dootrzewnowe podanie 1,4 g/kg uretanu. Sprawdź, czy mysz osiąga właściwą płaszczyznę znieczulenia, gdy nie reaguje już na mocne uszczypnięcie palca.</li>
	<li>Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej. Zabezpiecz jego kończyny taśmą. Utrzymuj temperaturę ciała za pomocą poduszki grzewczej i monitoruj za pomocą sondy doodbytniczej. Ogol okolicę szyi i wykonaj nacięcie w linii środkowej w okolicy szyi, aby odsłonić tarczycę.</li>
	<li>Przymocuj szyję za pomocą wygiętych igieł.</li>
	<li>Odsuń na bok gruczoł ślinowy i odsłoń prawą tętnicę szyjną wspólną. Nerw błędny, który przypomina białą nić, leży wzdłuż tętnicy. Ostrożnie oddziel tętnicę szyjną od nerwu błędnego za pomocą zakrzywionych kleszczy.</li>
	<li>Przełóż zakrzywione kleszcze pod prawą tętnicą szyjną wspólną, aby oddzielić ją od innych tkanek. Usuń tkankę łączną wokół tętnicy.</li>
	<li>Przełóż dwa jedwabne druty 6-0 pod prawą tętnicą szyjną wspólną. Wykonaj ciasny węzeł na górnym drucie, który jest umieszczony w kierunku głowy, zamknij i przymocuj kocherem (dystalne podwiązanie okluzyjne). Przełóż drut proksymalny dwukrotnie od lewej do prawej i przymocuj za pomocą 2 kocherów (proksymalny drut nieokluzyjny).</li>
	<li>Utrzymuj wilgotną tętnicę szyjną, upuszczając sterylne 0,9% NaCl. Osusz nadmiar płynu patyczkami kosmetycznymi.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w prawej tętnicy szyjnej wspólnej za pomocą igły o rozmiarze 26 między dystalnym podwiązaniem a bliższym drutem nieokluzyjnym.</li>
	<li>Wprowadzić czujnik ciśnienia do tętnicy. Sprawdź, czy nie ma utraty krwi. Delikatnie popchnij cewnik ciśnieniowy 1.0 French Millar do przodu i wyreguluj proksymalny drut nieokluzyjny w taki sposób, aby cewnik mógł ostrożnie przejść przez drut pod obojczykiem.
	<ol>
		<li>Zminimalizuj utratę krwi podczas regulacji proksymalnego drutu nieokluzyjnego. Nie ściskaj zbyt mocno czujnika ciśnienia podczas posuwania się, ponieważ jest on bardzo delikatny. Ponieważ drut proksymalny nie może zamykać tętnicy, naczynie powinno pozostać wypełnione krwią.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozpocznij nagrywanie sygnału ciśnienia. Sygnał ciśnienia tętniczego u zdrowej myszy waha się między ciśnieniem rozkurczowym 60 - 70 mm Hg a ciśnieniem skurczowym 100 - 120 mm Hg.</li>
	<li>Skieruj cewnik przez tętnicę bezimienną i przez aortę do lewej komory. Ciśnienie w komorze waha się w granicach od 0 mm Hg do 100 - 120 mm Hg. Pozwól cewnikowi ustabilizować się wewnątrz lewej komory. Nagrywaj sygnał przez 30 minut do 60 minut, w zależności od wymagań eksperymentalnych.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu zanurzyć cewnik w Alconox 1% przez 30 min. Umyć cewnik wodą Milli-Q. Przechowuj cewnik w bloku piankowym.</li>
	<li>Pobierz dane z oprogramowania rejestrującego w celu dalszej analizy.
	<ol>
		<li>W przypadku analizy danych należy wziąć pod uwagę przedział czasu, w którym sygnał ciśnienia jest stabilny. Wybierz co najmniej 10 kolejnych cykli pracy serca z zarejestrowanych danych, które Cię interesują.</li>
		<li>Użyj oprogramowania LabChart w wersji 8.0 lub podobnej, aby przeanalizować częstość akcji serca, maksymalne skurczowe ciśnienie w lewej komorze serca, minimalne rozkurczowe ciśnienie w lewej komorze serca, szczytową szybkość izowolumetrycznego skurczu lewej komory (dP/dtmax), szczytową szybkość izowolumetrycznego relaksu lewej komory (dP/dtmin), końcowe rozkurczowe ciśnienie w lewej komorze oraz stałą czasową izowolumetrycznego spadku ciśnienia w lewej komorze (tau)7. 
UWAGA: Ciśnienie końcoworozkurczowe odpowiada ciśnieniu w punkcie czasowym bezpośrednio poprzedzającym wzrost ciśnienia wywołany skurczem izoobjętościowym. Obliczenie tau opiera się na dopasowaniu ciśnienia w lewej komorze do monowykładniczej krzywej zaniku, wyrażonej jako P(t)=P0 e-t/tau + b, W tym wzorze P(t) to ciśnienie w lewej komorze w czasie t po osiągnięciu maksymalnej wartości ujemnej dP/dt. Parametr b odpowiada asymptocie teoretycznej, która w uproszczonym podejściu może być równa zero. Zwiększona relaksacja izowolumetryczna skutkuje mniejszą wartością tau.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>He, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+congestive+heart+failure+in+US+men+and+women%3A+NHANES+I+epidemiologic+follow-up+study%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Intern+Med%22%5BJournal%5D)">Risk factors for congestive heart failure in US men and women: NHANES I epidemiologic follow-up study.</a> Arch Intern Med. 161, 996-1002 (2001).</li>
<li>Anversa, P., Sonnenblick, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+cardiomyopathy%3A+pathophysiologic+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Cardiovasc+Dis%22%5BJournal%5D)">Ischemic cardiomyopathy: pathophysiologic mechanisms.</a> Prog Cardiovasc Dis. 33, 49-70 (1990).</li>
<li>Erlebacher, J. A., Weiss, J. L., Weisfeldt, M. L., Bulkley, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+dilation+of+the+infarcted+segment+in+acute+transmural+myocardial+infarction%3A+role+of+infarct+expansion+in+acute+left+ventricular+enlargement%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Early dilation of the infarcted segment in acute transmural myocardial infarction: role of infarct expansion in acute left ventricular enlargement.</a> J Am Coll Cardiol. 4, 201-208 (1984).</li>
<li>Shimizu, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excessive+cardiac+insulin+signaling+exacerbates+systolic+dysfunction+induced+by+pressure+overload+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Excessive cardiac insulin signaling exacerbates systolic dysfunction induced by pressure overload in rodents.</a> J Clin Invest. 120, 1506-1514 (2010).</li>
<li>Tirziu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+hypertrophy+in+the+absence+of+external+stimuli+is+induced+by+angiogenesis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Myocardial hypertrophy in the absence of external stimuli is induced by angiogenesis in mice.</a> J Clin Invest. 117, 3188-3197 (2007).</li>
<li>Theilmeier, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-density+lipoproteins+and+their+constituent%2C+sphingosine-1-phosphate%2C+directly+protect+the+heart+against+ischemia%2Freperfusion+injury+in+vivo+via+the+S1P3+lysophospholipid+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">High-density lipoproteins and their constituent, sphingosine-1-phosphate, directly protect the heart against ischemia/reperfusion injury in vivo via the S1P3 lysophospholipid receptor.</a> Circulation. 114, 1403-1409 (2006).</li>
<li>Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+determinants+of+the+time-course+of+fall+in+canine+left+ventricular+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure.</a> J Clin Invest. 58, 751-760 (1976).</li>
<li>Bohl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+approach+for+quantification+of+in+vivo+ischemia-reperfusion+injury+in+the+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297, 2054-2058 (2009).</li>
<li>Van Craeyveld, E., Jacobs, F., Gordts, S. C., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-density+lipoprotein+receptor+gene+transfer+in+hypercholesterolemic+mice+improves+cardiac+function+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Low-density lipoprotein receptor gene transfer in hypercholesterolemic mice improves cardiac function after myocardial infarction.</a> Gene Ther. 19, 860-871 (2012).</li>
<li>Gordts, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beneficial+effects+of+selective+HDL-raising+gene+transfer+on+survival%2C+cardiac+remodelling+and+cardiac+function+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Beneficial effects of selective HDL-raising gene transfer on survival, cardiac remodelling and cardiac function after myocardial infarction in mice.</a> Gene Ther. 20, 1053-1061 (2013).</li>
<li>Junqueira, L. C., Bignolas, G., Brentani, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Picrosirius+staining+plus+polarization+microscopy%2C+a+specific+method+for+collagen+detection+in+tissue+sections%5BTitle%5D)+AND+%22Histochem+J%22%5BJournal%5D)">Picrosirius staining plus polarization microscopy, a specific method for collagen detection in tissue sections.</a> Histochem J. 11, 447-455 (1979).</li>
<li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%3A+development+of+novel+therapies%2C+past+and+present%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present.</a> Circ Heart Fail. 2, 138-144 (2009).</li>
<li>Zolotareva, A. G., Kogan, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+experimental+occlusive+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cor+Vasa%22%5BJournal%5D)">Production of experimental occlusive myocardial infarction in mice.</a> Cor Vasa. 20, 308-314 (1978).</li>
<li>Michael, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+ischemia+and+reperfusion%3A+a+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model.</a> Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).</li>
<li>Salto-Tellez, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+in+the+C57BL%2F6J+mouse%3A+a+quantifiable+and+highly+reproducible+experimental+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Pathol%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model.</a> Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).</li>
<li>Fernandez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57BL%2F6+mouse+strains%3A+implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> J Anat. 212, 12-18 (2008).</li>
<li>Kumar, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+mouse+coronary+anatomy+and+myocardial+infarction+consequent+to+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22Coron+Artery+Dis%22%5BJournal%5D)">Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation.</a> Coron Artery Dis. 16, 41-44 (2005).</li>
<li>Clauss, S. B., Walker, D. L., Kirby, M. L., Schimel, D., Lo, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterning+of+coronary+arteries+in+wildtype+and+connexin43+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Patterning of coronary arteries in wildtype and connexin43 knockout mice.</a> Dev Dyn. 235, 2786-2794 (2006).</li>
<li>Icardo, J. M., Colvee, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origin+and+course+of+the+coronary+arteries+in+normal+mice+and+in+iv%2Fiv+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">Origin and course of the coronary arteries in normal mice and in iv/iv mice.</a> J Anat. 199, 473-482 (2001).</li>
<li>Yoldas, A., Ozmen, E., Ozdemir, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macroscopic+description+of+the+coronary+arteries+in+Swiss+albino+mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+S+Afr+Vet+Assoc%22%5BJournal%5D)">Macroscopic description of the coronary arteries in Swiss albino mice (Mus musculus).</a> J S Afr Vet Assoc. 81, 247-252 (2010).</li>
<li>James, T. N., Burch, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+supply+of+the+human+interventricular+septum%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Blood supply of the human interventricular septum.</a> Circulation. 17, 391-396 (1958).</li>
<li>Gao, X. M., Xu, Q., Kiriazis, H., Dart, A. M., Du, X. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+post-infarct+ventricular+rupture%3A+time+course%2C+strain-+and+gender-dependency%2C+tensile+strength%2C+and+histopathology%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of post-infarct ventricular rupture: time course, strain- and gender-dependency, tensile strength, and histopathology.</a> Cardiovasc Res. 65, 469-477 (2005).</li>
<li>Muthuramu, I., Jacobs, F., Singh, N., Gordts, S. C., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+homocysteine+lowering+gene+transfer+improves+infarct+healing%2C+attenuates+remodelling%2C+and+enhances+diastolic+function+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Selective homocysteine lowering gene transfer improves infarct healing, attenuates remodelling, and enhances diastolic function after myocardial infarction in mice.</a> PLoS One. 8, 63710(2013).</li>
<li>Eaton, L. W., Weiss, J. L., Bulkley, B. H., Garrison, J. B., Weisfeldt, M. L. Regional cardiac dilatation after acute myocardial infarction: recognition by two-dimensional echocardiography. N Engl J Med. 300, 57-62 (1979).</li>
<li>Erlebacher, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late+effects+of+acute+infarct+dilation+on+heart+size%3A+a+two+dimensional+echocardiographic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Late effects of acute infarct dilation on heart size: a two dimensional echocardiographic study.</a> Am J Cardiol. 49, 1120-1126 (1982).</li>
<li>Schuster, E. H., Bulkley, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expansion+of+transmural+myocardial+infarction%3A+a+pathophysiologic+factor+in+cardiac+rupture%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Expansion of transmural myocardial infarction: a pathophysiologic factor in cardiac rupture.</a> Circulation. 60, 1532-1538 (1979).</li>
<li>Jugdutt, B. I., Michorowski, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+infarct+expansion+in+rupture+of+the+ventricular+septum+after+acute+myocardial+infarction%3A+a+two-dimensional+echocardiographic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Role of infarct expansion in rupture of the ventricular septum after acute myocardial infarction: a two-dimensional echocardiographic study.</a> Clin Cardiol. 10, 641-652 (1987).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).</li>
<li>Vanden Bergh, A., Flameng, W., Herijgers, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parameters+of+ventricular+contractility+in+mice%3A+influence+of+load+and+sensitivity+to+changes+in+inotropic+state%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">Parameters of ventricular contractility in mice: influence of load and sensitivity to changes in inotropic state.</a> Pflugers Arch. 455, 987-994 (2008).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie informuje o sprzecznych interesach finansowych.

Przewlekłe zmiany w strukturze i funkcji mięśnia sercowego, rozwój dysfunkcji lewej komory serca i progresja do niewydolności serca mogą być badane w kilku modelach mysich12. Przebudowa i dysfunkcja serca mogą być wywołane uszkodzeniem mięśnia sercowego lub przeciążeniem ciśnieniowym wtórnym do poprzecznego zwężenia aorty lub mogą być badane w genetycznych modelach kardiomiopatii rozstrzeniowej12. Oczywiście, najbardziej wyraźną zaletą modeli mysich jest dostępność dużej liczby szczepów transgeniczn...

Niewydolność serca to zespół, w którym serce nie jest w stanie pompować krwi w tempie proporcjonalnym do komórkowego zapotrzebowania na tlen w spoczynku lub podczas stresu. Charakteryzuje się zatrzymywaniem płynów, dusznością i zmęczeniem, w szczególności podczas wysiłku. Niewydolność serca jest rosnącym problemem zdrowia publicznego, główną przyczyną hospitalizacji i główną przyczyną śmiertelności. Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną niewydolności serca1.
Przebudowa komory odnosi się do zmian w strukturze, rozmiarze i kształcie lewej komory. Innymi słowy, przebudowa komór dotyczy zmiany architektury lewej komory. Ta architektoniczna przebudowa lewej komory jest indukowana przez uraz (np. zawał mięśnia sercowego), przeciążenie ciśnieniem (np. układowe nadciśnienie tętnicze lub zwężenie zastawki aortalnej) lub przeciążenie objętościowe (np. niewydolność zastawki mitralnej). Ponieważ przebudowa komór wpływa na naprężenie ściany, ma ogromny wpływ na czynność serca i rozwój niewydolności serca.
Utrata tkanki mięśnia sercowego po ostrym zawale mięśnia sercowego powoduje zmniejszony wyrzut skurczowy oraz zwiększoną objętość i ciśnienie końcoworozkurczowe lewej komory. Mechanizm Franka-Starlinga, sugerujący, że zwiększona objętość końcoworozkurczowa powoduje wzrost ciśnienia wytwarzanego podczas skurczu, może pomóc w przywróceniu rzutu serca. Jednak równoczesne zwiększone naprężenie ściany może wywołać przerost regionalny w segmencie bez zawału, podczas gdy w obszarze zawału może wystąpić rozszerzenie i ścieńczenie. Eksperymentalne badania na zwierzętach pokazują, że przerosty komory zawału i że stopień przerostu zależy od wielkości zawału2. 
Utrata tkanki mięśnia sercowego po ostrym zawale mięśnia sercowego powoduje nagły wzrost warunków obciążenia. Przebudowa po zawale następuje w warunkach przeciążenia objętościowego, ponieważ rozciągnięta i rozszerzona tkanka zawału zwiększa objętość lewej komory. Zwiększona objętość komory oznacza nie tylko zwiększone obciążenie wstępne (bierne obciążenie ściany komory pod koniec rozkurczu), ale także zwiększone obciążenie następcze (całkowite obciążenie ściany mięśnia sercowego podczas wyrzutu skurczowego). Obciążenie następcze zwiększa się, ponieważ zwiększa się promień skurczowy. W związku z tym przebudowa komorowa po zawale mięśnia sercowego charakteryzuje się mieszanymi cechami przeciążenia objętościowego i przeciążenia ciśnieniowego.
Mięsień sercowy składa się z 3 zintegrowanych komponentów: kardiomiocytów, macierzy zewnątrzkomórkowej i mikrokrążenia kapilarnego. Wszystkie 3 komponenty są zaangażowane w proces przebudowy. Metaloproteinazy macierzy wytwarzane przez komórki zapalne indukują degradację rozpórek kolagenowych międzymiocytów i poślizg kardiomiocytów. Prowadzi to do ekspansji zawału charakteryzującej się nieproporcjonalnym ścieńczeniem i poszerzeniem segmentu3 zawału. W późniejszych etapach przebudowy dochodzi do zwłóknienia śródmiąższowego, co negatywnie wpływa na właściwości rozkurczowe serca. 
Przedział naczyniowy i kardiomiocytów w mięśniu sercowym powinien pozostać zrównoważony w procesie przebudowy komór, aby uniknąć niedotlenienia tkanek4,5. To, czy przerost postępuje do niewydolności serca, czy nie, może być krytycznie zależne od tej równowagi między przedziałem naczyniowym a kardiomiocytami w mięśniu sercowym. 
Model stałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy jest używany do badania przebudowy komór i funkcji serca po zawale mięśnia sercowego. Model ten różni się zasadniczo pod względem celów i znaczenia patofizjologicznego w porównaniu z modelem przejściowego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. W tym ostatnim modelu uszkodzenia niedokrwiennego/reperfuzyjnego początkowy zakres zawału może być modulowany przez czynniki, które wpływają na ratunek mięśnia sercowego po reperfuzji6. Natomiast obszar zawału po 24 godzinach od stałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej jest unieruchomiony. Na czynność serca w tym modelu będą miały wpływ 1) proces rozszerzania się zawału, gojenia się zawału i powstawania blizn; oraz 2) współistniejący rozwój poszerzenia lewej komory, przerostu mięśnia sercowego i przebudowy komór.

<table><tbody><tr><td>Buprenorfina (Buprenex)</td><td>Bedford Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodu (Nembutal)</td><td>Ceva</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>VWR internationals</td><td>200065-400</td><td></td></tr><tr><td>5 - 0 szew jedwabny</td><td>Ethicon, Johnson & Szew prolenowy Johnson Medical</td><td>K890H</td><td></td></tr><tr><td>6 - 0&nbsp;</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson Medical</td><td>F1832</td><td></td></tr><tr><td>6 - 0 Szew Ti- Cron</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson Medical</td><td>F1823</td><td></td></tr><tr><td>Uretan&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>94300</td><td></td></tr><tr><td>Alconox</td><td>Alconox Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Respirator MiniVent Model 845</td><td>Hugo Sachs</td><td>73-0043</td><td></td></tr><tr><td>Retraktor klatki piersiowej lub zwijacz klatki piersiowej</td><td>Kent Scientific corporation</td><td>INS600240</td><td>ALM Samopodtrzymujące, ząbkowany, o długości 7 cm, 4 x 4 zęby w kształcie litery "L", 3 mm x 3 mm</td></tr><tr><td>1,0 Francuski cewnik ciśnieniowy Millar&nbsp;</td><td>Instrumenty Millar&nbsp;</td><td>SPR - 1000/NR</td><td></td></tr><tr><td>Powerlab</td><td>ADInstruments Pty Sp. z o.o.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LabChart&reg; oprogramowanie</td><td>ADInstruments Pty Sp. z o.o.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sonda doodbytnicza</td><td>ADInstruments Pty Ltd.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Niewydolność serca to zespół, w którym serce nie jest w stanie pompować krwi w tempie proporcjonalnym do komórkowego zapotrzebowania na tlen w spoczynku lub podczas stresu. Charakteryzuje się zatrzymywaniem płynów, dusznością i zmęczeniem, w szczególności podczas wysiłku. Niewydolność serca jest rosnącym problemem zdrowia publicznego, główną przyczyną hospitalizacji i główną przyczyną śmiertelności. Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną niewydolności serca.
Przebudowa komory odnosi się do zmian w strukturze, rozmiarze i kształcie lewej komory. Ta architektoniczna przebudowa lewej komory jest indukowana przez uraz (np. zawał mięśnia sercowego), przeciążenie ciśnieniowe (np. układowe nadciśnienie tętnicze lub zwężenie zastawki aortalnej) lub przeciążenie objętościowe. Ponieważ przebudowa komór wpływa na naprężenie ściany, ma ogromny wpływ na czynność serca i rozwój niewydolności serca. Model trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy służy do badania przebudowy komór i funkcji serca po zawale mięśnia sercowego. Model ten różni się zasadniczo pod względem celów i znaczenia patofizjologicznego w porównaniu z modelem przejściowego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. W tym ostatnim modelu uszkodzenia niedokrwiennego/reperfuzyjnego początkowy zakres zawału może być modulowany przez czynniki, które wpływają na ratunek mięśnia sercowego po reperfuzji. Natomiast obszar zawału po 24 godzinach po trwałym podwiązaniu lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej jest unieruchomiony. Na czynność serca w tym modelu będą miały wpływ 1) proces rozszerzania się zawału, gojenia się zawału i powstawania blizn; oraz 2) współistniejący rozwój poszerzenia lewej komory, przerostu mięśnia sercowego i przebudowy komór.
Oprócz modelu stałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej, szczegółowo przedstawiono technikę inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u myszy.

Zakres zawału mięśnia sercowego można ocenić za pomocą podwójnego barwienia błękitem Evansa oraz chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazoliu (TTC). TTC jest wskaźnikiem redoks, który w żywych tkankach zostaje przekształcony w ciemnoczerwony 1,3,5-trifenylformazan dzięki aktywności różnych dehydrogenaz w obecności NADH8. Rysunek 1 przedstawia reprezentatywny przekrój serca w 24 godzinie po podwiązaniu lewej przedniej tętnicy wieńcowej zstępującej. Obszary zabarwione na niebiesko wskazują regiony nieisc...

Niewydolność serca jest główną przyczyną hospitalizacji i główną przyczyną śmiertelności. Model trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy stosuje się do badania przebudowy komór i dysfunkcji serca po zawale mięśnia sercowego. Przedstawiono technikę inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u myszy.

Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

Ogólnym celem poniższych doświadczeń jest przedstawienie techniki trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten jest stosowany do badania przebudowy serca i rozwoju niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego. W pierwszej części filmu zademonstrowana zostanie procedura trwałego podwiązania, natomiast w drugiej części przedstawiona zostanie ocena funkcji serca z wykorzystaniem inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych in vivo u myszy.Model trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej zostanie zademonstrowany przez Marlin Locks, starszego technika zwierząt z Centrum Molekularnej Biologii Naczyniowej. Doktorant grupy mikro Eja przedstawi technikę inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u myszy. Zacznij od skupienia światła na okolicy szyi uspokojonej myszy.Następnie podnieś język zwierzęcia za pomocą zestawu szpilek, aby można było wyraźnie zobaczyć wejście krtani. Przełóż samodzielnie przygotowaną, igłę o rozmiarze 20 przez krtań do tchawicy, a następnie podłącz mysz do respiratora, aby ocenić, czy intubacja została prawidłowo umieszczona. Przymocuj mysz do poduszki grzewczej, aby zapobiec hipotermii.Uważanie, aby lewa tylna kończyna krzyżowała się z prawą tylną kończyną, aby uzyskać lepszy widok na lewą komorę podczas operacji. Następnie wykonaj małe poprzeczne nacięcie skóry aż do mostka i oddziel leżącą pod spodem skórę i mięśnie. Użyj jedwabnego szwu z pięcioma zerami, aby odciągnąć na bok mięśnie piersiowe, a następnie włóż zestaw szpilek, aby wykonać nacięcie w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej.Przesuń zestaw szpilek pod mięśniami międzyżebrowymi od strony bocznej do przyśrodkowej, aż do osiągnięcia mostka. Następnie wepchnij szpilkę od wewnątrz do skóry, aby przebić ścianę klatki piersiowej. Na koniec ostrożnie przetnij mięsień międzyżebrowy tuż nad szpilką, aby zakończyć torakotomię.Uważając, aby nie przebić płuc, umieść gąbkę nasączoną 0,9% chlorkiem sodu w jamie ustnej, aby chronić płuca, a następnie wprowadź retraktor klatki piersiowej do przestrzeni międzyżebrowej, aby odsłonić lewy przedsionek, lewą komorę i lewą przednią zstępującą tętnicę wieńcową. Teraz podwiąż lewą przednią zstępującą tętnicę wieńcową za pomocą pojedynczej ligatury proliny z sześcioma zerowymi warstwami około jednego milimetra pod końcem lewego przedsionka i dystalnie do pierwszej gałęzi po przekątnej. Udane podwiązanie wywoła natychmiastowe przebarwienie, co spowoduje pojawienie się bladego mięśnia sercowego w dotkniętym obszarze.Teraz umieść 3 6 0 tron szwów wokół przestrzeni międzyżebrowej i wyjmij gąbkę z jamy klatki piersiowej. Ponownie rozszerz płuca, blokując odpływ respiratora, a następnie mocno zaciśnij szwy i dociśnij klatkę piersiową, aby powtórzyć ponowne rozszerzanie. Użyj niewielkiej ilości soli fizjologicznej, aby potwierdzić brak pęcherzyków powietrza i pomyślne zamknięcie klatki piersiowej.Następnie spójrz przez mięsień międzyżebrowy, aby potwierdzić normalne rozszerzanie się płuc. Zmień położenie obu mięśni piersiowych, aby służyły jako dodatkowa bariera zapobiegająca odmie opłucnowej i użyj pięciu zerowych jedwabnych szwów, aby zamknąć skórę. Następnie odłącz mysz od wentylatora, ogrzewając zwierzę na poduszce grzewczej, aż w pełni wyzdrowieje.Przed rozpoczęciem pomiarów hemodynamicznych zanurz cewnik ciśnieniowy 1.0 French Miller w sterylnej wodzie o temperaturze 37 stopni Celsjusza, aby zminimalizować dryft sygnału Po co najmniej 30 minutach elektronicznie skalibruj czujnik ciśnienia przy zerze i 100 milimetrach słupa rtęci i zapisz dane wyjściowe przy 2000 hercach. Następnie zabezpiecz mysz znieczulającą w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, monitorując temperaturę zwierzęcia za pomocą sondy doodbytniczej. Ogol okolicę szyi, a następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej, aby odsłonić tarczycę.Następnie przymocuj szyję za pomocą zgiętych igieł i odciągnij na bok gruczoł ślinowy, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną wspólną. Teraz zidentyfikuj nerw błędny, który przypomina białą nić i leży wzdłuż tętnicy, i użyj zakrzywionych kleszczy, aby ostrożnie oddzielić tętnicę od nerwu. Przełóż zakrzywione kleszcze pod prawą tętnicą szyjną wspólną, aby oddzielić ją od innych tkanek, usuwając tkankę łączną z okolic tętnicy.Następnie przełóż 2 6 0 jedwabnych drutów pod prawą wspólną tętnicą szyjną i zawiąż ciasny węzeł na górnym drucie. Umieść drut w kierunku głowy, zamknij go i zamocuj za pomocą dystalnego podwiązania. Następnie przełóż drut proksymalny dwa razy od lewej do prawej i przymocuj go również w tym czasie za pomocą dwóch proksymalnych przewodów nieokluzyjnych.Utrzymuj tętnicę szyjną wilgotną, kapiąc sterylny 0,9% chlorek sodu na tętnicę. Następnie użyj igły o rozmiarze 26, aby wykonać nacięcie w prawej tętnicy szyjnej wspólnej między dystalnym podwiązaniem a bliższym drutem nieokluzyjnym. Wprowadzić czujnik ciśnienia do tętnicy.Następnie delikatnie popchnij cewnik ciśnieniowy do przodu i wyreguluj proksymalny drut nieokluzyjny w taki sposób, aby cewnik mógł ostrożnie przejść przez drut, pod obojczykiem i tak, aby naczynie pozostało wypełnione krwią. Teraz rozpocznij nagrywanie sygnału ciśnienia. U zdrowej myszy sygnał ciśnienia tętniczego waha się między ciśnieniem rozkurczowym od 60 do 70 milimetrów słupa rtęci a ciśnieniem skurczowym od 100 do 120 milimetrów słupa rtęci.Skieruj cewnik przez tętnicę bezimienną i aortę do lewej komory. Ciśnienie w komorze będzie się wahać od zera do 100 do 120 milimetrów słupa rtęci. Na koniec, po ustabilizowaniu się cewnika wewnątrz lewej komory, nagrywaj sygnał przez 30 do 60 minut.W zależności od wymagań eksperymentalnych, zakres zawału mięśnia sercowego można ocenić za pomocą podwójnego barwienia Evan's Blue, TTC. Pokazano tu reprezentatywne odcinki serca po 24 godzinach od podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Obszary zabarwione na niebiesko wskazują normalne obszary nieniedokrwienne.Ciemnoczerwone zabarwione obszary wskazują na niedokrwione, ale żywotne regiony. To są obszary bez zawału, które są zagrożone. Natomiast bladoczerwone, ujemnie zabarwione obszary wskazują na obszary zawału, które zwykle stanowią od 50 do 60% całkowitej powierzchni ściany lewej komory.Ekspansję zawału można określić ilościowo, oceniając przebieg w czasie długości i grubości zawału. Tutaj w tym przekroju pokazany jest reprezentatywny, poważny przekrój poprzeczny serca zabarwiony na czerwono w 28 dniu po trwałym podwiązaniu lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Rozszerzanie się znacznie rozciągniętego zawału odpowiada wzrostowi bezwzględnej długości zawału i zmniejszeniu grubości zawału.Na tych wykresach pokazany jest reprezentatywny rejestr ciśnienia tętniczego i komorowego. Oczywistą różnicą między sygnałami tętniczymi a sygnałami komorowymi jest to, że sygnał drabinkowy spada do około zera milimetrów słupa rtęci podczas rozkurczu. Korzystając z tego modelu, należy zauważyć, że czynność serca będzie zależeć nie tylko od utraty tkanki mięśnia sercowego, ale także od procesu rozszerzania się zawału, gojenia bąków i tworzenia blizn oraz od współistniejącego rozwoju poszerzenia lewej komory, przerostu serca i przebudowy komory.

permanent-ligation-left-anterior-descending-coronary-artery-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym materiale wideo zaprezentowano sposób wykorzystania szybkiego i wiarygodnego modelu do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych niedokrwienia mięśnia sercowego.

Ligacja LAD: mysi model zawału mięśnia sercowego

Procedura chirurgiczna stosowana w celu wywołania eksperymentalnego zawału mięśnia sercowego u myszy rozpoczyna się od lewej torakotomii między trzecim a czwartym żebrem, aby umożliwić wizualizację przedniej powierzchni serca i lewego płuca. Następnie podwiązuje się lewą tętnicę wieńcową, zamyka klatkę piersiową i pozostawia mysz do samoistnego powrotu do sprawności.

Zmodyfikowana technika ligacji tętnicy wieńcowej u myszy

W tym filmie opisujemy zabieg chirurgiczny polegający na wygenerowaniu mysiego modelu zawału mięśnia sercowego poprzez trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej.

Generowanie mysiego modelu zawału mięśnia sercowego: zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej w modelu mysim

Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej

Zapewniamy niezawodną metodę podwiązania lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) w modelu mysim. Metoda ta jest stosunkowo mniej inwazyjna niż inne metody, obejmujące intubację dotchawiczą, lewostronną torakotomię i toracentezę. Metoda ta może być stosowana jako model zarówno dla ostrego, jak i przewlekłego zawału mięśnia sercowego (MI).

Podwiązanie tętnicy wieńcowej lewej lewej przedniej zstępującej (LAD): ulepszony i uproszczony model zawału mięśnia sercowego

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Istnieje kilka różnic między prawą i lewą komorą. Patofizjologia zawału prawej komory (RVI) nie została jednak wyjaśniona. W niniejszym protokole przedstawiono powtarzalną metodę generowania mysiego modelu RVI, która może dostarczyć środków do wyjaśnienia mechanizmu RVI.

Generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy

Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.

Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego

W badaniach nad ostrym uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym oraz przewlekłym przebudowywaniem serca u myszy, w wymiarze czasowym nanosi się liczne manipulacje genetyczne i/lub wewnątrzmięśniowe iniekcje genów, białek, komórek i/lub biomateriałów. Niniejsze wideo ilustruje mikrosurgicalne procedury stosowane w badaniach nad niedokrwieniem/reperfuzją, trwałą ligacją tętnicy wieńcowej oraz iniekcjami wewnątrzmięśniowymi.

Podwiązanie tętnicy wieńcowej i wtryskiwanie domięśniowe w mysim modelu zawału

Poznaj technikę trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Metoda pozwala badać przebudowę mięśnia sercowego i niewydolność serca po zawale, wykorzystując inwazyjne pomiary hemodynamiczne.

Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca (Wideo) | JoVE Journal

Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca

Przeglądaj więcej filmów