Name: Test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (EMSA) do badania interakcji RNA-białko: przykład IRE/IRP (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-03T16:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 44 s
Description: Poznaj metodę EMSA do analizy interakcji RNA-białko z wykorzystaniem radiolabelowanego sondy RNA i elektroforezy w żelu poliakrylamidowym. Technika ta pozwala wizualizować kompleksy RNA-białko i badać dynamikę wiązania białek regulacyjnych żelaza.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant z Canadian Institutes for Health Research (MOP-86514).

Procedury eksperymentalne na myszach zostały zatwierdzone przez Komitet Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu McGill (protokół 4966).
1. Przygotowanie ekstraktów białkowych z hodowanych komórek
<ol>
	<li>Przemyć wyhodowane komórki dwukrotnie 10 ml lodowatego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).</li>
	<li>Zeskrobać przylegające komórki za pomocą gumowego policjanta lub plastikowego skrobaka do komórek w 1 ml lodowatego PBS, przenieść zawiesinę do probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml.</li>
	<li>Wirować w mikrowirówce przez 5 minut w temperaturze 700 x g, w temperaturze 4 °C. Odsysać PBS.</li>
	<li>Dodać 100 μl lodowatego buforu do lizy cytoplazmatycznej (Tabela 1) na 107 komórek i pipetować w górę iw dół.</li>
	<li>Inkubować na lodzie przez 20 minut.</li>
	<li>Wirować przez 10 minut z pełną prędkością w mikrowirówce w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Wyrzuć granulkę. Przenieść szwadron do nowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml i przechowywać na lodzie.</li>
	<li>Określić stężenie białka (zwykle 1 - 10 μg/μl) za pomocą testu Bradforda23.</li>
	<li>Porcję i przechowywać ekstrakty komórkowe w temperaturze -80 °C do momentu użycia.</li>
</ol>
2. Przygotowanie ekstraktów białkowych z wątroby i śledziony myszy
<ol>
	<li>Poddaj mysz eutanazji za pomocą wdychania CO2 .</li>
	<li>Połóż uśpione zwierzę na czystej podkładce nad deską sekcyjną. Otwórz brzuch nożyczkami.</li>
	<li>Wypreparuj wątrobę i śledzionę za pomocą nożyczek i kleszczy, a następnie opłucz każdą tkankę w około 50 ml lodowatego PBS.</li>
	<li>Natychmiast pokrój tkanki na małe kawałki skalpelem (na przykład: około 1 - 2 mm3).</li>
	<li>Nie zwlekająco włóż kawałków tkanek do świeżej krioprobówki, a następnie zamroź je w ciekłym azocie. Przechowywać zamrożone podwielokrotności tkanek w temperaturze -80 °C do czasu użycia.</li>
	<li>Homogenizować jeden kawałek zamrożonej tkanki (około 1 - 2 mm3) w 0,25 - 0,5 ml lodowatego buforu do lizy cytoplazmatycznej (Tabela 1) z homogenizatorem tkankowym przez 10 sekund.</li>
	<li>Przenieść homogenat do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml i schłodzić na lodzie przez 20 minut.</li>
	<li>Wirować przez 10 minut z pełną prędkością w mikrowirówce w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Wyrzucić osad i przenieść supernatant do nowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml. Trzymaj na lodzie.</li>
	<li>Określić stężenie białka (zwykle 1 - 10 μg/μl) za pomocą testu Bradforda23.</li>
	<li>Porcję i przechowywać ekstrakty komórkowe w temperaturze -80 °C do momentu użycia.</li>
</ol>
3. Przygotowanie sondy IRE znakowanej radioaktywnie
<ol>
	<li>Linearyzować plazmid zawierający IRE I-12.CAT22 przez inkubację w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę z endonukleazą restrykcyjną XbaI (1 U na μg plazmidu), która rozszczepia się poniżej sekwencji IRE. Zlinearyzowany plazmid zostanie wykorzystany jako matryca do transkrypcji in vitro.</li>
	<li>Przygotować reakcję transkrypcji in vitro o całkowitej objętości 20 μl. Użyć roztworów podstawowych przedstawionych w tabeli 2 i dodać: 1 μl zlinearyzowanej matrycy plazmidowej, 4 μl buforu transkrypcyjnego; 1 μl mieszaniny mieszaniny ATP/CTP/GTP, 10 μl [α-32 P]-UTP, 2 μl ditiotreitolu, 1 μl inhibitora RNazy i 1 μl polimerazy RNA T7. Mieszać, pipetując w górę i w dół.</li>
	<li>Inkubować w temperaturze 40 °C przez 1 godzinę24.</li>
</ol>
4. Oczyszczanie sondy IRE znakowanej radioaktywnie
<ol>
	<li>Zakończyć reakcję transkrypcji in vitro, dodając 1 μl 0,5 M EDTA, pH 8. Mieszać, pipetując w górę i w dół.</li>
	<li>Dodać 10 μl 10 mg/ml tRNA jako nośnik dla lepszego wytrącenia. Mieszać, pipetując w górę i w dół.</li>
	<li>Dodać 82,5 μl 3 M octanu amonu. Wymieszaj przez wirowanie.</li>
	<li>Dodać 273 μl etanolu. Wymieszaj przez wirowanie.</li>
	<li>Odstawić na RT na 5 minut.</li>
	<li>Wirować przez 10 minut z pełną prędkością w mikrowirówce w temperaturze pokojowej. Odrzucić supernatant.</li>
	<li>Umyj granulat 100 μl 70% etanolu.</li>
	<li>Wirować przez 10 minut z pełną prędkością w mikrowirówce w temperaturze pokojowej. Odrzucić supernatant.</li>
	<li>Suszenie na powietrzu przez 10 min.</li>
	<li>Zawiesić osad w 100 μl podwójnie destylowanego, uprzednio autoklawizowanegoH2O.</li>
	<li>Określić ilościowo radioaktywność w płynnym liczniku scyntylacyjnym, podwielokrotnej sondzie IRE znakowanej radioaktywnie i przechowywać w temperaturze -80 °C do momentu użycia. Zamrożone porcje można stosować do 3 tygodni.</li>
</ol>
5. Przygotowanie natywnego żelu poliakrylamidowego dla EMSA
<ol>
	<li>Złóż żel (16 x 16 cm) za pomocą przekładek 1,5 mm i grzebienia.</li>
	<li>Aby przygotować 6% natywny żel poliakrylamidowy, należy użyć roztworów podstawowych przedstawionych w Tabeli 3. Wymieszać 7,5 ml 40% akrylamidu: bisakrylamid, 5 ml 5x TBE i 37,5 ml podwójnie destylowanegoH2O.</li>
	<li>Dodać 0,5 ml 10% świeżo przygotowanego nadsiarczanu amonu (APS) i 25 μl tetrametyloetylenodiaminy (TEMED).</li>
	<li>Natychmiast wlej roztwór akrylamidu do żelu i pozwól mu spolimeryzować. Odczekaj około 30 minut.</li>
	<li>Zmontuj aparat do elektroforezy z żelem, napełnij zbiorniki 0,5x TBE i podłącz do zasilania.</li>
</ol>
6. Test przesunięcia mobilności elektroforetycznej
<ol>
	<li>Rozcieńczyć 25 μg ekstraktu białkowego z komórek lub tkanek buforem do lizy cytoplazmatycznej (Tabela 1) w całkowitej objętości 10 μl (można również stosować niższe stężenia białka). Trzymaj na lodzie. W razie potrzeby dodać 1 μl rozcieńczonego w stosunku 1:4 2-merkaptoetanolu (2-ME) w celu aktywacji uśpionego IRP1 (stężenie końcowe: 2%)25.</li>
	<li>Rozcieńczyć znakowaną radioaktywnie sondę IRE w podwójnie destylowanymH2Odo 200 000 cpm/μl, podgrzać denaturację w temperaturze 95 °C przez 1 minutę i schłodzić w temperaturze pokojowej przez co najmniej 5 minut.</li>
	<li>Rozpocznij reakcję EMSA, dodając 1 μl znakowanej radioaktywnie sondy IRE do ekstraktu białkowego.</li>
	<li>Inkubować przez 20 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Dodać 1 μl 50 mg/ml heparyny do reakcji (w celu zahamowania niespecyficznych oddziaływań białkowych z sondą9) i kontynuować inkubację przez kolejne 10 minut. Podwielokrotnić roztwór podstawowy heparyny (50 mg/ml) i przechowywać w temperaturze -80 °C.</li>
	<li>W przypadku stosowania długich sond znakowanych radioaktywnie (>60 nukleotydów) dodać 1 μl RNazy T1 (1 U/μl) i inkubować przez 10 minut w temperaturze suchej, aby zmniejszyć niespecyficzne wiązanie białka z sondą i umożliwić lepsze oddzielenie kompleksu RNA/białko podczas elektroforezy.</li>
	<li>Dodać 3 μl buforu ładującego (80% glicerolu + błękit bromofenolowy), wymieszać i obciążyć 6% niedenaturującym żelem poliakrylamidowym.</li>
	<li>Uruchom żel na 60 minut przy napięciu 130 V (5 V/cm).</li>
	<li>Przenieś żel na dużą bibułę filtracyjną i wysusz.</li>
	<li>Wystaw się na film i rozwiń autoradiografię. Czas ekspozycji może wynosić od 1 godziny (lub mniej) do O/N.</li>
</ol>

<ol><li>Fried, M., Crothers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equilibria+and+kinetics+of+lac+repressor-operator+interactions+by+polyacrylamide+gel+electrophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Equilibria and kinetics of lac repressor-operator interactions by polyacrylamide gel electrophoresis.</a> Nucleic Acids Res. 9, 6505-6525 (1981).</li>
<li>Garner, M. M., Revzin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+gel+electrophoresis+method+for+quantifying+the+binding+of+proteins+to+specific+DNA+regions%3A+application+to+components+of+the+Escherichia+coli+lactose+operon+regulatory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">A gel electrophoresis method for quantifying the binding of proteins to specific DNA regions: application to components of the Escherichia coli lactose operon regulatory system.</a> Nucleic Acids Res. 9, 3047-3060 (1981).</li>
<li>Ryder, S. P., Recht, M. I., Williamson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+protein-RNA+interactions+by+gel+mobility+shift%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of protein-RNA interactions by gel mobility shift.</a> Methods Mol Biol. 488, 99-115 (2008).</li>
<li>Hellman, L. M., Fried, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophoretic+mobility+shift+assay+%28EMSA%29+for+detecting+protein-nucleic+acid+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Electrophoretic mobility shift assay (EMSA) for detecting protein-nucleic acid interactions.</a> Nat Protoc. 2, 1849-1861 (2007).</li>
<li>Luscieti, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+mutations+in+the+ferritin-L+iron-responsive+element+that+only+mildly+impair+IRP+binding+cause+hereditary+hyperferritinaemia+cataract+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Orphanet+J+Rare+Dis%22%5BJournal%5D)">Novel mutations in the ferritin-L iron-responsive element that only mildly impair IRP binding cause hereditary hyperferritinaemia cataract syndrome.</a> Orphanet J Rare Dis. 8, 30(2013).</li>
<li>Rio, D. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRio%2C+DC+%22Filter-binding+assay+for+analysis+of+RNA-protein+interactions%22">Filter-binding assay for analysis of RNA-protein interactions</a>. 2012, CSHL Press. Cold Spring Harbor, NY. 1078-1081 (2012).</li>
<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron-mediated+degradation+of+IRP2%3A+an+unexpected+pathway+involving+a+2-oxoglutarate-dependent+oxygenase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Iron-mediated degradation of IRP2: an unexpected pathway involving a 2-oxoglutarate-dependent oxygenase activity.</a> Mol. Cell. Biol. 24, 954-965 (2004).</li>
<li>Leibold, E. A., Munro, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytoplasmic+protein+binds+in+vitro+to+a+highly+conserved+sequence+in+the+5%27+untranslated+regions+of+ferritin+heavy-+and+light-subunit+mRNAs%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Cytoplasmic protein binds in vitro to a highly conserved sequence in the 5' untranslated regions of ferritin heavy- and light-subunit mRNAs.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 85, 2171-2175 (1988).</li>
<li>Haile, D. J., Hentze, M. W., Rouault, T. A., Harford, J. B., Klausner, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+interaction+of+the+iron-responsive+element+binding+protein+with+iron-responsive+RNA+elements%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Regulation of interaction of the iron-responsive element binding protein with iron-responsive RNA elements.</a> Mol. Cell. Biol. 9, 5055-5061 (1989).</li>
<li>Mueller, S., Pantopoulos, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+iron+regulatory+protein-1+%28IRP1%29+by+oxidative+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Activation of iron regulatory protein-1 (IRP1) by oxidative stress.</a> Methods Enzymol. 348, 324-337 (2002).</li>
<li>Wang, J., Pantopoulos, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+cellular+iron+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+J%22%5BJournal%5D)">Regulation of cellular iron metabolism.</a> Biochem J. 434, 365-381 (2011).</li>
<li>Hentze, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+iron-responsive+element+for+the+translational+regulation+of+human+ferritin+mRNA%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Identification of the iron-responsive element for the translational regulation of human ferritin mRNA.</a> Science. 238, 1570-1573 (1987).</li>
<li>Casey, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron-responsive+elements%3A+regulatory+RNA+sequences+that+control+mRNA+levels+and+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Iron-responsive elements: regulatory RNA sequences that control mRNA levels and translation.</a> Science. 240, 924-928 (1988).</li>
<li>Dandekar, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+novel+iron-responsive+element+in+murine+and+human+erythroid+d-aminolevulinic+acid+synthase+mRNA%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Identification of a novel iron-responsive element in murine and human erythroid d-aminolevulinic acid synthase mRNA.</a> EMBO J. 10, 1903-1909 (1991).</li>
<li>Gray, N. K., Pantopoulos, K., Dandekar, T., Ackrell, B. A. C., Hentze, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+regulation+of+mammalian+and+drosophila+citric+acid+cycle+enzymes+via+iron-responsive+elements%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Translational regulation of mammalian and drosophila citric acid cycle enzymes via iron-responsive elements.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93, 4925-4930 (1996).</li>
<li>McKie, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+duodenal+iron-regulated+transporter+IREG1%2C+implicated+in+the+basolateral+transfer+of+iron+to+the+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell%22%5BJournal%5D)">A novel duodenal iron-regulated transporter IREG1, implicated in the basolateral transfer of iron to the circulation.</a> Mol. Cell. 5, 299-309 (2000).</li>
<li>Gunshin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cloning+and+characterization+of+a+mammalian+protein-coupled+metal-ion+transporter%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cloning and characterization of a mammalian protein-coupled metal-ion transporter.</a> Nature. 388, 482-488 (1997).</li>
<li>Sanchez, M., Galy, B., Muckenthaler, M. U., Hentze, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron-regulatory+proteins+limit+hypoxia-inducible+factor-2alpha+expression+in+iron+deficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Struct.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Iron-regulatory proteins limit hypoxia-inducible factor-2alpha expression in iron deficiency.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. 14, 420-426 (2007).</li>
<li>Sanchez, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron+regulation+and+the+cell+cycle%3A+Identification+of+an+iron-responsive+element+in+the+3%27-untranslated+region+of+human+cell+division+cycle+14A+mRNA+by+a+refined+microarray-based+screening+strategy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Iron regulation and the cell cycle: Identification of an iron-responsive element in the 3'-untranslated region of human cell division cycle 14A mRNA by a refined microarray-based screening strategy.</a> J. Biol. Chem. 281, 22865-22874 (2006).</li>
<li>Santos, C. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+iron+responsive+element-like+stem-loop+regulates+alpha-hemoglobin-stabilizing+protein+mRNA%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">An iron responsive element-like stem-loop regulates alpha-hemoglobin-stabilizing protein mRNA.</a> J Biol Chem. 283, 26956-26964 (2008).</li>
<li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Siderophore-mediated+iron+trafficking+in+humans+is+regulated+by+iron%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Med+%28Berl%22%5BJournal%5D)">Siderophore-mediated iron trafficking in humans is regulated by iron.</a> J Mol Med (Berl. 90, 1209-1221 (2012).</li>
<li>Gray, N. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recombinant+iron+regulatory+factor+functions+as+an+iron-responsive+element-binding+protein%2C+a+translational+repressor+and+an+aconitase.+A+functional+assay+for+translational+repression+and+direct+demonstration+of+the+iron+switch%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Recombinant iron regulatory factor functions as an iron-responsive element-binding protein, a translational repressor and an aconitase. A functional assay for translational repression and direct demonstration of the iron switch.</a> Eur. J. Biochem. 218, 657-667 (1993).</li>
<li>Bradford, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+and+sensitive+method+for+the+quantitation+of+microgram+quantities+of+protein+utilizing+the+principle+of+protein-dye+binding%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Biochem%22%5BJournal%5D)">A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.</a> Anal. Biochem. 72, 248-254 (1976).</li>
<li>Testa, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+regulation+of+iron+regulatory+element-binding+protein%28s%29+in+cell+extracts+of+activated+lymphocytes+versus+monocytes-macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Differential regulation of iron regulatory element-binding protein(s) in cell extracts of activated lymphocytes versus monocytes-macrophages.</a> J. Biol. Chem. 266, 13925-13930 (1991).</li>
<li>Hentze, M. W., Rouault, T. A., Harford, J. B., Klausner, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidation-reduction+and+the+molecular+mechanism+of+a+regulated+RNA-protein+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Oxidation-reduction and the molecular mechanism of a regulated RNA-protein interaction.</a> Science. 244, 357-359 (1989).</li>
<li>Meyron-Holtz, E. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+ablations+of+iron+regulatory+proteins+1+and+2+reveal+why+iron+regulatory+protein+2+dominates+iron+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Genetic ablations of iron regulatory proteins 1 and 2 reveal why iron regulatory protein 2 dominates iron homeostasis.</a> EMBO J. 23, 386-395 (2004).</li>
<li>Huang, F. W., Pinkus, J. L., Pinkus, G. S., Fleming, M. D., Andrews, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+juvenile+hemochromatosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">A mouse model of juvenile hemochromatosis.</a> J. Clin. Invest. 115, 2187-2191 (2005).</li>
<li>Sebastiani, G., Pantopoulos, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disorders+associated+with+systemic+or+local+iron+overload%3A+from+pathophysiology+to+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Metallomics%22%5BJournal%5D)">Disorders associated with systemic or local iron overload: from pathophysiology to clinical practice.</a> Metallomics. 3, 971-986 (2011).</li>
<li>Galy, B., Ferring, D., Hentze, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+conditional+alleles+of+the+murine+iron+regulatory+protein+%28IRP%29-1+and+-2+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Generation of conditional alleles of the murine iron regulatory protein (IRP)-1 and -2 genes.</a> Genesis. 43, 181-188 (2005).</li>
<li>Gkouvatsos, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron-dependent+regulation+of+hepcidin+in+Hjv-%2F-+mice%3A+Evidence+that+hemojuvelin+is+dispensable+for+sensing+body+iron+levels%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Iron-dependent regulation of hepcidin in Hjv-/- mice: Evidence that hemojuvelin is dispensable for sensing body iron levels.</a> PLoS ONE. 9, 85530(2014).</li>
<li>Goforth, J. B., Anderson, S. A., Nizzi, C. P., Eisenstein, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+determinants+within+iron-responsive+elements+dictate+iron+regulatory+protein+binding+and+regulatory+hierarchy%5BTitle%5D)+AND+%22RNA%22%5BJournal%5D)">Multiple determinants within iron-responsive elements dictate iron regulatory protein binding and regulatory hierarchy.</a> RNA. 16, 154-169 (2010).</li>
<li>Gopinath, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+of+RNA-protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chim+Acta%22%5BJournal%5D)">Mapping of RNA-protein interactions.</a> Anal Chim Acta. 636, 117-128 (2009).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

W niniejszym artykule opisujemy protokół, który został opracowany w celu zbadania aktywności IRP1 i IRP2 wiążących IRE, i przedstawiamy reprezentatywne dane. Dzięki zastosowaniu różnych sond, protokół ten można również dostosować do badania innych białek wiążących RNA. Krytycznym krokiem jest rozmiar sondy. Stosowanie długich sond, co jest powszechne, gdy dokładne miejsce wiązania jest nieznane, może skutkować powstawaniem kompleksów RNA/białko, które nie migrują inaczej niż wolny RNA. W takim przypadku zaleca się usunię...

EMSA została pierwotnie opracowana do badania związku białek wiążących DNA z docelowymi sekwencjami DNA1,2. Zasada jest podobna w przypadku interakcji RNA/białko3, na których skupia się ten artykuł. Krótko mówiąc, RNA jest naładowany ujemnie i będzie migrować w kierunku anody podczas elektroforezy bez denaturacji w żelach poliakrylamidowych (lub agarozowych). Migracja w obrębie żelu zależy od wielkości RNA, która jest proporcjonalna do jego ładunku. Specyficzne wiązanie białka z RNA zmienia jego ruchliwość, a kompleks migruje wolniej w porównaniu z wolnym RNA. Wynika to głównie ze wzrostu masy cząsteczkowej, ale także ze zmian w ładunku i ewentualnie konformacji. Wykorzystanie znakowanego RNA jako sondy umożliwia łatwe monitorowanie "opóźnienia żelu" lub "przesunięcia pasma". Użycie 32sond RNA znakowanych P jest bardzo powszechne i zapewnia wysoką czułość. Migracja kompleksów RNA/białko i wolnego RNA jest wykrywana za pomocą autoradiografii. Wadami są krótki okres półtrwania wynoszący 32P (14,29 dni), stopniowe pogarszanie się jakości sondy z powodu radiolizy, wymóg licencji radioaktywnej i infrastruktury do pracy radioaktywnej oraz potencjalne obawy dotyczące bezpieczeństwa biologicznego. W związku z tym opracowano alternatywne, nieizotopowe metody znakowania sondy RNA, na przykład za pomocą fluoroforów lub biotyny, które umożliwiają detekcję za pomocą obrazowania fluorescencyjnego lub chemiluminescencyjnego4,5. Ograniczeniami tych metod są wyższe koszty i często zmniejszona czułość w porównaniu z znakowaniem izotopowym oraz możliwość zakłócania interakcji RNA/białko przez znaczniki nieizotopowe. Niedenaturujące żele poliakrylamidowe nadają się do większości zastosowań EMSA i są powszechnie stosowane. Czasami żele agarozowe mogą stanowić alternatywę dla analizy dużych kompleksów.
Główną zaletą EMSA jest to, że łączy w sobie prostotę, czułość i solidność4. Test można wykonać w ciągu kilku godzin i nie wymaga zaawansowanego oprzyrządowania. Oddziaływania RNA/białko mogą być wykrywane przez EMSA w stężeniach tak niskich, jak 0,1 nM lub mniej, i w szerokim zakresie warunków wiązania (pH 4,0 - 9,5, stężenie soli jednowartościowej 1 - 300 mM i temperatura 0 - 60 °C).
Tworzenie kompleksu RNA/białko można również badać za pomocą testu wiązania filtra. Jest to prosta, szybka i niedroga procedura polegająca na zatrzymaniu kompleksów RNA/białko w filtrze nitrocelulozowym, podczas gdy wolna sonda RNA przechodzi przez6. W porównaniu z EMSA jest ona ograniczona w przypadkach, gdy sonda RNA zawiera wiele miejsc wiązania lub surowy ekstrakt zawiera więcej niż jedno białko wiążące RNA, które wiąże się z sondą w tym samym miejscu. Podczas gdy wiele interakcji RNA/białko uniknie wykrycia przez test wiązania filtra, można je łatwo zwizualizować za pomocą EMSA. W niektórych przypadkach wizualizacja jest możliwa nawet wtedy, gdy dwa kompleksy RNA/białko współmigrują (na przykład ludzkie kompleksy IRP1/IRE i IRP2/IRE), dodając przeciwciało przeciwko jednemu z białek wiążących RNA do reakcji EMSA, powodując dalsze opóźnienie żelu ("supershift")7.
EMSA jest szeroko stosowana do badania IRP1 i IRP2, które są potranskrypcyjnymi regulatorami metabolizmu żelaza8-10. Działają poprzez wiązanie się z IRE, filogenetycznie zachowanymi strukturami spinki do włosów w UTR kilku mRNA11. IRE zostały po raz pierwszy odkryte w mRNA kodujących ferrytynę12 i receptor transferyny 1 (TfR1)13, białka odpowiednio magazynujące i wychwytywane żelazo. Później IRE znaleziono w swoistej dla erytroidu syntazie aminolewulinianu (ALAS2)14, tojadazie mitochondrialnej15, ferroportynie16, transporterze metali dwuwartościowych 1 (DMT1)17, czynniku indukowanym hipoksją 2α (HIF2α)18 i innych mRNA19-21. Prototypowe mRNA H- i L-ferrytyny zawierają jeden IRE w swoim 5' UTR, podczas gdy mRNA TfR1 zawiera wiele IRE w swoim 3' UTR. Interakcje IRE/IRP specyficznie hamują translację mRNA ferrytyny poprzez steryczne blokowanie jej asocjacji podjednostki rybosomalnej 43S; ponadto stabilizują mRNA TfR1 przed rozszczepieniem endonukleolitycznym . IRP1 i IRP2 mają duże podobieństwo sekwencji i wykazują wysoką aktywność wiązania IRE w komórkach pozbawionych żelaza. W komórkach bogatych w żelazo IRP1 gromadzi klaster szebanowy Fe-S, który przekształca go w tojadę cytozolową kosztem jego aktywności wiążącej IRE, podczas gdy IRP2 ulega degradacji proteasomalnej. Tak więc oddziaływania IRE/IRP zależą od stanu żelaza w komórkach, ale są również regulowane przez inne sygnały, takie jakH2O2, tlenek azotu (NO) lub niedotlenienie. W tym miejscu opisujemy protokół oceny aktywności wiązania IRE z surowych ekstraktów komórkowych i tkankowych przez EMSA. Użyliśmy sondy IRE H-ferrytyny znakowanej 32P, która została wygenerowana przez transkrypcję in vitro z plazmidowej matrycy DNA (I-12.CAT), w której sekwencja IRE została pierwotnie wprowadzona w orientacji zmysłowej poniżej miejsca polimerazy T7 RNA poprzez klonowanie wyżarzonych syntetycznych oligonukleotydów 22.

<table><tbody><tr><td>leupeptyna</td><td>SIGMA</td><td>L2884</td><td></td></tr><tr><td>PMSF</td><td>SIGMA</td><td>78830</td><td></td></tr><tr><td>Test białka BioRad</td><td>BIORAD</td><td>500-0006</td><td></td></tr><tr><td>Polimeraza RNA T7</td><td>Thermoscientific</td><td>EPO111</td><td></td></tr><tr><td>Inhibitor RNazy</td><td>Invitrogen</td><td>15518-012</td><td></td></tr><tr><td>UTP [alfa-32P]</td><td>Perkin-Elmer</td><td></td><td></td>NEG507H</tr><tr><td>Ciecz scyntylacyjna</td><td>Beckman Coulter</td><td>141349</td><td></td></tr><tr><td>heparyna</td><td>SIGMA</td><td>H0777</td><td></td></tr><tr><td>Rnaza T1</td><td>Thermoscientific</td><td>EN0541</td><td></td></tr><tr><td>Nazwa urządzenia</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ruptor</td><td>tkankowy Qiagen</td><td>9001271</td><td></td></tr><tr><td>Licznik scyntylacyjny</td><td>Beckman Coulter</td><td>LS6500</td><td></td></tr><tr><td>Protean II xi Cell</td><td>BIORAD</td><td>165-1834</td><td></td></tr><tr><td>Grzebienie 20-dołkowe</td><td>BIORAD</td><td>165-1868</td> Przekładki <td>1,5 mm o grubości 1,5</td></tr><tr><td>mm</td><td>BIORAD</td><td>165-1849</td><td></td></tr><tr><td>PowerPac</td><td>BIORAD</td><td>164-5070</td><td></td></tr></tbody></table>

test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (emsa) do badania interakcji rna-białko: przykład ire/irp

Electrophoretic Mobility Shift Assay (EMSA) for the Study of RNA-Protein Interactions: The IRE/IRP Example

Interakcje RNA/białko są kluczowe dla potranskrypcyjnych szlaków regulacyjnych. Do najlepiej scharakteryzowanych cytozolowych białek wiążących RNA należą białka regulatorowe żelaza, IRP1 i IRP2. Wiążą się z pierwiastkami reagującymi na żelazo (IRE) w regionach nieulegających translacji (UTR) kilku docelowych mRNA, kontrolując w ten sposób translację lub stabilność mRNA. Interakcje IRE/IRP były szeroko badane przez EMSA. W tym miejscu opisujemy protokół EMSA do analizy aktywności wiążącej IRE IRP1 i IRP2, który można uogólnić w celu oceny aktywności również innych białek wiążących RNA. Surowy lizat białkowy zawierający białko wiążące RNA lub oczyszczony preparat tego białka inkubuje się z nadmiarem32 sondy RNA znakowanej P, co pozwala na tworzenie kompleksu. Heparyna jest dodawana w celu wykluczenia niespecyficznego wiązania białka z sondą. Następnie mieszanina jest analizowana za pomocą elektroforezy niedenaturującej na żelu poliakrylamidowym. Wolna sonda migruje szybko, podczas gdy kompleks RNA/białko wykazuje opóźnioną ruchliwość; W związku z tym procedura jest również nazywana testem "opóźnienia żelu" lub "przesunięcia pasmowego". Po zakończeniu elektroforezy żel jest suszony, a kompleksy RNA/białko oraz wolna sonda są wykrywane za pomocą autoradiografii. Ogólnym celem protokołu jest wykrycie i ilościowe określenie IRE/IRP i innych interakcji RNA/białko. Co więcej, EMSA może być również wykorzystywana do określania swoistości, powinowactwa wiązania i stechiometrii badanej interakcji RNA/białko.

Przygotowano radioznakowaną sondę IRE, zgodnie z opisem w sekcjach 3 i 4 protokołu. Sekwencja sondy wynosiła 5'-GGGCGAAUUC GAGCUCGGUA CCCGGGGAUC CUGCUUCAAC AGUGCUUGGA CGGAUCCU-3'; pogrubione nukleotydy reprezentują nieparowany resztę C oraz pętlę, które są kluczowymi cechami IRE. Aktywność właściwa sondy wynosiła 4,5 x 109 cpm/μg RNA.
Aby ocenić wpływ zaburzeń poziomu żelaza na aktywność wiązania IRE, makrofagi mysie RAW264.7 pozostawiono bez obróbk...

Tutaj prezentujemy protokół do analizy interakcji RNA/białko. Test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (EMSA) opiera się na zróżnicowanej migracji kompleksów RNA/białko i wolnego RNA podczas natywnej elektroforezy żelowej. Za pomocą znakowanej radioaktywnie sondy RNA, kompleksy RNA/białko można uwidocznić za pomocą autoradiografii.

Test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (EMSA) do badania interakcji RNA-białko: przykład IRE/IRP

RNA/protein interactions are critical for post-transcriptional regulatory pathways. Among the best-characterized cytosolic RNA-binding proteins are iron ...

Ogólnym celem poniższego eksperymentu jest analiza interakcji białek RNA z ekstraktów komórkowych przy użyciu testu przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej. Osiąga się to poprzez przygotowanie najpierw ekstraktu białkowego z komórek lub tkanek w oddzielnym etapie, syntetyzowana i oczyszczana jest specyficzna dla genu sonda RNA znakowana radiowo. Ekstrakt białkowy jest następnie mieszany ze znakowaną sondą RNA, aby umożliwić tworzenie specyficznych kompleksów białkowych RNA.Na koniec produkt reakcji jest ładowany do niedenaturującego żelu poliakrylamidowego i analizowany za pomocą sondy RNA wolnej od elektroforezy jest oddzielany od kompleksów białkowych RNA ze względu na jego szybszą ruchliwość. Test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej jest szeroko stosowany do analizy interakcji białek RNA. Mogliśmy przeanalizować wiązanie białek regulatorowych żelaza, IRP jeden i IRP 2 z ich docelowym elementem RNA.Ale metoda ta może być również zastosowana do badania innych białek wiążących RNA, wykazując, że ta procedura zostanie wykonana przez dr Kaina z Filipin w moim laboratorium oraz przez dr Nicole Wilkinson, doktora habilitowanego ds. komórek przylegających do naczyń. Umyj komórki dwukrotnie lodowatym PBS, a następnie dodaj jeden mililitr lodowatego PBS i zbierz komórki za pomocą plastikowego skrobaka do komórek. Przenieś luźną zawiesinę komórkową do świeżej probówki wirówkowej o pojemności 1,5 mililitra.Umieść probówkę we wstępnie schłodzonej mikrowirówce o temperaturze czterech stopni Celsjusza. Wiruj z małą prędkością przez pięć minut i zasysaj sup natant. Komórki pojawią się jako biała granulka na dnie probówki.Na każde 10 milionów zebranych komórek dodaj 100 mikrolitrów lodowatego buforu do lizy cytoplazmatycznej. Poluzować osad komórkowy, pipetując kilkakrotnie w górę i w dół, a następnie inkubować zawiesinę na lodzie przez 20 minut. Spowoduje to rozpuszczenie błony komórkowej i uwolnienie całej zawartości cytozolowej do buforu.Aby wyizolować rozpuszczoną frakcję cytozolową, należy obracać probówkę z pełną prędkością przez 10 minut w wirówce o temperaturze czterech stopni Celsjusza, przenieść oczyszczony snat do nowej 1,5 mililitrowej probówki na lodzie i wyrzucić osad. Następnie określ całkowite stężenie białka w powstałym ekstrakcie cytoplazmatycznym za pomocą testu Bradforda. Otrzymany ekstrakt cytoplazmatyczny podzielić podzielić na mniejsze probówki i przechowywać w temperaturze ujemnej 80 stopni Celsjusza do momentu użycia do produkcji ekstraktów cytoplazmatycznych ze świeżych tkanek.Rozpocznij proces zbioru, kładąc uśpione zwierzę na czystej podkładce nad deską sekcyjną. Otwórz brzuch nożyczkami. Usuń wątrobę i śledzionę za pomocą nożyczek i kleszczy.Opłucz każdą tkankę w około 50 mililitrach lodowatego PBS, aby zapobiec degradacji tkanek. Natychmiast pokrój tkanki na małe kawałki około jednego do dwóch milimetrów sześciennych za pomocą skalpela. Umieść chusteczki w świeżej probówce kriogenicznej i zatrzaśnij.Zamrażać próbkę w ciekłym azocie. Zamrożone chusteczki przechowuj w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza, aż będą potrzebne. Rozpocznij wytwarzanie ekstraktu cytoplazmatycznego od przeniesienia wcześniej zamrożonej próbki tkanki do dwumililitrowej probówki z płaskim dnem zawierającej od 250 do 500 mikrolitrów lodowatego buforu do lizy.Umieść końcówkę homogenizatora tkankowego w probówce i włącz aparat ze średnią mocą. Po 10 sekundach homogenizacji natychmiast umieść probówkę na lodzie na 20 minut, aby zapobiec denaturacji białek. Aby wyizolować frakcję cytozolową, należy obracać probówkę z pełną prędkością przez 10 minut w wirówce o temperaturze czterech stopni Celsjusza, przenieść sklarowany supernatant do nowej 1,5 mililitrowej probówki na lodzie i wyrzucić osad.Określić całkowite stężenie białka w otrzymanym ekstrakcie cytoplazmatycznym za pomocą testu Bradforda. Powstały ekstrakt cytoplazmatyczny należy przelać do mniejszych probówek i przechowywać w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza, aż będzie potrzebny. Zanim przejdziesz do protokołu, skonfiguruj stół warsztatowy bezpieczny przed promieniowaniem wraz z licznikiem Geigera z osłoną z pleksiglasu.Wykonaj cytometryczne znaczniki monitora na fartuchach laboratoryjnych i odpowiednich pojemnikach na ostre narzędzia i odpady bez ostrej promieniowania. Zaczynając od de linearyzowanego plazmidu DNA zawierającego sklonowany element odpowiedzi żelaza. Jako matrycę należy ustawić 20-mikrolitrową reakcję transkrypcji RNA in vitro, mieszając bufor reakcyjny matrycy, częściowo radioaktywne nukleotydy i polimerazę RNA za pomocą pipety w temperaturze pokojowej.Aby rozpocząć syntezę RNA, należy inkubować próbkę w temperaturze 40 stopni Celsjusza przez godzinę. Zakończ reakcję transkrypcji in vitro, dodając jeden mikrolitr 0,5 molowego EDTA pH 8,0. Wymieszać EDTA, pipetując w górę i w dół.Teraz użyj standardowego protokołu wytrącania alkoholu, aby oczyścić produkt RNA. Na początek dodaj 10 mikrolitrów TRNA i 82,5 mikrolitrów trzymolowego octanu sodu o pH 5,2 do mieszaniny po syntezie i wiruj. Mieszanie TRNA będzie działać jako nośnik wytrącający i zwiększy ostateczną wydajność RNA w celu wytrącenia RNA.Dodaj 273 mikrolitry 95 do 100% etanolu i wymieszaj przez wirowanie. Pozwól, aby reakcja wytrącania postępowała, pozostawiając probówkę na stole na 10 minut w temperaturze pokojowej w celu wyizolowania RNA, odwiruj probówkę w wirówce o temperaturze pokojowej z pełną prędkością przez 10 minut. Za pomocą pipety ostrożnie wyrzucić supernatant i nie naruszać osadu.Wytrącone RNA może występować w postaci małego białego osadu w pobliżu dna probówki lub może być niewidoczne gołym okiem. Umyj granulkę, dodając od 100 do 500 mikrolitrów 70% etanolu. Wirować próbkę z pełną prędkością przez 10 minut w temperaturze pokojowej, a następnie zdekantować naciat pokrywką.Otwórz osad RNA, pozostawiając otwartą probówkę na stole na 10 do 15 minut. Rozpuść stały RNA znakowany radiowo, dodając 100 mikrolitrów wody wolnej od nukleaz. Określ ilościowo zakres włączenia radioaktywnych nukleotydów, umieszczając roztwór RNA w płynnym roztworze Counter Eloqua.Znakowaną radiowo sondę RNA umieścić w mniejszych probówkach i przechowywać w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza, aż będzie potrzebna. Zamrożone podwielokrotności można stosować do trzech tygodni przed rozpoczęciem testu przesunięcia elektroforetycznego, należy przygotować standardowy 6% niedenaturujący żel akrylowy o wielkości co najmniej 16 na 16 centymetrów, aby ułatwić większe objętości próbek na pas. I aby zwiększyć stabilność mechaniczną żelu tej wielkości.Używaj szklanych przekładek i grzebieni o grubości co najmniej jednego milimetra. Aby rozpocząć test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej, należy rozmrozić wcześniej zamrożony lizat cytoplazmatyczny i znakowane radiowo sondy RNA na oczach w poszukiwaniu składnika białkowego eksperymentu. Rozcieńczyć 25 mikrogramów ekstraktu cytoplazmatycznego buforem do lizy cytoplazmatycznej do uzyskania końcowej całkowitej objętości 10 mikrolitrów.W razie potrzeby dodaj jeden mikrolitr dwóch roztworów podstawowych do mieszaniny i trzymaj próbkę białka na lodzie. W przypadku składnika RNA rozcieńczyć znakowaną radiowo sondę RNA w wodzie wolnej od nukleaz do 200 000 zliczeń na minutę na mikrolitr, aby narodzić RNA w temperaturze 95 stopni Celsjusza przez jedną minutę i schłodzić roztwór w temperaturze pokojowej przez co najmniej pięć minut. Aby zainicjować reakcję wiązania białka RNA, dodaj jeden mikrolitr znakowanej radiowo sondy RNA do ekstraktu białkowego, aby umożliwić wiązanie przez 20 minut w temperaturze pokojowej.Aby zwiększyć swoistość testu przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej, dodaj do reakcji jeden mikrolitr bulionu heparyny. Jeśli znakowane radioaktywnie sondy RNA są dłuższe niż 60 nukleotydów, dodaj dodatkowy jeden mikrolitr RNA T. Pozwól, aby reakcja wiązania trwała przez kolejne 10 minut w temperaturze pokojowej, aby jeszcze bardziej zwiększyć specyficzność i umożliwić lepszą separację kompleksu białkowego RNA.Dodaj trzy mikrolitry bufora ładującego i pipety w górę iw dół, aby wymieszać. Następnie załaduj całą reakcję na 6% żel akrylowy i uruchom żel pod napięciem pięciu woltów na centymetr przez 60 minut. Upewnij się, że urządzenie jest pokryte odpowiednią osłoną przed promieniowaniem.Zdemontuj aparat żelowy i przenieś żel na dużą bibułę filtracyjną. Wysuszyć żel za pomocą próżniowego urządzenia do suszenia żelu w ciemnym pomieszczeniu. Umieść kombinację żelu i bibuły filtracyjnej na wierzchu kawałka.Film po naświetleniu wywołaj i wysusz film. Optymalny czas ekspozycji może wahać się od jednej godziny do nocy. Można ocenić zależną od żelaza zdolność wiązania I RRP 1 i I RRP 2 z radioaktywnymi sondami IRE w komórkach hodowli tkankowej o zmiennej zawartości żelaza.W ten sposób aktywność wiązania IRE jest indukowana w komórkach zubożonych w żelazo, wcześniej traktowanych K, a następnie deferoksaminą. I odwrotnie, aktywność wiązania IRE jest tłumiona w komórkach obciążonych żelazem, które wcześniej były traktowane hemanem w komórkach obciążonych żelazem. Aktywność wiązania IRE I RRP jeden jest tracona po złożeniu klastra siarki żelaza, podczas gdy I RRP dwa ulega degradacji zależnej od żelaza.Klaster komórek żelaza IRP one może zostać zniszczony przez traktowanie ekstraktów komórkowych 2%two me, co pozwala monitorować jego uśpioną aktywność wiązania IRE. Aktywność I RRP dwa nie jest odzyskiwana przez dwa ja. W tym następnym eksperymencie aktywność wiązania IRE I RRP jeden i IRP 2 w funkcji stężenia żelaza w komórkach ocenia się w kontekście świeżych tkanek wątroby dzikich myszy z nokautem RRP typu I i dwóch RRP z nokautem.Tutaj dane pokazują, że karmienie myszy dietą o wysokiej zawartości żelaza, o której wiadomo, że zwiększa obciążenie żelaza w wątrobie, sprzyja zmniejszeniu aktywności wiązania IRE I RRP jeden i IRP 2 w ekstraktach wątrobowych myszy typu dzikiego. I rrp dwa kompleksy IRE są zniekształcone przez obecność I RRP jeden. Są one łatwo wizualizowane w ekstraktach wątrobowych myszy z nokautem I RRP one.W tym przypadku dieta bogata w żelazo prowadzi do całkowitej dezaktywacji IRP dwa. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak analizować interakcje białek RNA za pomocą testu przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej. Pamiętaj, że jakość sondy RNA ma kluczowe znaczenie dla sukcesu.

electrophoretic-mobility-shift-assay-emsa-for-study-rna-protein

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ze względu na przejściowy charakter pre-mRNA, jego izolacja i badanie in vivo mogą być trudne. Przedstawiamy tutaj nowatorskie podejście in vitro do badania oddziaływań RNA-białko z wykorzystaniem syntetycznej puli oligonukleotydów, która pokrywa wybrane regiony pre-mRNA.

Szybka metoda wysokoprzepustowa mapowania rybonukleoprotein (RNP) na ludzkim pre-mRNA

W tym filmie demonstrujemy test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej do wykrywania interakcji białko-DNA za pomocą sond DNA znakowanych fluorescencyjnie w podczerwieni. Kiedy białko wiąże się z sondą DNA, tworzy duży kompleks, który migruje powoli i pojawia się jako przesunięta prążek na żelu.

Test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej do wykrywania kompleksów czynnik transkrypcyjny-DNA

W tym filmie opisujemy systematyczną ewolucję ligandów metodą wykładniczego wzbogacania (SELEX) w celu identyfikacji specyficznych sekwencji wiążących RNA dla docelowego białka. Białko jest inkubowane z dużą pulą randomizowanych sekwencji RNA, a sekwencje RNA wiążące białka są izolowane, amplifikowane PCR i sekwencjonowane w celu zidentyfikowania ich miejsc wiązania białek.

Test wiązania in vitro oparty na SELEX w celu identyfikacji interakcji RNA-białko

Przedstawiamy strategiczny plan i protokół identyfikacji niekodujących wariantów genetycznych wpływających na wiązanie DNA czynnika transkrypcyjnego (TF). Przedstawiono szczegółowy protokół eksperymentalny dla testu przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (EMSA) i testu powinowactwa DNA (DAPA) analizy wiązania TF DNA zależnego od genotypu.

Badania przesiewowe w kierunku funkcjonalnych niekodujących wariantów genetycznych przy użyciu testu przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (EMSA) i testu precypitacji powinowactwa DNA (DAPA)

Opisujemy tutaj zoptymalizowany protokół fluorescencyjnych testów przesunięcia mobilności elektroforetycznej (fEMSA) przy użyciu oczyszczonych białek SOX-2 wraz z sondami DNA znakowanymi barwnikiem fluorescencyjnym w podczerwieni jako studium przypadku, aby rozwiązać ważne pytanie biologiczne.

Zoptymalizowany protokół do oznaczania przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej przy użyciu oligonukleotydów znakowanych barwnikiem fluorescencyjnym w podczerwieni

Natywna elektroforeza w żelu poliakrylamidowym jest podstawowym narzędziem do analizy interakcji RNA-białko. Tradycyjnie w większości eksperymentów używano żeli pionowych. Jednak żele poziome mają kilka zalet, takich jak możliwość monitorowania kompleksów podczas elektroforezy. Udostępniamy szczegółowy protokół generowania i stosowania poziomej natywnej elektroforezy żelowej.

Pozioma elektroforeza żelowa w celu lepszego wykrywania kompleksów białko-RNA

Mutageneza ukierunkowana na miejsce jest techniką używaną do wprowadzania specyficznych mutacji w kwasie dezoksyrybonukleinowym (DNA). Protokół ten opisuje, jak przeprowadzić mutagenezę ukierunkowaną na miejsce za pomocą 2-etapowego i 3-etapowego podejścia opartego na reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR), które ma zastosowanie do dowolnego fragmentu DNA będącego przedmiotem zainteresowania.

Mutageneza ukierunkowana na miejsce w eksperymentach in vitro i in vivo na przykładzie interakcji RNA w Escherichia coli

W tej metodzie, określamy ilościowo powinowactwo wiązania białek wiążących RNA (RBP) do pokrewnych i niepokrewnych miejsc wiązania za pomocą prostego, żywego, reporterowego testu w komórkach bakteryjnych. Test opiera się na represji genu reporterowego.

Test do ilościowego określania wiązania białka-RNA u bakterii

Przedstawione tutaj są protokoły do testów biochemicznych in vitro z wykorzystaniem etykiet biotyny, które mogą być szeroko stosowane do badania interakcji białko-kwas nukleinowy.

Testy biochemiczne in vitro z wykorzystaniem etykiet biotyny do badania interakcji białko-kwas nukleinowy

Tutaj prezentujemy protokół wzbogacania endogennych miejsc wiązania RNA lub "śladów" kompleksów RNA:białko (RNP) z komórek ssaków. Podejście to obejmuje dwie immunoprecypitacje podjednostek RNP i dlatego nazywa się immunoprecypitacją RNA w tandemie (RIPiT).

Identyfikacja śladów RNA:Kompleksy białkowe poprzez immunoprecypitację RNA w tandemie, a następnie sekwencjonowanie (RIPiT-Seq)

Poznaj metodę EMSA do analizy interakcji RNA-białko z wykorzystaniem radiolabelowanego sondy RNA i elektroforezy w żelu poliakrylamidowym. Technika ta pozwala wizualizować kompleksy RNA-białko i badać dynamikę wiązania białek regulacyjnych żelaza.

Test przesunięcia ruchliwości elektroforetycznej (EMSA) do badania interakcji RNA-białko: przykład IRE/IRP

Przeglądaj więcej filmów