Name: Metoda wstrzykiwania zwojów nerwowych bez dawki u szczura Sprague-Dawley (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: Poznaj metodę wstrzykiwania neurochemikaliów do zwojów nerwowych u szczura Sprague-Dawley w celu badania aktywności nerwu błędnego. Technika ta pozwala obserwować fizjologiczne odpowiedzi, takie jak bezdech, po infuzji serotoniny.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

To badanie było wspierane przez National Institutes of Health (Grant 1UM1HL112856).

Wszystkie procedury i protokoły zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Illinois w Chicago. Opisane tutaj eksperymenty są ostrymi eksperymentami bez przeżycia i nie stosowano maści do oczu. Utrzymanie sterylnych warunków ma miejsce tylko wtedy, gdy narzędzia chirurgiczne są myte 70% etanolem w DiH2O. Ofiara szczurów pod koniec eksperymentu nastąpiła w wyniku przedawkowania ketaminy / ksylazyny dożylnie.
1. Przygotowanie instrumentów i chemikaliów
<ol>
	<li>Przygotować roztwór podstawowy 0,05 M 5-HT HCl w PBS. Następnie rozcieńczyć bulion PBS do końcowego stężenia 5-HT 0,203 mM.</li>
	<li>Rozcieńczyć dronabinol w oleju sezamowym w stężeniu 20 μg/μl.</li>
	<li>Wytnij rurkę z polietylenu (PE)-50 o długości 20 cm (średnica zewnętrzna 0,58 mm, średnica zewnętrzna 0,965 mm). Na jednym końcu rurki odetnij skośną końcówkę nożyczkami, a na drugim kwadratowym końcu włóż igłę o wadze 23 g. Podłączyć igłę o sile 23 g do strzykawki o pojemności 1 ml i napełnić ją 0,3 ml heparyny o stężeniu 50 j/ml.</li>
	<li>Wytnij cztery kawałki plecionej jedwabnej nici 4-0 i odłóż na bok.</li>
	<li>Sterylizuj nożyczki chirurgiczne, 2 zakrzywione kleszcze Graefe i 3 mikrozaciski z 70% etanolem w diH2O.</li>
</ol>
2. Cewnikowanie żyły udowej
Protokół cewnikowania został zmodyfikowany przez Jespersen et al. 21
<ol>
	<li>Znieczulić szczura Sprague-Dawley dootrzewnową (IP) ketaminą/ksylazyną (100 mg/kg: 10 mg/kg). Uszczypnij palec u nogi szczura i obserwuj każdy ruch, aby potwierdzić prawidłowy poziom znieczulenia. Ogol brzuszną część lewego uda i brzuszną część szyi. Jeśli to konieczne, przez lokalną Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt, nałóż maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Zabezpiecz szczura w pozycji leżącej na desce chirurgicznej. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby odciąć skórę w lewym tylnym udzie.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy przeprowadź rozwarstwienie mięśnia powierzchownego, aby odsłonić żyłę udową. Użyj kleszczy, aby oddzielić żyłę od tętnicy udowej i umieść 2 nitki wokół żyły udowej.</li>
	<li>Użyj zakrzywionych kleszczy Graefe, aby podciągnąć żyłę, aby zatrzymać przepływ krwi. Za pomocą igły strzykawkowej 22 G nakłuć żyłę udową, a następnie wprowadzić ścięty koniec rurki PE-50 do żyły.</li>
	<li>Sprawdź, czy rurka PE-50 została prawidłowo włożona, cofając tłok strzykawki. Krew powinna być widoczna w rurce PE-50. Zawiąż 2 węzły wokół żyły i rurki PE-50 za pomocą 2 gwintów.</li>
</ol>
3. Bezdech indukowany przez 5-HT za pomocą infuzji dożylnej
<ol>
	<li>Umieść piezoelektryczny tensometr wokół szczura, aby zmierzyć oddech.</li>
	<li>Zmień ustawienia amppoziom wzmocnienia elektronicznego amplifier za pomocą amplifier oprogramowanie na komputerze: aby wzmocnić (100x) i filtr pasmowo-przepustowy (1-10 Hz) sygnały oddechowe uzyskane z tensometru, ustaw "filtr highpas" na "AC @ 1 HZ" i "Filtr dolnoprzepustowy" na "10 Hz" i ustaw amplifikacja, wprowadzając "10" dla "Początkowego wzmocnienia" i "100" dla "Całkowitego wzmocnienia". ".</li>
	<li>Zmień ustawienia częstotliwości próbkowania, otwierając "Wejście analogowe" za pomocą oprogramowania do nagrywania na komputerze. Aby zdigitalizować (częstotliwość próbkowania 500 Hz) za pomocą przetwornika analogowo-cyfrowego, należy "próbkować" z częstotliwością "1,000 Hz" i "pominąć" co drugi punkt nagrywania o "1" (efektywna częstotliwość próbkowania 500 Hz), a następnie nagrać sygnał za pomocą oprogramowania do nagrywania.</li>
	<li>Wyjąć strzykawkę o pojemności 1 ml z cewnika i włożyć do cewnika precyzyjną szklaną strzykawkę o pojemności 500 μl wypełnioną 0,203 mM 5-HT.</li>
	<li>Umieścić precyzyjną szklaną strzykawkę o pojemności 500 μl w pompie infuzyjnej. Podawać w infuzji 12,5 μg/kg na 350 μl/kg roztworu 5-HT z szybkością 63 ml/godz. Wykonaj wielokrotne wlewy i obserwuj bezdech u szczurów, który jest postrzegany jako przerwa w oddychaniu (≥ 2,5 sekundy) w zarejestrowanych sygnałach oddechowych na monitorze komputera.</li>
	<li>Przed przystąpieniem do operacji szyi monitoruj wzorzec oddychania i sprawdź, czy u szczura nie ma odruchu bólowego spowodowanego uszczypnięciem palca u nogi. Jeśli oddech jest nieregularny lub występuje odruch bólowy spowodowany uszczypnięciem palca u nogi, należy podać ketaminę/ksylazynę IP (100 mg/kg:5 mg/kg), a następnie ponownie potwierdzić prawidłowy poziom znieczulenia.</li>
</ol>
4. Operacja szyi w celu odsłonięcia zwojów bez dawki
<ol>
	<li>Zabezpiecz szczura w pozycji leżącej na desce chirurgicznej. Wykonaj podłużne cięcie w linii środkowej za pomocą nożyczek chirurgicznych na szyi.</li>
	<li>Stosując rozwarstwienie mięśnia platysma (za pomocą 2 mikrozacisków, aby utrzymać ten mięsień z dala od pola operacyjnego), odsłoń mięśnie mostkowe i omohyoideus. Oddziel te mięśnie, aby odsłonić tętnicę szyjną wewnętrzną i jedną z jej gałęzi, tętnicę skrzydłowo-podniebienną.</li>
	<li>Obserwuj, jak nerw błędny biegnie wzdłuż tętnicy szyjnej wewnętrznej, a następnie wzdłuż tętnicy skrzydłowo-podniebiennej. Obserwuj, jak nerw błędny i tętnica skrzydłowo-podniebienna, wraz z nerwem językowo-gardłowym (nerw czaszkowy IX) i nerwem dodatkowym rdzeniowym (nerw czaszkowy XI), wchodzą do tylnego otworu szarpanego u podstawy czaszki.</li>
	<li>Zauważ, że zwój nodose jest wyświetlany jako obrzęk nerwu błędnego tuż przed wejściem do tylnego otworu szarpanego. Zauważ również, że gałęzie nerwu gardłowego i krtaniowego odchodzą odpowiednio od przedniej i tylnej części zwoju nodose. 5</li>
	<li>Za pomocą kleszczy Graefe oddziel nerw błędny od tętnic i umieść kawałek nici wokół nerwu błędnego. Umieść zacisk na nitce, aby lekko naprężyć nerw błędny i oczyść zwój bez dawki z tkanki łącznej, aby zapewnić mniejszy opór podczas wstrzykiwania.</li>
	<li>Powtórzyć bezdech wywołany przez 5-HT, jak podano w punkcie 3, aby potwierdzić, że nie doszło do uszkodzenia zwojów nerwowych bez dawki.</li>
</ol>
5. Wstrzyknięcie dronabinolu do zwojów dondonozowych
<ol>
	<li>Napełnij gazoszczelną, precyzyjną szklaną strzykawkę o pojemności 10 μl wyposażoną w specjalnie wykonaną igłę półcalową o wadze 28 g z końcówką ściętą pod kątem 35° 5 μl dronabinolu w oleju sezamowym.</li>
	<li>Umieść mikrozacisk na nitce, aby lekko napiąć nerw błędny i nakłuć zwój nodose, uważając, aby go nie przebić. Powoli wciskać strzykawkę (≥ 60 sekund), aby wstrzyknąć całą zawartość strzykawki. Należy pamiętać, że część zawartości strzykawki wycieknie z ganglionu.</li>
	<li>Powtórzyć bezdech wywołany przez 5-HT, jak podano w punkcie 3.</li>
</ol>

<ol><li>Zhuo, H., Ichikawa, H., Helke, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurochemistry+of+the+nodose+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neurochemistry of the nodose ganglion.</a> Prog. Neurobiol. 52 (2), 79-107 (1997).</li>
<li>Carley, D. W., Radulovacki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacology+of+vagal+afferent+influences+on+disordered+breathing+during+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Pharmacology of vagal afferent influences on disordered breathing during sleep.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 164 (1-2), 197-203 (2008).</li>
<li>Kuo, P., Holloway, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+acid+suppression%3A+new+pharmacologic+approaches+for+treatment+of+GERD%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Gastroenterol.+Rep%22%5BJournal%5D)">Beyond acid suppression: new pharmacologic approaches for treatment of GERD.</a> Curr. Gastroenterol. Rep. 12 (3), 175-180 (2010).</li>
<li>Maher, S. A., Dubuis, E. D., Belvisi, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((G-protein+coupled+receptors+regulating+cough%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">G-protein coupled receptors regulating cough.</a> Curr. Opin. Pharmacol. 11 (3), 248-253 (2011).</li>
<li>Greene, E. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreene%2C+EC+%22Anatomy+of+the+rat%22">Anatomy of the rat</a>. , Hafner. (1963).</li>
<li>Li, Y., Wu, X., Zhou, S., Owyang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-affinity+CCK-A+receptors+are+coexpressed+with+leptin+receptors+in+rat+nodose+ganglia%3A+implications+for+leptin+as+a+regulator+of+short-term+satiety%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Low-affinity CCK-A receptors are coexpressed with leptin receptors in rat nodose ganglia: implications for leptin as a regulator of short-term satiety.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 300 (2), 217-227 (1152).</li>
<li>Powley, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagal+afferent+innervation+of+the+lower+esophageal+sphincter%5BTitle%5D)+AND+%22Auton.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Vagal afferent innervation of the lower esophageal sphincter.</a> Auton. Neurosci. 177 (2), 129-142 (2013).</li>
<li>Neuhuber, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+vagal+innervation+of+the+rat+esophagus+and+cardia%3A+a+light+and+electron+microscopic+anterograde+tracing+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Auton.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Sensory vagal innervation of the rat esophagus and cardia: a light and electron microscopic anterograde tracing study.</a> J. Auton. Nerv. Syst. 20, 243-255 (1987).</li>
<li>Rogers, R. C., Nasse, J. S., Hermann, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+methods+for+the+study+of+vagal+afferents+within+the+nucleus+of+the+solitary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging methods for the study of vagal afferents within the nucleus of the solitary tract.</a> J. Neurosci. Methods. 150 (1), 47-58 (2006).</li>
<li>Wan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presynaptic+melanocortin-4+receptors+on+vagal+afferent+fibers+modulate+the+excitability+of+rat+nucleus+tractus+solitarius+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Presynaptic melanocortin-4 receptors on vagal afferent fibers modulate the excitability of rat nucleus tractus solitarius neurons.</a> J. Neurosci. 28 (19), 4957-4966 (2008).</li>
<li>Verberne, A. J., Lewis, S. J., Jarrott, B., Louis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bezold-Jarisch+reflex+is+inhibited+by+excitotoxin-induced+destruction+of+vagal+primary+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Bezold-Jarisch reflex is inhibited by excitotoxin-induced destruction of vagal primary afferent neurons.</a> Eur. J. Pharmacol. 139 (3), 365-367 (1987).</li>
<li>Lewis, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitotoxin-induced+degeneration+of+rat+vagal+afferent+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Excitotoxin-induced degeneration of rat vagal afferent neurons.</a> Neuroscience. 34 (2), 331-339 (1990).</li>
<li>Wallick, D. W., Dunlap, M. E., Stuesse, S. S., Thames, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denervation+of+vagal+cardiopulmonary+receptors+by+injection+of+kainic+acid+into+the+nodose+ganglia+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Auton.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Denervation of vagal cardiopulmonary receptors by injection of kainic acid into the nodose ganglia in dogs.</a> Auton. Neurosci. 102 (1-2), 85-89 (2002).</li>
<li>Muroi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+inhibition+of+vagal+afferent+nerve+pathways+regulating+cough+using+Nav+1.7+shRNA+silencing+in+guinea+pig+nodose+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Selective inhibition of vagal afferent nerve pathways regulating cough using Nav 1.7 shRNA silencing in guinea pig nodose ganglia.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 304 (11), 1017-1023 (2011).</li>
<li>Kollarik, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgene+expression+and+effective+gene+silencing+in+vagal+afferent+neurons+in+vivo+using+recombinant+adeno-associated+virus+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transgene expression and effective gene silencing in vagal afferent neurons in vivo using recombinant adeno-associated virus vectors.</a> J. Physiol. 588 (21), 4303-4315 (2010).</li>
<li>Zhang, Z., Zhang, C., Zhou, M., Xu, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+opioid+mu-receptors%2C+but+not+delta-+or+kappa-receptors%2C+switches+pulmonary+C-fiber-mediated+rapid+shallow+breathing+into+an+apnea+in+anesthetized+rats%29%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Activation of opioid mu-receptors, but not delta- or kappa-receptors, switches pulmonary C-fiber-mediated rapid shallow breathing into an apnea in anesthetized rats).</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 183 (3), 211-217 (2012).</li>
<li>Calik, M. W., Radulovacki, M., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranodose+ganglion+injections+of+dronabinol+attenuate+serotonin-induced+apnea+in+Sprague-Dawley+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Intranodose ganglion injections of dronabinol attenuate serotonin-induced apnea in Sprague-Dawley rat.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 190, 20-24 (2014).</li>
<li>Yoshioka, M., Goda, Y., Togashi, H., Matsumoto, M., Saito, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+characterization+of+5-hydroxytryptamine-induced+apnea+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Pharmacological characterization of 5-hydroxytryptamine-induced apnea in the rat.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 260 (2), 917-924 (1992).</li>
<li>Kopczynska, B., Szereda-Przestaszewska, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5HT2+and+5HT3+receptors%27+contribution+to+modeling+of+post-serotonin+respiratory+pattern+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">5HT2 and 5HT3 receptors' contribution to modeling of post-serotonin respiratory pattern in cats.</a> Life Sci. 75 (19), 2281-2290 (2004).</li>
<li>Fan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoid+agonists+inhibit+the+activation+of+5-HT3+receptors+in+rat+nodose+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Cannabinoid agonists inhibit the activation of 5-HT3 receptors in rat nodose ganglion neurons.</a> J. Neurophysiol. 73 (2), 907-910 (1995).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), (2012).</li>
<li>Barann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+inhibition+by+cannabinoids+of+human+5-HT3A+receptors%3A+probable+involvement+of+an+allosteric+modulatory+site%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Direct inhibition by cannabinoids of human 5-HT3A receptors: probable involvement of an allosteric modulatory site.</a> Br. J. Pharmacol. 137 (5), 589-596 (2002).</li>
<li>Bonaz, B., Picq, C., Sinniger, V., Mayol, J. F., Clarencon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation%3A+from+epilepsy+to+the+cholinergic+anti-inflammatory+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation: from epilepsy to the cholinergic anti-inflammatory pathway.</a> Neurogastroenterol. Motil. 25 (3), 208-221 (2013).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Kluczowymi etapami skutecznego wstrzykiwania neurochemikaliów do zwojów nodose są: 1) identyfikacja i oczyszczenie tkanki łącznej ze zwojów nodose; 2) potwierdzenie integralności zwojów nerwowych bez dawki przed wstrzyknięciem; 3) i za pomocą igły o małej wielkości delikatnie wstrzyknąć do zwojów nerwowych bez dawki, ale nie przebijając ich całkowicie.
Nerw błędny unerwia wiele narządów szyi i jamy brzusznej i przekazuje do OUN ważne informacje, takie jak tętno, ciśnienie krwi, podrażnienie os...

Sygnalizacja aferentna przez nerw błędny (nerw czaszkowy X) przekazuje ważne ogólne informacje trzewne do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) z receptorów baro-, chemo-, wątrobowych, osmo-, sercowych, płucnych i żołądkowych znajdujących się w organach brzucha i klatki piersiowej. Nerw błędny przekazuje informacje z bodźców, takich jak tętno, ciśnienie krwi, podrażnienie oskrzelowo-płucne i wzdęcia żołądkowo-jelitowe do jądra drogi samotnej (NTS) rdzenia. Ciała komórkowe neuronów pseudojednobiegunowych nerwu błędnego znajdują się w zwojach nodose i petrosal, z których większość znajduje się w pierwszym. Komórki zwojowe bez dawki zawierają bogactwo receptorów dla aminokwasów, monoamin, neuropeptydów i innych neurochemikaliów, które po aktywacji mogą modyfikować aktywność doprowadzającego nerwu błędnego. 1 Liczne unerwienie doprowadzających nerwów błędnych w połączeniu z różnorodnością receptorów zlokalizowanych na zwojach nerwowych bez dawki ilustrują biologiczne znaczenie tego nerwu czaszkowego, a leki ogólnoustrojowe, które nie przenikają do OUN, skierowane do receptorów na zwojach nerwowych bez dawki, mogą być stosowane w leczeniu różnych chorób, takich jak bezdech senny, choroba refluksowa przełyku, lub przewlekły kaszel. 2-4
Łatwość dostępu do zwojów nodose nadaje się do eksperymentalnej manipulacji poprzez podłużne nacięcie linii środkowej na szyi. Nerw błędny wyłania się z tylnego otworu szarpanego u podstawy czaszki i natychmiast wykazuje obrzęk nerwu, który jest zwojem bez dawki. Ganglion nodose jest łatwo rozpoznawalny dzięki dwóm gałęziom nerwowym, które z niego wyrastają: przedniej gałęzi gardłowej; i tylnie górna gałąź krtaniowa. 5 Wcześniejsze eksperymentalne manipulacje zwojów nerwowych bez dawki obejmowały zapisy elektrofizjologiczne6, wstrzyknięcia związków immunohistochemicznych lub immunofluorescencyjnych do śledzenia nerwów,7-10 superfuzję lub wstrzyknięcia neuroekscytotoksyn,11-13 wstrzyknięcia wirusa związanego z adenowirusem w celu wyciszenia receptorów,14,15 oraz wstrzyknięcia specyficznych dla receptorów neurochemikaliów w celu zmiany aktywności nerwu błędnego. Pytania z dnia 16,17 na dzień
Systemiczne zastrzyki neurochemiczne są problematyczne, ponieważ leczenie ogólnoustrojowe wpływa zarówno na obwodowy, jak i ośrodkowy układ nerwowy. W związku z tym leczenie ogólnoustrojowe nie izoluje wpływu neurochemikaliów na aktywność doprowadzającego nerwu błędnego. Protokół ten opisuje metodę wykorzystującą łatwo dostępny sprzęt do wstrzykiwań dodonozemek u szczura Sprague-Dawley, która moduluje aktywność nerwu błędnego bez wpływu na ośrodkowy układ nerwowy. Stymulacja receptorów serotoniny typu 3 (5-HT3) na zwojach nerwowych bez dawki przez dożylny (IV) wlew serotoniny (5-HT) indukuje odruch Bezolda-Jarischa, trifectę odpowiedzi błędnej obejmującą bradykardię, niedociśnienie i bezdech, które można znieść przez wagatomię supradawki. 11,17-19 Bezdech można łatwo zmierzyć, umieszczając przetwornik oddechowy wokół brzucha szczura. 17,18 Kannabinoidy zmniejszają prąd indukowany przez 5-HT w komórkach zwojowych bez dawki,20 a wstrzyknięcia dronabinolu w zwoje bez dawki osłabiają bezdech wywołany przez 5-HT.

<table><tbody><tr><td>5-HT HCl</td><td>MP Biomedicals</td><td>215376591</td><td>12,5 i mikro; g/kg na 350 &mikro; l/kg</td></tr><tr><td>Dronabinol (Marinol) 10 mg Kapsułki (80 &mikro; g/&mikro; l)</td> <td>AbbVie</td><td>NDC 0051-0023-21</td><td>Rozcieńczyć olejem sezamowym do 20 &mikro; g/&mikro; l</td></tr><tr><td>Olej sezamowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3547</td><td></td></tr><tr><td>Intramedic Polietylen-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td>Zamówiony w VWR (Kat. # 63019-047)</td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>Roboz</td><td>RS-5138</td><td>Potrzebne są dwa</td></tr><tr><td>Zacisk Johns Hopkins Bulldog</td><td>Roboz</td><td>RS-7441</td><td>Potrzebne są trzy</td></tr><tr><td>Piezoelektryczny tensometr</td><td>Ambu</td><td>813255-100</td><td></td></tr><tr><td>Akwizycja danych Podsystemy USB</td><td>DataWave Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sciworks Experimenter Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CyberAmp</td><td>Axon Instruments</td> Strzykawka<td></td><td></td></tr><tr><td>, 500 i mikro; l, Model 1750 TLL</td><td>Hamilton Company</td><td>81220</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka, 10 i mikro; l, Igła modelu 1801 RN</td><td>7659-01</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, 28 g, mała piasta RN</td><td>7803-02</td><td>Point Style 4, kąt 35, długość 0,5 cala</td><td></td></tr></tbody></table>

metoda wstrzykiwania zwojów nerwowych bez dawki u szczura sprague-dawley

A Method of Nodose Ganglia Injection in Sprague-Dawley Rat

Sygnalizacja aferentna przez nerw błędny przekazuje ważne ogólne informacje trzewne do ośrodkowego układu nerwowego z wielu różnych receptorów zlokalizowanych w narządach brzucha i klatki piersiowej. Nerw błędny przekazuje informacje z bodźców, takich jak tętno, ciśnienie krwi, podrażnienie oskrzelowo-płucne i wzdęcia żołądkowo-jelitowe do jądra samotnego przewodu rdzenia. Ciała komórkowe nerwu błędnego znajdują się w zwojach guzków i petrosalu, z których większość znajduje się w tym pierwszym. Zwoje bez dawki zawierają bogactwo receptorów dla aminokwasów, monoamin, neuropeptydów i innych neurochemikaliów, które mogą modyfikować aktywność doprowadzającego nerwu błędnego. Modyfikacja aferentów nerwu błędnego poprzez ogólnoustrojowe leczenie lekami obwodowymi ukierunkowanymi na receptory na zwojach nerwowych bez dawki może potencjalnie leczyć choroby takie jak bezdech senny, choroba refluksowa przełyku lub przewlekły kaszel. Protokół tutaj opisuje metodę wstrzykiwania neurochemikaliów bezpośrednio do zwoju nodose. Wstrzykiwanie neurochemikaliów bezpośrednio do zwojów nerwowych bez dawki pozwala na badanie wpływu wyłącznie na ciała komórkowe, które modulują aktywność nerwów doprowadzających, i zapobiega powikłaniom związanym z zaangażowaniem ośrodkowego układu nerwowego, jak widać w ogólnoustrojowym leczeniu neurochemicznym. Korzystając z łatwo dostępnego i niedrogiego sprzętu, wstrzyknięcia do zwojów nerwowych można łatwo wykonać u znieczulonych szczurów Sprague-Dawley.

Rycina 1 przedstawia przykładowy zapis oddychania u szczurów, którym podano wlew 5-HT w celu wywołania bezdechu przed i po wstrzyknięciu dronabinolu do zwojów węzlowych (nodose ganglia). 5-HT aktywuje receptory 5-HT3 w zwojach węzlowych, co przyczynia się do odruchu Bezolda-Jarisha, objawiającego się bradykardią, hipotensją i bezdechem.11,17-19 Wstrzyknięcia dronabinolu do zwojów węzlowych aktywują hamujące receptory CB lub allosterycznie modulują receptory 5-HT3, co hamu...

Aferentna sygnalizacja błędna przekazuje ważne informacje do ośrodkowego układu nerwowego z receptorów znajdujących się w narządach brzucha i klatki piersiowej. Zwoje nerwu błędnego bez dawki zawierają wiele rodzajów receptorów, które modulują aktywność nerwu błędnego. Protokół ten opisuje metodę miejscowych wstrzykiwań neurochemikaliów do zwojów nerwowych bez dawki.

Metoda wstrzykiwania zwojów nerwowych bez dawki u szczura Sprague-Dawley

Afferent signaling via the vagus nerve transmits important general visceral information to the central nervous system from many diverse receptors located ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykonanie lokalnych iniekcji neurochemikaliów bezpośrednio do zwojów pętli w celu zbadania wpływu tych substancji na zachowanie fizjologiczne związane z nerwem błędnym. Jest to realizowane poprzez przeprowadzenie w pierwszym etapie operacji szyi w celu uwidocznienia zwojów pętli i nerwów błędnych. Drugim krokiem jest izolacja zwojów pętli i oczyszczenie ich z tkanek łącznych.Następnie wstrzyknij interesującą substancję neurochemiczną do zwojów pozapielastycznych. Ostatnim krokiem jest pomiar efektów fizjologicznych i behawioralnych wynikających z modulacji aktywności nerwu błędnego poprzez lokalne wstrzykiwanie substancji neurochemicznych do zwojów pozapielastycznych. Ta metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie neuronauki, takie jak to, czy lokalnie podawane substancje neurochemiczne modulują aktywność nerwu błędnego.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą mogą napotkać trudności, ponieważ wstrzyknięcie do zwojów wymaga bardzo precyzyjnej motoryki. Kluczem do sukcesu jest praktyka. Najpierw należy przygotować roztwór zapasowy 0,05 molar serotoninianu hydrochlorowego w PBS.Następnie rozcień roztwór zapasowy w PB

a-method-of-nodose-ganglia-injection-in-sprague-dawley-rat

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Cheah, M., et al. Iniekcja ganglionu korzenia grzbietowego i uraz zmiażdżenia korzenia grzbietowego jako model regeneracji aksonów czuciowych. J. Vis. Exp. (2017). Ten film pokazuje krok po kroku procedurę wstrzykiwania zawiesiny wirusa do zwojów korzenia grzbietowego (DRG) i wywoływania kontrolowanego uszkodzenia aksonów poprzez zmiażdżenie korzenia grzbietowego u znieczulonego szczura. Protokół obejmuje odsłonięcie DRG, dostarczenie wektora wirusowego stymulującego wzrost w celu...

Modelowanie regeneracji aksonów czuciowych u szczura za pomocą iniekcji zwoju korzenia grzbietowego i uszkodzenia zmiażdżenia korzenia grzbietowego

Bezpośrednia iniekcja do nerwu wzrokowego szczura jest przydatna do badań regeneracyjnych. Demonstrujemy minimalnie inwazyjną technikę bezpośredniego wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura, która nie wymaga otwierania czaszki. Dzięki tej metodzie powikłania chirurgiczne są zminimalizowane, a powrót do zdrowia jest szybszy.

Minimalnie inwazyjna technika wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura

Ten protokół przedstawia użycie iniekcji do zwoju korzenia grzbietowego (DRG) z wektorem wirusowym i równoczesnym uszkodzeniem zmiażdżenia korzenia grzbietowego u dorosłego szczura jako model do badania regeneracji aksonów czuciowych. Model ten nadaje się do badania zastosowania terapii genowej w celu promowania regeneracji aksonów czuciowych.

Iniekcja zwoju korzenia grzbietowego i uraz zmiażdżenia korzenia grzbietowego jako model regeneracji aksonów czuciowych

Opisujemy metodę laminotomii u świń, która zapewnia dostęp do zwojów korzenia grzbietowego lędźwiowego (DRG) do iniekcji wewnątrzzwojowej. Postęp iniekcji jest monitorowany śródoperacyjnie i potwierdzany histologicznie do 21 dni po zabiegu. Protokół ten może być wykorzystany w przyszłych badaniach przedklinicznych obejmujących wstrzyknięcie DRG.

Laminotomia w celu uzyskania dostępu do ganglionu korzenia grzbietowego lędźwiowego i wstrzyknięcia u świń

Wstrzyknięcie dordzeniowe rekombinowanego rekombinowanego wirusa związanego z adenowirusem (rAAV) może być użyte do manipulowania dowolnym genetycznie znakowanym typem komórki w rdzeniu kręgowym. Tutaj opisujemy, jak transdukować neurony w rogu grzbietowym lędźwiowego rdzenia kręgowego. Technika ta umożliwia funkcjonalne badanie zmanipulowanego podtypu neuronu.

Ekspresja transgenu za pośrednictwem wirusa związanego z adenowirusem w genetycznie zdefiniowanych neuronach rdzenia kręgowego

Ten protokół demonstruje wstrzyknięcie wstecznie transportowalnego wektora wirusowego do tkanki rdzenia kręgowego szczura. Wektor jest wychwytywany w synapsie i transportowany do ciała komórkowego docelowych neuronów. Model ten nadaje się do wstecznego śledzenia ważnych ścieżek rdzeniowych lub celowania w komórki do zastosowań w terapii genowej.

Bezpośrednie wstrzyknięcie wektora lentiwirusowego uwydatnia wiele ścieżek motorycznych w rdzeniu kręgowym szczura

Tutaj opisujemy metodę dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego szczura poprzez wszczepienie cewnika w śródoponową przestrzeń lędźwiową kręgosłupa. Koncentrujemy się na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych, chociaż ta metoda nadaje się również do dostarczania innych metod terapeutycznych.

Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura

Ten protokół opisuje szczegółowe, niskonakładowe przygotowanie próbki do sekwencjonowania pojedynczego jądra, w tym sekcję górnych zwojów szyjnych i gwiaździstych myszy, dysocjację komórek, krioprezerwację, izolację jądra i kodowanie kreskowe hashtagów.

Izolacja i multipleksowanie jądra o niskim poziomie wejściowym z przeciwciałami kodowymi zwojów współczulnych myszy do sekwencjonowania RNA pojedynczego jądra

Wstrzyknięcie dooponowe lędźwiowe stanowi translacyjnie istotną drogę podania dla dostarczania terapii genowej do ośrodkowego układu nerwowego. Ten kompleksowy, ustandaryzowany protokół wstrzyknięć dooponowych w odcinek lędźwiowy u noworodków, młodych i dorosłych myszy i szczurów ma na celu pomóc naukowcom w przyjęciu tej techniki do przedklinicznych badań nad terapią genową.

Lędźwiowe wstrzyknięcie dooponowe wektorów terapii genowej do celowania w ośrodkowy układ nerwowy u myszy i szczurów

Przedstawiamy protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego u szczurów, umożliwiający dostarczanie leku bezpośrednio do nerwu bez powikłań po wstrzyknięciu. Metoda ta ma zastosowanie w przedklinicznych badaniach neurologicznych obejmujących manipulację autonomicznego układu nerwowego. Może być stosowany do bezpośredniego wstrzykiwania nerwów dla innych nerwów u szczurów i innych gatunków, z niezbędnymi modyfikacjami.

Protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego dla szczurów

Ten protokół opisuje unikalną technikę wykorzystującą podejście przezspojówkowe do dostępu do nerwu wzrokowego szczura w celu wykonania zastrzyków.

Podejście przezspojówkowe do wstrzyknięcia do nerwu wzrokowego szczura

Poznaj metodę wstrzykiwania neurochemikaliów do zwojów nerwowych u szczura Sprague-Dawley w celu badania aktywności nerwu błędnego. Technika ta pozwala obserwować fizjologiczne odpowiedzi, takie jak bezdech, po infuzji serotoniny.

Metoda wstrzykiwania zwojów nerwowych bez dawki u szczura Sprague-Dawley

Przeglądaj więcej filmów