Name: Mysi model pneumonektomii kompensacyjnego wzrostu płuc (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Poznaj model pneumonektomii u myszy do badania kompensacyjnego wzrostu płuc poprzez usunięcie lewego płuca. Ta metoda pozwala zrozumieć mechanizmy regeneracji tkanki płucnej i alweologenezy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować Cincinnati Children's Hospital Division of Veterinary Services za pomoc. Ten manuskrypt był wspierany przez National Institutes of Health K12 HD028827. Dr Anna Perl nauczyła autorów tego zabiegu chirurgicznego.

UWAGA: Oświadczenie o wykorzystaniu zwierząt: Wszystkie procedury w tym badaniu zostały przeprowadzone za zgodą i zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Użytkowania i Opieki nad Zwierzętami (IACUC) w Szpitalu Dziecięcym w Cincinnati. Ośmiotygodniowe samce myszy C57BL/6J uzyskano z Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) i pozwolono im zaaklimatyzować się przez tydzień przed użyciem. Do czasu operacji zwierzęta były trzymane w obiekcie barierowym wolnym od patogenów i dostarczano im autoklawowaną karmę i filtrowaną wodę ad libdium. Każda klatka dla myszy była zaopatrywana w dedykowane powietrze i wodę, a pomieszczenia były utrzymywane w 12-godzinnym cyklu dnia i nocy. Po powrocie do zdrowia po operacji myszy trzymano w klatkach z filtrowanymi wierzchołkami, podawano im autoklawowaną karmę ad libidum i podawano przefiltrowaną wodę z butelki z wodą.
1. Przygotowanie instrumentów
<ol>
	<li>Zrób 6 retraktorów skóry za pomocą spinaczy do papieru i szpilek. Przekręć wyprostowane spinacze do papieru na trzonkach szpilek do papieru, pozostaw prosty drut stalowy o długości 5 cm na jednym końcu i wykonaj pojedynczy haczyk w kształcie litery "U" o długości 0,5 cm na końcu drutu.</li>
	<li>Wykonaj kilka kwadratowych obłożeń chirurgicznych o wymiarach 15 x 15 cm za pomocą folii plastikowej. Przygotuj jeden dressing na mysz. Umieść papierową wieżę pomiędzy każdym opakowaniem.</li>
	<li>Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne wraz ze stosem płytek korkowych o wymiarach 12 x 12 cali, gazą i wacikami z bawełnianą końcówką.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Wywołaj znieczulenie 2% izofluranem. Zważ zwierzę.</li>
	<li>W dedykowanym obszarze przygotowania chirurgicznego ogol lewą klatkę piersiową i szyję za pomocą golarki elektrycznej.</li>
	<li>Nałóż kroplę maści na sztuczne łzy na oczy myszy.</li>
	<li>Odkazić szyję i lewą klatkę piersiową chlorheksydyną i alkoholem izopropylowym. Powtórz jeszcze dwa razy.</li>
</ol>
3. Intubacja ustno-tchawicza myszy i wentylacja mechaniczna
<ol>
	<li>Poproś niesterylnego technika chirurgicznego o umieszczenie myszy na wznak we wstępnie ogrzanym obszarze operacyjnym.</li>
	<li>Potwierdź głębokość znieczulenia, dokumentując brak reakcji na uszczypnięcie łapy.</li>
	<li>Po umyciu rąk i założeniu stroju chirurgicznego, maski i czapki załóż sterylne rękawiczki chirurgiczne.</li>
	<li>Po ułożeniu i zastosowaniu techniki aseptycznej należy wykonać pionowe nacięcie o długości 1 cm nad przednią częścią szyi, aby odsłonić krtań. Lekko zwiń mięśnie paska za pomocą zakrzywionych, ząbkowanych kleszczyków o długości 10 cm i odsłoń krtań i tchawicę, rozkładając mięśnie paska czubkiem prostych nożyczek.</li>
	<li>Doustnie wprowadzić 22 G cewnika naczyniowego do środkowej tchawicy (ryc. 1A) i wizualnie potwierdzić umieszczenie (ryc. 1B). Utrzymuj znieczulenie i wentyluj za pomocą 1-3% izofluranu przez respirator gryzoni (225 μl na udar; 200 uderzeń na minutę). Zastosuj ograniczenie ciśnienia 15 cm H2O.</li>
</ol>
4. Pneumonektomia myszy
<ol>
	<li>Połóż mysz w prawej bocznej pozycji odleżynowej z tyłem myszy skierowanym w stronę operatora (lewą stroną do góry). Użyj samouszczelniającej się folii plastikowej jako sterylnej serwety. Przecinając zasłonę, użyj zakrzywionych nożyczek z końcówką, aby wykonać cięcie o długości 2 cm równolegle do żeber w 4. i 5.przestrzeni międzyżebrowej. Włóż zakrzywione nożyczki z końcówką i odetnij skórę od leżących poniżej żeber i mięśni międzyżebrowych.</li>
	<li>Cofnij skórę za pomocą czterech retraktorów, aby odsłonić kwadratowe okienko chirurgiczne o wymiarach 1,5 x 1,5 cm (ryc. 2A). Przymocuj zwijacze do tablicy korkowej.</li>
	<li>Wypreparuj żebra za pomocą zakrzywionych kleszczy i użyj jednej końcówki zakrzywionych kleszczy, aby wejść do jamy klatki piersiowej.</li>
	<li>Za pomocą mikronożyczek z końcówką użyj dolnego ostrza, aby wejść do jamy klatki piersiowej. Wykonaj 0,5 cm nacięcie między żebrami i powtórz w przeciwnym kierunku.</li>
	<li>Używając dwóch pozostałych zwijaczy, otwórz klatkę piersiową w osi przednio-tylnej i przymocuj zwijacze do tablicy korkowej (rysunek 2B).</li>
	<li>Używając zakrzywionych kleszczy z końcówką w lewej ręce, chwyć lewe płuco i przesuń górną część lewego płuca bocznie i dolnie przez torakotomię, aż lewa tętnica płucna i oskrzela zostaną odsłonięte (ryc. 3A,B).</li>
	<li>Trzymając obciążony tytanowy aplikator mikroklipsowy naczyniowy w prawej ręce, z korpusem aplikatora w dłoni i zakrzywioną końcówką skierowaną na zewnątrz dłoni (ryc. 3C), wsuń końcówkę aplikatora do klatki piersiowej wzdłuż krzywizny tylnej części lewego płuca i przypnij lewe oskrzela i tętnicę płucną (ryc. 3D).</li>
	<li>Wyjmij aplikator, ale pozostaw lewe płuco schowane. Prawą ręką chwyć mikronożyczki z końcówką i przetnij oskrzela i tętnicę płucną dystalnie do klipsa i usuń lewe płuco (ryc. 3E).</li>
	<li>Zdemontować zwijacze żeber.</li>
	<li>Użyj zakrzywionych kleszczy, aby uszczypnąć 1 cm skóry poniżej nacięcia, ale powyżej poziomu przepony i wprowadzić angiocewnik 24 G przez skórę do lewej klatki piersiowej (ryc. 4A, B).</li>
	<li>Użyj szwu prolenowego 5-0, aby umieścić dwa przerywane szwy wokół 4. i 5. żebra, aby zamknąć klatkę piersiową.</li>
	<li>Usuń zwijacze skóry. Użyj dwóch zestawów kleszczy, aby przybliżyć skórę na całej długości nacięcia i przyklej skórę do środka.</li>
	<li>Podłączyć strzykawkę typu luer-lock o pojemności 3 ml do angiocewnika i usunąć resztki powietrza, delikatnie odsysając i wyjmując angiocewnik.</li>
	<li>Przyklej nacięcie szyi zamknięte za pomocą dwóch zestawów kleszczy, jak poprzednio.</li>
</ol>
5. Mysz udawana pneumonektomia
<ol>
	<li>Odsłoń lewe płuco, jak zaznaczono w protokole "Pneumonektomia myszy". Podnieś klatkę piersiową za pomocą zakrzywionych kleszczy, aby umożliwić dopływ powietrza do lewej jamy klatki piersiowej (Rysunek 5A,B).</li>
	<li>Umieść angiocewnik 24 G w lewej jamie klatki piersiowej, jak powyżej, uważając, aby nie uszkodzić lewego płuca.</li>
	<li>Używając szwu 5-0 prolenu i uważając, aby nie przebić płuca (ryc. 5C), umieść dwie długości materiału szwowego w odstępach między 3. / 4. i 5. / 6. żebrem (ryc. 5D). Umieść obie długości materiału szwowego przed wiązaniem, aby zmniejszyć ryzyko przepukliny lewego płuca. Zawiąż materiał szwu, aby wykonać dwa przerwane szwy (ryc. 5E).</li>
	<li>Przyklej skórę do nacięcia klatki piersiowej, usuń resztki powietrza za pomocą angiocewnika i przyklej nacięcie szyi jak powyżej.</li>
</ol>
6. Resuscytacja, Analgezja i rekonwalescencja
<ol>
	<li>Należy wyłączyć izofluran i podać podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny i 0,5 ml soli fizjologicznej.</li>
	<li>Po wznowieniu spontanicznego oddychania należy usunąć rurkę dotchawiczą.</li>
	<li>Obserwuj mysz, aż znów zacznie chodzić. Chodzenie zwykle wznawia się po kilku minutach od usunięcia rurki dotchawiczej.</li>
	<li>Umieść mysz w inkubatorze o temperaturze 27 °C (nawilżony, 25% tlenu) w celu odzyskania O/N. 
	UWAGA: Na podłodze klatki umieszczamy kilka granulek karmy zwilżonej wodą przez pierwsze 24 godziny po zabiegu.</li>
	<li>Podawać 0,1 mg/kg buprenorfiny we wstrzyknięciu dootrzewnowym dwa razy na dobę przez trzy dni po zabiegu. Należy uważać, aby nie otworzyć pola operacyjnego podczas pracy ze zwierzętami.</li>
</ol>
7. Monitorowanie myszy
<ol>
	<li>Zważ myszy po 1, 3, 5 i 7 dniach od zabiegu.</li>
</ol>

<ol><li>Strueby, L., Thebaud, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+review+of+respiratory+medicine%22%5BJournal%5D)">Advances in bronchopulmonary dysplasia.</a> Expert review of respiratory medicine. , (2014).</li>
<li>Donn, S. M., Sinha, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+the+understanding+and+management+of+bronchopulmonary+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+fetal+%26+neonatal+medicine%22%5BJournal%5D)">Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia.</a> Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332(2009).</li>
<li>Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COPD+management%3A+role+of+symptom+assessment+in+routine+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+chronic+obstructive+pulmonary+disease%22%5BJournal%5D)">COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice.</a> International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).</li>
<li>Seifert, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skin+shedding+and+tissue+regeneration+in+African+spiny+mice+%28Acomys%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys).</a> Nature. 489, 561-565 (2012).</li>
<li>Vidal, P., Dickson, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+distal+phalanx.+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+hand+surgery%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the distal phalanx. A case report.</a> Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).</li>
<li>Potter, P. C., Levine, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+Regeneration+Following+Chronic+Suppurative+Osteitis+of+the+Distal+Phalanx%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx.</a> Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).</li>
<li>McKim, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+Distal+Phalanx%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Medical+Association+journal%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the Distal Phalanx.</a> Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).</li>
<li>Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implications+of+post-pneumonectomy+compensatory+lung+growth+in+pulmonary+physiology+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Res%22%5BJournal%5D)">Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease.</a> Respir Res. 2, 340-347 (2001).</li>
<li>Holder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+compensatory+growth%5BTitle%5D)+AND+%22British+medical+bulletin%22%5BJournal%5D)">Regeneration and compensatory growth.</a> British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).</li>
<li>Hsia, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+from+a+canine+model+of+compensatory+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Lessons from a canine model of compensatory lung growth.</a> Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).</li>
<li>Butler, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+adult+lung+growth+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Evidence for adult lung growth in humans.</a> N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).</li>
<li>Konerding, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+dependence+of+alveolar+angiogenesis+in+post-pneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth.</a> Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).</li>
<li>Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+dedifferentiation+and+redevelopment+phases+during+postpneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).</li>
<li>Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+Monitoring+of+Compensatory+Lung+Growth+in+Mice+after+Pneumonectomy+via+%283%29He+and+%281%29H+Magnetic+Resonance+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).</li>
<li>Gibney, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+murine+post-pneumonectomy+lung+regeneration+by+18FDG+PET+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+research%22%5BJournal%5D)">Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging.</a> EJNMMI research. 2, 48(2012).</li>
<li>Rawlins, E. L., Perl, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+a%27MAZE%27ing+world+of+lung-specific+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).</li>
<li>Ochs, M., Muhlfeld, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+microscopy+of+the+lung%3A+a+problem-based+approach.+Part+1%3A+basic+principles+of+lung+stereology%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).</li>
<li>Ysasi, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+unilateral+diaphragmatic+paralysis+on+postpneumonectomy+lung+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).</li>
<li>Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separating+in+vivo+mechanical+stimuli+for+postpneumonectomy+compensation%3A+physiological+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment.</a> Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).</li>
<li>Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expiratory+pattern+of+newborn+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">Expiratory pattern of newborn mammals.</a> Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przedstawiliśmy najbardziej szczegółowy opis procedur PNX na myszach i pozorowanych PNX na myszach, które zostały zgłoszone do tej pory. Uświadomiliśmy czytelnikowi kilka typowych pułapek, z którymi często spotykają się badacze uczący się tej procedury, i przedstawiliśmy kilka technik opracowanych przez nasze laboratorium w celu złagodzenia tych pułapek. Inne laboratoria wykorzystujące ten model mogły opracować inne modyfikacje techniki lub używać innych instrumentów. Oceniając różnice w technikach, poszczególni badacze ...

Główną funkcją płuc jest dostarczanie tlenu i dwutlenku węgla do wymiany między organizmem a atmosferą. U ludzi wiele wrodzonych i nabytych schorzeń prowadzi do zmniejszenia powierzchni płuc, co skutkuje upośledzeniem czynności płuc. Chociaż wiele terapii, takich jak wziewne kortykosteroidy, leki rozszerzające oskrzela, dodatkowy tlen i przewlekła wentylacja mechaniczna, jest stosowanych w celu złagodzenia konsekwencji upośledzenia czynności płuc1-3, idealna terapia tych schorzeń sprzyjałaby odrastaniu funkcjonalnej tkanki płucnej – tj. regeneracji płuc.
Regeneracja tkanek ssaków została dobrze udokumentowana. Afrykańska mysz kolczasta może regenerować duże obszary skóry bez tworzenia blizn4. Paliczek dystalny u ludzi może się zregenerować po urazie lub amputacji5-7. Po pneumonektomii (PNX) kompensacyjny wzrost płuc występuje u myszy8, szczurów9, psów10 i ludzi11. Z definicji kompensacyjny wzrost płuc obejmuje nie tylko rozszerzenie istniejących przestrzeni powietrznych, ale także ponowne przegrodowanie tych powiększonych przestrzeni powietrznych wraz z rozszerzeniem związanej z tym mikrocyrkulacji12. Analiza ekspresji genów wykazała, że model ten podsumowuje wiele zdarzeń sygnalizacyjnych związanych z rozwojem płuc13. Cztery tygodnie po mysim PNX powierzchnia wyrostka zębodołowego jest równoważna powierzchni wyrostka zębodołowego u zwierząt pozorowanych14. W tym manuskrypcie opisujemy procedury PNX na myszach i pozorowane PNX.

<table><tbody><tr><td>6-calowy aplikator z klipsem naczyniowym</td><td>Teleflex Medical (WECK)</td><td>137062</td><td></td></tr><tr><td>Horizon mały tytanowo-czerwony klips</td><td>Teleflex Medical (WECK)</td><td>1201</td><td></td></tr><tr><td>Wąskie kleszcze zakrzywione 12 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11003-12</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione ząbkowane 10 cm Kleszcze Graefe</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt</td> <td>na igły CastroviejoFine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Proste 9 cm Nożyczki do zeza (końcówka)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14075-09</td><td></td></tr><tr><td>Proste 8,5 cm hartowane drobne nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Proste, nożyczki sprężynowe Cohan-Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-12</td><td></td></tr><tr><td>Klej do skóry</td><td>Gluture</td><td>32046</td><td></td></tr><tr><td>22 G Angiocewnik</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>24 G Angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 ml Strzykawka</td><td></td><td></td><td></td>Luer lock</tr><tr><td>4 Krótkie zwijacze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Długie zwijacze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 Prolene na zakrzywionej igle tnącej</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>0,5 ml Strzykawka na igle</td><td></td><td></td><td></td> 27 G</tr><tr><td>Sól fizjologiczna normalna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Press-n-Seal Wrap</td><td>Glad Products Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>12 x 12 cali Stos tablic korkowych</td><td>Office Depot</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% etanolu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wentylator myszy</td><td>Hugo Sachs Elektronnik</td><td>Waporyzator izofluranowy Minivent Type 845</td><td></td></tr><tr><td></td><td>OHMEDA</td><td>Excel 210 SE</td><td></td></tr><tr><td>Maść na sztuczne łzy</td><td>Puralube</td><td>NDC: 17033-211-38</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model pneumonektomii kompensacyjnego wzrostu płuc

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

U ludzi zakłócona naprawa i przebudowa uszkodzonego płuca przyczynia się do wielu ostrych i przewlekłych chorób płuc, które ostatecznie mogą prowadzić do niepełnosprawności lub śmierci. Oparte na urazach modele zwierzęce naprawy i regeneracji płuc są ograniczone reakcjami specyficznymi dla urazu, co utrudnia odróżnienie zmian związanych z reakcją na uraz i ustąpieniem urazu od zmian związanych z naprawą i regeneracją płuc. Jednak wykorzystanie modeli zwierzęcych do identyfikacji tych szlaków sygnałowych naprawy i regeneracji ma kluczowe znaczenie dla opracowania nowych terapii mających na celu poprawę funkcji płuc po uszkodzeniu płuc. Model pneumonektomii myszy wykorzystuje kompensacyjny wzrost płuc do wyizolowania tych sygnałów naprawy i regeneracji w celu wyraźniejszego zdefiniowania mechanizmów reseptacji pęcherzyków płucnych. Tutaj opisujemy naszą technikę wykonywania pneumonektomii myszy i pozorowanej pneumonektomii. Technika ta może być wykorzystana w połączeniu ze śledzeniem linii lub innymi transgenicznymi modelami myszy w celu zdefiniowania molekularnego i komórkowego mechanizmu naprawy i regeneracji płuc.

Wykres mas ciała myszy po PNX oraz po operacji pozorowanej przedstawiono na Rysunku 6. W naszych badaniach przeżywalność wynosi stale 95 - 100% zarówno dla PNX, jak i dla pozorowanej pneumonektomii. W celu zapoznania się z opisem regeneracji prawego płuca w tym modelu oraz oczekiwanym przebiegiem czasowym, odsyłamy czytelnika do publikacji Gibney et al.15 oraz Wang et al.14
Aby pomyślnie przeprowadzić procedury PNX u myszy oraz pozorowan...

Mysia pneumonektomia jest powszechnie stosowanym modelem kompensacyjnego wzrostu płuc. Procedura ta może być stosowana w połączeniu ze śledzeniem linii lub transgenicznymi modelami myszy w celu wyjaśnienia podstawowych mechanizmów.

Mysi model pneumonektomii kompensacyjnego wzrostu płuc

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

Celem niniejszej procedury jest wykonanie lewostronnej pneumonektomii w celu wywołania wzrostu kompensacyjnego prawego płuca. Osiąga się to najpierw poprzez wykonanie lewostronnej torakotomii i odsłonięcie lewego wnęki płuca. Drugim etapem procedury jest podwiązanie lewej wnęki płuca oraz lewej tętnicy płucnej.Trzecim krokiem jest usunięcie lewego płuca. Ostatnim etapem jest zamknięcie torakotomii. Mysi model pneumonektomii w celu badania kompensacyjnego wzrostu płuc może być wykorzystany w połączeniu z innymi technikami biometrycznymi lub biochemicznymi w celu wyjaśnienia mechanizmów wzrostu i regeneracji pęcherzyków płucnych.Metoda ta pozwala odpowiedzieć na kluczowe pytania z zakresu rozwoju i regeneracji płuc, takie jak: jakie są główne procesy komórkowe biorące udział w septacji oraz jakie krytyczne molekularne procesy komórkowe są niezbędne do ponownego zainicjowania septacji? Zazwyczaj badacze, którzy po raz pierwszy stosują tę technikę, napotykają trudności na jednym z kilku kluczowych etapów. Problematyczna może okazać się kaniulacja tchawicy.Mogą oni napotkać trudności z utworzeniem odpowiedniego okna chirurgicznego. Mogą mieć problem z identyfikacją i zaklamrowaniem wnęki, a także z uniknięciem uszkodzenia lewego płuca podczas torakotomii pozorowanej. Procedurę tę zaprezentuje Shang Lu, starszy asystent laboratoryjny w moim laboratorium. Aby rozpocząć, po wprowadzeniu myszy w stan znieczulenia przy użyciu 2% isofluorine, należy ogolić lewą klatkę piersiową oraz obszar szyi golarką elektryczną, nałożyć maść do sztucznych łez na oczy myszy, a następnie odkazić obszar, przecierając go trzy razy chlorheksydyną, następnie trzy razy alkoholem izopropylowym, a na koniec ponownie chlorheksydyną.Trzy razy. Potwierdź głębokość znieczulenia, dokumentując brak reakcji na bolesne uszczypnięcie po wykonaniu jedno centymetrowego ncięcia pionowego w przedniej części środkowej szyi w celu odsłonięcia krtani; użyj ząbkowanych kleszczyków o długości 10 centymetrów, aby delikatnie odsunąć mięśnie splotu. Następnie użyj końcówek nożyczek prostych, aby rozsunąć mięśnie splotu.Następnie, drogą jamną, wprowadź kaniulę angiograficzną z tępym zakończeniem o rozmiarze 22G do środkowej części tchawicy i potwierdź wizualnie jej położenie przez nacięcie. Umieść mysz na respiratorze dla gryzoni i utrzymuj znieczulenie przy użyciu 2% izofluranu, przy limicie ciśnienia 15 cm H₂O. Ułóż wciąż znieczuloną mysz w pozycji bocznej prawej, tak aby lewa strona grzbietowa była skierowana w stronę operatora.Przykryj ciało myszy samouszczelniającą folią plastikową, aby stworzyć sterylną polemielną barierę. Używając zakrzywionych nożyczek z tępymi końcami, wykonaj nacięcie o długości dwóch centymetrów równolegle do żeber na poziomie czwartej i piątej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie wprowadź końcówki nożyczek i oddziel skórę od leżących pod nią żeber oraz mięśni międzyżebrowych.Umieść cztery retraktory na skórze, aby utworzyć okno chirurgiczne o wymiarach 1,5 na 1,5 centymetra. Przymocuj każdy retraktor do korkowej tablicy. Użyj zakrzywionej pęsety, aby przeprowadzić dyssekcję w dół aż do żeber, a następnie wykonaj tępą dyssekcję przestrzeni międzyżebrowej.Aby odsłonić czwarte i piąte żebra, należy użyć jednego ramienia zakrzywionej pęsety, aby wykonać otwór umożliwiający wejście do jamy klatki piersiowej. Następnie należy użyć dolnego ostrza mikronożyczek z tępymi końcami, aby nacisnąć wzdłuż nacięcia, aż dolne ostrze wejdzie do jamy klatki piersiowej. Wykonaj nacięcie o długości 0,5 centymetra między żebrami, a następnie powtórz czynność w przeciwnym kierunku.Następnie otwórz klatkę piersiową wzdłuż osi przednio-tylnej, wprowadzając dwa rozszerzacze i mocując je do podkładki korkowej. Teraz załaduj aplikator mikroklipsów. Następnie, używając zakrzywionej pęsety z tępym końcem trzymanej w niedominującej ręce, chwyć lewe płuco i przemieść jego górną część bocznie i w dół przez otwór torakotomii, aż do odsłonięcia lewej tętnicy płucnej i oskrzela.Następnie należy trzymać załadowaną replikę tytanowego naczyniowego mikroklipsa w dominującej ręce, tak aby korpus aplikatora znajdował się w dłoni, a zakrzywiona końcówka była skierowana w stronę przeciwną do dłoni. Wsunąć końcówkę aplikatora do klatki piersiowej wzdłuż krzywizny tylnej części lewego płuca, a następnie zapiąć lewy oskrzela i tętnicę płucną. Wyjąć aplikator, pozostawiając lewe płuco odciągnięte.Chwyć prawą ręką mikronożyczki z tępym końcem, przetnij oskrzele oraz tętnicę płucną dystalnie względem klipsa i usuń lewe płuco. Po usunięciu płuca wyjmij rozieracze żeber. Następnie za pomocą zakrzywionej pęsety tępej uchwyć jeden centymetr skóry poniżej nacięcia, ale powyżej poziomu przepony, i wprowadź kaniulę do angiografii o rozmiarze 24 gauge przez skórę do lewej jamy klatki piersiowej.Następnie wykonaj dwa pojedyncze szwy przerywane z nici Prolene 5-0 wokół czwartego i piątego żebra. Aby zamknąć jamę klatki piersiowej, usuń rozwieracze skóry, a następnie za pomocą dwóch zestawów pęset zbliż brzegi skóry wzdłuż nacięcia i użyj kleju tkankowego, aby skleić skórę. Na koniec podłącz strzykawkę 3 ml z końcówką Luer-Lock do cewnika naczyniowego i usuń resztki powietrza, stosując delikatne ssanie i wycofując cewnik naczyniowy.Zakończono poprzez zaklejenie szyi, a nacięcie zamknięto, używając dwóch zestawów kleszczyków, analogicznie do zamknięcia nacięcia klatki piersiowej. Po odsłonięciu lewego płuca znieczulonej myszy w sposób pokazany wcześniej, należy użyć zakrzywionych kleszczyków tępych do uniesienia klatki piersiowej i dopuszczenia powietrza do lewej jamy klatki piersiowej. Wprowadzić kaniulę naczyniową 24 gauge do lewej jamy klatki piersiowej, zgodnie z wcześniejszym opisem, uważając, aby nie uszkodzić lewego płuca. Używając nici Prolene 5-0 i uważając, aby nie przebić płuca.Wprowadź dwa odcinki nici chirurgicznej w przestrzenie między trzecim a czwartym oraz piątym a szóstym żebrem. Umieść oba odcinki nici przed zawiązaniem, aby zmniejszyć ryzyko przepukliny lewego płuca. Zawiąż nici, wykonując dwa szwy przerywane.Sklej skórę nad nacięciem w klatce piersiowej. Usuń resztki powietrza za pomocą cewnika naczyniowego i sklej nacięcie na szyi, zgodnie z wcześniejszymi instrukcjami. Wyłącz izofluran, a następnie podaj podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny oraz 0,5 mL soli fizjologicznej.Po powrocie do spontanicznego oddychania usuń rurkę endotrachealną. Obserwuj mysz do momentu, aż zacznie się poruszać. Zdolność do chodzenia jest zazwyczaj przywracana kilka minut po usunięciu rurki endotrachealnej.Podawaj buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg drogą dosytrawniczą dwa razy dziennie przez trzy dni po operacji. Przez te trzy dni uważnie monitoruj zwierzę i podczas manipulacji dbaj o to, aby nie otworzyć miejsca operacyjnego. Ten obraz przedstawia utratę masy ciała po operacji.24 godziny po operacji myszy z odma opłucnową stracą średnio 1,5 grama, a myszy z grupy kontrolnej (sham) średnio 1,1 grama. Obie grupy odzyskują masę ciała sprzed operacji do trzeciego dnia po zabiegu. Ten obraz fluorescencyjny przedstawia barwienie immunofluorescencyjne tropoelastyny w płacie dodatkowym w warunkach kontrolnych.Tutaj przedstawiono immunofluorescencję tropoelastyny w płacie dodatkowym 72 godziny po pneumotomii; istniejące przestrzenie powietrzne uległy powiększeniu. Ten końcowy obraz immunofluorescencji tropoelastyny przedstawia płat dodatkowy cztery tygodnie po pneumotomii. Należy zwrócić uwagę na wzrost i regenerację płata.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tego, jak przeprowadzić model pneumonektomii u myszy w celu badania kompensacyjnego wzrostu płuc, a także jak wykonać sham torakotomię, która służy jako kontrola dla tej procedury.

mouse-pneumonectomy-model-of-compensatory-lung-growth

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model mysiego przerostu płuc po pneumektomii

Zatarczeniowe zapalenie oskrzelików jest kluczową przeszkodą w długoterminowym przeżyciu biorców przeszczepów płuc, a brak wiarygodnego modelu przedklinicznego uniemożliwia badanie immunopatogenezy tego schorzenia. W przeciwieństwie do innych przeszczepów narządów miąższowych, transplantacja unaczynionego płuca mysiego została opracowana dopiero niedawno. W niniejszej pracy przedstawiamy opracowany przez nas model zatarczeniowego zapalenia oskrzelików po ortotopowym przeszczepieniu pojedynczego...

Rozwój zapalenia obliteracyjnego oskrzelików w mysim modelu ortotopowego przeszczepienia płuc

Tutaj prezentujemy protokół prostego i wiarygodnego pomiaru krzywej ciśnienia i objętości płuc u myszy, pokazując, że jest ona wystarczająco czuła, aby wykryć fenotypowe zmiany miąższowe w dwóch powszechnych patologiach płuc, zwłóknieniu płuc i rozedmie płuc. Ta metryka zapewnia sposób na ilościowe określenie zmian strukturalnych płuc wraz z rozwijającą się patologią.

Pomiar krzywej ciśnienie-objętość w płucach myszy

To badanie opisuje udane wygenerowanie nowego modelu zwierzęcego przewlekłej obturacyjnej choroby płuc (POChP) poprzez wielokrotne wystawianie myszy na działanie wysokich stężeń ozonu.

Generowanie modelu przewlekłej obturacyjnej choroby płuc u myszy poprzez powtarzającą się ekspozycję na ozon

Wewnętrzna powierzchnia płuc (ISA) jest krytycznym kryterium oceny morfologii i fizjologii płuc w chorobach płuc i regeneracji pęcherzyków płucnych wywołanej urazem. Opisujemy tutaj znormalizowaną metodę, która może zminimalizować błąd systematyczny pomiaru ISA zarówno w modelach myszy do pneumonektomii płuc, jak i implantacji protez.

Ustandaryzowana metoda pomiaru wewnętrznej powierzchni płuc za pomocą pneumonektomii u myszy i implantacji protezy

Lewa pneumonektomia gryzoni jest cenną techniką w badaniach nad nadciśnieniem płucnym. W tym miejscu przedstawiamy protokół opisujący procedurę pneumonektomii u szczurów i opiekę pooperacyjną w celu zapewnienia minimalnej zachorowalności i śmiertelności.

Lewa pneumonektomia w połączeniu z monokrotaliną lub Sugenem jako model nadciśnienia płucnego u szczurów

Tutaj prezentujemy optymalizacje modelu przeszczepu płuc szczurów, które służą poprawie wyników. Zapewniamy przewodnik po rozmiarach mankietów w oparciu o masę ciała, strategię pomiaru w celu ustalenia 4. przestrzeni międzyżebrowej oraz metody zamykania ran i pobierania płynu BAL (płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe) i tkanek.

Model przeszczepu płuc szczura uszkodzenia cieplnego niedokrwienia/reperfuzji: optymalizacje w celu poprawy wyników

Prezentujemy model płuc świni ex vivo do demonstracji mechaniki płuc i manewrów rekrutacji pęcherzyków płucnych do celów dydaktycznych. Płuca mogą być używane przez więcej niż jeden dzień (do pięciu dni) przy minimalnych zmianach zmiennych mechaniki płuc.

Ex vivo Eksperymentalny model świń do badania i nauczania mechaniki płuc

Protokół ten opisuje opracowanie modelu noworodkowego prosięta ostrego urazu płuc, który modeluje wczesne zdarzenia patogenne występujące w przedwczesnym płucu, w tym niewystarczającą ilość surfaktantu, hiperoksję, wentylację pod wysokim ciśnieniem oraz stan zapalny, aby ułatwić zrozumienie molekularnych czynników wyzwalających dysplazję oskrzelowo-monową oraz poprawić terapeutyczne tłumaczenie.

Opracowanie modelu ostrego uszkodzenia płuc u prosiatka noworodkowego, odtwarzającego wczesne środowisko przedwcześniackich płuc

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie.  Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne okazało się skuteczne w diagnozowaniu różnych chorób układu oddechowego u ludzi i zwierząt. Demonstrujemy kompleksowy protokół ultrasonograficzny wykorzystywany przez laboratorium dr Zuo do analizy kinetyki membrany, szczególnie w modelach mysich. Jest to również nieinwazyjna technika badawcza, która może dostarczyć ilościowych informacji na temat funkcji mięśni oddechowych myszy.

Diagnostyczne obrazowanie ultrasonograficzne funkcji membrany myszy

Poznaj model pneumonektomii u myszy do badania kompensacyjnego wzrostu płuc poprzez usunięcie lewego płuca. Ta metoda pozwala zrozumieć mechanizmy regeneracji tkanki płucnej i alweologenezy.

Mysi model pneumonektomii kompensacyjnego wzrostu płuc

Przeglądaj więcej filmów