Name: Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 59 s
Description: Poznaj metodę izolowanej perfuzji płuc ex vivo u szczurów, umożliwiającą ocenę jakości narządów w czasie rzeczywistym. Technika ta wspiera rozwój badań nad transplantacją płuc i poszerza pulę dawców.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować za pomoc Harvard Apparatus, szczególnie Stephanie Pazniokas, MS (Physiology Systems & Regenerative Medicine) za pomoc w montażu, modyfikacji i rozwiązywaniu problemów obwodu perfuzji oraz XVIVO Perfusion (Daniel Martinelli, CCP, CTP) za zapewnienie nieklinicznego zastosowania plegii płucnej.

UWAGA: Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Institutional Animal Care oraz National Research Council's Guide for the Humane Care and Use of Laboratory Animals (IACUC) i przeszły zatwierdzenie przez komitet IACUC Uniwersytetu Stanowego Ohio.
1. Wstępna konfiguracja
<ol>
	<li>Ustawić obwód EVLP i sprawić, aby ciepły (37 °C) perfuzat krążył w systemie przed włączeniem wcześniej posadzonego płuca (rysunek 1).</li>
	<li>Ustawić ciepłą kąpiel wodną, używaną do osłony zbiornika perfuzatu, wymiennika ciepła i sztucznej klatki piersiowej, na temperaturę 37 °C i krążyć (rysunek 1).</li>
	<li>Uruchom licznik roztworu odtleniającego (np. 6% O2, 8% CO2, 84% N2) przez perfuzat w filtrze gazu, aby upewnić się, że perfuzat ma ~ 6% rozpuszczonego tlenu do eksperymentu. 
	UWAGA: Ten odtleniony perfuzat umożliwia ocenę funkcji płuc poprzez pomiar tlenu wprowadzonego do perfuzatu po narządzie.</li>
	<li>Otwórz program do akwizycji danych i podłącz przetwornik ciśnienia w tętnicy płucnej, przetwornik różnicy ciśnień tchawicy, przetwornik różnicy ciśnień przepływu oddechowego, przetwornik masy płuc i przetwornik prędkości pompy do obwodu EVLP i skrzynki przetwornika akwizycji danych / przetwornika analogowo-cyfrowego (rysunek 2).</li>
	<li>Ustaw stół operacyjny i narzędzia operacyjne w obwodzie EVLP (Rysunek 3).</li>
	<li>Ustaw mały pojemnik z ciekłym azotem w pobliżu obwodu EVLP, jeśli chcesz uzyskać próbki. 
	UWAGA: System autora został zmodyfikowany tak, aby zbierać perfuzat przed i po narządach bez przerywania dynamiki przepływu-ciśnienia, która może potencjalnie uszkodzić płuca.</li>
</ol>
2. Przygotowanie środków znieczulających i heparyny, Znieczulenie szczura
<ol>
	<li>Przed kontaktem ze szczurami i tkankami szczurów należy założyć następujące środki ochrony osobistej (PPE): maskę chirurgiczną, rękawiczki chirurgiczne i jednorazowy fartuch.</li>
	<li>Zważ szczura i zapisz jego wagę.</li>
	<li>Przygotować 1 200 j./kg heparyny.</li>
	<li>Przygotować zarówno 60 mg/kg ketaminy, jak i 5 mg/kg ksylazyny w tej samej strzykawce, przygotowując najpierw ketaminę.</li>
	<li>Dootrzewnowo wstrzyknąć szczurowi mieszaninę ketaminy i ksylazyny i odczekać, aż szczur straci przytomność przez 5 minut.</li>
	<li>Potwierdź prawidłowe znieczulenie, sprawdzając odruch szczypania palców u stóp. Jeśli szczur nie wycofuje palca u nogi, nie odczuwa bólu.</li>
	<li>Przenieś szczura na stół operacyjny, zabezpiecz w pozycji leżącej i spryskaj alkoholem w celu sterylizacji.</li>
</ol>
3. Ekstrakcja i wstępna wentylacja płuc szczura
<ol>
	<li>Przygotuj szwy jedwabne o długości 4-20 cm (powinny wystarczyć 3-0 lub 4-0).</li>
	<li>Rozpocznij rejestrowanie danych za pomocą programu do akwizycji danych.</li>
	<li>Sprawdź, czy znieczulenie jest odpowiednie, za pomocą nożyczek chirurgicznych wprowadź się do jamy otrzewnej przez laparotomię w linii środkowej i wstrzyknij heparynę do żyły głównej dolnej.</li>
	<li>Przenieś nacięcie czaszką obok manubrium do szyi, aż tchawica zostanie odsłonięta. Nie należy rozsadzać klatki piersiowej (ryc. 4A).</li>
	<li>Wyciąć tył tchawicy w linii środkowej i wsunąć jedwabny szew z tyłu do tchawicy (ryc. 4B).</li>
	<li>Podnieś przednią część tchawicy i wykonaj poprzeczne nacięcie między pierścieniami chrzęstnymi, wysoko na tchawicy. Nie przecinaj w tym miejscu tylnej błoniastej części tchawicy (ryc. 4C).</li>
	<li>Kankaniuj tchawicę za pomocą kaniuli tchawicy i zabezpiecz jedwabnym szwem (ryc. 4D). Upewnij się, że więzadło szwu jest zabezpieczone w nacięciu, aby złagodzić migrację kaniuli.</li>
	<li>Podłącz kaniulę tchawicy do obwodu wentylacyjnego.</li>
	<li>Włączyć wentylator mechaniczny, aby rozpocząć mechaniczną wentylację płuc. 
	UWAGA: Początkowe ustawienia zostały wybrane jako objętość oddechowa 4 ml/kg i dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP) 2 cmH2O. Ustawienia te są ustawieniami początkowymi i w zależności od warunków eksperymentalnych mogą być dostosowywane, gdy narząd znajdzie się w systemie perfuzji ex-vivo.</li>
	<li>Wejdź do jamy piersiowej przez mostek/ksyloid i kontynuuj czaszkowo w kierunku wcięcia nadmostkowego. Uważaj, aby nie dotykać płuc. 
	UWAGA: Ponieważ płuco szczura jest delikatne, każda niezamierzona manipulacja może prowadzić do urazu i obrzęku płuc (ryc. 5A).</li>
	<li>Za pomocą 2 zwijaczy cofnij klatkę piersiową, aby prawidłowo odsłonić anatomię (ryc. 5A). Jeszcze raz uważaj, aby nie dotykać płuc.</li>
	<li>Usuń grasicę z lekkim uniesieniem i rozwarstwieniem.</li>
	<li>Przesuń zawartość jamy brzusznej na bok, aby odsłonić żyłę główną dolną (IVC) lub żyłę krezkową (MV).</li>
	<li>Naciąć IVC lub MV, aby wykrwawić szczura, zapewniając eutanazję.</li>
	<li>Umieść jedwabny szew z tyłu tętnicy płucnej i aorty w celu przygotowania do zabezpieczenia kaniuli tętnicy płucnej (ryc. 5B).</li>
	<li>Wykonać nacięcie o średnicy 2-3 mm na przedniej powierzchni drogi odpływu prawej komory i umieścić kaniulę w nacięciu oraz w głównej tętnicy płucnej i zabezpieczyć szwem jedwabnym (ryc. 5C).</li>
	<li>Przeciąć wierzchołek serca, aby umożliwić dostęp do lewej komory i wypłukać wszelkie skrzepy w unaczynieniu płuc, przepływając ~ 15 ml roztworu elektrolitu o niskiej zawartości K + przez tętnicę płucną i na zewnątrz przez wierzchołek serca do jamy klatki piersiowej (ryc. 5D).</li>
	<li>Podłącz kaniulę tętnicy płucnej (PA) do obwodu EVLP. Upewnij się, że przewód dolotowy wychodzący z obwodu do kaniuli PA jest zalany perfuzatem, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza do serca i płuc.</li>
	<li>Włącz główną pompę perystaltyczną i ustaw ją na niską (~2 ml/min) prędkość, aby perfuzat mógł przepływać przez tętnicę płucną i wychodzić przez lewą komorę do jamy klatki piersiowej. **KROK KRYTYCZNY** Upewnij się, że ciśnienie PA nie wzrasta, ponieważ jest to oznaką zatoru lub słabej kaniulacji (ryc. 6).</li>
	<li>Wyłącz pompę perystaltyczną.</li>
	<li>Umieść jedwabny szew za sercem, wokół komór (ryc. 7).</li>
	<li>Rozpocznij proces kaniulacji lewego przedsionka, wprowadzając małą parę kleszczy chirurgicznych do wierzchołka, przez zastawkę mitralną i do lewego przedsionka. 
	UWAGA: Spowoduje to rozszerzenie zastawki mitralnej i ułatwi kaniulację. Agresywne rozszerzenie lub zbyt głębokie rozszerzenie może nieumyślnie uszkodzić lewy przedsionek, czyniąc zaopatrzenie nieskutecznym.</li>
	<li>Usuń kleszcze z serca.</li>
	<li>Włóż kaniulę lewego przedsionka do wierzchołka przez zastawkę mitralną i do lewego przedsionka.</li>
	<li>Zabezpiecz kaniulę lewego przedsionka jedwabnym szwem za sercem (ryc. 8). 
	UWAGA: Ten szew może być "wstępnie zawiązany", aby ułatwić kaniulację.</li>
	<li>Podłącz kaniulę tętnicy płucnej do obwodu perfuzji płuc ex-vivo (ryc. 9A). Nie należy podłączać lewej kaniuli przedsionka do obwodu EVLP, dopóki blok płuco-serce nie zostanie całkowicie usunięty z organizmu.</li>
	<li>Zacisnąć przełyk hemostatem i przeciąć poniżej zacisku (między zaciskiem a przeponą), tak aby przełyk mógł być wykorzystany do podniesienia struktur krążeniowo-oddechowych głowa.</li>
	<li>Tępo wypreparuj otaczającą tkankę i przetnij zstępującą aortę i naczynia pomocnicze, aby uwolnić blok płuco-serce, gdy jest on podnoszony przez przełyk (ryc. 9B).</li>
	<li>Przeciąć głowo tchawicy do kaniuli tchawicy, aby całkowicie uwolnić blok płuco-serce.</li>
	<li>Wyjmij blok płuco-serce i umieść go w wyznaczonym miejscu w obwodzie EVLP (Rysunek 9C).</li>
	<li>Podłącz lewą kaniulę przedsionka do przewodu odpływowego i uruchom główną pompę perystaltyczną (rysunek 9D).</li>
</ol>
4. Perfuzja płuc ex vivo
<ol>
	<li>Szybko wyjmij przewód wentylacyjny z górnej części aparatu EVLP i przymocuj obudowę do czujników ciśnienia, a następnie włóż przewód wentylacyjny na górze obudowy na górze aparatu EVLP. 
	UWAGA: Umożliwi to rejestrowanie danych wentylacji i monitorowanie ciśnienia.</li>
	<li>Upewnij się, że pułapka bąbelkowa jest wypełniona odpowiednią ilością perfuzatu, aby do płuc nie dostały się pęcherzyki powietrza (tj. zatory powietrzne).</li>
	<li>Powoli zmieniaj ustawienia wentylacji i perfuzji na żądane poziomy eksperymentalne w ciągu początkowych 15 minut. Dodatkowo, podczas tej początkowej fazy rozruchu, zwiększ szybkość przepływu perfuzji do pożądanej szybkości i/lub ciśnienia. 
	UWAGA: Zaleca się zaprogramowanie respiratora tak, aby wytwarzał przerywane oddechy, które ułatwiają przepływ płynu z przestrzeni płuc, a tym samym opóźniają wystąpienie obrzęku. Mogą one być wytwarzane przez wentylatory wyposażone w funkcję westchnienia.</li>
	<li>Zdefiniuj "Czas 0" jako czas, w którym parametry wentylacji wynoszą 4 ml/kg, PEEP 2 O wynosi 2 cm, a parametry perfuzji osiągają oczekiwany poziom i pozostają stałe.</li>
	<li>W razie potrzeby należy pobrać próbki z portu próbki, błyskawicznie zamrozić w ciekłym azocie i zanotować czas pobierania próbek.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu wyizolować wszelkie niezbędne fragmenty anatomiczne do pobrania i albo błyskawicznie zamrozić w ciekłym azocie, albo umieścić w roztworze utrwalającym do dalszych badań.</li>
</ol>

<ol><li>United States Organ Transplantation, Organ Procurement and Transplantation Network & Scientific Registry for Transplant Recipients Annual Report 2011. , Available from:
 
 <a target="_blank" href="http://srtr.transplant.hrsa.gov/annual_reports/2011">http://srtr.transplant.hrsa.gov/annual_reports/2011</a> (2011).</li>
<li>Maathuis, M. H., Leuvenink, H. G., Ploeg, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perspectives+in+organ+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Perspectives in organ preservation.</a> Transplantation. 83, 1289-1298 (2007).</li>
<li>Cardoso, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+perspectives+in+lung+transplantation%3A+from+conventional+preservation+to+ex+vivo+lung+perfusion+and+lung+reconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Jornal+brasileiro+de+pneumologia+%3A+publicacao+oficial+da+Sociedade+Brasileira+de+Pneumologia+e+Tisilogia%22%5BJournal%5D)">New perspectives in lung transplantation: from conventional preservation to ex vivo lung perfusion and lung reconditioning.</a> Jornal brasileiro de pneumologia : publicacao oficial da Sociedade Brasileira de Pneumologia e Tisilogia. 35, 1057-1059 (2009).</li>
<li>DeCampos, K. N., Keshavjee, S., Liu, M., Slutsky, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+inflation+volume+for+hypothermic+preservation+of+rat+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+heart+and+lung+transplantation+%3A+the+official+publication+of+the+International+Society+for+Heart+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Optimal inflation volume for hypothermic preservation of rat lungs.</a> The Journal of heart and lung transplantation : the official publication of the International Society for Heart Transplantation. 17, 599-607 (1998).</li>
<li>Perrot, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Report+of+the+ISHLT+Working+Group+on+Primary+Lung+Graft+Dysfunction+part+III%3A+donor-related+risk+factors+and+markers%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+heart+and+lung+transplantation+%3A+the+official+publication+of+the+International+Society+for+Heart+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Report of the ISHLT Working Group on Primary Lung Graft Dysfunction part III: donor-related risk factors and markers.</a> The Journal of heart and lung transplantation : the official publication of the International Society for Heart Transplantation. 24, 1460-1467 (2005).</li>
<li>Mulloy, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+rehabilitation+of+non-heart-beating+donor+lungs+in+preclinical+porcine+model%3A+delayed+perfusion+results+in+superior+lung+function%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+thoracic+and+cardiovascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Ex vivo rehabilitation of non-heart-beating donor lungs in preclinical porcine model: delayed perfusion results in superior lung function.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 144, 1208-1215 (2012).</li>
<li>Noda, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+prolonged+ex+vivo+lung+perfusion+for+graft+preservation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+cardio-thoracic+surgery+%3A+official+journal+of+the+European+Association+for+Cardio-thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats.</a> European journal of cardio-thoracic surgery : official journal of the European Association for Cardio-thoracic Surgery. 45, e54-e60 (2014).</li>
<li>Perrot, M., Liu, M., Waddell, T. K., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-reperfusion-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+respiratory+and+critical+care+medicine%22%5BJournal%5D)">Ischemia-reperfusion-induced lung injury.</a> American journal of respiratory and critical care medicine. 167, 490-511 (2003).</li>
<li>Steen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+lungs+from+a+non-heart-beating+donor%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Transplantation of lungs from a non-heart-beating donor.</a> The Lancet. 357, 825-829 (2001).</li>
<li>Perrot, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+to+optimize+the+use+of+currently+available+lung+donors%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+heart+and+lung+transplantation+%3A+the+official+publication+of+the+International+Society+for+Heart+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Strategies to optimize the use of currently available lung donors.</a> The Journal of heart and lung transplantation : the official publication of the International Society for Heart Transplantation. 23, 1127-1134 (2004).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+for+prolonged+normothermic+ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+heart+and+lung+transplantation+%3A+the+official+publication+of+the+International+Society+for+Heart+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion.</a> The Journal of heart and lung transplantation : the official publication of the International Society for Heart Transplantation. 27, 1319-1325 (2008).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+ex+vivo+perfusion+prevents+lung+injury+compared+to+extended+cold+preservation+for+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+transplantation+%3A+official+journal+of+the+American+Society+of+Transplantation+and+the+American+Society+of+Transplant+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Normothermic ex vivo perfusion prevents lung injury compared to extended cold preservation for transplantation.</a> American journal of transplantation : official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 9, 2262-2269 (2009).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+ex+vivo+lung+perfusion+in+clinical+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+journal+of+medicine%22%5BJournal%5D)">Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation.</a> The New England journal of medicine. 364, 1431-1440 (2011).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+Human+Ex+Vivo+Lung+Perfusion+%28EVLP%29+for+Improved+Assessment+of+Extended+Criteria+Donor+Lungs+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Normothermic Human Ex Vivo Lung Perfusion (EVLP) for Improved Assessment of Extended Criteria Donor Lungs for Transplantation.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28, S126-S126 (2009).</li>
<li>Sanchez, P. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+Ex+Vivo+Lung+Perfusion+as+an+Assessment+of%5BTitle%5D)+AND+%22Marginal+Donor+Lungs+-+The+NOVEL+Lung+Trial.+J+Heart+Lung+Transpl%22%5BJournal%5D)">Normothermic Ex Vivo Lung Perfusion as an Assessment of.</a> Marginal Donor Lungs - The NOVEL Lung Trial. J Heart Lung Transpl. 32, S16-S17 (2013).</li>
<li>Pego-Fernandes, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+model+of+isolated+lung+perfusion+in+rats%3A+first+Brazilian+experience+using+the+IL-2+isolated+perfused+rat+or+guinea+pig+lung+system%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+proceedings%22%5BJournal%5D)">Experimental model of isolated lung perfusion in rats: first Brazilian experience using the IL-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system.</a> Transplantation proceedings. 42, 444-447 (2010).</li>
<li>Pego-Fernandes, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+model+of+isolated+lung+perfusion+in+rats%3A+technique+and+application+in+lung+preservation+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Jornal+brasileiro+de+pneumologia+%3A+publicacao+oficial+da+Sociedade+Brasileira+de+Pneumologia+e+Tisilogia%22%5BJournal%5D)">Experimental model of isolated lung perfusion in rats: technique and application in lung preservation studies.</a> Jornal brasileiro de pneumologia : publicacao oficial da Sociedade Brasileira de Pneumologia e Tisilogia. 36, 490-493 (2010).</li>
<li>Niemeier, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolated+perfused+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+health+perspectives%22%5BJournal%5D)">The isolated perfused lung.</a> Environmental health perspectives. 56, 35-41 (1984).</li>
<li>Zhou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pulmonary+hypertension+model+induced+by+continuous+pulmonary+air+embolization%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">A pulmonary hypertension model induced by continuous pulmonary air embolization.</a> The Journal of surgical research. 170, e11-e16 (2011).</li>
<li>Harris, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+responses+between+rat+strains+and+colonies%5BTitle%5D)+AND+%22Food+and+cosmetics+toxicology%22%5BJournal%5D)">Differences in responses between rat strains and colonies.</a> Food and cosmetics toxicology. 3, 199-202 (1965).</li>
</ol>

MONITOROWANIE SYSTEMU
Jak to wygląda, gdy eksperyment przebiega prawidłowo:
Po umieszczeniu kaniul w obwodzie i wentylacji płuc istnieje wiele sposobów na zapewnienie prawidłowego działania systemu. W całej linii nie powinno być żadnych wycieków perfuzatu. Opór naczyniowy płuc (PVR) powinien pozostać względnie stały (przy założeniu stałego przepływu). Wymiana tlenu powinna wzrosnąć, gdy respirator będzie działał prawidłowo i rozszerzał płuca, aby rekrutować więcej pęcherzyków płucnych do wymiany gazowej. Rycina 12A przedstawia prawidłowo wentylowane i ukrwione płuca podłączone do obwodu EVLP wewnątrz sztucznej klatki piersiowej.
Jak to wygląda, gdy eksperyment nie działa dobrze:
Istnieje kilka typowych problemów, które występowały najczęściej na początkowych etapach eksperymentu EVLP. Pierwszym i najłatwiejszym do naprawienia jest nieszczelność w przewodzie wychodzącym z płuc. Jest to zauważalne przez kałużę perfuzatu gromadzącą się pod częścią obwodu i stale obniżający się poziom w zbiorniku. Sprawdź i dokręć wszystkie złącza rurek wokół obszaru rozlania i sprawdź, czy sama rurka nie jest szczelna. Jeśli ten wyciek nastąpi przed płucem, może również wprowadzić pęcherzyki do płuca. Należy temu zaradzić tak szybko, jak to możliwe, ponieważ pęcherzyki powietrza w perfuzacie spowodują uszkodzenie tkanek i znaczny wzrost PVR. Może również dojść do wycieku z płuc lub jednej z kaniuli. Może to być spowodowane poślizgiem kaniuli lub przeszkodą w przewodzie wyjściowym powodującą wzrost ciśnienia. Sprawdź położenie obu kaniul, aby upewnić się, że żadna z nich nie ześlizgnęła się ani nie skręciła. Ciśnienie PA powinno być również monitorowane podczas tego procesu, ponieważ natychmiastowy wzrost ciśnienia PA jest oczywistym znakiem, że niedawno wystąpiła jakaś przeszkoda. Rycina 12B przedstawia pęknięte płuco, które pękło z powodu wysokiego ciśnienia. Wyciek z samego płuca może być również spowodowany rozdarciem tkanki. Ten problem może, ale nie musi być naprawialny, ale zmiana położenia i ponowne dokręcenie kaniul jest najlepszą opcją w tym scenariuszu.
Kluczowe punkty/możliwości, do których należy się uczyć:
Opracowanie metodą prób i błędów systemu perfuzji płuc ex-vivo pozwoliło nam zidentyfikować kilka kluczowych problemów, które tutaj przedstawiamy, aby ułatwić sprawne wdrożenie systemu EVLP. Po pierwsze, w odniesieniu do pobierania, ważne jest, aby przestrzegać standardowych technik znieczulenia w celu prawidłowego znieczulenia zwierząt (wystarczająca ilość znieczulenia, wstrzyknięcie do otrzewnej) i wymagane jest przestrzeganie wszystkich zasad IACUC. Kaniule (pokazane na rysunku 13 A, B i C) powinny być wielokrotnie płukane w celu usunięcia wszelkich skrzepów i/lub zanieczyszczeń w obrębie układu naczyniowego płuc. Jeśli chodzi o dobór zwierząt, sugerujemy użycie szczurów Sprague Dawley lub Lewis o wadze 250–350 g. Należy zachować szczególną ostrożność podczas kaniulacji szczurów o wadze blisko 250 g, ponieważ naczynia będą mniejsze, a zatem znacznie trudniejsze do kaniulacji bez uszkodzenia naczyń krwionośnych. Jeśli ma być użyty mniejszy szczur lub model myszy, może być konieczne użycie mniejszej kaniuli.
Kaniulacja tchawicy zazwyczaj nie jest trudna, o ile szew jest odpowiednio zabezpieczony, najpierw przesuwając jedwabny szew z tyłu tchawicy po wypreparowaniu otaczającej powięzi, a przed kaniulacją. Następnie wykonaj przednie nacięcie 1-2 pierścienie tchawicy nad szwem, aby przejść przez kaniulę. Zawiąż kwadratowe węzły między pierścieniami tchawicy, aby zabezpieczyć je w rowku dla lepszego bezpieczeństwa (Rysunek 4C). Kaniulacja tętnicy płucnej (PA) jest trudniejsza w porównaniu z kaniulą tchawiczą. W tym badaniu zastosowano następujące kroki dla tej procedury. Najpierw chwyć wierzchołek serca parą kleszczy. Przełóż kolejną parę kleszczyków w zatoce poprzecznej i nawlecz szew, aby zabezpieczyć kaniulę w bliższym PA. Naciąć prawą komorę bezpośrednio przed drogą odpływu prawej komory (RVOT) (ryc. 14A). Po wcięciu w RVOT kaniula zostanie skierowana w stronę drogi odpływu z tętnicy płucnej. Założenie szwu za tętnicą płucną/aortą przed prawą wentrikulotomią zwiększa skuteczność (ryc. 5C). Kaniula powinna być przymocowana na miejscu za pomocą szwu, aby zapobiec przemieszczeniu. Poważna komplikacja może wystąpić, jeśli kaniula PA nie jest w prawidłowej orientacji anatomicznej. Kaniula może być wprowadzona zbyt głęboko i ulegać perfuzji tylko jednej gałęzi lub ulec zniekształceniu w wyniku skręcenia próbki płucoserca po wyjęciu z jamy klatki piersiowej. Można go łatwo ustawić z powrotem do pierwotnej pozycji, aby zachować właściwy kąt pozycji anatomicznej. Wreszcie, kaniulacja lewego przedsionka (LA) jest najtrudniejszą częścią procedury. Kaniulę LA należy umieścić w lewym przedsionku. Ponieważ tkanki są niezwykle kruche, należy pamiętać, aby nie używać znacznej siły ani skręcania, aby zapobiec rozdarciu w żyle płucnej i lewym przedsionku, co sprawiłoby, że eksperyment byłby nie do uratowania. Kaniulę PA najlepiej umieścić przed kaniulą LA. Wykazano, że lewa komora brzuszna z usunięciem wierzchołka przerywa ścięgna kordowe i umożliwia łatwiejszy dostęp przez płatki mitralne. Ponadto wentrikulotomia ułatwia rozszerzenie i wizualizację zastawki mitralnej oraz wprowadzenie kaniuli przez zastawkę mitralną. Rozszerzenie pierścienia zastawki mitralnej za pomocą pary małych tępo zakończonych pick-upów można wykonać w celu uwidocznienia przewodu do LA (ryc. 14B). Szew należy założyć za sercem przed kaniulacją. Można to zrobić po prostu podnosząc serce do góry za pomocą pary małych tępo zakończonych pick-upów i umieszczając szew pod spodem i w poprzek serca. LA jest teraz gotowy do kaniulacji. Przeprowadź kaniulę LA przez pick-upy, aby prawidłowo zobrazować umieszczenie kaniuli w lewym przedsionku. Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie przesunąć kaniuli z powrotem do lewej komory. Szew powinien być następnie szczelnie zamocowany wzdłuż mięśnia sercowego lewej komory. Przymocowanie szwu do lewego przedsionka może zatkać całą kaniulę lub jej część.
Podczas zabiegu ważne jest, aby w części nawiewnej aparatu nie pozostało żadne powietrze. Każde znaczące powietrze może wytworzyć zator powietrzny, zwiększyć PVR (w rzeczywistości "śluzę powietrzną"), co spowoduje znacznie niższy przepływ perfuzatu przy danym ciśnieniu. Do usuwania powietrza z systemu można użyć różnych punktów. Powietrze w sekcji odpływowej jest oczekiwane i nie powinno mieć żadnego szkodliwego wpływu na płuca. Wykazano, że świński model nadciśnienia płucnego odtwarza patologię z ciągłych niewielkich ilości powietrza przez okres 8 tygodni. Zwiększone powietrze zmniejsza ilość obecnej perfuzji, powodując jednocześnie stan zapalny otaczających tkanek 19.
Inicjacja perfuzji może nastąpić po zakończeniu kaniulacji, ale przed podłączeniem rurki pochodzącej z LA do linii EVLP. Perfuzat powinien być przepuszczony, aby usunąć wszelkie skrzepy krwi, a perfuzat ten może bez problemu opróżnić się do ściany klatki piersiowej. Przełączenie pompy perfuzatu w tryb ręczny i powolne zwiększanie natężenia przepływu do ~2 ml/min pozwala na ścisłe monitorowanie ciśnienia PA. Ciśnienie powyżej 20-30 cmH2O może wskazywać na przeszkodę, a obserwowanie perfuzatu wydostającego się z LA jest również wskaźnikiem, ale może to być bardzo trudne do zauważenia. Jeśli ciśnienie wzrośnie do ponad 20-30 cmH2O, zatrzymaj pompę i ponownie sprawdź obie kaniulacje. Gdy ciśnienie osiągnie stałe około 10-20 cmH2O, pozwól perfuzatowi przepływać przez i do jamy klatki piersiowej przez 2 minuty. W tym czasie linia z LA może być podłączona do obwodu EVLP. Prędkość pompy perfuzatu można zwiększyć do 5-10 ml/min. W miarę jak głowica płynu przechodzi przez obwód, nastąpi wzrost ciśnienia PA ze względu na wzrost wysokości głowicy płynu, a tym samym ciśnienia statycznego. Jeśli płyn nie może przepłynąć przez najwyższy punkt linii, może być konieczne przyłożenie siły ssącej na przeciwległym końcu linii lub próba obniżenia najwyższej części linii. Gdy ten problem zostanie rozwiązany, perfuzat powinien krążyć bez żadnych problemów.
Należy monitorować kilka kwestii związanych z respiratorem. Po pierwsze, może dojść do skręcenia oskrzeli/tchawicy i położenia płuco-serce, gdy płuca stają się bardziej obrzęknięte, a waga wzrasta. Ważne jest, aby kaniule pozostawały w stosunkowo bliskiej pozycji anatomicznej, dlatego może być konieczna zmiana jednej lub obu kaniuli. Z tym systemem EVLP można stosować wentylatory z regulacją ciśnienia lub objętości, a także wentylację dodatnią lub ujemną. W przypadku modelu szczurzego odkryliśmy, że przy użyciu nadciśnienia wentylacja o kontrolowanej objętości działa dobrze przy objętościach oddechowych w zakresie 4-10 ml / kg i przy dodatnim ciśnieniu końcowo-wydechowym (PEEP) w zakresie 2-8 cmH2O. Jednak PEEP wynoszący 8 cmH2O może spowodować możliwe pęknięcie przy rozwidleniu tchawicy. Po każdym eksperymencie (lub zestawie doświadczeń, jeśli są wykonywane jeden po drugim), przewód wentylacyjny prowadzący do tchawicy powinien zostać oczyszczony z płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL), który mógł przemieszczać się w górę tchawicy. Płyn ten stwardnieje, jeśli pozostanie nietknięty i może całkowicie zablokować przewód wentylacyjny.
Kompozycja perfuzacyjna ma kluczowe znaczenie dla udanego eksperymentu EVLP. Mieszanina 5% dekstranu pozwala na perfuzję płuc zbliżoną do warunków fizjologicznych, utrzymuje stabilne ciśnienie onkotyczne, aby skierować płyn z powrotem do naczyń krwionośnych, aby zapobiec obrzękowi i zapobiega zakrzepicy w naczyniach płucnych. Ważne jest, aby pamiętać, że niektóre gatunki szczurów mogą być uczulone na dekstran, który może powodować obrzęk płuc20. Zawartość perfuzatu była spójna we wszystkich grupach eksperymentalnych w tym badaniu, dlatego zawartość dekstranu nie powinna być czynnikiem zakłócającym. Ciśnienie onkotyczne jest krytyczną zmienną, która może poprawić lub wywołać obrzęk tkanek. W tym systemie zastosowano dostępne na rynku roztwory perfuzyjne, które są zoptymalizowane pod kątem przechowywania statycznego w niskiej temperaturze lub perfuzji normotermicznych, aby wydłużyć czas żywotności płuc. Zauważamy, że niektóre z tych roztworów zawierają albuminę, a jednym z problemów jest możliwość wywołania przez albuminę bydlęcą reakcji zapalnej w płucach gryzoni. Chociaż optymalny skład perfuzatu jest przedmiotem ciągłych badań, perfuzat musi uwzględniać ciśnienie onkotyczne, ciśnienie osmotyczne i zdolność buforową. Zalecamy, aby roztwór był oparty na zmodyfikowanym roztworze Krebsa-Henseleita lub pożywce do hodowli komórkowych. Ciśnienie onkotyczne powinno być utrzymywane przez dekstran lub albuminę, w zależności od zastosowania. Ciśnienie perfuzji i natężenie przepływu wpływają na narząd, a suprafizjologiczne parametry perfuzji mogą sprawić, że narząd będzie podatny na urazy mechaniczne.
Wskaźniki wizualne podczas eksperymentu:
Istnieje wiele wskazówek wizualnych, a także wskazówek z danych w czasie rzeczywistym, które można wykorzystać do określenia, czy eksperyment EVLP przebiega prawidłowo. Płuco pozostanie tej samej wielkości i opróżni się do tej samej objętości po każdym oddechu. Nie będzie również wycieku z samego płuca. PVR, masa płuc i podatność pozostaną względnie stałe. Produkcja tlenu pozostanie stała lub nieznacznie wzrośnie.
Istnieje wiele wizualnych wskaźników, kiedy płuco zostaje naruszone podczas eksperymentu. Płuca stają się obrzęknięte i szybko rosną pod względem wielkości i wagi. Zmienia się kolor płuc (od jasnobrązowego do białego), a w tkance można zidentyfikować kieszenie płynu. Jeśli tchawica lub płuco pęknie w wyniku barotraumy lub nadmiernego rozdęcia, od miejsca urazu będzie bulgotać (ryc. 12B). Produkcja tlenu zmniejszy się, a PVR i zgodność również znacznie wzrosną.
Potencjał wykorzystania modelu EVLP na małych zwierzętach, takich jak gryzonie, otwiera drzwi do przyszłych badań poprawiających leczenie przeszczepów płuc. Jednak model małego zwierzęcia wymaga lepszego zrozumienia, aby naprawdę naśladować przeszczep płuc. Model ten może być wykorzystany w przyszłości do ulepszenia metod leczenia i określenia parametrów wyjściowych dla przyszłych badań nad przeszczepami płuc.

Znaczenie kliniczne
Obecnie brakuje odpowiednich płuc do przeszczepu, a tylko 19% płuc może być wykorzystanych w kraju, co prowadzi do wydłużenia czasu oczekiwania na przeszczep lub śmierci pacjentów oczekujących na przeszczep1. Niedobór może być spowodowany starszymi dawcami, urazami, infekcjami, niewydolnością wielonarządową, a czasem uszkodzonymi płucami dawcy po pobraniu2. Ponadto płuco jest kruchym narządem znajdującym się poza jamą piersiową, a standardowe techniki transportu i konserwacji mogą prowadzić do pogorszenia stanu płuc i ich niezdolności do życia. W związku z tym utrzymanie i poprawa żywotności płuc ex-vivo stała się ostatnio głównym celem medycyny transplantacyjnej płuc.
Perfuzja płuc ex-vivo (EVLP)
Perfuzja płuc ex-vivo (EVLP) ewoluowała do ciągłego perfuzji narządów ocenianych do przeszczepu i umożliwia okres oceny, który pozwala na potencjalną resuscytację lub regenerację płuc. EVLP może wydłużyć całkowity czas niedokrwienia narządów poza ciałem i umożliwić dawcom narządów pokonywanie większych odległości3. Zazwyczaj płuca są wentylowane przy 50% całkowitej pojemności płuc lub 20 cmH2O szczytowego ciśnienia w drogach oddechowych z frakcją wdychanego tlenu (FiO2) od 30% do 50%4. Roztwór konserwujący jest perfundowany w stężeniu 40-60 ml/kg (około 40% przewidywanej pojemności minutowej serca wynoszącej 100 ml/kg) u ludzi i dużych zwierząt5,6, ale ulega perfuzji w ilości około 20% pojemności minutowej serca u szczurów7. Włączenie rozwiązania STEEN umożliwiło ludzkim płucom przemieszczanie się w środowiskach RT bez rozwoju obrzęku płuc9. Ta pionierska praca została udoskonalona przez University of Toronto Lung TransplantProgram 10-13 i jest oceniana pod kątem lepszej oceny płuc dawcy brzeżnego do przeszczepu14,15. Jednak optymalne warunki wentylacji i perfuzji potrzebne do regeneracji płuc brzeżnych i/lub niespełniających norm do przeszczepu nie są znane i są obecnie aktywnym obszarem badań.
Izolowane systemy perfuzji płuc były używane u małych zwierząt do powodowania uszkodzeń płuc, odtwarzania chorób układu oddechowego i perfuzji płuc różnymi roztworami, aby zapobiec uszkodzeniom niedokrwiennym. Badacze stworzyli model przeszczepu płuc na małych zwierzętach, wykorzystując izolowany system perfuzji płuc do naśladowania protokołów EVLP, które mogą być stosowane u ludzi i większych zwierząt16-18. Jednak ten eksperymentalny model wiąże się z wieloma wyzwaniami w odniesieniu do różnych technik i parametrów stosowanych do naśladowania fizjologii człowieka. W szczególności istnieje wiele subtelności w utrzymaniu żywotności płuc podczas EVLP. Te subtelności mogą wynikać z różnic w technice zbioru, ustawieniach wentylacji nadciśnieniowej, składzie perfuzatu i warunkach przepływu oraz kaniulacji płuc. Dlatego celem jest dostarczenie społeczności badawczej szeregu wskazówek dotyczących rozwiązywania problemów i wdrażania, które, jak znaleźliśmy, prowadzą do solidnej metody implementacji EVLP w modelu gryzoni.

<table><tbody><tr><td>IPL-2 Podstawowy system perfuzji płuc</td><td>Pęseta do aparatów</td><td></td><td></td>Harvard</tr><tr><td>#5 ze stali nierdzewnej, zakrzywiona 11&nbsp; cm</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>IND500232</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta #5 Dumostar, 11&nbsp; cm</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>INS500085-Pęseta A</td><td></td></tr><tr><td>#7 Tytan, 12&nbsp; cm zakrzywione końcówki</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>INS600187</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki McPherson-Vannas 8&nbsp; cm, Str 5&nbsp; mm</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>INS14124</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Vannas 8&nbsp; cm Str 5&nbsp; mm</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>INS14003</td><td></td></tr><tr><td>Taca do sterylizacji instrumentów 5 "x 7"</td> <td>Kent Scientific Corporation</td><td>INS800101</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna 30 000 jednostek na 30 ml</td><td>APP Farmaceutyki</td><td>dostarczane z OSU Pharmacy</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 500&nbsp; mg na 5&nbsp; ml</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>Dostarczane z OSU Pharmacy</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna 100&nbsp; mg na 1&nbsp; ml</td><td>Akorn</td><td>Dostarczane z Apteki</td><td></td>OSU</tr><tr><td>10&nbsp; Strzykawka insulinowa CC 29&nbsp; Igła G x 1/2"</td><td>B-D</td><td>309301</td><td></td></tr><tr><td>Hyflex NBR</td><td>Ansell</td><td>S-17310M</td><td>Rękawice odporne na gryzienie</td></tr><tr><td>BL1500</td><td>Sartarius</td><td>Practum 1102-1S</td><td>Scale</td></tr><tr><td>Duży płaski dno Ogranicznik</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>FB L 3,375 fi x 8,5, 250-500gm rat&nbsp;</td><td>Tunel dla szczurów do wstrzykiwań</td></tr><tr><td>Bezpudrowe rękawice egzaminacyjne Sterling nitryl, duże</td><td>Kiberly-Clark</td><td>50708</td><td></td></tr><tr><td>Rapidpoint 405</td><td>Analizator parametrów krytycznych</td><td>Siemens</td><td></td></tr><tr><td>Fiberoxygenator D150</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>PY2 73-3762</td><td></td></tr><tr><td>LabChart v7.3.7</td><td>ADInstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaniula tchawicy</td><td>Aparat Harvard</td><td>733557</td><td></td></tr><tr><td>Płucny Kaniula tętnicza</td><td>Aparat Harvard</td><td>730710</td><td></td></tr><tr><td>Kaniula lewego przedsionka</td><td>Aparat Harvard</td><td>730712</td><td></td></tr><tr><td>Pompa perystaltyczna&nbsp;</td><td>Ismatec</td><td>ISM 827B</td><td></td></tr><tr><td>Wentylator dla małych zwierząt model 683</td><td>Aparatura Harvarda</td><td>55-000</td><td></td></tr><tr><td>Ecoline Star Edition 003, E100</td><td>Lauda</td><td>LCK 1879</td><td></td></tr><tr><td>Kaseta węży</td> podgrzewacza wody <td>Cole-Parmer</td><td>IS 0649</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw połączeniowy D150</td><td>Cole-Parmer</td><td>VK 73-3763</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 8/35</td><td>ADInstruments</td><td>730045</td><td></td></tr><tr><td>Moduł wzmacniacza przetwornika TAM-A typ 705/1</td><td>Hugo Sachs - Harvard Apparatus</td><td>73-0065</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz przetwornika TAM-D typ 705/2</td><td>Hugo Sachs - Aparat Harvarda</td><td>73-1793</td><td></td></tr><tr><td>SCP Servokontroler do perfuzji typu 704</td><td>Hugo Sachs - Aparatura Harvarda</td><td>732806</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz mostka częstotliwości nośnej CFBA typ 672</td><td>Hugo Sachs - Aparatura Harvarda</td><td></td><td></td>731747</tr><tr><td>Moduł sterujący wentylatora VCM typ 681</td><td>Hugo Sachs - Aparatura Harvarda</td><td>731741</td><td></td></tr><tr><td>Moduł sterowania czasem TCM typ 686</td><td>Hugo Sachs - Aparatura Harvarda</td><td>731750</td><td></td></tr><tr><td>IL2 Zestaw rurek do perfuzacji</td><td>Aparat Harvard</td><td>733842</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw rurek do komory wilgotnej</td><td>Aparat Harvard</td><td>73V83157</td><td></td></tr><tr><td>Tygon E-3603 Rurka 2.4&nbsp; mm ID</td><td>Harvard Apparatus</td><td>721017</td><td>linia perfuzacyjna wchodząca do płuc</td></tr><tr><td>Tygon E-3603 Rurka 3.2&nbsp; mm ID</td><td>Aparat Harvard 721019</td><td></td><td>linię perfuzyjną opuszczającą płuca</td></tr><tr><td>roztwór glukozy</td><td></td><td></td> o niskim poziomie dekstranu potasu, <td>który przepłukuje płuca</td></tr></tbody></table>

metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu evlp dla szczurów

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Liczba akceptowalnych płuc dawców dostępnych do przeszczepu płuc jest poważnie ograniczona ze względu na niską jakość. Ex Vivo Perfuzja płuc (EVLP) sprawiła, że przeszczep płuc u ludzi stał się łatwiej dostępny, umożliwiając ocenę narządów i rozszerzenie puli dawców. Wraz z rozwojem i ulepszaniem tej technologii, możliwość potencjalnej oceny i poprawy jakości płuc niespełniających norm przed przeszczepem staje się krytyczną potrzebą. W celu bardziej rygorystycznej oceny tych podejść konieczne jest stworzenie powtarzalnego modelu zwierzęcego, który pozwoliłby na testowanie ulepszonych technik i postępowania z płucami dawcy, a także z biorcą przeszczepu płuc. Ponadto zwierzęcy model EVLP powiązanych patologii, np. uszkodzenia płuc wywołanego wentylacją (VILI), zapewniłby nową metodę oceny leczenia tych patologii. W tym miejscu opisujemy rozwój programu płuc EVLP u szczurów i udoskonalenia tej metody, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu dla przyszłej ekspansji. Opisano również zastosowanie tego systemu EVLP do modelowania VILI w płucach szczurów. Celem jest dostarczenie społeczności naukowej kluczowych informacji i "pereł mądrości"/technik, które powstały w wyniku prób i błędów i mają kluczowe znaczenie dla ustanowienia systemu EVLP, który jest solidny i powtarzalny.

Dane mechaniczne zbierane w czasie rzeczywistym za pomocą programu do akwizycji danych mogą być łatwo analizowane w celu przetestowania dowolnej liczby hipotez. Na przykład Rysunek 10A przedstawia średnią masę płuc w ciągu 60 min w 10 eksperymentach na szczurach, w których zwierzęta wentylowano z niską objętością oddechową i niskim PEEP wynoszącym 4 ml/kg oraz 2 cmH2O. Mimo że w trakcie eksperymentu następuje bardzo niewielki wzrost masy płuc, wzrost ten nie jest istotny statystycznie (ANOVA, p = 0,92). Rysunek 10B przedstawia średnie ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP) w ciągu 60 min w 12 eksperymentach na szczurach. Niższe PAP w punkcie czasowym 0 min jest wynikiem niższego przepływu i ustawień wentylacji stosowanych na początku wszystkich eksperymentów, a PAP pozostaje stałe po tym punkcie czasowym, bez statystycznie istotnych zmian po t=10 min (ANOVA na rangach, p = 0,89). Rysunek 10C przedstawia opór naczyniowy płuc (PVR) w ciągu 60 min w 12 eksperymentach na szczurach i choć po t=20 min następuje niewielki spadek PVR, w trakcie tego eksperymentu nie odnotowano statystycznie istotnej różnicy w PVR (ANOVA na rangach, p= 0,65). W porównaniu do przedstawionych tutaj danych PVR, Noda et al. wykazali, że PVR nieznacznie wzrasta w czasie w ciągu 4 h. Autorzy ci raportują jednak dane PVR zaczynając od 1 h zamiast od początku eksperymentu i nie podano wartości odchylenia standardowego7. Noda et al. nie przedstawili również danych dotyczących obrzęku płuc dla eksperymentów 4-godzinnych, więc nie można ich porównać z danymi zaprezentowanymi tutaj na Rysunku 10A. Główne różnice w procedurze Noda et al. w porównaniu do opisanej w niniejszej pracy obejmują: 1 h konserwacji w zimnym roztworze LPS przed EVLP, wstępną wentylację szczurów mieszaniną gazów zawierającą izofluran w celu utraty przytomności, uzupełnienie roztworu perfuzyjnego o 50 mg metyloprednizolonu i 50 mg cefalosporyny, zdefiniowanie całkowitego przepływu jako 20% obliczonego rzutu serca, pobieranie próbek perfuzatu dopiero po uprzedniej 5-minutowej wentylacji płuc 100% O2 oraz czas trwania eksperymentu wynoszący 4 h.
Próbki perfuzatu pobierane podczas eksperymentu mogą być również analizowane w wielu celach. Przykładowo, na Rysunku 11 demonstrujemy, w jaki sposób wentylacja z wysoką objętością oddechową/wysokim PEEP może wywołać odpowiedź prozapalną w ciągu 60 min. W tych eksperymentach perfuzat od 4 szczurów wentylowanych w warunkach urazowych, t.j. przy wysokiej objętości oddechowej 10 ml/kg i wysokim PEEP 8 cmH2O, analizowano pod kątem cytokin prozapalnych i przeciwzapalnych IL1β, TNFα oraz IL4 z wykorzystaniem standardowych technik ELISA. Jak pokazano na Rysunku 11, w porównaniu do poziomów cytokin przed wentylacją (0 min), 60 min wentylacji urazowej spowodowało statystycznie istotny wzrost stężenia IL-1β i TNFα (cytokin prozapalnych) oraz brak zmian w stężeniu IL-4 (cytokiny przeciwzapalnej). Zatem ten system EVLP jest w stanie generować profile uszkodzenia płuc powszechnie obserwowane podczas wentylacji mechanicznej.
<img alt="Proces pomostowania serca: pompa perystaltyczna, oksygenator membranowy; układ laboratoryjny z rezerwuarem objętościowym." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig1highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Schemat i zdjęcie układu do perfuzji płuc ex-vivo (EVLP) u małych zwierząt. Litery na schemacie odpowiadają literom na zdjęciu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Układ spektroskopowy do pomiaru wzbudzenia optycznego; analiza absorpcji/emisji z użyciem aparatury." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig2highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Wszystkie przetworniki są bezpiecznie podłączone do modułów sterujących. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Układ do oczyszczania białek, system chromatograficzny, sprzęt procesowy na stole laboratoryjnym." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig3highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Stół operacyjny dla szczura jest stabilnie ustawiony obok układu do perfuzji płuc ex vivo (EVLP). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura sekcji szczura do badań anatomicznych; ustawienie eksperymentalne przedstawiające narzędzia chirurgiczne i organy." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig4highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. (A) Wykonuje się nacięcie w kierunku głowowym w celu odsłonięcia tchawicy. Jama klatki piersiowej nie jest odsłaniana. (B) Za tchawicą umieszcza się jedwabną szuturę. (C) Tchawicę przecina się częściowo, aby przygotować ją do kaniulacji. (D) Kaniulę tchawiczą umieszcza się w odpowiedniej pozycji i mocuje jedwabną szuturą. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura sekcji szczura; zestaw chirurgiczny do analizy organów wewnętrznych; badania nad anatomią i funkcją." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig5highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. (A) Jamę klatki piersiowej odciąga się, aby umożliwić dostęp do serca i płuc. (B) Przygotowanie do umieszczenia szwu za tętnicą płucną. (C) Tętnica płucna zostaje zakanulowana i związana wcześniej umieszczonym jedwabnym szwem. (D) Roztwór elektrolitów o niskim stężeniu K+ jest przepłukiwany przez tętnicę płucną i wyprowadzany przez lewy przedsionek w celu usunięcia skrzepów krwi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres analizy danych spektralnych; widma absorpcji przejściowej; analiza ekscytacji-emisji; wykres." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig6highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6. Zwiększenie przepływu w tętnicy płucnej podczas płukania płuc może spowodować gwałtowny wzrost ciśnienia w tętnicy płucnej. Jeśli kanulacja została wykonana prawidłowo i nie występuje poważna niedrożność, ciśnienie powinno spaść. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig6large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Układ do sekcji zwierzęcia przedstawiający organy wewnętrzne i procedurę analizy tkanek." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig7highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7. Jedwabna szewka zostanie umieszczona wokół całego serca w ramach przygotowania do kaniulacji lewego przedsionka. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura sekcji pokazująca narządy wewnętrzne gryzonia do badań anatomicznych i medycznych." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig8highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8. Kaniula lewego przedsionka zostaje zamocowana na miejscu za pomocą jedwabnego szwu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig8large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna i przygotowanie izolowanego serca szczura; układ eksperymentalny do perfuzji organu in vitro." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig9highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 9"> 
Rycina 9. (A) Kanula tętnicy płucnej jest połączona z układem do perfuzji płuc ex-vivo. (B) Przełyk zostaje zaklemowany, a tkanka łączna rozdzielona tępym rozcieciem w celu usunięcia bloku serce-płuca. (C) Blok serce-płuca zostaje usunięty z jamy klatki piersiowej i umieszczony w układzie do perfuzji płuc ex-vivo. (D) Lewy przedsionek zostaje połączony z układem do perfuzji płuc ex-vivo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig9large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykresy przedstawiające masę płuc, ciśnienie w tętnicy płucnej oraz opór naczyniowy w czasie; oznaczenie N.S." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig10highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 10"> 
Rycina 10. (A) Masa płuc samców szczurów Sprague Dawley podczas 60 min perfuzji płuc ex vivo (n=10). (B) Ciśnienie w tętnicy płucnej samców szczurów Sprague Dawley podczas 60 min perfuzji płuc ex vivo (n=12). (C) Opór naczyniowy płuc samców szczurów Sprague Dawley podczas 60 min perfuzji płuc ex vivo (n=12), N.S. oznacza brak statystycznie istotnej różnicy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig10large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący stężenia IL-1b, TNF-a, IL-4 w 0 min i 60 min." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig11highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 11"> 
Rycina 11. Wpływ 1-godzinnej wentylacji przy wysokich objętościach oddechowych (10 ml/kg) i wysokim PEEP (8 cmH2O) na stężenia cytokin prozapalnych i przeciwzapalnych w perfuzacie. n=4, * oznacza statystycznie istotną różnicę w stosunku do próbki z 0 h (p &lt; 0.05). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig11large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Układ perfuzji płuc; proces decelularyzacji; porównanie eksperymentalne; środowisko bioreaktora." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig12highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 12"> 
Rycina 12. (A) Płuco poddawane prawidłowej wentylacji i perfuzji podłączone do obiegu EVLP. (B) Wysokie dodatnie ciśnienie końcowowydechowe (PEEP) powoduje pęknięcie w miejscu rozwidlenia tchawicy, co prowadzi do powstania pęcherzyków powietrza w miejscu urazu i wypełnienia nimi sztucznego klatki piersiowej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig12large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Narzędzia w postaci haków chirurgicznych, oznaczone A-C, prezentujące warianty konstrukcyjne do procedur medycznych." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig13highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 13"> 
Rysunek 13. (A) Kanula tętnicy płucnej. Kanula ta jest mniejsza od kanuli lewego przedsionka. (B) Kanula lewego przedsionka. Kanula ta jest znacznie większa od kanuli tętnicy płucnej. (C) Kanula tchawicy. Kanula ta posiada żeberka ułatwiające zabezpieczenie tchawicy za pomocą jedwabnego szwu. Końcówka wprowadzana do tchawicy jest również lekko zaostrzona, aby ułatwić wprowadzenie kanuli do tchawicy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig13large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna na wątrobie gryzonia; układ eksperymentalny do badań biologicznych, dłonie w rękawiczkach, narzędzia." src="/files/ftp_upload/52309/52309fig14highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 14"> 
Rysunek 14. (A) Wierzchołek serca jest podtrzymywany pęsetą przed nacięciem prawej komory w celu kaniulacji tętnicy płucnej. (B) Rozszerzenie pierścienia zastawki mitralnej za pomocą małej pęsety tępej ułatwia wizualizację drogi do lewego przedsionka. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52309/52309fig14large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Perfuzja płuc Ex-Vivo (EVLP) umożliwiła przeszczep płuc u ludzi dzięki umożliwieniu oceny narządów i rozszerzeniu puli dawców. W tym miejscu opisujemy rozwój programu EVLP dla szczurów i udoskonalenia, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu do przyszłej rozbudowy.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Ogólnym celem tej procedury jest ustanowienie spójnego modelu ex vivo perfuzji płuc szczura, który pozwoli na uzyskanie powtarzalnych wyników. Pierwszym krokiem jest kaniulacja tchawicy i rozpoczęcie wentylacji mechanicznej. Następnie kaniulowane są tętnica płucna i lewy przedsionek.Ostatnim krokiem jest wyjęcie bloku serce-płuca z jamy klatki piersiowej i umieszczenie go w obiegu perfuzji płuc ex vivo. W końcowej fazie wykorzystuje się czujniki ciśnienia, przetworniki masy oraz analizator gazów krwi, aby w czasie rzeczywistym monitorować stan płuc poprzez pomiar ciśnienia w tętnicy płucnej i innych parametrów. Perfuzja płuc ex vivo to niezwykła technologia, która pozwoliła na poszerzenie grupy dawców do transplantacji płuc.Przewidujemy, że dzięki wykorzystaniu tej technologii jako platformy do oceny organów będziemy mogli poprawić jakość narządów przeznaczonych do przeszczepu oraz ogólne wyniki transplantacji. W laboratorium Copper wprowadziliśmy pojęcie „uzbrajania organu” (ang. arming the organ), co oznacza ocenę, przebudowę lub naprawę, a następnie modyfikację narządu w celu poprawy jego jakości, a tym samym poprawy wyników przeszczepienia. Opracowaliśmy stabilny i powtarzalny model perfuzji płuc ex vivo na małych zwierzętach (szczurach).W tym filmie zaprezentujemy kluczowe i krytyczne kroki niezbędne do opracowania tego modelu perfuzji płuc ex vivo, który może następnie służyć jako platforma do badań nad perfuzją i transplantacją. Rozpocznij od przygotowania układu EVLP i przeprowadzenia ciepłego perfuzatu przez cały system. Ustaw kąpiel wodną, wymiennik ciepła oraz sztuczną klatkę piersiową na 37°C.Przepuść gaz odtleniony przez filtr gazowy w urządzeniu PERFUSE 8, aby zapewnić zawartość tlenu rozpuszczonego na poziomie około 6% na potrzeby eksperymentu. Po uruchomieniu programu do akwizycji danych podłącz przetwornik ciśnienia w tętnicy płucnej, przetwornik różnicy ciśnień w tchawicy, przetwornik różnicy ciśnień przepływu oddechowego, przetwornik masy płuc oraz przetwornik prędkości pompy do modułu przetwornika analogowo-cyfrowego. Na koniec przygotuj stół operacyjny oraz wszystkie narzędzia i materiały niezbędne do przeprowadzenia procedury.Po zweryfikowaniu sedacji poprzez ucisk palca u stopy, umieść znieczulone zwierzę w pozycji grzbietnej na stole operacyjnym. Rozpocznij rejestrację danych za pomocą programu do akwizycji danych. Po przygotowaniu otwórz jamę brzuszną i wstrzyknij heparynę do żyły głównej dolnej.Zgodnie ze standardowymi procedurami, wykonaj kaniulację tchawicy i podłącz kaniulę do obwodu wentylacyjnego. Włącz respirator mechaniczny, aby rozpocząć mechaniczną wentylację płuc. Następnie odsuniesz brzegi rany klatki piersiowej, aby odsłonić płuca, dbając o to, by ich nie dotykać.Usunąć grasicę i przesunąć zawartość jamy brzusznej na jedną stronę, aby odsłonić żyłę główną dolną lub żyłę krezkową. Po eutanazji umieścić szew jedwabny za tętnicą płucną i aortą. W celu przygotowania do zabezpieczenia kaniuli tętnicy płucnej, wykonać nacięcie o długości od dwóch do trzech milimetrów na przedniej powierzchni drogi odpływu prawej komory i wprowadzić kaniulę do głównej tętnicy płucnej.Zabezpieczyć szwem jedwabnym, usunąć skrzepy z naczyń płucnych poprzez przepłukanie tętnicy płucnej około 15 mililitrów roztworu elektrolitów o niskiej zawartości potasu, wyprowadzając płyn przez wierzchołek serca. Następnie umieścić szew jedwabny za sercem i wokół komór. Aby rozszerzyć zastawkę mitralną i ułatwić kaniulację, wprowadzić małą pęsetę chirurgiczną przez wierzchołek, przez zastawkę mitralną do lewego przedsionka.Po przygotowaniu wprowadzić kaniulę przez wierzchołek serca, przez zastawkę mitralną do lewego przedsionka. Zabezpieczyć kaniulę lewego przedsionka szwem jedwabnym. Następnie podłączyć kaniulę tętnicy płucnej do obiegu EVLP.Upewnij się, że linia doprowadzająca z układu jest zaprawiona płynem perfuse eight. Aby zapobiec przedostaniu się powietrza do serca i płuc, włącz główną pompę perystaltyczną i ustaw ją na niską prędkość. Pozwoli to na przepływ perfuse eight przez tętnicę płucną i z lewej komory do jamy klatki piersiowej.Monitoruj ciśnienie w tętnicy płucnej, aby upewnić się, że nie nastąpił jego gwałtowny wzrost, który mógłby wskazywać na niedrożność lub niewłaściwe umieszczenie kaniuli. Po zakończeniu tej czynności wyłącz pompę perystaltyczną. Podłącz kaniulę tętnicy płucnej do obwodu ex vivo perfuzji płuc.Nie podłączaj kaniuli lewego przedsionka do obiegu, dopóki blok serce-płuca nie zostanie usunięty z organizmu. Usuń blok serce-płuca, zaklemowując przełyk kleszczykami hemostatycznymi i przecinając go poniżej zacisku, tak aby przełyk mógł posłużyć do tępego uniesienia struktur sercowo-płucnych; odseparuj otaczające tkanki i przetnij aortę zstępującą oraz naczynia pomocnicze, aby uwolnić blok serce-płuca, jednocześnie unosząc go za przełyk. Przetnij tchawicę, aby całkowicie uwolnić blok serce-płuca, a następnie umieść go w wyznaczonym miejscu w obiegu EVLP.Następnie podłącz kaniulę lewego przedsionka do linii odpływowej i uruchom pompę perystaltyczną. Aby zarejestrować dane dotyczące wentylacji i monitorować ciśnienie, szybko usuń linię wentylacyjną z górnej części aparatury EVLP i zamocuj obudowę z czujnikami ciśnienia. Następnie ponownie wprowadź linię wentylacyjną na górze aparatury EVLP.Należy upewnić się, że pułapka na pęcherzyki powietrza jest odpowiednio wypełniona płynem perfuzyjnym. Aby uniknąć wprowadzenia pęcherzyków powietrza do płuc w ciągu pierwszych 15 minut, należy powoli zmieniać ustawienia wentylacji i perfuzji do pożądanych poziomów eksperymentalnych. W tej początkowej fazie stopniowego zwiększania parametrów należy również zwiększyć przepływ perfuzyjny oraz ciśnienie do wartości docelowych.Zaleca się zaprogramowanie respiratora tak, aby generował przerywane oddechy boczne, co ułatwi usuwanie płynów z przestrzeni płucnej i opóźni wystąpienie obrzęku. Czas zero definiuje się jako moment, w którym parametry wentylacji obejmują objętość tidal wynoszącą 4 ml/kg oraz dodatnie ciśnienie końcowowydechowe na poziomie 2 cm.Poziom H2O oraz parametry perfuzji znajdują się na oczekiwanych poziomach i pozostają stałe. W razie potrzeby pobierz osiem próbek z portu pobierania próbek, zamroź je gwałtownie w ciekłym azocie i zanotuj czas pobrania próbek. Po zakończeniu eksperymentu wyizoluj niezbędne fragmenty anatomiczne do celów kolekcjonowania, a następnie zamroź je gwałtownie w ciekłym azocie lub umieść w roztworze utrwalającym do dalszych badań.Masa płuc samców szczurów rasy Sprague-Dawley nie zmieniała się znacząco w ciągu 60 minut perfuzji płuc ex vivo po pierwszych 10 minutach. Nie odnotowano również zmian ciśnienia w tętnicy płucnej. Podobnie opór naczyniowy płuc nie uległ zmianie przez cały czas trwania badania.Po godzinie wentylacji z wysokimi objętościami oddechowymi i wysokim PEEP stężenia cytokin prozapalnych wzrosły w grupie PERFUSE eight, podczas gdy stężenia cytokin przeciwzapalnych pozostały bez zmian. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć kluczowe kroki niezbędne do stworzenia w Twoim laboratorium modelu ex vivo perfuzji płuc małych zwierząt na szczurach.

method-isolated-ex-vivo-lung-perfusion-rat-model-lessons-learned-from

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Metoda izolowanych ex vivo perfuzji płuc u szczura: Lekcje nauczane podczas opracowywania programu EVLP u szczurów

Ten film pokazuje technikę ex vivo izolowanej perfuzji płuc. Jest to narzędzie do badań płuc, które pomoże w badaniach nad różnymi mechanizmami fizjologicznymi i patologicznymi związanymi z procedurami przeszczepiania płuc.

Perfuzja płuc ex vivo: technika badań płuc na modelu królika

Tutaj prezentujemy optymalizacje modelu przeszczepu płuc szczurów, które służą poprawie wyników. Zapewniamy przewodnik po rozmiarach mankietów w oparciu o masę ciała, strategię pomiaru w celu ustalenia 4. przestrzeni międzyżebrowej oraz metody zamykania ran i pobierania płynu BAL (płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe) i tkanek.

Model przeszczepu płuc szczura uszkodzenia cieplnego niedokrwienia/reperfuzji: optymalizacje w celu poprawy wyników

Preparat z izolowanych płuc królika jest złotym standardem w badaniach płuc. Niniejsza publikacja ma na celu opisanie techniki opracowanej do badania fizjologicznych i patologicznych mechanizmów związanych z reaktywnością dróg oddechowych, zachowaniem płuc oraz badaniami przedklinicznymi w zakresie transplantacji płuc i obrzęku płuc.

Izolowany system perfuzji płuc w modelu królika

Płuca ex vivo są przydatne do różnych eksperymentów do zbierania danych fizjologicznych, jednocześnie wykluczając zmienne zakłócające eksperymentów in vivo. Konfiguracje komercyjne są często drogie i mają ograniczone rodzaje danych, które mogą gromadzić. Opisujemy metodę budowania w pełni modułowej konfiguracji, którą można dostosować do różnych projektów badań.

Opracowanie i wdrożenie szczurzego modelu perfuzji płuc ex vivo

Tutaj opisujemy niezbędne kroki do ustanowienia modelu EVLP u szczurów oraz pokazujemy profil zapalny związany z przekroczonymi płucami. Celem jest propagowanie wiedzy i doświadczeń na temat modelu EVLP szczurów, umożliwiając integralne zrozumienie biologicznych odpowiedzi związanych z tą rewolucyjną techniką.

Ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni.

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

Protokół ten prezentuje model perfuzji płuc ex vivo szczura, który uwzględnia przejściową ekspozycję na skalibrowane obciążenie termiczne, promując endogenne mechanizmy ochronne dla terapeutycznego odnowienia uszkodzonych przeszczepów płuc. Podejście to jest skalowalne i powtarzalne oraz wspiera rozwój terapii niefarmakologicznych, które poprawiają skuteczność przeszczepów płuc.

Prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie.  Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Jaskra charakteryzuje się uszkodzeniem komórek zwojowych siatkówki. Indukowanie jaskry w modelach zwierzęcych może zapewnić wgląd w badania nad tą chorobą. W tym miejscu przedstawiamy procedurę, która indukuje utratę RGC w modelu szczura in vivo i demonstrujemy przygotowanie całych siatkówk do analizy.

Procedura indukująca jaskrę w modelu szczura in vivo i preparat siatkówki z pełnym mocowaniem

Unikalny model zacisku wnękowego wątroby szczura został opracowany do badania wpływu cząsteczek farmakologicznych na łagodzenie uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego. Model ten obejmuje bezpośrednią kaniulację dopływu wrotnego do niedokrwionego segmentu wątroby przez odgałęzienie żyły wrotnej, co pozwala na bezpośrednie dostarczenie wątrobowe.

Metoda bezpośredniego segmentalnego dostarczania dowątrobowego przy użyciu modelu klamry Hilar wątroby szczura

Poznaj metodę izolowanej perfuzji płuc ex vivo u szczurów, umożliwiającą ocenę jakości narządów w czasie rzeczywistym. Technika ta wspiera rozwój badań nad transplantacją płuc i poszerza pulę dawców.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

Przeglądaj więcej filmów