Name: Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 17 s
Description: Poznaj technikę implantacji przeszczepów naczyniowych z inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej owcy z monitorowaniem przepływu krwi i ciśnienia tętniczego in vivo. Ta metoda umożliwia badanie przebudowy naczyń.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty z National Heart and Lung Institute (R01 HL086582) oraz New York Stem Cell Science Fund (NYSTEM, Contract# C024316) do S.T.A. i D.D.S. Ilustracje użyte w teledysku JoVE zostały wykonane przez Johna Nyquista; Ilustrator medyczny z Uniwersytetu Stanowego Nowego Jorku w Buffalo.

UWAGA: Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania na Uniwersytecie Stanowym Nowego Jorku w Buffalo.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Do następnego badania użyj owiec (krzyżówka Dorset, samica, w wieku około 1-3 lat o wadze 40-60 kg). Podawać cyklosporynę A (200 mg / dobę), aspirynę (975 mg / dobę) i kumardynę (20-30 mg / dobę) doustnie, rozpoczynając 3 dni przed zabiegiem i kontynuując przez czas trwania wszystkich badań.</li>
	<li>Upewnij się, że owce pościły 12 godzin przed zabiegiem (normalna pasza = 1,8 kg siana i 0,4 kg ziarna).</li>
	<li>Sterylizuj wszystkie materiały chirurgiczne za pomocą autoklawu parowego w temperaturze 121 °C i 15 psi przez 30 minut.</li>
	<li>Umieść następujące elementy w eksykatorze paraformaldehydu na 48 godzin przed zabiegiem: sondy dopplerowskie 4 mm, kryształy ultradźwiękowe 1 mm, cewniki tętnicze na stałe, rurki przedłużające i rurki Tygon 42". 
	UWAGA: Tabela odpowiedniego sprzętu medycznego potrzebnego do przeprowadzenia operacji i sterylizacji znajduje się w Tabeli 1. Wstępne umieszczenie oprzyrządowania w rurce Tygon na tym etapie pomoże zaoszczędzić czas podczas operacji.
	<ol>
		<li>Oznacz każdy koniec sond, cewników i kryształów jako lewy i prawy, jeśli dotyczy.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Operacja chirurgiczna
<ol>
	<li>Indukować owce do znieczulenia diazepamem (0,5 mg/kg) i ketaminą (4 mg/kg) dożylnie (IV). Alternatywnie można zastosować Telazol (4 mg/kg) dożylnie.
	<ol>
		<li>Wykonaj intubację jamy ustnej i tchawicy za pomocą rurki dotchawiczej z mankietem o średnicy wewnętrznej 8,5-10,0 mm7.</li>
		<li>Podać znieczulenie wziewne przez obwód oddychania z respiratorem oddechowym (7-10 ml/kg) lub respiratorem o regulowanym ciśnieniu (15-20 cm H2O). Użyj precyzyjnego waporyzatora, aby podać izofluran lub sewofluran w odpowiedniej ilości (początkowo 3%-4%), aby osiągnąć średni lub głęboki etap znieczulenia chirurgicznego. Minimalne stężenie w pęcherzykach płucnych u owiec wynosi odpowiednio 1,4% lub 1,9%8.</li>
		<li>Oceń głębokość znieczulenia, obserwując reakcję motoryczną na bodźce, odruch powiekowy, pozycję oczu i tętno. Monitoruj nasycenie krwi tlenem (95%-100%) za pomocą pulsoksymetrii, stężenie CO2 (45-55 mmHg) w gazach wydechowych za pomocą kapnografii i utrzymuj temperaturę ciała podczas zabiegu (38,5-39,5 °C) za pomocą automatycznie regulowanego koca rozgrzewającego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ogol wełnę z całej szyi owcy i nad jedną żyłą głowową, używając ostrza #40 w standardowych maszynkach do strzyżenia. Przygotuj skórę obu miejsc do zabiegu za pomocą 70% alkoholu izopropylowego i 7,5% peelingu betadynowego nasączonej gazą. Zacznij od gazy alkoholowej, aby ułatwić usuwanie sebum ze skóry. Trzykrotnie naprzemiennie z gazy betadynowej i gazy nasączonej alkoholem.</li>
	<li>Umieść owce na stole operacyjnym w pozycji grzbietowej na kocu rozgrzewającym. Przełóż średniej wielkości sondę ustno-żołądkową, aby umożliwić bierne wydalenie treści żołądkowej. Wyprostuj szyję owcy i w razie potrzeby użyj amortyzacji wspierającej, aby utrzymać pozycję.
	<ol>
		<li>Wykonaj końcowy aseptyczny peeling przy użyciu gazy nasączonej betadyną o stężeniu 7,5% i pozostaw na 5 minut przed zabiegiem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podawać płyny dożylne (roztwór Ringera z mleczanami lub 0,9% sól fizjologiczna) w dawce 10 ml/kg/h przez angiocath umieszczony w żyle głowowej. Podawać śródoperacyjnie antybiotyki i środki przeciwbólowe: penicylinę G Prokainę 6 600 j./kg domięśniowo (IM), gentamycynę 1,6 mg/kg domięśniowo i buprenorfinę 0,005-0,01 mg dożylnie lub domięśniowo.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie ~12 cm wzdłuż nad brzuszną szyją linii środkowej za pomocą elektrokoagulacji. Odizoluj lewą i prawą tętnicę szyjną (~6 cm), usuwając tkankę łączną za pomocą techniki rozwarstwienia. Zwiąż i kauteryzuj mikronaczynia rozgałęziające się od tętnic szyjnych, aby zminimalizować krwawienie.</li>
	<li>Utrzymuj sterylność, wykorzystując (niesterylną) pielęgniarkę chirurgiczną do pomocy w zakopywaniu wszystkich przewodów i przewodów (sondy przepływu, ultradźwiękowych drutów kryształowych i rurki cewnika) w podskórnej warstwie skóry. Użyj trokaru, który wychodzi przez chirurgicznie przygotowane nacięcie na grzbietowo-bocznej szyi.
	<ol>
		<li>Sięgnij pod sterylną zasłonę i obróć głowę owcy tak, aby można było zobaczyć bok szyi pod zasłoną.</li>
		<li>Użyj zakrzywionego hemostatu o długości 8 cm, aby przedrążyć tunel przez przestrzeń podskórną między brzusznym nacięciem szyi w linii środkowej a bokiem szyi. Otwórz i zamknij hemostat, aby tępo wyciąć przestrzeń na rurkę o szerokości ~1,5 cm. Końcówki hemostatu powinny znajdować się w połowie odległości między głową a ramionami, około 10 cm ogonowo do prawego lub lewego ucha. Obróć hemostat tak, aby końcówki były skierowane w stronę powierzchownej skóry.</li>
		<li>Sięgnij pod sterylną serwetę i wykonaj 1,5 cm nacięcie przez skórę, nad końcami hemostatu za pomocą sterylnego ostrza #11. Wizualizuj końcówki hemostatu, aby potwierdzić wyraźne wyjście przez skórę.</li>
		<li>Przełóż rurkę Tygon zawierającą wszystkie przewody i rurki przez tunel podskórny. Trzymaj druty i rurki nad sterylną zasłoną.</li>
		<li>Sięgnij pod zasłonę, aby zdjąć zewnętrzną rurkę Tygon z szyi, odsłaniając wszczepione przewody, gdy opuszczają szyję owcy. Wyciągnij poszczególne linki, aby zminimalizować luzy w przestrzeni podskórnej. Pozostaw wystarczającą odległość, aby prawidłowo przymocować oprzyrządowanie do tętnicy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść sondy dopplerowskie o średnicy 4 mm na obu tętnicach szyjnych i uzyskaj wstępny odczyt (ryc. 1). Podawać 100 j./kg heparyny dożylnie 30 minut przed zaciśnięciem tętnicy.</li>
	<li>Kontynuuj podawanie heparyny w dawce 100 j./kg/godz. do końca operacji. Zacisnąć tętnicę szyjną za pomocą niezgniatających zacisków naczyniowych i wyciąć część (około 4 cm długości). Szybkość przepływu w przeciwległej tętnicy szyjnej wzrośnie o 50%-100%, aby utrzymać przepływ krwi do mózgu. 
	UWAGA: Możliwe jest ograniczenie rozciągania podłużnego poprzez odrzut naczynia natywnego poprzez usunięcie krótszych odcinków niż ich wymiana i/lub rozciągnięcie tętnicy natywnej za pomocą zacisków naczyniowych w celu skrócenia odstępu do momentu zakończenia pełnej procedury zespolenia. Pomoże to ograniczyć napięcie na poszczególnych szwach przytrzymujących i wszczepionym przeszczepie.</li>
	<li>Zszyj TEV na miejscu za pomocą prostych przerywanych szwów za pomocą dwuramiennego szwu monofilamentowego 7-0 proline ethstop. W razie potrzeby należy zastosować miejscowo środki zwiotczające mięśnie gładkie naczyń krwionośnych, takie jak papaweryna (15 mg/ml) lub nikardypina (1,25 mg/ml) do rodzimego układu krwionośnego, aby zapobiec zwężeniu naczyń krwionośnych, które utrudniałoby szycie zespolenia. 
	UWAGA: Zakładanie szwów należy rozpocząć w odstępach około 1 mm. Może się to znacznie różnić w zależności od przypadku. Skład i grubość TEV będą miały wpływ na efektywną odległość między szwami. Wraz ze zmniejszaniem się grubości tkanki natywnej lub TEV może być konieczne umieszczenie szwów bliżej siebie.
	<ol>
		<li>Najpierw zakotwicz cztery punkty TEV w tętnicy natywnej, umieszczając dwa przeciwległe szwy zarówno na bliższym, jak i dalszym końcu (ryc. 2-Di). Trzymaj każdą kotwicę nauczoną za pomocą hemostats. 
		UWAGA: Opisy bliższego i dystalnego obszaru odnoszą się do kierunku przepływu krwi w całym artykule.</li>
		<li>Dodaj 5-6 dodatkowych szwów po powierzchownej stronie zarówno bliższego, jak i dalszego końca, aby rozpocząć zespolenie. (Rysunek 2-PR). Jednocześnie obróć zaciski naczyniowe o 180 stopni.</li>
		<li>Przywróć napięcie szwów kotwiących. Dodaj dodatkowe (5 do 6) przerwanych szwów do bliższych i dalszych końców po obróconej stronie TEV.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy TEV zostanie bezpiecznie zszyty na miejscu, obróć go z powrotem do pierwotnej pozycji i zdejmuj zaciski naczyniowe pojedynczo, najpierw dystalnie zaciskając. Często występuje niewielkie krwawienie w miejscach zespolenia. Może to naturalnie ustąpić po kilku minutach od zwolnienia zacisku i ponownego zaciśnięcia lub wymagać założenia dodatkowych szwów. Umieść sondę przepływu Dopplera (ryc. 3-Fl) z powrotem na tętnicy natywnej proksymalnie do przepływu krwi wchodzącej do TEV i monitoruj natężenie przepływu. 
	UWAGA: Spodziewaj się, że natężenia przepływu lewej i prawej tętnicy szyjnej zrównoważą się po około 15 minutach. Jeśli natężenie przepływu w tętnicy szyjnej z wszczepionym TEV stale spada, możliwe, że TEV krzepnie. Inne możliwe nieprawidłowości dotyczące przepływu można przypisać zwężeniu natywnych tętnic proksymalnych lub dystalnych do TEV. W takim przypadku można zastosować dodatkowy środek zwiotczający mięśnie gładkie naczyń krwionośnych, a naczynie natywne powinno powrócić do podstawowego tonu po 30-60 minutach od zamknięcia tkanki nad miejscem przeszczepu.
	<ol>
		<li>W razie potrzeby wyciąć przeciwległą tętnicę szyjną i zszyć ją z powrotem na miejsce jako kontrolę "pozorowaną". Jest to bardziej istotne klinicznie niż pozostawienie prawej tętnicy szyjnej w spokoju i przymocowanie tylko sondy przepływu, kryształów ultradźwiękowych i cewnika. Jeśli pożądana jest kontrolka pozorna, wykonaj ją przed przejściem do kroku 2.11.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zszyj kryształy ultradźwiękowe o średnicy 1 mm (ryc. 3-cr1 cr2) po przeciwnych stronach TEV za pomocą proliny 7-0. Przewlecz szew przez ultradźwiękową głowicę kryształu i zszyj tylko do powierzchownej warstwy TEV.</li>
	<li>Cewnikować tętnicę za pomocą zmodyfikowanego cewnika 18 G z plisą tkaną teflonową (Rysunek 3-Ca i Rysunek 4A). Umieść cewnik dystalnie do TEV na natywnej tkance tętniczej.
	<ol>
		<li>Zszyj plisę do ściany tętnicy za pomocą 5/0 Ethibond, aby zatamować krwawienie. Użyj cykloheksanonu, aby przykleić rurkę z mikrootworem do cewnika, który został przepłukany solą fizjologiczną. Użyj rurki jako linii przedłużającej.</li>
		<li>Użyj adaptera Luer Stub 20 G z korkiem wtryskowym Surflo, aby uszczelnić zewnętrzny koniec rurki (Rysunek 4B). Aby utrzymać drożność cewnika, należy uzyskać objętość zalewową linii i przepłukać ją 10 ml soli fizjologicznej, a następnie 5 000 U/ml heparyny sodowej do wstrzykiwań co 2-3 dni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz odległość między sondą przepływu a kryształami ultradźwiękowymi, a także odległość między sondą przepływu a cewnikiem. Umożliwi to obliczenie prędkości fali impulsowej w połączeniu z oprogramowaniem. Jeśli takie obliczenia nie są potrzebne, nie należy wszczepiać cewnika.</li>
	<li>W razie potrzeby należy uzyskać odczyt śródoperacyjny, aby upewnić się, że cały wszczepiony sprzęt jest sprawny (patrz punkt 3).</li>
	<li>Przymocuj wszczepione linie i druty do pobliskich mięśni za pomocą jedwabiu 2/0 i igły stożkowej (ryc. 3).
	<ol>
		<li>Umieść drut sondy przepływu naczyniowego równolegle do naczynia, tak aby sonda ogonowa i drut rozciągały się czaszkowo, a następnie wykonały "zwrot w kształcie litery U" w kierunku mięśni bocznych. Przymocuj drut do sąsiednich mięśni, używając jedwabiu 2-0 na stożkowej igle w dwóch miejscach, tak aby drut lub sonda przepływu nie były w stanie wywierać żadnego obciążenia na naczynie. Upewnij się, że szwy są dobrze dopasowane, ale nie napinaj zbyt mocno i nie duś mięśni (ryc. 3).</li>
		<li>Zszyj druty kryształowe i linię cewnika tętniczego do mięśni bocznych, pozwalając na ~1,5 cm luzu, podobnie jak w poprzednich krokach w celu zamocowania sondy przepływu (ryc. 3).</li>
		<li>Zgrupuj wszystkie przewody i przewody razem i zakotwicz je w mięśniach tuż przed wyjściem przez tunel podskórny, podobnie jak w poprzednich krokach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamknij pole operacyjne szwem Vicryl 2-0 warstwami, używając wzoru szwu biegnącego na twarzy i podskórnego, ściegu materaca biegnącego na skórze (fasada, igła bez cięcia; skóra, igła do cięcia). Zamknij 1,5 cm nacięcie na szyi grzbietowej wokół zewnętrznych drutów i linii za pomocą 2/0 Vicryl i igły tnącej.</li>
	<li>Umieść przewody sondy przepływu, przewody cewnika i ultradźwiękowe druty kryształowe w woreczku (10 cm x 10 cm), który jest bezpiecznie przyszyty do skóry owcy (Rysunek 5 - po wyzdrowieniu).</li>
	<li>Stopniowo odzwyczajaj owce od znieczulenia, a respirator objętości oddechowej ekstubuj owce, a następnie ekstubuj owce, gdy wznowione zostanie spontaniczne oddychanie. Usuń angiocath wprowadzony do żyły głowowej i zabandażuj w razie potrzeby.</li>
	<li>Zabandażuj szyję za pomocą potrójnej maści antybiotykowej na nacięcia, podkładki Tilfa, gazy rozciągliwej i gumki.</li>
	<li>Pooperacyjne leki przeciwbólowe należy podawać: megluminę fluniksynę w dawce 2,2 mg/kg domięśniowo raz w okresie rekonwalescencji, następnie 1,1 mg/kg domięśniowo raz dziennie przez dwa dni, buprenorfinę 0,005-0,01 mg dożylnie lub domięśniowo dwa razy dziennie przez jeden dzień.</li>
</ol>
3. Monitorowanie in vivo
<ol>
	<li>Umieść owce w mobilnym wózku, aby zapewnić odpowiednie unieruchomienie. Dzięki temu owce mogą zachować spokój i świadomość bez narażania sprzętu. Może być konieczne przystosowanie owiec do wózka 2 lub 3 razy przez 30 minut przed uzyskaniem nagrań instrumentacji.</li>
	<li>Wyjmij wszystkie przewody i przewody z etui i podłącz do urządzeń monitorujących. Podłącz sondę przepływu do przepływomierza, kryształy ultradźwiękowe 1 mm podłączone do skrzynki TRB-USB, a przewody cewnika do przetworników ciśnienia. Dostępny jest schemat blokowy tej konfiguracji (Rysunek 6).</li>
	<li>Kalibracja sond przepływu i przetworników ciśnienia przed akwizycją danych. 
	UWAGA: Ze względu na potencjalną zmienność między wersjami oprogramowania i różnice w używanym sprzęcie, kalibracje i ustawienia będą się różnić w zależności od przypadku.</li>
	<li>Użyj oscyloskopu, aby dostroić pomiar kryształu Sonometrics, zgodnie z protokołem producenta.</li>
	<li>Rejestruj dane za pomocą oprogramowania komputerowego (rysunek 7). Ślady w górnej połowie rysunku 7 w kolorze białym odpowiadają wszczepionemu TEV, podczas gdy ślady w dolnej połowie w kolorze czerwonym odpowiadają Sham/Native. Zarówno w przypadku TEV, jak i Sham natężenie przepływu (ml/min), ciśnienie tętnicze krwi (mm Hg) i średnica (mm) są rejestrowane na żywo.</li>
	<li>Nagrywaj przez co najmniej 1 minutę bez zakłóceń. Wyeksportuj te dane, aby uzyskać bardziej szczegółową analizę. Po nagraniu odłącz wszystkie przewody i umieść je z powrotem w woreczku zszytym na szyi owcy.</li>
</ol>

<ol><li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+Results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: Results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> Journal of the American College of Cardiology. 44, 2149-2156 (2004).</li>
<li>Achouh, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+%285-+to+20-year%29+patency+of+the+radial+artery+for+coronary+bypass+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+And+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Long-term (5- to 20-year) patency of the radial artery for coronary bypass grafting.</a> The Journal of Thoracic And Cardiovascular Surgery. 140, 73-79 (2010).</li>
<li>Conklin, B. S., Richter, E. R., Kreutziger, K. L., Zhong, D. S., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+evaluation+of+a+novel+decellularized+vascular+xenograft%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Engineering+%26+Physics%22%5BJournal%5D)">Development and evaluation of a novel decellularized vascular xenograft.</a> Medical Engineering & Physics. 24, 173-183 (2002).</li>
<li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+anti-atherosclerotic+tissue-engineered+blood+vessel+by+A20-regulated+endothelial+progenitor+cells+seeding+decellularized+vascular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Development of anti-atherosclerotic tissue-engineered blood vessel by A20-regulated endothelial progenitor cells seeding decellularized vascular matrix.</a> Biomaterials. 29, 2628-2636 (2008).</li>
<li>Quint, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+tissue-engineered+blood+vessel+as+an+arterial+conduit%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 9214-9219 (2011).</li>
<li>Kaushal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+small-diameter+neovessels+created+using+endothelial+progenitor+cells+expanded+ex+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo.</a> Nat Med. 7, 1035-1040 (2001).</li>
<li>Galatos, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+Analgesia+in+Sheep+and+Goats%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Clinics+of+North+America%3A+Food+Animal+Practice%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and Analgesia in Sheep and Goats.</a> Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 27, 47-59 (2011).</li>
<li>Okutomi, T., Whittington, R. A., Stein, D. J., Morishima, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+effects+of+sevoflurane+and+isoflurane+anesthesia+on+the+maternal-fetal+unit+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anesth%22%5BJournal%5D)">Comparison of the effects of sevoflurane and isoflurane anesthesia on the maternal-fetal unit in sheep.</a> J Anesth. 23, 392-398 (2009).</li>
<li>Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+of+fibrin-based+functional+and+implantable+small-diameter+blood+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 288, H1451-H1460 (2005).</li>
<li>Niklason, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+arteries+grown+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li>
<li>Dahl, S. L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Readily+Available+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Readily Available Tissue-Engineered Vascular Grafts.</a> Science Translational Medicine. 3, 68ra69(2011).</li>
<li>Wu, W., Allen, R. A., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast-degrading+elastomer+enables+rapid+remodeling+of+a+cell-free+synthetic+graft+into+a+neoartery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Fast-degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neoartery.</a> Nature Medicine. 18, 1148-1153 (2012).</li>
<li>Saami, K. Y., Bryan, W. T., Joel, L. B., Shay, S., Randolph, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fate+of+an+endothelium+layer+after+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery+%3A+Official+Publication%2C+the+Society+for+Vascular+Surgery+%5Band%5D+International+Society+for+Cardiovascular+Surgery%2C+North+American+Chapter%22%5BJournal%5D)">The fate of an endothelium layer after preconditioning.</a> Journal of vascular surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 51, 174-183 (2010).</li>
<li>Ueberrueck, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+ovine+and+porcine+animal+models+for+biocompatibility+testing+of+vascular+prostheses%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses.</a> Journal of Surgical Research. 124, 305-311 (2005).</li>
<li>Labbé, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> The FASEB Journal. 12, 47-56 (1998).</li>
<li>Samaha, F. J., Oliva, A., Buncke, G. M., Buncke, H. J., Siko, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clinical+study+of+end-to-end+versus+end-to-side+techniques+for+microvascular+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">A clinical study of end-to-end versus end-to-side techniques for microvascular anastomosis.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 99, 1109-1111 (1997).</li>
<li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+end-to-side+anastomosis+technique+for+hepatic+rearterialization+in+rat+orthotopic+liver+transplantation+to+accommodate+size+mismatches+between+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels.</a> European Surgical Research. 47, 53-62 (2011).</li>
<li>Peng, H., Schlaich, E. M., Row, S., Andreadis, S. T., Swartz, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Ovine+ex+vivo+Arteriovenous+Shunt+Model+to+Test+Vascular+Implantability%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%2C+Tissues%2C+Organs%22%5BJournal%5D)">A Novel Ovine ex vivo Arteriovenous Shunt Model to Test Vascular Implantability.</a> Cells, Tissues, Organs. 195, 108(2011).</li>
<li>Zilla, P., Bezuidenhout, D., Human, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prosthetic+vascular+grafts%3A+Wrong+models%2C+wrong+questions+and+no+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Prosthetic vascular grafts: Wrong models, wrong questions and no healing.</a> Biomaterials. 28, 5009-5027 (2007).</li>
<li>Berger, K., Sauvage, L. R., Rao, A. M., Wood, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Healing+of+Arterial+Prostheses+in+Man%3A+Its+Incompleteness%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Healing of Arterial Prostheses in Man: Its Incompleteness.</a> Annals of Surgery. 175, 118-127 (1972).</li>
<li>Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+assessment+of+novel+vascular+conduits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery+%3A+Official+Publication%2C+the+Society+for+Vascular+Surgery+%5Band%5D+International+Society+for+Cardiovascular+Surgery%2C+North+American+Chapter%22%5BJournal%5D)">Animal models for the assessment of novel vascular conduits.</a> Journal of Vascular Surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 52, 176-195 (2010).</li>
<li>Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+vascular+tissue-engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Animal models for vascular tissue-engineering.</a> Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).</li>
<li>Liang, M. -S., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+fibrin-binding+TGF-%CE%B21+for+sustained+signaling+and+contractile+function+of+MSC+based+vascular+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Engineering fibrin-binding TGF-β1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs.</a> Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).</li>
<li>Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+functional+effects+of+organismal+ageing+on+smooth+muscle+cells+derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).</li>
</ol>

Nie ma żadnych ujawnień do raportowania.

Celem niniejszego raportu jest przedstawienie wiarygodnej i powtarzalnej procedury wszczepiania interesujących TEV do tętnicy szyjnej owcy. Rodzime tętnice szyjne zwierząt użytych w tym modelu miały grubość 0,5-0,75 mm i średnicę zewnętrzną 4,5-5 mm. Opisana tutaj technika chirurgiczna okazała się skuteczna w przypadku wszczepiania TEV o różnej geometrii o grubości 0,25-1 mm, średnicy zewnętrznej 4-5 mm i długości 4 cm, z dużym sukcesem, okazując się skuteczna do 3 miesięcy, czyli zamierzonego punktu końcowego. Zastosowa...

Głównym celem rozwoju TEV było zapewnienie substytutu autologicznej wymiany przeszczepów, gdy autologiczne naczynia nie są dostępne, oraz ograniczenie zachorowalności na wzrok dawcy. Na przykład liczba operacji pomostowania aortalno-wieńcowego rocznie przekroczyła 350 000 w USA, a idealnym źródłem odpowiednich przeszczepów pozostaje lewa tętnica sutkowa wewnętrzna, lewa przednia zstępująca tętnica wieńcowa i żyła odpiszczelowa1. Ponieważ wiele osób cierpiących na choroby naczyniowe może nie mieć odpowiednich tętnic i żył do autologicznej wymiany przeszczepu, rozwój TEV stał się intensywnym polem badań od dziesięcioleci1-6. Podczas gdy inżynieria i optymalizacja nowatorskich TEV przeszły wiele postępów, doniesienia na temat technik chirurgicznych stosowanych do wszczepiania samych TEV nie były tematem tak intensywnej dyskusji. Protokoły dotyczące wszczepiania TEV do modeli zwierzęcych są w dużej mierze pozostawione badaczom.
Poniższy manuskrypt pokazuje, jak wszczepić TEV za pomocą kompleksowego podejścia do zespolenia. Procedura ta została zoptymalizowana dzięki zastosowaniu specyficznego wzoru szwów zespoleniowych, techniki szwów stabilizujących, optymalizacji napięcia podłużnego i dodaniu oprzyrządowania do monitorowania in vivo. Ta metoda jest skontrastowana z niektórymi z wielu wariantów, które były wcześniej stosowane. Ponadto procedura ta opisuje, w jaki sposób uzyskać takie parametry, jak ciśnienie tętnicze krwi, średnica/podatność TEV i natężenie przepływu przez TEV po operacji aż do eksplantacji. Ten zbiór danych zapewnia niezbędną analizę TEV w trakcie jego przebudowy.

<table><tbody><tr><td>Przetwornik ciśnienia</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Ilość: 1+ (1 dla każdej tętnicy). Używany z kopułami membranowymi wypełnionymi wodą.</td></tr><tr><td>Skrzynka wzmacniacza i przetwornika</td> Ilość <td>klatek kondycjonera sygnału</td><td>Gould</td> 5900<td>: 1, W klatce powinny znajdować się dwa przetworniki i wzmacniacze. Chociaż ta konkretna jednostka może zostać wycofana z produkcji, inne dostępne na rynku przetworniki ciśnienia z wyjściem BNC/analogowym będą komunikować się ze sprzętem sonometrycznym.</td></tr><tr><td>Konsola T403 z modułem przepływomierza okołonaczyniowego TS420 (x2)</td><td>Moduł Transonic Systems</td><td>T403 i TS420 (x2)</td><td>Ilość: 1, Sondy przepływu mierzące przepływ przez każdą z tętnic szyjnych połączą się z każdą z jednostek TS420.</td></tr><tr><td>Cyfrowa ultradźwiękowa jednostka pomiarowa</td><td>Sonometria</td><td>TR-USB</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Precyzyjna sonda przepływu S-Series 4&nbsp; mm</td><td>Systemy Transonic Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>1&nbsp; mm Kryształy Sonometrii</td><td>Systemy Sonometryczne</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Ilość: 2-4 (2 na każdą tętnicę)</td></tr><tr><td>Cewnik do implantacji</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&nbsp; 381447</td><td>Ilość: 1+ (1 dla każdej tętnicy). Cewnik jest cięty i mocowany do rurki z mikrootworem, do wprowadzenia służy stylette.</td></tr><tr><td>Rurki do mikrootworów Tygon</td><td>Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulacja S-54-HL</td><td>Przycięte na długość zestawu przedłużającego</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (20 gauge)</td><td>Ilość: 1+ (1 dla każdego cewnika tętniczego)</td></tr><tr><td>Korek iniekcyjny</td><td>Surflo Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Ilość: 1+ (1 dla każdego cewnika tętniczego)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (teflon) Filc</td><td>19306</td><td>Przycięte na wymiar. Filc PTFE używany w naszych badaniach został wycofany z produkcji. Jednak porównywalne przedsiębiorstwa, takie jak " Siatka chirurgiczna" oferować produkty, które są równoważne.</td></tr></tbody></table>

technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Rozwój naczyń inżynierii tkankowej (TEV) jest zaawansowany dzięki możliwości rutynowego i skutecznego wszczepiania TEV (o średnicy 4-5 mm) do dużego modelu zwierzęcego. Opisano tutaj krok po kroku protokół międzypozycyjnego umieszczania TEV i cyfrowej oceny TEV i natywnych tętnic szyjnych w czasie rzeczywistym. Monitorowanie in vivo jest możliwe dzięki implantacji sond przepływowych, cewników i kryształów ultradźwiękowych (zdolnych do rejestrowania dynamicznych zmian średnicy wszczepionych TEV i natywnych tętnic szyjnych) w czasie operacji. Po wszczepieniu implantu naukowcy mogą obliczyć wzorce przepływu krwi w tętnicach, inwazyjne ciśnienie krwi i średnicę tętnicy, uzyskując parametry, takie jak prędkość fali tętna, wskaźnik augmentacji, ciśnienie tętna i podatność. Akwizycja danych odbywa się za pomocą jednego programu komputerowego do analizy przez cały czas trwania eksperymentu. Takie bezcenne dane zapewniają wgląd w remodeling macierzy TEV, jej podobieństwo do kontroli natywnych/pozorowanych oraz ogólną wydajność TEV in vivo.

W ramach opisanej w niniejszym raporcie techniki chirurgicznej implantacji TEV (w prasie) 9 poddano zabiegom ponad 30 owiec. Tabelę podsumowującą ostatnie operacje u owiec po optymalizacji protokołu przedstawiono w Tabeli 2. Wszystkie owce wyzdrowiały po implantacji TEV, bez powikłań zagrażających życiu. U niektórych zwierząt zaobserwowano włóknienie w tętnicy rodzimej w pobliżu końcówki wprowadzonego cewnika tętniczego. Nie odnotowano istotnego wzrostu stanu zapalnego związanego z obecnością ...

Protokół krok po kroku do międzypozycyjnego umieszczania naczyń TEV (Tissue Engineered Departments) w tętnicy szyjnej owcy za pomocą zespolenia end-to-end i cyfrowej oceny w czasie rzeczywistym in vivo, aż do uśmiercenia zwierzęcia.

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

Ogólnym celem tej procedury jest zapewnienie powtarzalnego protokołu chirurgicznego wszczepienia przeszczepów naczyniowych i nowatorskiego oprzyrządowania do tętnicy szyjnej. Osiąga się to poprzez pierwsze wycięcie odcinka rodzimej tętnicy szyjnej u owcy. Drugim krokiem jest zszycie przeszczepu naczyniowego, określanego tutaj jako naczynie inżynierii tkankowej lub TEV za pomocą prostych szwów przerywanych, i założenie zespolenia.Następnie cewnik z sondą przepływu. I tak kryształy metryczne są mocowane do tętnicy szyjnej i przeszczepu naczyniowego. Ostatecznie, po implantacji, procedura ta pozwala na rejestrację zmian średnicy, przepływu krwi i ciśnienia tętniczego in vivo przez czas trwania eksperymentu.Na podstawie tych pomiarów można monitorować podatność dynamiczną, prędkość fali tętna i inne parametry hemodynamiczne w celu przeprowadzenia remodelingu in vivo. Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia zoptymalizowany, szczegółowy protokół implantacji przeszczepu naczyniowego, który może stać się standardową praktyką, minimalizując w ten sposób zmienność chirurgiczną i zapewniając środki do badania przebudowy in vivo. Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które dopiero zaczynają korzystać z tej metody, mogą mieć trudności, ponieważ mogą nie być zaznajomione ze szczegółami zoptymalizowanej procedury implantacji i znaczeniem monitorowania przeszczepu naczyniowego, adaptacji i przebudowy in vivo.Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie rozwoju i biologii przeszczepów naczyniowych, takie jak optymalne warunki inżynierii tkanki naczyniowej oraz przebudowa i choroba przeszczepów naczyniowych. Implikacje tej techniki rozciągają się na terapię wymiany naczyniowej, ponieważ zapewnia ona procedurę lepszego badania rozwoju przeszczepów naczyniowych do zastosowań klinicznych. Dzięki tej metodzie możemy zapewnić wgląd w badania nad inżynierią tkankową całego narządu oraz przebudową naczyń krwionośnych i chorobami, takimi jak nadciśnienie, a nawet przeszczep całych narządów.Po raz pierwszy wpadliśmy na ten pomysł, gdy użyliśmy modelu zastawki tętniczo-żylnej ex vivo do oceny optymalnych warunków do rozwoju przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej. Wizualna demonstracja tej metody jest niezbędna, ponieważ rozmieszczenie szwów i oprzyrządowania ma kluczowe znaczenie dla drożności i pomyślnego pozyskiwania danych. Aby rozpocząć tę procedurę, należy nakłonić owce do znieczulenia i przygotować owce do operacji.Zgodnie z opisem w protokole tekstowym wykonaj około 12-centymetrowe nacięcie wzdłuż nad szyją brzusznej linii środkowej za pomocą elektrokoagulacji. Następnie należy wyizolować lewą i prawą tętnicę szyjną, usuwając tkankę łączną. Stosując technikę cięcia, sięgnij pod sterylną zasłonę i obróć głowę owcy tak, aby można było zobaczyć bok szyi pod zasłoną.Użyj ośmiocentymetrowego zakrzywionego hemostatu, aby przedrążyć tunel przez przestrzeń podskórną między brzusznym nacięciem szyi w linii środkowej a bokiem szyi. Otwórz i zamknij hemostat, aby tępo wyciąć przestrzeń na rurkę o szerokości około 1,5 centymetra. Sięgnij pod sterylną serwetę i wykonaj 1,5-centymetrowe nacięcie przez skórę nad końcami hemostatu za pomocą sterylnego ostrza numer 11.Przełóż rurkę tigon zawierającą wszystkie przewody i rurki przez tunel podskórny. Trzymaj druty i rurki nad sterylną zasłoną. Następnie sięgnij pod zasłonę, aby zdjąć zewnętrzną rurkę tigon z szyi, odsłaniając wszczepione przewody, gdy opuszczają szyję owcy.Wyciągnij poszczególne linki, aby zminimalizować luzy w przestrzeni podskórnej. Pozostaw wystarczającą odległość, aby prawidłowo przymocować oprzyrządowanie do tętnicy. Po umieszczeniu sond dopplerowskich i podaniu heparyny zgodnie z opisem w protokole tekstowym, zacisnąć tętnicę szyjną za pomocą niezgniatających zacisków naczyniowych i wyciąć część o długości około czterech centymetrów.Zszyj naczynie inżynierii tkankowej lub TEV na miejscu za pomocą prostych przerywanych szwów ze stopu proliny F 7.0. Dwuramienny szew monofilamentowy. Najpierw zakotwicz cztery punkty TEV w tętnicy natywnej, umieszczając dwa przeciwległe szwy zarówno na bliższym, jak i dalszym końcu.Następnie dodaj pięć do sześciu dodatkowych szwów po powierzchownej stronie zarówno bliższego, jak i dalszego końca. Aby jednocześnie rozpocząć zespolenie, obróć zaciski naczyniowe o 180 stopni, przywróć napięcie szwów kotwiczących i dodaj pięć do sześciu dodatkowych szwów przerwanych na bliższych i dalszych końcach po obróconej stronie TEV. Gdy TEV zostanie bezpiecznie zszyty na miejscu, obróć go z powrotem do pierwotnej pozycji i zdejmuj zaciski naczyniowe pojedynczo, najpierw dystalnie zaciskając.Następnie zszyj jednomilimetrowe kryształy ultradźwiękowe po przeciwnych stronach TEV. Za pomocą 7.0 prolina cewnikuje tętnicę za pomocą zmodyfikowanego cewnika o rozmiarze 18 z płytką tkaną teflonową. Zszyj blaszkę miażdżycową do ściany tętnicy za pomocą 5.0 na theon, aby zatamować krwawienie.Użyj cyklonu, aby przykleić rurkę z mikrootworem do cewnika, który został przepłukany solą fizjologiczną. Następnie przymocuj wszczepione linie i druty do pobliskich mięśni za pomocą jedwabiu 2.0 i stożkowej igły. Aby to zrobić, ustaw drut sondy przepływu naczyniowego równolegle do naczynia z tuleją sondy i drutem przedłużającym czaszkę, a następnie wykonaj zwrot w kierunku mięśni bocznych.Przymocuj drut do sąsiednich mięśni za pomocą jedwabiu 2.0 na stożkowej igle w dwóch miejscach, tak aby drut lub sonda przepływu nie były w stanie wywierać żadnego obciążenia na naczynie. Następnie zszyj druty kryształowe i linię cewnika tętniczego do mięśni bocznych, pozwalając na około 1,5 centymetra luzu, podobnie jak w poprzednich krokach w celu zabezpieczenia sondy przepływu, zgrupuj wszystkie przewody i przewody razem i zakotwicź je w mięśniu tuż przed wyjściem przez tunel podskórny. Podobnie jak w poprzednim S, zamknij pole operacyjne szwem Vicryl 2.0 warstwami, używając ciągłego wzoru szwów na powięzi i podskórnie oraz ściegu materaca do biegania na skórze.Zamknij 1,5-centymetrowe nacięcie na szyi grzbietowej wokół zewnętrznych drutów i linii za pomocą 2,0 Vicryl i igły tnącej. Na koniec umieść przewody sondy przepływu, przewody cewnika i ultradźwiękowe druty kryształowe w woreczku, który jest bezpiecznie przyszyty do skóry owcy. Zapoznaj się z protokołem tekstowym dotyczącym opieki pooperacyjnej nad owcami Umieść owce w mobilnym wózku, aby zapewnić odpowiednie unieruchomienie.Dzięki temu owce mogą zachować spokój i świadomość bez narażania sprzętu. Wyjmij wszystkie przewody i przewody z etui i podłącz je do urządzeń monitorujących. Połącz przepływ.Sonda do przepływomierza, jednomilimetrowe kryształy ultradźwiękowe do skrzynki A-T-R-B-U-S-B i przewody cewnika do przetworników ciśnienia. Skalibruj sondy przepływu i przetworniki ciśnienia. Przed pozyskaniem danych.Wykorzystaj oscyloskop, aby dostroić pomiar kryształu SOE. Zgodnie z protokołem producenta, tutaj zapisz dane za pomocą oprogramowania komputerowego. Górna połowa w kolorze białym odpowiada wszczepionemu TEV, podczas gdy dolna połowa w kolorze czerwonym odpowiada tętnicy pozorowanej lub natywnej zarówno dla TEV, jak i pozorowanej.Rejestrowana jest średnica, natężenie przepływu i ciśnienie tętnicze krwi. Na żywo po nagraniu przez co najmniej minutę bez zakłóceń. Wyeksportuj te dane, aby uzyskać bardziej szczegółową analizę.Następnie odłącz wszystkie przewody i umieść je z powrotem w woreczku zaszytym na szyi owcy. Pokazano. Oto nagranie na żywo in vivo średnicy przepływu i ciśnienia tętniczego krwi TEV, które może być rejestrowane na czas trwania eksperymentu. Optymalizacja implantacji przeszczepów naczyniowych.Zastosowanie tej techniki chirurgicznej pozwala naukowcom wykluczyć błąd chirurgiczny jako przyczynę niepowodzenia przeszczepu Po opanowaniu technikę tę można wykonać w ciągu zaledwie dwóch i pół do trzech godzin. Jeśli wszczepiany jest jeden TEV lub nawet sześć i pół godziny. Jeśli ma być również wszczepione autologiczne pozorowanie TEV i oprzyrządowanie Podczas próby wykonania tego zabiegu należy pamiętać o utrzymaniu odpowiedniego poziomu antykoagulacji.Stosować środki rozszerzające naczynia krwionośne ze zoptymalizowaną precyzją w zakładaniu szwów zespolenia Postępując zgodnie z tą procedurą. Inne metody, takie jak barwienie immunologiczne, można wykonać, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak migracja komórek i różnicowanie komórek. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wszczepić naczynia wykonane metodą inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej owcy, a także jak monitorować przepływ krwi tętniczej, ciśnienie krwi i zmiany w przeszczepie naczyniowym, średnicy in vivo.Nie zapominaj, że praca z owcami i innymi dużymi zwierzętami do użytku w warunkach eksperymentalnych musi odbywać się zgodnie z odpowiednimi dla gatunku środkami ostrożności. Jeśli planujesz pracować z tymi dużymi zwierzętami do własnych badań, upewnij się, że jesteś odpowiednio przeszkolony, aby obchodzić się z tymi zwierzętami w bezpieczny i etyczny sposób. Dziękujemy za obejrzenie naszego filmu.

surgical-technique-for-implantation-tissue-engineered-vascular-grafts

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Technika chirurgiczna wszczepiania tkankowych przeszczepów naczyń krwionośnych i późniejsze in vivo monitorowanie

Nasz zespół opracował system hodowli w bioreaktorze, który naśladuje fizjologiczne naprężenia pulsacyjne układu sercowo-naczyniowego w celu regeneracji wszczepialnych zastążek naczyniowych o małej średnicy.

Projektowanie biologicznych przeszczepów naczyniowych z wykorzystaniem bioreaktora pulsacyjnego

Opisano metodę zasiewania autologicznymi komórkami biomateriałów tytanowych mających kontakt z krwią oraz testowania ich biokompatybilności. Metoda ta wykorzystuje komórki progenitorowe śródbłonka oraz rurki tytanowe, zasiewane na kilka minut przed chirurgiczną implantacją do żył głównych świni. Technika ta może zostać dostosowana do wielu innych implantowalnych urządzeń biomedycznych.

Technologia zasiewiania autologicznych komórek progenitorowych śródbłonka oraz badanie biokompatybilności urządzeń sercowo-naczyniowych w modelu dużych zwierząt

Aby poszerzyć naszą wiedzę na temat komórkowego i molekularnego tworzenia się nowotworów, niedawno opracowano mysi model TEVG. Przeszczepy wszczepiono jako przeszczepy z interpozycją żyły głównej podnerkowej u myszy C57BL/6. Model ten osiąga wyniki podobne do tych osiągniętych w naszym badaniu klinicznym, ale w znacznie krótszym czasie.

Implantacja przeszczepu interpozycji żyły głównej dolnej w modelu mysim

Tutaj prezentujemy protokół do generowania przeszczepów naczyń krwionośnych z inżynierii tkankowej, które są funkcjonalne do szczepienia myszom poprzez podwójne wysiewanie częściowo indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (PiPSC) - pochodzących komórek mięśni gładkich i PiPSC - pochodzących komórek śródbłonka na bezkomórkowym bioreaktorze rusztowania naczyń krwionośnych.

Wytwarzanie i przeszczepianie naczyń krwionośnych metodą inżynierii tkankowej w modelu mysim

Do tej pory, grube ubytki tkanek są zazwyczaj rekonstruowane za pomocą autologicznych płatów tkankowych lub tkanek zmodyfikowanych. W niniejszym protokole przedstawiamy nową metodę inżynierii unaczynionego płata tkankowego z autologiczną szypułką, która ma służyć jako substytut płatów autologicznych.

Zaprojektowana unaczyniona płat mięśniowa

To jest wytyczne do konstruowania in vivo unaczynionej tkanki za pomocą mikrochirurgicznej pętli tętniczo-żylnej lub przepływowej konfiguracji szypułki wewnątrz komory inżynierii tkankowej. Powstałe unaczynione tkanki mogą być wykorzystane do regeneracji narządów i wymiany ubytków tkanek, a także do testowania leków i modelowania chorób.

Inżynieria tkankowa poprzez wewnętrzne unaczynienie w komorze inżynierii tkankowej in vivo

Opisujemy mikrochirurgiczne podejście do generowania pętli tętniczo-żylnej (AV) jako model do analizy unaczynienia in vivo w izolowanym i dobrze scharakteryzowanym środowisku. Model ten jest nie tylko przydatny do badania angiogenezy, ale jest również optymalnie przystosowany do inżynierii osiowo unaczynionych i przeszczepialnych tkanek.

Pętla tętniczo-żylna (AV) w małym modelu zwierzęcym do badania angiogenezy i inżynierii tkanek unaczynionych

Skalowalne naczynia krwionośne poprawiłyby możliwości zastosowania klinicznego. Korzystając z łatwo zwymiarowanych prowadnic drukowanych w 3D, stworzono pierścienie mięśni gładkich naczyń krwionośnych i ułożono je w formę rurkową, tworząc przeszczep naczyniowy. Przeszczepy można dobrać tak, aby spełniały zakres wymiarów ludzkich tętnic wieńcowych, po prostu zmieniając rozmiar prowadnicy wydrukowanej w 3D.

Skalowanie zaprojektowanych przeszczepów naczyniowych przy użyciu prowadnic drukowanych w 3D i metody układania pierścieni

Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną metodę elektroprzędzenia do wytwarzania przeszczepów naczyniowych PCL z grubymi włóknami i dużymi porami, oraz opisujemy protokół oceny wydajności in vivo w szczurzym modelu wymiany aorty brzusznej.

Implantacja elektroprzędzonych przeszczepów naczyniowych o zoptymalizowanej strukturze w modelu szczurzym

Tutaj przedstawiono protokół implantacji przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej, dostarczając odpowiedniego modelu zwierzęcego do badania mechanizmów regeneracji tkanki naczyniowej.

Implantacja przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej w tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej

W pracy przedstawiono model świni do oceny przeszczepów o małej średnicy w tętnicach udowych. Model naśladuje dynamikę naczyń krwionośnych człowieka i kompleksowo ocenia drożność przeszczepów, hemodynamikę i przebudowę naczyń. Stanowi cenną platformę do badania przeszczepów naczyniowych i monitorowania ich za pomocą ultrasonografii dopplerowskiej i angiografii.

Implantacja przeszczepu naczyniowego kości udowej w modelu trzody chlewnej w celu przetestowania przeszczepów naczyniowych o małej średnicy

Poznaj technikę implantacji przeszczepów naczyniowych z inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej owcy z monitorowaniem przepływu krwi i ciśnienia tętniczego in vivo. Ta metoda umożliwia badanie przebudowy naczyń.

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo (Wideo) | JoVE Journal

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

Przeglądaj więcej filmów