Name: Zabieg chirurgiczny resekcji żebra myszy: model do naprawy kości długich na dużą skalę (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
Description: Poznaj technikę resekcji żebra u myszy jako model naprawy kości długich. Metoda obejmuje nacięcie, ekspozycję kości i usunięcie fragmentu żebra z periosteum lub bez niego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy członkom laboratorium Mariani za krytyczną lekturę manuskryptu. Naszymi źródłami finansowania były: stypendium badawcze Baxter Medical Scholar (dla M.K.S.), stypendium licencjackie USC oraz stypendia rektora, dziekana Joan M. Schaeffer i Rose Hills Fellowships (dla M.K.S.). Dziękujemy również o stypendium CIRM BRIDGES za pośrednictwem Pasadena City College (do T.T.T.). oraz Fundusz Badań i Innowacji Jamesa H. Zumberge'a, Inicjatywa Medycyny Regeneracyjnej USC oraz NIAMS NIH pod numerem nagrody R21AR064462 (dla F.V.M).

UWAGA: Wszystkie procedury są zgodne z protokołem dla zwierząt zatwierdzonym przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Południowej Kalifornii.
1. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Rozłóż niezbędne narzędzia i materiały chirurgiczne (wysterylizowane, pozycje 1 - 18 w wykazie materiałów) i ustaw mikroskop preparacyjny i transoświetlacz światłowodowy w okapie lub na stole zstępującym.</li>
	<li>Umieść dojrzałą płciowo mysz (20 - 30 g, w wieku 1-3 miesięcy) w komorze indukcyjnej z 4% izofluranem w celu wywołania znieczulenia.</li>
	<li>Potwierdź znieczulenie testem szczypania łapy i/lub ogona.</li>
	<li>Nałóż maść na oczy myszy, aby uniknąć wysuszenia oczu podczas zabiegu.</li>
	<li>Przesuń mysz na stolik mikroskopu. Umieść mysz w stożku nosowym węża konserwacyjnego i ustaw ją z boku. Zapewnij rozgrzewającą saszetkę przylegającą do zwierzęcia, aby pomóc utrzymać temperaturę ciała. 
	UWAGA: Pozycja myszy zależy od osobistych preferencji i/lub ręczności chirurga., zarówno lewa, jak i prawa strona jest w porządku.</li>
	<li>Dostosuj izofluran do 2 - 3% w celu konserwacji i obserwuj częstość oddechów.</li>
	<li>Wstrzyknąć buprenorfinę (0,05 mg/kg) podskórnie (boczny bok nogi) w przypadku bólu pooperacyjnego za pomocą igły 25 G. Noga może drgać, co jest normalną reakcją.</li>
</ol>
2. Otwarcie Nacięcia
<ol>
	<li>Wykryj pożądane żebro za pomocą badania palpacyjnego i oczyść obszar włosów za pomocą golarki. 
	UWAGA: Żebra 8-10 są zalecane, ponieważ żebra 1-7 są bliżej płuc, a 11-13 są znacznie krótsze. Liczenie żeber powinno rozpocząć się od najbardziej rostralnego żebra jako numeru 1.</li>
	<li>Przygotuj obszar za pomocą naprzemiennego wymazu z jodonu i izopropanolu (70%) (3x jest często zalecane przez protokoły stosowania na zwierzętach).</li>
	<li>Wytnij 2 cm nacięcie przez skórę, bezpośrednio nad i równolegle do pożądanego żebra za pomocą średniej wielkości nożyczek mikrochirurgicznych. Naciąć przez leżące poniżej warstwy mięśni i tłuszczu.</li>
	<li>Umieść wszystkie 3 warstwy (skórę, mięśnie, tłuszcz) w retraktorze, aby odsłonić obszar operacyjny, jednocześnie minimalizując rozmiar nacięcia.</li>
</ol>
3. Wycinanie żebra
<ol>
	<li>Przeciąć mięśnie międzyżebrowe leżące nad żądaną częścią żebra za pomocą skalpela o średnicy 5,0 mm. Umieść to nacięcie około 5 mm proksymalnie do stawu chrzęstno-żebrnego, ponieważ jest to miejsce, w którym żebro nie jest tak mocno zakrzywione. Ostrożnie oddziel mięsień od kości za pomocą kleszczyków z cienką końcówką.</li>
	<li>Aby wykonać resekcję przy zachowaniu okostnej u zwierzęcia, przeciąć okostną wzdłuż żebra skalpelem o średnicy 5,0 mm. Ostrożnie oddziel okostną od leżącej pod nią kości z boku za pomocą kleszczyków z cienką końcówką. Postępuj ostrożnie, ponieważ okostna jest bardzo delikatna i ma galaretowatą konsystencję.</li>
	<li>Następnie wykonaj przekrój poprzeczny przez kość na jednym końcu za pomocą drobnych mikronożyczek. W razie potrzeby zmierz resekcję za pomocą siatki celowniczej w mikroskopie lub miernika typu linijka. Następnie ostrożnie wyjmij kość z okostnej i odetnij drugi koniec. 
	UWAGA: Postępuj ostrożnie. Jest to najdelikatniejszy krok, ponieważ podciągnięcie się bez wycinania żebra poniżej spowoduje rozerwanie błony opłucnowej i spowoduje odmę opłucnową. Jeśli błona opłucnowa zostanie rozerwana, będzie to łatwo widoczne, ponieważ wnętrze klatki piersiowej stanie się widoczne.</li>
	<li>Jeśli krwawienie wystąpi w wyniku przecięcia kości, uciskaj odcięty koniec wacikiem z bawełnianą końcówką przez 4 - 5 sekund, aby zatrzymać krwawienie. 
	UWAGA: W rzadkich przypadkach, gdy krwawienie utrzymuje się, może być konieczne przerwanie i eutanazja zwierzęcia, ponieważ znaczna utrata krwi zagrozi wyzdrowieniu (bez wymiany płynów maksymalna objętość krwi, którą można bezpiecznie utracić, wynosi 10% całkowitej objętości krwi lub 7,7 - 8 μl/g). W przypadku myszy o wadze 25 g odpowiada to około 180 - 200 μl9).</li>
	<li>Natychmiast umieść usunięte żebro w 4% PFA do przyszłej analizy. 
	UWAGA: Jeśli ma być przeprowadzona resekcja zarówno kości, jak i okostnej, należy pominąć nacięcie i oddzielenie okostnej (krok 3.2). Ponieważ okostna jest bardzo mocno przymocowana do błony opłucnej, postępuj ostrożnie, odciągając żebro od błony opłucnej kleszczami, aby uniknąć rozerwania.</li>
</ol>
4. Zamykanie nacięcia
<ol>
	<li>Zszyj mięśnie międzyżebrowe nad górną częścią pozostałej tulei okostnej za pomocą szwów 9-0 (zwykle wystarczają 2 szwy). Umieść szwy bezpośrednio nad odciętymi końcami żebra, aby działały jako wskaźniki lokalizacji operacji.</li>
	<li>Wyjmij zwijacz. Zszyj leżące nad nim mięśnie i tłuszcz za pomocą szwów 9-0 (zwykle wystarczają 3 - 4 szwy). U myszy ze szczególnie grubymi warstwami mięśni i/lub tłuszczu należy zszyć każdą warstwę osobno (np. 1 warstwę szwów dla warstwy mięśniowej i 1 warstwę szwów dla warstwy tłuszczowej).</li>
	<li>Zamknij skórę szwami 7-0 (zwykle wystarcza 4-5 szwów).</li>
	<li>Zabezpiecz nacięcie klejem do szwów, ściskając krawędzie dużymi kleszkami.</li>
	<li>Powoli odzwyczaj mysz od izofluranu, najpierw dostosowując się do 1% na kilka minut, a następnie wyłącz.</li>
	<li>Umieść mysz pod lampą grzewczą i pozostaw do odzyskania przytomności, 5 - 10 min. Po odzyskaniu przytomności i przez cały okres gojenia mysz powinna normalnie się poruszać i poruszać oraz nie wykazywać żadnych oznak niepokoju.</li>
</ol>
5. Odzyskiwanie i analiza
<ol>
	<li>Należy zapewnić leczenie bólu pooperacyjnego, w tym podawanie buprenorfiny w postaci żelatyny w dawce 0,5 mg/kg mc. co 12 godzin przez 48 godzin. Podawanie doustne nie wymaga krępowania zwierzęcia, co może powodować ból w okolicy klatki piersiowej.</li>
	<li>Trzymaj mysz w klatce ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody w okresie gojenia. Po wyschnięciu nacięcia samice zwierząt mogą być trzymane razem, podczas gdy samce muszą pozostać odizolowane, aby zapobiec walkom.</li>
	<li>Po okresie gojenia należy postępować zgodnie z zatwierdzoną procedurą eutanazji. Zdejmij klatkę piersiową w celu zamocowania i analizy.</li>
</ol>

<ol><li>Philip, S. J., Kumar, R. J., Menon, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+study+of+rib+regeneration+following+costectomy+in+adolescent+idiopathic+scoliosis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Spine+J%22%5BJournal%5D)">Morphological study of rib regeneration following costectomy in adolescent idiopathic scoliosis.</a> Eur Spine J. 14 (8), 772-776 (2005).</li>
<li>Munro, I. R., Guyuron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Split-rib+cranioplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Split-rib cranioplasty.</a> Ann Plast Surg. 7 (5), 341-346 (1981).</li>
<li>Taggard, D. A., Menezes, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+use+of+rib+grafts+for+cranioplasty+in+children.+Pediatric+neurosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Successful use of rib grafts for cranioplasty in children. Pediatric neurosurgery.</a> 34 (3), 149-155 (2001).</li>
<li>Head, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+Regeneration+fo+the+Ribs%3A+A+problem+in+thoracic+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Prevention of Regeneration fo the Ribs: A problem in thoracic surgery.</a> Archives of Surgery. 14 (6), 1215-1221 (1927).</li>
<li>Kawanabe, Y., Nagata, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+costal+cartilage+harvest+for+total+auricular+reconstruction%3A+part+I.+Avoidance+and+prevention+of+intraoperative+and+postoperative+complications+and+problems%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+reconstructive+surgery%22%5BJournal%5D)">A new method of costal cartilage harvest for total auricular reconstruction: part I. Avoidance and prevention of intraoperative and postoperative complications and problems.</a> Plastic and reconstructive surgery. 117 (6), 2011-2018 (2006).</li>
<li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+orthopaedic+research+%3A+official+publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society. 21 (4), 685-690 (2003).</li>
<li>Matthys, R., Perren, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+fixator+for+use+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Internal fixator for use in the mouse.</a> Injury. 40, Suppl 4. S103-S109 (2009).</li>
<li>Cooper, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+critical+size+in+calvarial+bone+defects%3A+revisiting+the+concept+of+a+critical-size+defect%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+reconstructive+surgery%22%5BJournal%5D)">Testing the critical size in calvarial bone defects: revisiting the concept of a critical-size defect.</a> Plastic and reconstructive surgery. 125 (6), 1685-1692 (2010).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ask+the+Vet%5BTitle%5D)+AND+%22JAX+NOTES%22%5BJournal%5D)">Ask the Vet.</a> JAX NOTES. 499, Available from:
 
 <a target="_blank" href="http://jaxmice.jax.org/jaxnotes/archive/499c.html">http://jaxmice.jax.org/jaxnotes/archive/499c.html</a> (2005).</li>
<li>Flecknell, P. A., Roughan, J. V., Stewart, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+oral+buprenorphine+%28%27buprenorphine+jello%27%29+for+postoperative+analgesia+in+rats--a+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animals%22%5BJournal%5D)">Use of oral buprenorphine ('buprenorphine jello') for postoperative analgesia in rats--a clinical trial.</a> Laboratory animals. 33 (2), 169-174 (1999).</li>
<li>Rigueur, D., Lyons, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-mount+skeletal+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Whole-mount skeletal staining.</a> Methods in molecular biology. 1130, 113-121 (2014).</li>
<li>Evans, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+somitic+cells+to+the+avian+ribs%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Contribution of somitic cells to the avian ribs.</a> Developmental biology. 256 (1), 114-126 (2003).</li>
<li>Colnot, C., Thompson, Z., Miclau, T., Werb, Z., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+fracture+repair+in+the+absence+of+MMP9%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Altered fracture repair in the absence of MMP9.</a> Development. 130 (17), 4123-4133 (2003).</li>
<li>Lu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+basis+for+age-related+changes+in+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+orthopaedic+research+%3A+official+publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">Cellular basis for age-related changes in fracture repair.</a> Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society. 23 (6), 1300-1307 (2005).</li>
<li>Zilberman, Y., Gafni, Y., Pelled, G., Gazit, Z., Gazit, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescent+imaging+in+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Bioluminescent imaging in bone.</a> Methods in molecular biology. 455, 261-272 (2008).</li>
<li>Pelled, G., Gazit, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+using+osteocalcin-luciferase%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+musculoskeletal%22%5BJournal%5D)">Imaging using osteocalcin-luciferase.</a> Journal of musculoskeletal. 4 (4), 362-363 (2004).</li>
<li>Elefteriou, F., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+mouse+models+for+bone+studies--strengths+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Genetic mouse models for bone studies--strengths and limitations.</a> Bone. 49 (6), 1242-1254 (2011).</li>
<li>Srour, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+large-scale+regeneration+of+rib+cartilage+in+a+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bone+Miner%22%5BJournal%5D)">Natural large-scale regeneration of rib cartilage in a mouse.</a> J. Bone Miner. , (2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Kiedy po raz pierwszy uczysz się tego protokołu, określenie, gdzie zlokalizować początkowe nacięcie, może być trudne. Jednak praktyka na uśpionych myszach pomaga chirurgowi nauczyć się, gdzie umieścić początkowe nacięcie i odsłonić pożądane żebro do wycięcia. Praca na zwłokach poprawia również umiejętności motoryczne wymagane do usunięcia części żebrowej z okostną lub bez. Ponadto ktoś, kto jest nowy w tej procedurze, może uznać manipulowanie cienkimi narzędziami i cienkimi szwami za trudne. Podczas wiązania nadmierne po...

Wyniszczające urazy szkieletu, przewlekła choroba zwyrodnieniowa stawów i poważne problemy związane z chirurgią rekonstrukcyjną wpływają na produktywność ekonomiczną, dobrobyt rodziny i jakość życia. Podczas gdy małe pęknięcia i zmiany chorobowe mogą goić się dość dobrze, ludzie nie są w stanie naprawić dużych defektów i dlatego muszą polegać na procedurach rekonstrukcyjnych w celu przywrócenia struktury i funkcji. Rekonstrukcja może obejmować przeszczepy allogeniczne lub heterogeniczne, morelizowaną kość, wszczepione rusztowania lub osteogenezę dywersyjną. Niestety, nie tylko istnieją trwałe czynniki chorobowości związane z tymi zabiegami, ale pierwotna wytrzymałość naprawionej kości jest rzadko osiągana. W związku z tym potrzebne są nowe podejścia kliniczne.
Jednym ze sposobów na opracowanie innowacyjnych metod leczenia wad segmentowych jest badanie sytuacji, w których naprawa na dużą skalę zachodzi naturalnie. słyną z tego, że potrafią regenerować elementy szkieletowe, podczas gdy ssaki są uważane za ograniczone w tej zdolności. Jednak od początkuXX wieku opublikowano kilka doniesień o regeneracji ludzkiego żebra sugerujących, że ludzie mogą nie być tak ograniczeni1-4 . Obecnie zjawisko to jest najlepiej znane chirurgom plastycznym, którzy wykorzystują materiał żebrowy do rekonstrukcji szczęki, twarzy i uszu, ale nie jest ono szerzej doceniane5. Aby bardziej szczegółowo zbadać tę naprawę, opracowaliśmy model chirurgiczny za pomocą myszy. Korzystając z tego protokołu, naukowcy mogą zidentyfikować zaangażowane czynniki wrodzone i wykorzystać te informacje, aby ułatwić gojenie się szkieletu w innych lokalizacjach.
Istnieje wiele zalet korzystania z żeber jako modelu do badania naprawy szkieletu. Po pierwsze, otaczające żebra stanowią naturalny stabilizator (w porównaniu z resekcją kości udowej6,7). Zmniejsza to ryzyko zachorowalności na stabilizatory wewnętrzne i zewnętrzne oraz upraszcza zabieg chirurgiczny. Po drugie, cienkie warstwy mięśniowe ściany klatki piersiowej zapewniają łatwy dostęp i doskonałą widoczność, co sprawia, że test jest porównywalny z wygodą resekcji kalwarii8. Po trzecie, w przeciwieństwie do kalwarii, które tworzą się przez kostnienie śródbłoniaste, żebra tworzą się przez kostnienie śródchrzęstne i rosną na długość poprzez rozciągnięcie na płytkach wzrostowych znajdujących się na obu końcach trzonu centralnego. Dlatego naprawa żeber może być bardziej porównywalna z naprawą kości długich szkieletu wyrostka robaczkowego. Ponadto odkryliśmy, że w porównaniu z kością udową okostna żebra jest grubsza i można nią łatwiej manipulować. W związku z tym badacze, którzy chcą przetestować naprawę kości w celu zbadania okostnej lub przetestowania terapii komórkowych, środków farmakologicznych i / lub rusztowań tkankowych, mogą uznać ten model chirurgiczny za przydatny. Podsumowując, ten model resekcji żeber zapewnia kontekst, w którym można badać naturalną naprawę kości na dużą skalę u ssaków, ponieważ obecnie nie istnieje taki model w powszechnym użyciu.

<table><tbody><tr><td>Średniej wielkości nożyczki do mikropreparacji (Vannas-T&uuml; Nożyczki sprężynowe bingen 5 mm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Drobne nożyczki do mikropreparacji (Nożyczki sprężynowe Vannas - krawędź tnąca 2 mm)</td><td>Sharp Science Tools</td><td>15000-04</td><td>zakrzywiona końcówka jest korzystna</td></tr><tr><td>Mikro-skalpel 5,0 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td>można zastąpić inne drobne skalpele</td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont 55</td><td>Narzędzia do nauki o nauce</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Zwijacz&nbsp;</td><td>Regulacja Fine Science Tools</td><td>17004-05</td><td>jest wygodna</td></tr><tr><td>Uchwyty na mikroigły</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>9.0 nylonowe szwy (Ethilon), najlepiej stożkowe</td><td>Ethicon</td><td>2819G lub podobne</td><td>stożkowe miejsce, ale cięcie wsteczne jest również dobre</td></tr><tr><td>Szwy prolenowe 7.0 (Prolene)</td><td>Ethicon</td><td>8700H lub podobne</td><td>6-0 mogą być również używane, końcówka igły może się różnić</td></tr><tr><td>Duże kleszcze (Adson Forceps)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11006-12</td><td>inne marki są w porządku</td></tr><tr><td>Maść do oczu z lubrykantem (Akwa Tears)</td><td>Akorn</td><td>17478-062-35</td><td></td></tr><tr><td>Klej do szwów (GLUture Miejscowy klej tkankowy)</td><td>Abbot</td><td>32046-01</td><td>ma doskonały czas pracy</td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Wahl</td><td>9918-6171 lub podobna</td><td></td></tr><tr><td>Lampa zaciskowa</td><td>Zoo Med</td><td>LF-5</td><td></td></tr><tr><td>Żarówka na podczerwień, 75W</td><td>Zoo Med</td><td>RS-75</td><td></td></tr><tr><td>RC2 System znieczulenia gryzoni</td><td>VetEquip&nbsp;</td><td>922100</td><td></td></tr><tr><td>IsoFlo (Isoflurane)</td><td>Abbot</td><td>05260-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (Buprenex)</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Frederick</td><td>67618015017</td><td></td></tr><tr><td>Żelatyna smakowa,</td><td>galaretka</td> malinowa <td>B000E1FYL0</td><td>przygotowana w postaci twardej, do konsystencji "jigglers"</td></tr></tbody></table>

zabieg chirurgiczny resekcji żebra myszy: model do naprawy kości długich na dużą skalę

A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair

Ten protokół wprowadza badaczy do nowego modelu naprawy kości na dużą skalę z wykorzystaniem żebra myszy. Procedura szczegółowo opisuje: przygotowanie zwierzęcia do operacji, otwarcie ściany klatki piersiowej, odsłonięcie pożądanego żebra z otaczających mięśni międzyżebrowych, wycięcie pożądanego odcinka żebra bez wywoływania odmy opłucnowej i zamknięcie nacięć. W porównaniu z kośćmi szkieletu wyrostka robaczkowego, żebra są bardzo łatwo dostępne. Ponadto nie jest konieczny żaden stabilizator wewnętrzny ani zewnętrzny, ponieważ sąsiednie żebra zapewniają naturalne mocowanie. Zabieg odbywa się przy użyciu dostępnych na rynku materiałów, jest łatwy do nauczenia i dobrze tolerowany przez zwierzę. Zabieg można przeprowadzić z usunięciem otaczającej okostnej lub bez niej, dzięki czemu można ocenić wkład okostnej w naprawę. Wyniki wskazują, że jeśli okostna zostanie zachowana, solidna naprawa następuje w ciągu 1-2 miesięcy. Oczekujemy, że zastosowanie tego protokołu pobudzi badania nad naprawą żeber, a wyniki ułatwią opracowanie nowych sposobów stymulowania naprawy kości w innych miejscach na ciele.

Zwierzęta zazwyczaj szybko regenerują się po tym zabiegu, nacięcie dobrze się goi, a zwierzęta wykazują normalne zachowanie. Procedura wykorzystuje dostępnie w handlu materiały i po odpowiednim przeszkoleniu może zostać wykonana w czasie krótszym niż 1 hr. Przed wykorzystaniem tej procedury do generowania danych eksperymentalnych ważne jest przeprowadzenie analizy resekcji w punkcie czasowym dzień 0, aby ustalić, czy w strefie resekcji nie pozostały duże fragmenty kości. Jednym ze sposobów oceny prawidłowości wykonania z...

Ogólnym celem tej procedury jest skuteczne wycięcie części kości z żebra myszy. Procedura została opracowana jako model do badania naprawy kości długich na dużą skalę.

Zabieg chirurgiczny resekcji żebra myszy: model do naprawy kości długich na dużą skalę

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation ...

Celem niniejszej procedury jest wykonanie rozległej resekcji w kostnej części żebra jako modelu do naprawy szkieletu. Jest to realizowane poprzez wykonanie i otwarcie nacięcia skóry po stronie bocznej zwierzęcia. Drugim krokiem jest odsłonięcie kości żebra, która ma zostać usunięta.Następnie usuwa się fragment kości żebra wraz z otaczającą go osłonką tkanki łącznej lub okostną, bądź pozostawiając okostną na miejscu. Ostatnim krokiem jest zamknięcie nacięć i umożliwienie zwierzęciu rekonwalescencji. W rezultacie ten model naprawy kości może być wykorzystany do wykazania zdarzeń komórkowych i molekularnych, które zachodzą podczas zakrojonej na szeroką skalę regeneracji szkieletu.W przypadku ssaka wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, ponieważ posługiwanie się narzędziami chirurgicznymi wymaga precyzji, a powodzenie zabiegu zależy od znajomości rozmieszczenia poszczególnych tkanek. Procedurę zaprezentują Marissa Roar i Nikita Tripper, oboje doktoranci w moim laboratorium. Po przygotowaniu pola operacyjnego oraz niezbędnych sterylnych narzędzi i materiałów, należy wprowadzić zwierzę w stan narkozy, umieszczając mysz w komorze indukcyjnej z 4% izofluranem.Po znieczuleniu myszy należy nałożyć maść do oczu i potwierdzić głębokość znieczulenia. Po uciśnięciu palca u stopy nie powinna wystąpić żadna reakcja. Umieść mysz na podkładce grzewczej lub w jej bezpośrednim sąsiedztwie na stole mikroskopu dissectingowego, kierując stożektęwii węża do podtrzymywania znieczulenia na nos myszy.Upewnij się, że mysz znajduje się w pozycji bocznej. Dostosuj stężenie izofluranu do poziomu od 2 do 3% w celu podtrzymania narkozy i monitoruj częstotliwość oddechów. Następnie wstrzyknij buprenorfinę podskórnie za pomocą igły o rozmiarze 25 G.W przypadku zapobiegawczego uśmierzania bólu pooperacyjnego może wystąpić drżenie nogi, co jest normalną reakcją. Najpierw należy wybrać odpowiednie żebro, badając palcem od najbardziej rostralnego żebra, które liczone jest jako numer jeden. W tym filmie zostanie usunięta część żebra nr 10.Ogolić obszar nad żebrem, a następnie oczyścić go jodopowidonem, a następnie trzykrotnie izopropanolem. Po wykonaniu dwucentymetrowego nacięcia przez skórę, mięśnie i warstwy tłuszczu nad żebrem przeznaczonym do wycięcia, wprowadzić wszystkie trzy warstwy do rozwieraka, aby odsłonić pole operacyjne przy jednoczesnym zminimalizowaniu wielkości nacięcia. Następnie użyć skalpela pięciomilimetrowego, aby przeciąć mięśnie międzyżebrowe nad żebrem w miejscu oddalonym o 5 mm proksymalnie od stawu żeberno-mostkowego, gdzie żebro nie jest tak mocno zakrzywione. Następnie ostrożnie oddzielić mięsień od kości za pomocą pęsety z cienkim końcem.Aby w następnym kroku wykonać resekcję przy jednoczesnym zachowaniu okostnej u zwierzęcia, należy naciąć okostną wzdłuż długości żebra. Następnie, używając pęsety z cienkimi końcówkami, bardzo ostrożnie oddzielić delikatną okostną bocznie od leżącej pod nią kości. W razie potrzeby zmierzyć obszar resekcji przy użyciu okularnika mikroskopu lub przymiaru.Następnie za pomocą precyzyjnych mikronożyczek wykonaj przekrój poprzeczny przez kość. Na jednym końcu ostrożnie oddziel kość od okostnej, a następnie niezwłocznie odetnij drugi koniec. Usunięte żebro umieść w 4%paraldehydzie do późniejszej analizy.Jeśli w wyniku przecięcia kości wystąpi krwawienie, należy uciskać przecięty koniec za pomocą patyczka z watką przez cztery do pięciu sekund, aby zatamować krwawienie. Aby zamknąć nacięcie, należy zaszyć mięśnie międzyżebrowe nad pozostałą pochewką okostnej, stosując trzy lub 4 szwy przerywane 9 0. Szwy należy umieścić bezpośrednio nad przeciętymi końcami żebra, aby służyły jako markery miejsca operacji.Usuń retraktor, a następnie zaszyj znajdujące się powyżej mięśnie i tkankę tłuszczową za pomocą przerywanych szwów 9-0. Szyj każdą warstwę oddzielnie u myszy z szczególnie grubymi warstwami mięśni lub tłuszczu. Zamknij skórę za pomocą 4 do 5 szwów 7-0, a następnie zabezpiecz nacięcie klejem tkankowym.Ściśnięcie krawędzi za pomocą dużych pęsety. Powoli odstawiamy mysz od izofluranu, dostosowując jego stężenie do 1% przez kilka minut, a następnie wyłączamy dopływ izofluranu. Umieść mysz pod lampą grzewczą i pozostaw do czasu odzyskania przytomności.Po odzyskaniu przytomności oraz przez cały okres gojenia mysz powinna poruszać się i chodzić normalnie, nie wykazując oznak stresu. Gdy miejsce nacięcia wyschnie, umieść mysz w czystej klatce z wolnym dostępem do pożywienia i wody. Samice mogą być przetrzymywane razem, natomiast samce muszą być trzymane osobno, aby zapobiec walkom; zapewnij pooperacyjną kontrolę bólu, w tym podawanie buprenorfiny w formie żelowej doustnie w dawce 0,5 mg/kg co 12 godzin przez 48 godzin.Podawanie doustne nie wymaga unieruchamiania zwierzęcia, co mogłoby spowodować ból w obrębie klatki piersiowej. Na obrazie przedstawiono resekcję żebra o długości 4,5 milimetra, pobraną bezpośrednio po operacji. Nie pozostawiono żadnych fragmentów kostnych.Próbkę barwiono czerwoną zaryną i przejrzystowano w 80% glicerolu. Grot strzałki wskazuje miejsce uciętych końców. Jest to usunięty fragment żebra z klatki piersiowej przedstawionej na poprzednim obrazie, bez przytwierdzonego okostnej.Przedstawiony tutaj przekrój histologiczny barwiony hematoksyliną i eozyną obrazuje, że do kości przylega minimalna ilość okostnej, co wskazuje żółty grot strzałki po lewej stronie, natomiast po prawej stronie okostna jest nieobecna. Żółta gwiazdka oznacza jamę szpiku kostnego. Na tym obrazie widoczny jest usunięty fragment żebra z wciąż przylegającą okostną, a ten przekrój histologiczny pokazuje nienaruszoną okostną pokrywającą kość, co zaznaczono żółtym nawiasem.Żółta gwiazdka ponownie wskazuje jamę szpiku kostnego. Ten obraz przedstawia preparat szkieletowy po dwóch miesiącach gojenia po resekcji z zachowanym okostną wewnątrz myszy, gdzie można zaobserwować całkowitą regenerację obszaru. Ten przekrój histologiczny wspomnianego preparatu szkieletowego wykazuje odtworzenie blaszkowych ścian kostnych oraz jamy szpiku kostnego.Na tym obrazie przedstawiono preparat szkieletowy po trzech miesiącach gojenia. Po usunięciu fragmentu żebra oraz otaczającego go okostnej, w miejscu cięcia widocznym po lewej stronie panelu, zaobserwowano jedynie minimalną regenerację. Żółta grota strzałki wskazuje staw chocos.Ten przekrój histologiczny wcześniej pokazanego preparatu szkieletowego przedstawia ziarninowanie, tkankę tłuszczową oraz komórki mięśniowe wypełniające miejsce resekcji. Po opanowaniu technika ta może zostać wykonana w czasie poniżej jednej godziny, pod warunkiem prawidłowego przestrzegania niniejszej procedury. W celu odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak sposób przebiegu wielkoskalowej regeneracji chrząstki, można zastosować inne metody, np. wykonanie resekcji w części chrzęstnej żebra.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonać resekcję w kostnej części żebra w celu badania regeneracji układu szkieletowego.

a-surgical-procedure-for-resecting-mouse-rib-model-for-large-scale

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Zabieg chirurgiczny w celu resekcji żebra mysiego: Model naprawy długich kości na dużą skalę

Jednym z ograniczeń badań przedklinicznych w dziedzinie naprawy kości jest brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie gojącej się zmiany kostnej. Przedstawiamy projekt i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego do naprawy kości z możliwością zmiany sztywności stabilizatora in vivo.

Regulowana sztywność, stabilizator zewnętrzny do osteotomii kości udowej szczura i modele segmentalnych ubytków kostnych

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Chociaż modele mysie są nieocenionymi narzędziami do inżynierii tkanki kostnej, modele długich wad kostnych są rzadkie. Ta potrzeba zmotywowała do opracowania obecnego protokołu, który wykorzystuje płytkę blokującą z czterema i dedykowanym przyrządem do wykonania i ustabilizowania powtarzalnego ubytku udowego o krytycznej wielkości przy niskiej zachorowalności.

Ustalenie segmentalnego modelu ubytku krytycznej wielkości kości udowej u myszy stabilizowanych przez osteosyntezę płytkową

Ocena rozwoju tkanki w złamaniu modzeli podczas gojenia kości śródchrzęstnej jest niezbędna do monitorowania procesu gojenia. W tym miejscu informujemy o zastosowaniu zewnętrznego stabilizatora kompatybilnego z rezonansem magnetycznym (MRI) dla kości udowej myszy, aby umożliwić skany MRI podczas regeneracji kości u myszy.

In vivo (in vivo) Ocena rozwoju kalusa złamania podczas gojenia kości u myszy przy użyciu urządzenia do osteosyntezy kompatybilnego z MRI dla kości udowej myszy

Ten protokół opisuje mysi model chirurgii ortopedycznej, który był używany do badania mechanizmów pooperacyjnego zapalenia nerwów i zmian w zachowaniu, a w połączeniu z parabiozą, do badania regeneracji tkanek podczas starzenia.

Mysi model chirurgii ortopedycznej do badania pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych i regeneracji tkanek

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Prezentujemy model osteogenezy rozproszenia kości piszczelowej myszy opracowany przy użyciu specjalnie wykonanego dystraktora. Wykorzystanie myszy jako celu analizy jest korzystne dla postępu badań.

Model osteogenezy rozpraszającej uwagę myszy

Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.

Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości

Ten protokół opisuje metodę wykonywania złamań u dorosłych myszy i monitorowania procesu gojenia.

Złamanie poprzeczne kości udowej myszy ze sworzniem stabilizującym

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Ten protokół przedstawia kompleksową i efektywną metodę analizy naprawy kości żuchwy. Opisujemy powtarzalną technikę nieustabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim, pozwalającą na analizę procesu naprawy kości śródchrzęstnej przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i ubytku kości.

Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Poznaj technikę resekcji żebra u myszy jako model naprawy kości długich. Metoda obejmuje nacięcie, ekspozycję kości i usunięcie fragmentu żebra z periosteum lub bez niego.

Zabieg chirurgiczny resekcji żebra myszy: model do naprawy kości długich na dużą skalę

Przeglądaj więcej filmów