Name: Mysi izolowany model serca ogłuszenia mięśnia sercowego związanego z zatrzymaniem krążenia (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
Description: Poznaj metodę oceny ogłuszenia mięśnia sercowego po niedokrwiennej zatrzymaniu krążenia u myszy. Technika ta pozwala monitorować odbudowę funkcji serca po urazie niedokrwiennym u gryzoni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

UWAGA: Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Dożywotnich, a wszystkie zwierzęta i procedury są zgodne z Przewodnikiem Narodowej Rady ds. Badań Naukowych dotyczącym Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych10.
1. Produkcja balonów i obwód monitorowania ciśnienia w lewej komorze
<ol>
	<li>Konstruowanie balonów nn według Millera i wsp.11 W zlewce z mieszadłem wymieszaj 9,5 ml wody destylowanej, 14,2 ml jasnego syropu kukurydzianego i 33,8 g sacharozy, podgrzej na gorącym talerzu, mieszaj, aż cukier się rozpuści. Kontynuuj podgrzewanie roztworu, aż osiągnie około 150 ºC. 
	UWAGA: Istnieje wiele metod konstruowania balonów NN, w tym modyfikacja końcówek prezerwatyw i konstrukcja folii spożywczej9,12. Uważamy, że powyższa metoda jest stosunkowo łatwa do skonstruowania balonów szczelnych, jednak zaletą balonów z folii spożywczej jest wcześniejsza charakterystyka odpowiednich zależności częstotliwości-odpowiedzi9.</li>
	<li>Połam suche nitki spaghetti na kawałki o długości około 5 cm i zanurz jeden bok każdego kawałka na głębokość około 1 cm w roztworze cukru i powoli wyjmij.</li>
	<li>Umieść suchy koniec pasma makaronu w bloku styropianu i zawieś, aby mieszanka cukru spłynęła i utworzyła formę w kształcie łzy. Pozostaw O/N w eksykatorze, aby forma stwardniała.</li>
	<li>Następnego dnia zanurz formy w silikonowym żelu dyspersyjnym. Umieść pasma makaronu z powrotem w bloku styropianu i wstaw do piekarnika o temperaturze 37 ºC na 2 godziny lub do wyschnięcia. Powtórz ten krok jeszcze raz, aby nałożyć dwie warstwy silikonu.</li>
	<li>Po wyschnięciu umieść w wodzie na kilka godzin, aby pomóc w usunięciu balonu z formy. Balony należy przechowywać w 0,02% roztworze azydku sodu.</li>
	<li>Użyj zestawu do pobierania krwi 23 G, aby wyprodukować niestandardową kaniulę balonową, przecinając igłę, aby uzyskać końcówkę i umieszczając nacięcia w igle.</li>
	<li>Podłącz rurkę do przetwornika ciśnienia i przepłucz wodą, utrzymując rurkę i kaniulę całkowicie zanurzone, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza do systemu. Umieść balon wypełniony wodą na kaniuli i użyj jedwabnych szwów 2-0, aby zawiązać na kaniuli. Balon testowy pod kątem zdolności do utrzymywania ciśnienia (~100 mmHg przez co najmniej 1 godzinę)</li>
</ol>
2. Przygotowanie izolowanego systemu perfuzji serca
<ol>
	<li>Początkowo umyj i ogrzej system. Włączyć cyrkulator kąpieli ciepłej wody o temperaturze 37 ºC, który został podłączony do aparatu Langendorffa i napełnić zbiornik buforowy wodą destylowaną. Podłącz nowy filtr z włókna szklanego do rurki zasilającej urządzenie i włącz pompę, aby przepłukać system. W czasie przygotowania monitoruj temperaturę wody wydychanej z bloku Langendorff za pomocą sondy temperatury, aby upewnić się, że kąpiel wodna jest dokładnie ustawiona. Włącz również chłodzoną pompę cyrkulacyjną i ustaw ją na 20 ºC, która będzie używana podczas zatrzymania krążenia serca.</li>
	<li>W międzyczasie przygotuj następujące rozwiązania. Przygotować 1 l roztworu do walki z kardioplegią (110 mM NaCl, 16 mM KCl, 16 mM MgCl2, 1,5 mM CaCl2, 10 mM NaHCO3) i przefiltrować. Przygotuj również 2 l KHB (118 mM NaCl, 4,8 mM KCl, 1,2 mM KH2PO4, 1,7 mM MgSO4, 2 mM Na-pirogronian, 6 mM dekstrozy, 24,9 mM NaHCO3 (wstępnie napowietrzony CO2), 1,4 mM CaCl2 (dodany jako ostatni). Po rozpuszczeniu usunąć osady, filtrując je do kolby za pomocą lejka do spiekania szklanego o grubości 5 μm. Umieść trochę w małym naczyniu na lodzie, które będzie używane podczas operacji i izolacji.</li>
	<li>Natlenić perfuzat (KHB) 95% O2/5% CO2 przez co najmniej 30 minut przed użyciem. Uruchom system Langendorff z KHB, aby usunąć pozostałą wodę z systemu i zbiornika buforowego. W przypadku myszy ustaw początkową prędkość pompy na ~2,0 ml/min. Umieść szwy jedwabne 2-0 i 4-0 w pobliżu kaniuli perfuzyjnej. Uruchom pompę, aż rurki i aparatura zostaną wypełnione perfuzatem, a następnie upewnij się, że pęcherzyk powietrza jest wypełniony perfuzatem. 
	UWAGA: W przypadku długich okresów perfuzji i stabilnego funkcjonowania zdecydowanie zaleca się zainstalowanie wbudowanego filtra z włókna szklanego (~1 μm) w obwodzie perfuzyjnym w celu zebrania wszelkich osadów, które mogą tworzyć skrzepy w sercu</li>
</ol>
3. Chirurgia myszy
3.1) Znieczulenie i obsługa myszy
<ol>
	<li>Przygotować strzykawkę z dawką znieczulającą 80 mg/kg ketaminy i mieszaniną 5 mg/ml ksylazyny i dodać sterylną sól fizjologiczną o stężeniu 0,9%, aby zwiększyć objętość do 0,2 ml. Wstrzyknąć heparynę I.P. (50 μl roztworu o stężeniu 1 000 j./ml).</li>
	<li>Umieść mysz z powrotem w pojemniku transportowym (~10-20 min) i poczekaj, aż straci przytomność, gdy heparyna zacznie działać. Okresowo wykonuj szczypanie palca u nogi, aby monitorować odruch bólowy.</li>
</ol>
3.2) Usuń Serce
<ol>
	<li>Gdy mysz jest całkowicie nieprzytomna i nie reaguje na uszczypnięcie palca, przymocuj ją do odpowiedniego stołu operacyjnego za pomocą szpilek lub końcówek strzykawki 25 G przez kończyny. Wykonaj torakotomię, aby odsłonić serce. Wytnij mały otwór tuż pod mostkiem i przedłuż nacięcie na boki myszy, omijając przeponę.</li>
	<li>Szybko przetnij membranę, a następnie szybko przetnij boki klatki piersiowej. Odwróć klatkę piersiową jak muszlę małża, aby odsłonić klatkę piersiową. Delikatnie chwyć serce, umieść pod nim nożyczki i wyjmij serce. 
	UWAGA: Konieczne jest szybkie usunięcie serca, gdy zostanie ono odsłonięte w klatce piersiowej, a płuca nie działają.</li>
</ol>
3.3) Oczyść Serce
<ol>
	<li>Umieść serce w naczyniu zawierającym lodowaty KHB i odetnij wszelkie duże kawałki dołączonej tkanki płucnej. Użyj kleszczy, aby podnieść serce i zlokalizować aortę. Delikatnie ściśnij serce i poszukaj krwi, która się pojawi, ponieważ powinien to być otwarty koniec aorty. Użyj pęsety z cienką końcówką, aby przytrzymać serce za otwarty koniec aorty.</li>
</ol>
4. Montaż serca, rozpoczęcie perfuzji i umieszczenie balonu
4.1) Montaż i kaniulacja serca
<ol>
	<li>Przed przetransportowaniem serca do aparatu Langendorffa należy włączyć pompę, upewniając się, że ciśnienie perfuzji jest niskie (~20 mmHg). Trzymaj serce za aortę tuż pod kaniulą. Używając innego zestawu pęsety z cienką końcówką, ostrożnie otwórz aortę i wsuń serce w górę na kaniulę. Przytrzymaj go na miejscu za pomocą jednego zestawu pęsety, a następnie użyj klipsa o miękkich krawędziach, aby tymczasowo przymocować go do kaniuli. 
	UWAGA: Szybkie zamontowanie serca do kaniuli perfuzyjnej ma kluczowe znaczenie dla dobrego przygotowania. Z doświadczenia wynika, że zabiegi od otwarcia klatki piersiowej do zamontowania serca powinny trwać od 1 do 2 minut.</li>
	<li>Zawiąż i rozpocznij perfuzję w następujący sposób, używając jedwabnego szwu 4-0 przymocuj aortę do kaniuli bezpośrednio pod klipsem. Upewnij się, że zawiązka znajduje się również wokół metalowej kaniuli aortalnej, aby aorta nie została zawiązana podczas zaciskania węzła. Po mocnym umieszczeniu jednego krawata zdejmij klips.</li>
	<li>Użyj dodatkowych jedwabnych szwów, aby bezpiecznie przymocować aortę do kaniuli, upewniając się, że zawiązałeś ją poniżej wszelkich gałęzi naczyń, które mogą schodzić z aorty. Często można je zauważyć po wycieku perfuzatu lub wystrzeliwaniu z aorty. 
	UWAGA: W początkowych etapach perfuzji krew powinna być wypłukiwana z serca, a całe serce powinno mieć delikatny różowy kolor. Ciemne przebarwienia, które nie zmywają się, wskazują na obszary niedokrwienne, prawdopodobnie spowodowane zatorem powietrznym lub skrzepami i nie należy używać serca.</li>
</ol>
4.2) Ustalanie pomiaru perfuzji i LVP
<ol>
	<li>Powoli zwiększaj ciśnienie perfuzji i zwiększaj prędkość pompy, aż ciśnienie perfuzji osiągnie 70 mmHg. 
	UWAGA: Standardowe ciśnienie perfuzji dla perfuzji myszy może wynosić 70-90 mmHg, ale musi być utrzymywane na stałym poziomie w każdym zwierzęciu w ramach eksperymentu.</li>
	<li>Oczyść pozostałą tkankę (płuca, tarczycę itp.), które mogą być nadal przyczepione do serca. Użyj nożyczek, aby odciąć lewe przedsionki, aby utworzyć otwór w lewej komorze.</li>
	<li>Umieść balon na uchwycie i opróżnij powietrze. Umieść kaniulę balonową w pobliżu kaniuli aortalnej, bezpośrednio nad otworem do lewej komory. Ostrożnie włóż balon w dół do lewej komory, trzymając serce na miejscu, aby aorta się nie rozerwała.</li>
	<li>Po umieszczeniu na miejscu powoli zacznij napompowywać balon, aż LVEDP osiągnie ~8 mmHg. Umieść sondę temperatury na dnie serca, aby mierzyła temperaturę ścieków.</li>
</ol>
4.3) Pomiar podstawowy
<ol>
	<li>Zamknij serce w komorze perfuzyjnej z płaszczem wodnym. W tym czasie należy stale perfuzjować serce za pomocą KHB i upewnić się, że temperatura nadal rośnie. Monitoruj temperaturę i odpowiednio dostosuj łaźnię wodną, aż osiągnie około ~37 ºC. 
	UWAGA: Monitorowanie temperatury w początkowych fazach perfuzji ma kluczowe znaczenie, ponieważ przepływy wieńcowe, a następnie temperatura może się różnić w zależności od serca. Temperatura perfuzatu ścieków jest monitorowana pod kątem pożądanej temperatury mięśnia sercowego za pomocą sondy temperatury umieszczonej na wierzchołku serca. Ponadto, w porównaniu z innymi protokołami perfuzji Langendorffa, serce nie jest zanurzone w CP lub KHB podczas perfuzji lub zatrzymania, odbywa się to głównie w celu szybkiej regulacji temperatury, a także zapewnienia wydajnego dostarczania CP bez dyfuzji.</li>
	<li>Rozpocznij ciągłą rejestrację pomiarów funkcjonalnych za pomocą systemu akwizycji danych podłączonego do odpowiednich czujników, w tym ciśnienia perfuzyjnego, ciśnienia w lewej komorze (przetwornik ciśnienia przymocowany do balonu LVP), temperatury i parametrów elektrofizjologicznych (EKG, MAP, jeśli jest na wyposażeniu) (załączniki będą zgodne z producentami i specyficzne dla poszczególnych czujników i systemu akwizycji danych). Gdy ściek KHB osiągnie ~37 ºC przez co najmniej 15 minut, a parametry czynnościowe serca są stabilne, zanotuj czas pomiarów wyjściowych. 
	UWAGA: Kryteria włączenia/wykluczenia są stosowane do każdego serca. LVDP wynoszący <60 mmHg na początku badania wskazuje na serce, które powinno zostać usunięte z analizy. Ponadto przepływ wieńcowy >4,5 ml/min lub niezdolność do utrzymania ciśnienia perfuzyjnego na początku badania prawdopodobnie wskazuje na nieszczelną lub rozerwaną aortę. Również wszelkie serca, które mają wyraźne obszary niedokrwienne, które można potwierdzić wizualnie (np. skrzep) lub wykazują związane z niedokrwieniem zmniejszenie czynności serca (tj. zwiększenie LVeDP, skrajnie arytmiczne), są usuwane z analizy.</li>
	<li>Zmierzyć przepływ wieńcowy poprzez zbieranie ścieków wieńcowych w cylindrze z podziałką przez 1 minutę. Zamknąć komorę i pozwolić, aby temperatura i funkcja powróciły do wartości wyjściowych. Alternatywnie można mierzyć przepływ wieńcowy w sposób ciągły w linii perfuzyjnej za pomocą sondy przepływu umieszczonej za obwodem nadmiarowym.</li>
</ol>
5. Inicjowanie zatrzymania krążenia
<ol>
	<li>Umieścić 100 ml zimnego buforu kardioplegii w innym zbiorniku i przenieść kaniulę zbiornika KHB do zbiornika kardioplegii.</li>
	<li>Odłączyć obudowę z płaszczem wodnym i obieg ogrzewania perfuzyjnego od ciepłej łaźni wodnej i podłączyć do cyrkulatora chłodniczego za pomocą szybkozłączy przewodów. Używaj oddzielnych cyrkulatorów grzewczych i chłodzących, aby umożliwić szybkie zmiany temperatury serca i perfuzacji.</li>
	<li>Podążaj za pęcherzykiem powietrza, który zostanie wprowadzony do rurki podczas przełączania, a gdy dotrze w pobliże izolowanego serca, rozpocznij czas kardioplegii. Dostarczaj kardioplegię przez 2 minuty. Po podaniu dawki początkowej należy przerwać pompę. Upewnij się, że zatrzymałeś serce w stanie rozkurczu i zbliżaj się do żądanej temperatury CP. 
	UWAGA: Konieczna jest wystarczająca pułapka bąbelkowa, aby uniknąć zatoru powietrznego w sercu. Alternatywnie można łatwo zbudować system dostarczania dla obu zbiorników przełączany za pomocą kranu odcinającego, jednak po małym pęcherzyku powietrza, który jest wprowadzany podczas wymiany kaniuli między zbiornikami, odkrywamy, że jest to łatwa metoda pomiaru czasu dostarczania CP przy potencjalnie różnych prędkościach pompy między eksperymentami (tj. z powodu myszy/szczura, ciśnienia perfuzji, oporu filtra itp.)</li>
	<li>Utrzymuj serce w kardioplegii przez 2 godziny w temperaturze ~20 ºC. Co pół godziny podczas CP ponownie włączaj pompę na 1 minutę, aby podać kolejną dawkę. 
	UWAGA: Przerywane dawki CP co 30 minut powodują upośledzenie funkcji serca bez martwicy tkanki. Dłuższe okresy między dawkami CP (tj. >45 min) mogą powodować martwicę i przykurcz niedokrwienny i byłyby bardziej odpowiednie dla modelu martwiczego uszkodzenia związanego z niezabezpieczonym niedokrwieniem.</li>
</ol>
6. Reperfuzja
<ol>
	<li>Pod koniec CP przenieś kaniulę zbiornika z powrotem do natlenionego KHB. Podłącz obwody regulacji temperatury do cyrkulatora grzewczego i włącz pompę, aby rozpocząć reperfuzję. W tym momencie kardioplegia wypłukuje się, obserwuj wzrost temperatury, a serce zaczyna ponownie bić po 2-4 minutach reperfuzji. Kiedy zaczyna bić serce, bicie jest powolne i często arytmiczne. 
	UWAGA: Zwykle nie występuje duży wzrost rozkurczowego LVP (tj. wzrost o ≤10 mmHg), co jest często charakterystyczne w modelach czystego niedokrwienia. Arytmie mogą utrzymywać się aż do reperfuzji, a czasami serce będzie wymagało defibrylacji. Można to osiągnąć za pomocą stymulatora ustawionego na wyższe napięcia (~10-50 V) oraz elektrod umieszczonych u podstawy i wierzchołka serca.</li>
	<li>Pozwól sercu na reperfuzję przez 30 minut i w tym czasie wykonaj pomiary przepływu wieńcowego, jeśli to konieczne. Zmierz przepływ wieńcowy, zbierając ścieki za pomocą cylindra z podziałką przez 30-60 sekund.</li>
</ol>
7. Pobieranie tkanki
<ol>
	<li>Opróżnij balon i wyjmij go z lewej komory. Zdejmij serce z kaniuli i zważ je. W początkowych eksperymentach należy pobrać co najmniej jeden poprzeczny wycinek serca i wybarwić TTC w celu oceny martwicy, aby upewnić się, że serce jest wolne od jakichkolwiek martwiczych uszkodzeń.</li>
	<li>Zbieraj plastry serca do badań mikroskopowych, mokrych/suchych mas itp. Pozostałą część lub całe serce należy szybko zamrozić, umieszczając w ciekłym azocie. Przechowuj zamrożone serca w zamrażarce o temperaturze -80 ºC. 
	UWAGA: W celu pomiaru wysokoenergetycznych związków fosforanowych (tj. ATP, fosforanu kreatyny) serca należy natychmiast zamrozić.</li>
</ol>

<ol><li>Kloner, R. a, Jennings, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Consequences+of+Brief+Ischemia%3A+Stunning%2C+Preconditioning%2C+and+Their+Clinical+Implications%3A+Part+1%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Consequences of Brief Ischemia: Stunning, Preconditioning, and Their Clinical Implications: Part 1.</a> Circulation. 104 (24), 2981-2989 (2001).</li>
<li>Mentzer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+protection+in+heart+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Myocardial protection in heart surgery.</a> J Cardiovasc Pharmacol Ther. 16 (3-4), 290-297 (2011).</li>
<li>Chambers, D. J., Fallouh, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardioplegia+and+cardiac+surgery%3A+pharmacological+arrest+and+cardioprotection+during+global+ischemia+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Cardioplegia and cardiac surgery: pharmacological arrest and cardioprotection during global ischemia and reperfusion.</a> Pharmacol Ther. 127 (1), 41-52 (2010).</li>
<li>Bolli, R., Marbán, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+cellular+mechanisms+of+myocardial+stunning%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Molecular and cellular mechanisms of myocardial stunning.</a> Physiol Rev. 79 (2), 609-634 (1999).</li>
<li>Kloner, R. a, Bolli, R., Marban, E., Reinlib, L., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medical+and+Cellular+Implications+of+Stunning%2C+Hibernation%2C+and+Preconditioning+An+NHLBI+Workshop%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Medical and Cellular Implications of Stunning, Hibernation, and Preconditioning An NHLBI Workshop.</a> Circulation. 97 (18), 1848-1867 (1998).</li>
<li>Mersmann, J., Latsch, K., Habeck, K., Zacharowski, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measure+for+measure-determination+of+infarct+size+in+murine+models+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Shock+%28Augusta%2C+Ga%29%22%5BJournal%5D)">Measure for measure-determination of infarct size in murine models of myocardial ischemia and reperfusion: a systematic review.</a> Shock (Augusta, Ga). 35 (5), 449-455 (2011).</li>
<li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrograde+heart+perfusion%3A+the+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion).</a> J Mol Cell Cardiol. 50 (6), 940-950 (2011).</li>
<li>Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolated+heart+perfusion+according+to+Langendorff---still+viable+in+the+new+millennium%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 55 (2), 113-126 (2007).</li>
<li>Sutherland, F. J., Shattock, M. J., Baker, K. E., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+isolated+perfused+heart+characteristics+and+cautions%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Exp+Pharmacol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mouse isolated perfused heart characteristics and cautions.</a> Clin Exp Pharmacol Physiol. 30 (11), 867-878 (2003).</li>
<li>Guide for the Care and Use of Laboratory AnimalsSource. , National Research Council. Available from:
 
 <a target="_blank" href="http://grants.nih.gov/grants/olaw/Guide-for-the-care-and-use-of-laboratory-animals.pdf">http://grants.nih.gov/grants/olaw/Guide-for-the-care-and-use-of-laboratory-animals.pdf</a> (2011).</li>
<li>Miller, A., Wright, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+Murine+Ventricular+Balloons+for+the+Langendorff+Heart+Preparation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biotecnol+Biomater%22%5BJournal%5D)">Fabrication of Murine Ventricular Balloons for the Langendorff Heart Preparation.</a> J Biotecnol Biomater. 1 (101), 1-4 (2011).</li>
<li>Curtis, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation%2C+utilisation+and+clinical+relevance+of+isolated+perfused+heart+models+of+ischaemia-induced+ventricular+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Characterisation, utilisation and clinical relevance of isolated perfused heart models of ischaemia-induced ventricular fibrillation.</a> Cardiovasc Res. 39 (1), 194-215 (1998).</li>
<li>Clements, R. T., Feng, J., Cordeiro, B., Bianchi, C., Sellke, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((p38+MAPK-dependent+small+HSP27+and+%CE%B1B-crystallin+phosphorylation+in+regulation+of+myocardial+function+following+cardioplegic+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22American+journal+of+physiology.+Heart+and+circulatory+physiology%22%5BJournal%5D)">p38 MAPK-dependent small HSP27 and αB-crystallin phosphorylation in regulation of myocardial function following cardioplegic arrest.</a> American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 300 (5), H1669-H1677 (2011).</li>
<li>Clements, R. T., Cordeiro, B., Feng, J., Bianchi, C., Sellke, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rottlerin+increases+cardiac+contractile+performance+and+coronary+perfusion+through+BKCa%2B%2B+channel+activation+after+cold+cardioplegic+arrest+in+isolated+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Rottlerin increases cardiac contractile performance and coronary perfusion through BKCa++ channel activation after cold cardioplegic arrest in isolated hearts.</a> Circulation. 124 (11 Suppl), S55-S61 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Powyższy protokół szczegółowo opisuje metody oceny ogłuszenia mięśnia sercowego wtórnego do globalnego niedokrwienia związanego z zatrzymaniem krążenia. W naszych rękach protokół ten powoduje około ~40% zmniejszenie czynności serca (LVDP, +/- dP/dt) przy minimalnych zmianach częstości akcji serca w 30-minutowym punkcie czasowym po reperfuzji. Gdy serce jest reperfaktorowane i ponownie rozgrzewane, wszystkie parametry funkcji serca są zmniejszane w początkowych punktach czasowych ze znacznie zmniejszonym tętnem, zanim ust...

Ogłuszenie mięśnia sercowego definiuje się jako odwracalne zmniejszenie aktywności skurczowej pomimo przywrócenia odpowiedniego przepływu krwi po krótkim okresie niedokrwienia lub długotrwałych okresach niedokrwiennych z kardioprotekcją1,2,3,4,5. Przedstawiona metoda jest specjalnie stosowana do modelowania klinicznie istotnych urazów niedokrwiennych, które mogą powodować odwracalne upośledzenie funkcji skurczowej (tj. Uszkodzenia niedokrwienne związane z kardiochirurgią z wykorzystaniem zatrzymania krążenia, krótkich okresów niedokrwienia, dławicy piersiowej itp.). W przeciwieństwie do badań nad ciężkim niedokrwieniem mięśnia sercowego (zawał mięśnia sercowego, martwica), protokół ten został opracowany w celu oceny odzyskiwania funkcji mięśnia sercowego i kardioprotekcji bez uszkodzenia tkanki, przebudowy i śmierci komórek. W przeważającej części pracy omówiono standardowy protokół zatrzymania krążenia z elementami podobnymi do kardiochirurgii z wykorzystaniem hipotermii i przerywanego porodu kardioplegii.
Ochrona mięśnia sercowego podczas większości operacji kardiochirurgicznych opiera się na kardioplegii i obejściu krążeniowo-oddechowym. Chociaż rozwiązania i strategie kardioplegii (CP) różnią się znacznie (krew, krystaloidy, zimno, ciepło itp.), najczęstszymi elementami są: 1) hiperkaliemia i/lub inne strategie mające na celu zatrzymanie pracy serca w stanie rozkurczu, ograniczając w ten sposób wykorzystanie energii wynikające ze skurczu mięśnia sercowego, oraz 2) hipotermia w celu spowolnienia metabolizmu i pomocy w utrzymaniu ATP i innych rezerw energii podczas zatrzymania. Obecne rozwiązania w zakresie kardioplegii zapewniają ochronę serca przed urazami niedokrwiennymi, które w przeciwnym razie okazałyby się śmiertelne. Jednak strategie kardioprotekcyjne podczas chirurgicznych urazów niedokrwiennych nie są doskonałe, a wynikające z tego łagodne uszkodzenie niedokrwienne może skutkować odwracalną dysfunkcją skurczu serca pomimo odpowiedniego przepływu krwi (ogłuszenie mięśnia sercowego), kwasicę, uszkodzenie kardiomiocytów i skutki naczyniowe, w tym zmniejszoną perfuzję wieńcową i skurcz naczyń.
Ten protokół różni się od standardowych modeli izolowanego niedokrwienia serca oceniających zawał mięśnia sercowego i ciężkie niedokrwienie tym, że ocenia łagodniejsze uszkodzenia niedokrwienne, które mogą skutkować upośledzeniem funkcji serca po krótkim niedokrwieniu lub niedokrwieniem związanym z zatrzymaniem krążenia. (przegląd technik perfuzji Langendorffa i badań I/R, patrz 6-8). Ogólne wytyczne i dokładna analiza parametrów eksperymentalnych związanych z izolowanymi perfuzjonowanymi sercami myszy można znaleźć w Sutherland et al. 20039 Przedstawiona tutaj technika szczegółowo opisuje niezbędny sprzęt, odczynniki, kroki, strategie i wskazówki, aby niezawodnie wywołać ogłuszenie w sercach myszy. Konieczne są drobne modyfikacje, aby zastosować tę technikę u szczurów.
Krótko izolowane serca myszy są poddawane Langendorffowi przez około 30 minut fizjologicznym buforem Krebsa-Henseleita (KHB), po czym następuje zatrzymanie akcji serca chronione przed zimnem poprzez dostarczenie roztworu hiperkaliemicznego hipotermicznego kardioplegii. Po zatrzymaniu czynności serca monitoruje się jego regenerację podczas rozgrzewania i reperfuzji serca za pomocą KHB. Zmiany w stopniu odzyskania funkcji skurczowej serca można ocenić w celu oceny środków kardioprotekcyjnych i różnych strategii kardioprotekcyjnych.

<table><tbody><tr><td>Roztwór kardioplegii (św. Tomasz II)</td><td></td><td></td><td>Symbol / Stężenia (mM)</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td> sodu <td>NaCl; 110</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td> potasu <td>KCl; 16</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td> wapnia <td>CaCL2; 1,5</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td> magnezu <td>MgCL2; 16</td></tr><tr><td>Wodorowęglan</td><td></td><td></td> sodu <td>NaHCO3; 10</td></tr><tr>Bufor <td></td><td></td><td></td><td>Krebsa-Heinsleta</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td><td>sodu NaCl; 118</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td> potasu <td>KCl; 4,8</td></tr><tr><td>Siarczan</td><td></td><td></td> magnezu <td>MgSO4; 1,7</td></tr><tr><td>Wodorowęglan sodu</td><td>NaHCO3; 24,9</td>Fosforan <td></td><td></td></tr><tr><td>potasu (jednozasadowy)</td><td></td><td></td><td>KH2PO4; 1,2</td></tr><tr><td>Chlorek</td><td></td><td></td> wapnia <td>CaCL2; 1.4</td></tr><tr><td>Pirogronian</td><td></td><td></td> sodu <td>Na;</td></tr><tr><td>2 Glukoza</td><td></td><td></td><td>C6H12O6; 6</td></tr><tr><td>Odczynniki</td><td></td><td></td><td></td>do balonów</tr><tr><td>Syrop</td><td></td><td></td><td></td>kukurydziany</tr><tr><td>Spaghetti</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żel</td><td></td><td></td><td></td>dyspersyjny</tr> silikonowy <tr><td>blok styropianowy</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>piec laboratoryjny/inkubator ( 50C)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sprzęt do perfuzji Langendorff Izolowany</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>perfuzjonowany system serca (IH-SR (Hugo-Sachs) lub równoważny)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>System gromadzenia danych (DSI, ADinstruments lub równoważny)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyrkulator</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr>podgrzewanej wody<td>Cyrkulator wody chłodzącej Pompa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>perfuzyjna o wydajności 2-30 ml / min</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Liniowe filtry perfuzyjne - 1 um włókno szklane</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Czujniki i wzmacniacze ciśnienia LVP i ciśnienia</td><td></td><td></td><td></td>perfuzyjnego</tr><tr><td>Mały cylinder z podziałką (~10 ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mała sonda temperatury i termometr (Werner lub ekwiwalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>rezysta perfuzyjna (1L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>cardioplegia resevoir (~200 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>bełkotka</td><td></td><td></td><td></td>gazowa</tr><tr><td>95/5 mieszanina</td><td></td><td></td><td></td>O2/CO2</tr><tr><td>Narzędzia chirurgiczne i odczynniki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td></td><td></td><td></td> chirurgiczne Metzenbaum i Potz</tr><tr><td>dwa kleszcze</td><td></td><td></td><td></td>Dumont rozmiar 5</tr><tr><td>ketamina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ksylazyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>heparyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>mały zacisk z miękkimi bokami do trzymania aorty (tj. zacisk końcowy z klejonymi końcami)</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Jedwabne szwy</td><td></td><td></td><td></td> 2-0 i 4-0</tr></tbody></table>

mysi izolowany model serca ogłuszenia mięśnia sercowego związanego z zatrzymaniem krążenia

Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

Poniższy protokół jest przydatny do oceny upośledzonej funkcji serca lub ogłuszenia mięśnia sercowego po umiarkowanych urazach niedokrwiennych. Technika ta jest przydatna do modelowania uszkodzenia niedokrwiennego związanego z wieloma klinicznie istotnymi zjawiskami, w tym kardiochirurgią z zatrzymaniem krążenia i pomostowaniem krążeniowo-oddechowym, CABG poza pompą, przeszczepem, dławicą piersiową, krótkim niedokrwieniem itp. W protokole przedstawiono ogólną metodę modelowania hipotermii, hiperkaliemii, zatrzymania i reperfuzji w sercach gryzoni, koncentrując się na pomiarze funkcji skurczu mięśnia sercowego. Krótko mówiąc, serce myszy jest perfundowane w trybie langendorffa, instrumentowane za pomocą balonu dokomorowego i rejestrowane są wyjściowe parametry funkcjonalne serca. Po ustabilizowaniu się serca poddaje się krótkiej infuzji roztworu kardioprotekcyjnej kardioprogologii hipotermicznej w celu zainicjowania zatrzymania rozkurczowego. Kardioplegia jest dostarczana z przerwami przez 2 godziny. Serce jest następnie reperfaktorowane i ogrzewane do temperatur normotermicznych i monitorowane jest odzyskiwanie funkcji mięśnia sercowego. Zastosowanie tego protokołu skutkuje niezawodną obniżoną funkcją skurczową serca wolną od poważnych uszkodzeń tkanki mięśnia sercowego u gryzoni.

Rycina 1 przedstawia typowe wyniki z jednego eksperymentu na myszach. LVP (linia czerwona), dP/dt (linia zielona) oraz temperatura (linia fioletowa) były rejestrowane w sposób ciągły przez ok. 3 hr. Litery oznaczają: a – pomiar wyjściowy, b, c, d, e – podawanie roztworu kardioplegii, f – początek reperfuzji, g, h, i, j – pomiar przepływu wieńcowego podczas reperfuzji. Należy zwrócić uwagę na obniżenie LVDP i dP/dt po reperfuzji w porównaniu do wartości wyjściowej. Rycina 1B zawiera dane ...

Celem tego protokołu jest ocena ogłuszenia mięśnia sercowego po niedokrwiennym zatrzymaniu krążenia u gryzoni.

Mysi izolowany model serca ogłuszenia mięśnia sercowego związanego z zatrzymaniem krążenia

The following protocol is of use to evaluate impaired cardiac function or myocardial stunning following moderate ischemic insults. The technique is useful ...

Ogólnym celem tej procedury jest ocena ogłuszenia mięśnia sercowego, które występuje po niedokrwiennym zatrzymaniu krążenia z użyciem kardioplegii u gryzoni. Osiąga się to poprzez wstępną perfuzję wsteczną serca pobranego od dorosłej myszy. W drugim kroku balon zostaje wprowadzony do lewej komory serca, a następnie rejestrowane są pomiary kontrolne linii bazowej.Następnie wprowadza się hipotermiczne zatrzymanie krążenia z użyciem kardioplegii na odpowiedni okres eksperymentalny, po którym następuje okres reperfuzji. W rezultacie technika ta może być wykorzystana do monitorowania zmian zachodzących podczas powrotu funkcji mięśnia sercowego po uszkodzeniu niedokrwiennym. Chociaż metoda ta pozwala na wgląd w ogłuszenie mięśnia sercowego związane z łagodnymi niedokrwieniami u myszy, można ją również zastosować u innych ssaków, takich jak szczury, a także w dwóch modelach ciężkiego uszkodzenia reperfuzyjnego po niedokrwieniu.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą napotykają trudności, ponieważ szybka kanulacja serca, niezbędna do uzyskania stabilnego i powtarzalnego preparatu, może być wymagająca. W celu usunięcia serca przeprowadza się torakotomię. Pierwszym krokiem jest wyko

murine-isolated-heart-model-myocardial-stunning-associated-with

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Izolowany model mysiego serca z zaskoczeniem mięśnia sercowego związany z zatrzymaniem akcji serca

W niniejszym materiale wideo zaprezentowano sposób wykorzystania szybkiego i wiarygodnego modelu do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych niedokrwienia mięśnia sercowego.

Ligacja LAD: mysi model zawału mięśnia sercowego

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Uraz chirurgiczny wywołuje odpowiedź zapalną. Wiadomo, że cytokiny i ligandy endogenne modulują wielkość zawału mięśnia sercowego po niedokrwieniu i reperfuzji. Przedstawiamy zmodyfikowany model niedokrwienia i reperfuzji u myszy z zamkniętą klatką piersiową, wykorzystujący obciążniki wiszące w celu zminimalizowania efektów torakotomii.

Mysi model zamkniętoklatkowy niedokrwienia i reperfuzji mięśnia sercowego

Izolowane modele pracującego serca mogą być używane do pomiaru wpływu warunków obciążenia, tętna i leków na wydajność mięśnia sercowego i zużycie tlenu. Opisano metody przygotowania modelu pracy lewego serca gryzonia, który pozwala na badanie wydolności skurczowej i rozkurczowej oraz zużycia tlenu w różnych warunkach.

Model pracującego serca gryzoni do badania wydajności mięśnia sercowego i zużycia tlenu

Podczas operacji niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji u myszy, prawidłowe umieszczenie ligatury okluzyjnej jest zazwyczaj potwierdzane przez widoczną obserwację bladości mięśnia sercowego. W tym artykule metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia i reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, została zademonstrowana u samców myszy C57Bl / 6.

Potwierdzenie niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u myszy za pomocą elektrokardiografii powierzchniowej

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Ten protokół opisuje kroki do wywołania zawału mięśnia sercowego u myszy, przy jednoczesnym zachowaniu osierdzia i jego zawartości.

Nienaruszony model gryzonia niedokrwiennego osierdzia

Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.

Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego

Ten protokół demonstruje unikalny mysi model zatrzymania krążenia w asfiksji, który nie wymaga ucisku klatki piersiowej do resuscytacji. Model ten jest przydatny do monitorowania i obrazowania dynamiki fizjologii mózgu podczas zatrzymania krążenia i resuscytacji.

Mysi model zatrzymania krążenia do obrazowania mózgu i monitorowania fizjologii mózgu podczas niedokrwienia i resuscytacji

Mysi model gojenia się ran skórnych, który może być używany do oceny związków terapeutycznych w warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych.

Mysi model gojenia się ran

Poznaj metodę oceny ogłuszenia mięśnia sercowego po niedokrwiennej zatrzymaniu krążenia u myszy. Technika ta pozwala monitorować odbudowę funkcji serca po urazie niedokrwiennym u gryzoni.

Mysi izolowany model serca ogłuszenia mięśnia sercowego związanego z zatrzymaniem krążenia

Przeglądaj więcej filmów