Name: Oprzyrządowanie owiec w okresie bliskim donoszonego do wielowymiarowych przewlekłych nagrań bez znieczulenia (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 40 s
Description: Poznaj metodę oprzyrządowania owiec w okresie bliskim donoszonego do wielowymiarowych przewlekłych nagrań bez znieczulenia. Model ten umożliwia dostęp naczyniowy i monitoring bioelektryczny płodu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

autorzy dziękują za wsparcie finansowe od Molly Towell Perinatal Research Foundation, Canadian Institutes of Health Research (CIHR) oraz Fonds de Recherche du Québec – Santé (FRQS) (do MGF) i CIHR-Quebec Training Network in Perinatal Research (QTNPR) (do LDD).
Autorzy pragną podziękować Esther Simard, Marco Bosa, Carlowi Bernardowi i Carmen Movila za pomoc techniczną.

Opieka nad zwierzętami była zgodna z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami oraz zatwierdzeniem przez Radę ds. Opieki nad Zwierzętami (protokół #10-Rech-1560). Szczegółowe informacje na temat zastosowanych materiałów i metod znajdują się w tabeli 1.
1. Znieczulenie
<ol>
	<li>Wprowadzić cewnik jednokanałowy do żyły szyjnej.</li>
	<li>Uspokoić owcę za pomocą acepromazyny (Atravet 10 mg / ml) 2 mg dożylnie około 30 minut przed indukcją znieczulenia w celu zmniejszenia stresu związanego z zabiegiem, co z kolei obniża poziom kortyzolu.</li>
	<li>Podawać dożylnie diazepam (Diazepam 5 mg/ml) 20 mg, ketaminę (Ketalar 100 mg/ml) 4-5 mg/kg i propofol (propofol 10 mg/ml) 0,5 do 1 mg/kg dożylnie w celu wywołania znieczulenia ogólnego.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik do wymiany dróg oddechowych do tchawicy za pomocą laryngoskopu z ostrzem typu Wisconsin (bardzo długie ostrze leworęczne 350 mm), aby pomóc w intubacji. Zsuń silikonową rurkę dotchawiczą (średnica wewnętrzna od 9 do 12 mm) z cewnika do wymiany dróg oddechowych do tchawicy. Technika ta ułatwia proces intubacji. Ostrożnie napompuj mankiet rurki dotchawiczej, aby uniknąć owrzodzenia tchawicy wywołanego ciśnieniem i przymocuj rurkę do głowy owcy.</li>
	<li>Podłączyć rurkę dotchawiczą do obwodu oddechowego aparatu anestezjologicznego i natychmiast rozpocząć wentylację mechaniczną. Dostosuj ustawienia wentylatora, aby utrzymać PaCO2 w normalnych granicach od 35 do 45 mmHg.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik do tętnicy usznej (22 do 20 G; 1 cal [0,9 x 25 mm] do 1,16 cala [1,1 x 30 mm]) i podłączyć do niezgodnego przewodu w celu monitorowania bezpośredniego ciśnienia tętniczego krwi.</li>
	<li>Użyj wieloparametrowego monitora fizjologicznego, aby rejestrować elektrokardiogram, bezpośrednie ciśnienie tętnicze krwi, saturację tlenem (SpO2), kapnografię (PETCO 2) i temperaturę co 5 minut. Przesyłaj wszystkie dane fizjologiczne za pomocą szeregowego do centralnego komputera zbierającego dane fizjologiczne. Utrzymuj normalną temperaturę ciała za pomocą koca z krążącą wodą.</li>
	<li>Podawać zrównoważony roztwór polijonowy w stężeniu 10 ml/kg przez pierwszą godzinę znieczulenia ogólnego, a następnie zmniejszyć do 5 ml/kg/h.</li>
	<li>Trimetoprim-sulfadoksyna w dawce 5 mg/kg dożylnie należy podawać macicy tuż przed nacięciem skóry w ramach profilaktyki antybiotykowej.</li>
	<li>Stosuj standardowe techniki aseptyczne przy wszystkich manipulacjach chirurgicznych owcy i płodu.</li>
	<li>Bariera pielęgnuje owce przez cały czas. Dotyczy to również personelu niechirurgicznego. Zminimalizuje to potencjał enzootyczny np. Coxiella burnetii. Przez cały czas używaj rękawiczek i masek (typ N-95).</li>
</ol>
2. Przegląd procedury chirurgicznej
<ol>
	<li>Wykonaj 20-centymetrowe nacięcie w linii środkowej przez dolną ścianę brzucha bezpośrednio czaszką do wymienia przez linię białą, aby zminimalizować uszkodzenie mięśni brzucha.
	<ol>
		<li>Cofnij większą sieć czaszkowo, a rogi macicy są wyczuwane palpacyjnie ręcznie. Dotykaj palpacyjnie każdego rogu od trzonu macicy do czubka rogu, zwracając uwagę na liczbę płodów i ich wielkość. Jeśli jest więcej niż jeden płód, wybierz większy płód, ręcznie oceniając rozmiar głowy i szerokość między oczodołami.</li>
		<li>Trzymaj głowę wybranego płodu mocno przez macicę częściowo zewnętrzoną. Wykonaj 10-centymetrową histerotomię na dużej krzywiźnie za pomocą nożyczek Metzenbaum. Załóż natychmiast na głowę sterylną rękawicę chirurgiczną bez lateksu wypełnioną sterylną solą fizjologiczną, tak jakby to była ręka. Alternatywnie użyj zwilżonych 4x4, aby głowa płodu była wilgotna. Przymocuj macicę do ściany brzucha.
		<ol>
			<li>Zewnętrznij prawą i lewą kończynę piersiową i delikatnie wyciągnij płód z macicy aż do wyrostka ksylowego.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Wprowadzić cewniki z poliwinylu do prawej i lewej żyły ramiennej i tętnic przy użyciu standardowej techniki cięcia. Wprowadź kolejny cewnik poliwinylowy do jamy owodniowej, mocując jego koniec do mostka płodu.
		<ol>
			<li>Używaj wyłącznie sterylnych cewników. Zalecamy sterylizację gazową w standardowym obiekcie. Podłącz każdy cewnik do igły, a igłę do podwójnego kranu, aby umożliwić późniejsze pobranie próbki krwi lub monitorowanie ciśnienia.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zszyj elektrody ze stali nierdzewnej do manubrium, wyrostka mieczykowatego i do każdego punktu barku w celu monitorowania elektrokardiogramu (EKG).</li>
		<li>Zwróć płód do macicy. Wszystkie cewniki i elektrody wychodzą przez małe nacięcie kłute w lewym boku.</li>
		<li>Zamknij nacięcie laparotomii za pomocą trójwarstwowego zamknięcia. Zszyj ścianę brzucha syntetycznym wchłanialnym szwem monofilamentowym USP 2 w prosty ciągły sposób. Zamknij przestrzeń podskórną syntetycznym wchłanialnym plecionym szwem USP 0 w prosty, ciągły sposób. Użyj chirurgicznych zszywek ze stali nierdzewnej, aby zamknąć nacięcie skóry.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Szczegółowy opis zabiegu chirurgicznego
	<ol>
		<li>Usuń wełnę, goląc wyrostek ksylufoidalny do gruczołu sutkowego i wzdłuż fałdu boku z każdej strony za pomocą ostrza # 40. Następnie dokładnie oczyść brzuszną część brzucha 4% glukonianem chlorheksydyny i miękką szczoteczką przez 3 minuty.
		<ol>
			<li>Wykonaj standardowy sterylny peeling z glukonianem chlorheksydyny 4%, zaczynając od środka brzucha i postępując w sposób odśrodkowy przez 3 minuty. Wlej sterylną sól fizjologiczną na brzuch, aby usunąć mydło dezynfekujące. Ostatnim etapem przygotowania chirurgicznego jest wykonanie trzech naprzemiennych pasaży roztworu glukonianu chlorheksydyny 2% i alkoholu izopropylowego 70%.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Upewnij się, że głębokość znieczulenia jest odpowiednia przed nacięciem. Wykonaj standardowe nacięcie laparotomii od pępka do czaszki do wymienia przez linię białą, aby zminimalizować uszkodzenie mięśni brzucha.</li>
		<li>Włóż długie kleszczyki z gąbką w jamę brzuszną wzdłuż lewej ściany brzucha do planowanego miejsca wyjścia cewników w okolicy przyżebrowej.
		<ol>
			<li>Dociśnij końcówki kleszczy do ściany, aż asystent będzie mógł je zlokalizować i potwierdzić odpowiednie miejsce. Otwórz lekko (1 cm) szczęki kleszczy i pozwól asystentowi wykonać 2-centymetrowe nacięcie kłute o pełnej grubości.</li>
			<li>Zewnętrznij końcówki kleszczy przez nacięcie, otwórz ponownie i delikatnie chwyć cewniki kleszczami, które ostatecznie zostaną wyciągnięte z brzucha przez brzuszne nacięcie brzucha. Warto zauważyć, że niektóre grupy wszczepiają cewniki, a następnie uzewnętrzniają je na zewnątrz. Ma to tę wadę, że śródoperacyjne monitorowanie EKG płodu nie jest możliwe.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zbadaj palpacyjnie macicę, aby określić pozycję i liczbę płodu. Określ największy płód za pomocą odległości międzysłuchowej. Naciąć ścianę macicy na dużej krzywiźnie nad grzbietem głowy, unikając liścieni.
		<ol>
			<li>Przełóż tępo zakończoną kaniulę przez błony łożyskowe, aby uzyskać próbkę płynu owodniowego wolną od krwotoku. Naciąć błony łożyskowe za pomocą nożyczek.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zewnętrz czaszkową połowę płodu przez to nacięcie. Umieść sterylną rękawicę chirurgiczną bez lateksu wypełnioną sterylną solą fizjologiczną w temperaturze 37 °C na głowie płodu, aby pomóc w utrzymaniu normotermii.
		<ol>
			<li>Podczas wyjmowania górnej części ciała płodu z macicy, poproś asystenta, aby przytrzymał babcocka, aby zapobiec utracie płynu owodniowego. Następnie, ponownie za pomocą kleszczy Babcocka, zaciśnij błony płodowe i ścianę macicy na skórze, aby zapobiec zanieczyszczeniu jamy brzusznej płynem owodniowym.</li>
			<li>Odsłonięte są tylko te części ciała płodu, które wymagają oprzyrządowania, a pozostałe części należy przechowywać w macicy lub przykryć odpowiednio wilgotnymi i ciepłymi (37 °C) sterylnymi szmatkami.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Odwodzić obie kończyny piersiowe, aby ułatwić obustronne odsłonięcie tętnicy ramiennej i żyły. Naciąć wzdłuż przyśrodkowej części obu przedramienia i ostrożnie wypreparować okolice tętnicy ramiennej i żyły.</li>
		<li>Wprowadzić cewniki z poliwinylu do prawej i lewej tętnicy ramiennej oraz lewej żyły ramiennej przy użyciu standardowej techniki cięcia.
		<ol>
			<li>Uwolnij naczynie, które ma być cewnikowane, z sąsiedniej tkanki na wysokości ponad 1 cm. Podwiąż dystalną część naczynia za pomocą plecionego syntetycznego wchłanialnego szwu USP 2-0. Umieść ligaturę w proksymalnej części naczynia, ale utrzymuj ją rozwiązaną.
			<ol>
				<li>Za pomocą nożyczek Castroviejo przetnij naczynie poprzecznie do około 30% jego średnicy. Zatrzymaj przepływ krwi częściowo, pociągając za szew proksymalny. Wprowadzić cewnik w kierunku proksymalnym.</li>
			</ol>
			</li>
			<li>Włóż cewnik poliwinylowy do 8 cm proksymalnie lub do momentu wykrycia oporu, a następnie lekko pociągnij do tyłu. Zabezpiecz tymczasowo proksymalny aspekt cewnika za pomocą zacisku naczyniowego. Umieść kolejny szew zarówno wokół bliższej, jak i dalszej części cewnika. Asystent w sposób ciągły zasysa i przepłukuje cewnik, aby zapewnić drożność cewnika.</li>
			<li>Zamknij skórę płodu za pomocą plecionego syntetycznego wchłanialnego szwu USP 2-0, z ciągłym wzorem szwów.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Na prawym i lewym ramieniu, manubracji i wyrostku ksylowym przymocuj izolowaną elektrodę ze stali nierdzewnej, aby ułatwić monitorowanie EKG płodu.</li>
		<li>Zszyj ciśnienie owodniowe i cewnik do pobierania próbek do mostka. Ten cewnik jest fenestrowany na końcu.</li>
		<li>Zabezpiecz wszystkie cewniki na grzbiecie płodu za pomocą plecionego syntetycznego materiału do szwów USP 2-0.</li>
		<li>Przed wymianą płodu z powrotem do macicy, podawać clenbuterol 30 μg IV powoli przez 15 minut, aby uniknąć niedociśnienia i zapewnić rozluźnienie macicy.</li>
		<li>Zszyj błony płodu za pomocą plecionego syntetycznego wchłanialnego materiału szwowego USP 4-0 z ciągłym wzorem. Wkładaj tylko jeden cewnik lub elektrodę na raz do zamknięcia, aby zapewnić szczelne zamknięcie. Użyj dwuwarstwowego wzoru Cushinga z poszanowaniem zasad Halsteda, aby zamknąć warstwę mięśniową macicy za pomocą plecionego syntetycznego wchłanialnego materiału szywkowego USP 0. Ostrożnie zakop węzły chirurgiczne.</li>
		<li>Używając wzoru szwu ze sznurka w torebce, zabezpiecz wszystkie cewniki i EKG, gdy wychodzą z lewego nacięcia przyżebrowego.</li>
		<li>Za pomocą syntetycznego wchłanialnego materiału szywkowego z monofilamentu USP 2 zabezpiecz linea alba ciągłym wzorem. Zamknij tkanki podskórne za pomocą plecionego syntetycznego wchłanialnego materiału szwowego USP 2-0 z ciągłym wzorem. Zabezpiecz warstwę skóry za pomocą zszywek chirurgicznych.</li>
		<li>Podać 250 mg ampicyliny dożylnie i ponownie przez cewnik owodniowy do jamy owodniowej. Zastąp utracone płyny owodniowe ciepłym solą fizjologiczną.</li>
		<li>Umieść wszystkie zewnętrzne cewniki i elektrody EKG w torbie na miejsce, aby zachować sterylność. Umieść pończochę wokół tułowia owcy, aby przymocować wszystkie cewniki i elektrody do ciała owcy.</li>
		<li>Przerwij znieczulenie ogólne i ekstubuj maciorkę, gdy odruchy krtaniowe powrócą do normy.</li>
		<li>Umieść owcę w klatce metabolicznej, gdy ustabilizuje się po znieczuleniu ogólnym. Owca będzie przebywać w klatce metabolicznej na czas trwania eksperymentu. Owca powinna być w stanie stać, leżeć i jeść ad libitum, jednocześnie monitorując płód bez znieczulenia bez uspokajania matki.</li>
		<li>Przez kolejne trzy dni należy profilaktycznie podawać antybiotyki maciorce (trimetoprim sulfadoksyna 5 mg/kg) i płodowi (250 mg ampicyliny dożylnie i ponownie przez cewnik owodniowy).</li>
		<li>Oceń stan metaboliczny zarówno owcy, jak i płodu za pomocą analizy gazometrii krwi.</li>
		<li>Przepłukać wszystkie cewniki minimalną możliwą objętością heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej. Uwaga – nie należy przekraczać dziennej dawki heparyny i płynów dopuszczalnych dla płodu. Możliwe jest przeciążenie płodu płynem. Płukać powoli raz dziennie ~ 5 ml NaCl na linię po profilaktyce antybiotykowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rejestracja i analiza danych
	<ol>
		<li>Podczas operacji opcjonalnie rejestruj EKG i tętno matki i płodu, a także ciśnienie tętnicze krwi matki i ciśnienie w drogach oddechowych (Paw) w sposób ciągły (ryc. 1). Użyj Life Window Monitor, aby uzyskać wszystkie dane matki z wyjątkiem EKG. Wprowadź te dane do przetwornika analogowo-cyfrowego wraz z sygnałami EKG płodu i matki; przekazać EKG matki i płodu najpierw do przedwzmacniacza z 1901 roku. Rejestruj i wyświetlaj wszystkie dane w oprogramowaniu producenta.</li>
		<li>Pobrać jednocześnie 1 ml próbki tętniczej od owcy i płodu do analizy gazometrii krwi tętniczej, oznaczania mleczanu, glukozy i nadmiaru zasad (w osoczu) na początku operacji płodu (bezpośrednio po wprowadzeniu pierwszego cewnika tętniczego) i po zamknięciu macicy.</li>
		<li>Podczas rekonwalescencji pooperacyjnej należy pobrać próbkę krwi płodu o objętości 3 ml, aby zmierzyć profile zapalne IL-6 i TNF-α. Odwirować osocze w temperaturze 4 °C (4 min, 4 000 x g), zdekantować i przechowywać osocze w temperaturze -80 °C do przeprowadzenia kolejnego testu ELISA. 
		Uwaga: Do celów przedstawionych reprezentatywnych wyników, sześć dni po operacji zwierzęta zostały uśmiercone poprzez dożylne wstrzyknięcie 20 ml pentobarbitalu sodu. Wzrost płodu oceniano na podstawie masy ciała, mózgu, wątroby i matki. Czas trwania okresu eksperymentalnego będzie oczywiście różny w zależności od projektu wybranego dla konkretnego pytania badawczego i może sięgać ~6 tygodni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analiza cytokin (etap opcjonalny)
	<ol>
		<li>Określić stężenia cytokin (IL-6, TNF-α) w osoczu za pomocą specyficznego dla owiec testu ELISA. Wstępnie powleczone mysie przeciwciała monoklonalne przeciwko owcom (przeciwciało wychwytujące IL-6) lub mysie przeciwciało monoklonalne przeciwko bydłu (TNF-α) w stężeniu 4 μg/ml na płytce ELISA w temperaturze 4 °C dla O/N, po 3-krotnym przemyciu buforem płuczącym (0,05% Tween 20 w PBS, PBST).</li>
		<li>Zablokuj płytki na 1 godzinę 1% BSA w PBST. Umyj płytki buforem myjącym 3 razy.</li>
		<li>Użyj rekombinowanych białek owczych (IL-6, TNF-α) jako standardu ELISA, przygotuj seryjny zakres rozcieńczeń od wzorca 1 2,000 ng / ml do wzorca 7 31,25 pg / ml.</li>
		<li>Załadować 50 μl seryjnie rozcieńczonych wzorców białkowych i próbek do dołka i inkubować przez 2 godziny w temperaturze pokojowej, umyć płytki 3 razy. Uruchom wszystkie standardy i próbki w dwóch egzemplarzach.</li>
		<li>Zastosować 50 μl króliczych przeciwciał poliklonalnych przeciwko owcom (przeciwciało wykrywające IL-6) lub króliczego przeciwciała poliklonalnego przeciwko bydłu (TNF-α) w rozcieńczeniu 1:250 w studzienkach i inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Przemyć płytki buforem płuczącym 5 razy.</li>
		<li>Dodać 50 μl koziej anty-króliczej IgG-HRP sprzężonej (rozcieńczenie 1:5 000) przez 30 minut.</li>
		<li>Inkubować z 50 μl roztworu substratu TMB na dołek.</li>
		<li>Zatrzymać reakcję rozwoju koloru w pożądanym czasie za pomocą 25 μl 2 N kwasu siarkowego.</li>
		<li>Odczytaj płytki na czytniku płytek ELISA przy 450 nm, z korekcją długości fali 570 nm. 
		Uwaga: W naszych testach czułość testu ELISA IL-6 wynosiła 16 pg/ml, czułość testu ELISA TNF-α wynosiła odpowiednio 13,9 pg/ml. Dla wszystkich testów współczynniki wariancji wewnątrz i między testami wynosiły odpowiednio <5% i <10%.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analizy statystyczne 
	Uwaga: Dokładne metody statystyczne będą zależeć od pytania badawczego. W niniejszym artykule przedstawiono metody stosowane do badania wszelkich istotnych różnic w gazometrii krwi przedstawionych w Tabeli 2.
	<ol>
		<li>Zbadać normalny rozkład danych za pomocą testu Kołmogorowa-Smirnowa, a następnie testów parametrycznych lub nieparametrycznych z dostosowaniem do wielokrotnych porównań, w zależności od potrzeb.</li>
		<li>Użyj analizy skupień K-średnich, aby zidentyfikować płody w kohorcie, które były spontanicznie niedotlenione i określić odpowiednie wartości pO2 i O2Sat (rozważ pO2 < 20 mmHg lub O2Sat < 55% jako niedotlenienie płodu). 44-48 Rozdział 44</li>
		<li>Do analiz należy używać oprogramowania statystycznego, takiego jak SPSS.</li>
		<li>Przedstaw dane jako Mean±SD z różnicami statystycznymi na poziomie p<0,05 uważanymi za istotne.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Nie ujawniono żadnych informacji.

Przedstawiono procedury anestezjologiczne i chirurgiczne, które są niezbędne do stworzenia modelu zwierzęcego do badania fizjologii i patofizjologii płodu: przewlekle oprzyrządowanej, nieznieczulonej owcy płodowej.
Należy podkreślić cztery kluczowe kroki w ramach protokołu. Po pierwsze, przepuszczenie cewników i elektrod przez bok matki: ważne jest, aby zrobić to od razu, aby uniknąć urazów narządów wewnętrznych. Po drugie, zabezpieczenie miejsca operacji uterotomii przed eksterioryzacją płodu...

Istnieje wiele modeli zwierzęcych do badania zarówno ciąż normalnych, jak i zagrożonych, w tym gryzonie laboratoryjne, naczelne inne niż ludzkie i domowe przeżuwacze. 1,2,3,4,5 Przewlekle oprzyrządowane ciężarne owce są szeroko stosowane od 50 lat jako model rozwoju ludzkiego płodu i odpowiedzi na bodźce patofizjologiczne, takie jak lipopolisacharyd (LPS). 6-10 Zmiany chorobowe po ekspozycji na LPS dokładnie naśladują to, co obserwuje się u wcześniaków z leukomalacją okołokomorową, co wynika z podobnego profilu dojrzewania obu gatunków. 11, 12
Inne komplikacje ciążowe również zostały szczegółowo zbadane, takie jak odkrycie, że glikokortykosteroidy przedporodowe sprzyjają rozwojowi płuc 13-15 i zrozumienie wpływu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu (IUGR) na płód 16,17.
Szerokie zastosowanie modelu płodu owiec wynika z unikalnej podatności nieznieczulonych płodów owiec na chirurgiczne zakładanie i konserwację cewników i elektrod, umożliwiając powtarzalne pobieranie krwi, rejestrowanie aktywności bioelektrycznej, stosowanie stymulacji elektrycznej i obrazowanie mózgu in vivo. 18 Telemetria jest również możliwa, choć jeszcze rzadziej używana ze względu na większą zaawansowanie konfiguracji, a także koszty początkowe i konserwacyjne. Rozdział 19
Ponadto, model owca płodu jest bardzo wszechstronny, ponieważ możliwe jest wiele wariantów oprzyrządowania, w zależności od interesujących nas miar. Na przykład możliwe jest rejestrowanie w ciągu kilku dni lub tygodni sygnałów wielowymiarowych w czasie rzeczywistym, takich jak ruchy oddechowe płodu, elektryczna aktywność mózgu, reakcje sercowo-naczyniowe, elektrokardiogram, regionalny przepływ krwi do szeregu narządów za pomocą sond przepływu lub mikrosfer itp. Dzięki tej wszechstronności przeprowadzono szeroki zakres badań, w tym nad rozwojem układu sercowo-naczyniowego20,21, osią podwzgórze-przysadka-nadnercza (HPA)22, rozwojem mózgu23 i rozwojem stanów snu w szczególności24, skutkami niedotlenienia/asfiksji25, hipotermią terapeutyczną 26, stanem zapalnym6-11, połączeniem obu27, glikokortykosteroidami28,29, lekami przeciwdepresyjnymi30, dysplazja oskrzelowo-płucna (BPD) 31,32, programowanie płodu33,34,35,36,37,38,39 lub opracowanie nowych metod monitorowania płodu przed i w trakcie porodu, aby wymienić tylko kilka obszarów badań. 40,41,42,43
Ogólnym celem przedstawionej metody jest pokazanie podstawowej implementacji tego wszechstronnego modelu. Pozwala to na ustanowienie szerokiej gamy ostrych i przewlekłych protokołów eksperymentalnych badających fizjologię i patofizjologię płodu na poziomie integracyjnym, narządowym, komórkowym i molekularnym.

<table><tbody><tr><td>ACE Źródło światła</td><td>Schott-Fostec</td><td>A20500</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060 - 11</td><td></td></tr><tr><td>Kątowe nożyczki preparacyjne</td><td>Fine Science Tools</td><td>15006 - 09</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003 - 12</td><td>naprzemienne narzędzie preparacyjne</td></tr><tr><td>Zakrzywione ostrza skalpela #12</td><td>Fine Science Tools</td><td>10012 - 00</td><td>naprzemienne narzędzie do preparowania</td></tr><tr><td>Nożyczki do kości</td><td>Fine Science Tools</td><td>16044 - 10</td><td></td></tr><tr><td>S & Kleszczyki do wiązania szwów T</td><td>Fine Science Tools</td><td>00272 - 13</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont SS - kątowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203 - 25&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Nici jedwabne plecione rozmiar 6-0</td><td>Teleflex Medical</td><td>07 - 30&nbsp; - 10</td><td></td></tr><tr><td>Taśma medyczna</td><td>transpore</td><td>3M</td><td></td></tr><tr><td>Chlorowodorek ketaminy 100 mg/ml</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409 - 2051 - 05</td><td>Final Does wynosi 80 mg/kg</td></tr><tr><td>Tranqui Ved Injection (ksylazyna 100 mg/ml)</td><td>Vecdo</td><td>NDC 50989 - 234 - 11</td><td>Final Does wynosi 10 mg/kg</td></tr><tr><td>Reaktywny pomarańczowy 14</td><td>Sigma - Aldrich</td><td>R - 8254</td><td></td></tr><tr><td>Ringers Solution Składniki</td><td></td><td></td><td>Roztwór jest gazem zrównoważonym z 95% O2 i 5% Co2, końcowe pH 7,4</td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Sigma - Aldrich</td><td>S7653</td><td>Stężenie końcowe: 118 mM</td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217 - 3</td><td>Stężenie końcowe: 4,7 mM</td></tr><tr><td>Dwuwodny chlorek wapnia</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79 - 500</td><td>Stężenie końcowe: 2,5 mM</td></tr><tr><td>Fosforan potasu jednozasadowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>P -285</td><td>Stężenie końcowe: 1,2 mM</td></tr><tr><td>Siarczan magnezu</td><td>J.T. Baker</td><td>Jan-00</td><td>Stężenie końcowe: 0,57 mM</td></tr><tr><td>Kwas 4-(2-hydroksyetylo)piperazyno-1-etanosulfonowy (HEPES)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP 310 - 500</td><td>Stężenie końcowe: 5,95 g/l</td></tr><tr><td>Glukoza</td><td>Sigma - Aldrich</td><td>G8270</td><td>Stężenie końcowe: 5,5 mM</td></tr> Biowzmacniacz i przetworniki ADC <tr><td>LifeWindow</td><td>Digicare Biomedical Technology</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CED</td> Cambridge <td>Electronic Design Limited, Unit 4, Science Park, Milton Road, Cambridge CB4 0FE ANGLIA.</td><td>Bioamp: 1902; Przetwornik ADC: micro1401; Oprogramowanie do akwizycji danych: Spike 2, V7.13</td><td></td></tr><tr><td>Biowzmacniacz sygnału analogowego Neurolog</td><td>Digitimer Ltd 37 Hydeway Welwyn Garden City Hertfordshire, AL7 3BE, Anglia</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>ABL800Flex</td><td>Radiometer Kanada; 200 Aberdeen Dr, Londyn, ON N5V 4N2</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf 5804R</td><td>Eppendorf Kanada; 2810 Argentia Road, #2 Mississauga, Ontario, L5N 8L2</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do cewnikowania szyjnego Arrow</td><td>International, Inc., 2400 Bernville Road, Reading, PA 19605 USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atravet</td><td></td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>Diazepam</td><td></td><td></td><td>5 mg/ml</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Ketalar</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Propofol</td><td></td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>SurgiVeT</td><td>rurki dotchawicze; Smiths Medical ASD, Inc. St. Paul, MN 55112, Stany Zjednoczone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewnik do wymiany dróg oddechowych Cooka z adapterami RAPI-FIT</td><td>Cook Critical Care 750, Bloomington IN 47402-0489 USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dispomed Ventilator</td><td>Dispomed Ltd., 745 Nazaire-Laurin, Joliette, Quebec J6E 0L6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD Insyte-W</td><td>Becton Dickinson, Infusion Therapy Systems Inc., 9450 S State St, Sandy Utah 84070 Stany Zjednoczone</td><td></td><td>od 22 do 20 g; 1 cal [0,9 x 25 mm] do 1,16 cala [1,1 x 30 mm]</td></tr> <tr><td>Edwards Lifesciences Nr ref.: PX272 Zestaw do monitorowania ciśnienia z jednorazowym oknem ciśnieniowym</td><td></td><td></td><td></td>TruWave</tr><tr><td>LifeWindow LW6000</td><td>Digicare Biomedical Technology 107 Commerce Road, Boynton Beach, FL 33426-9365 USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewniki</td> poliwinylowe Gaymar <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Babcock</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>SCI (Scientific Commodities Inc.)</td><td></td><td>2 metry</td></tr><tr><td>2-0</td> Nożyczki <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>Vicryl<td>Castroviejo</td></tr><tr><td>elektrokardiogram (EKG)</td><td>LIFYY, Metrofunk-Union, Berlin, Niemcy</td><td></td><td>cztery elektrody miedziane w jednej osłonie, 2 metry</td></tr><tr><td>2-O Vicryl</td> 3-0 Vicryl <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDS II USP</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trimethoprim sulfadoksyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ampicylina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Króciec</td><td>Argon Medyczny, Kat&nbsp; 041220001A</td><td></td><td>Podwójny 4-drożny kran z męskim zamkiem luer</td></tr><tr><td>Igły</td><td>Tyco Healthcare 8881202389</td><td></td><td>Monoject aluminiowe igły piastowe, 22Gx, 0,7mmx 38,1mm: do cewników tętniczych i żylnych płodu</td></tr><tr><td>Igły</td><td>Tyco Healthcare 8881202322</td><td></td><td>Monoject aluminiowe igły piastowe, 16Gx, 1,6mmx38,1mm: do cewników owodniowych</td></tr></tbody></table>

oprzyrządowanie owiec w okresie bliskim donoszonego do wielowymiarowych przewlekłych nagrań bez znieczulenia

Instrumentation of Near-term Fetal Sheep for Multivariate Chronic Non-anesthetized Recordings

Przewlekle oprzyrządowane ciężarne owce były używane jako model rozwoju ludzkiego płodu i reakcji na bodźce patofizjologiczne, takie jak endotoksyny, bakterie, niedrożność pępowiny, niedotlenienie i różne metody leczenia farmakologicznego. W tym modelu opracowano ratujące życie praktyki kliniczne leczenia glikokortykosteroidami u płodów zagrożonych przedwczesnym porodem oraz hipotermię terapeutyczną. Wynika to z wyjątkowej podatności nieznieczulonych płodów owiec na chirurgiczne zakładanie i konserwację cewników i elektrod, umożliwiając powtarzalne pobieranie krwi, wstrzykiwanie substancji, rejestrowanie aktywności bioelektrycznej, stosowanie stymulacji elektrycznej i obrazowanie narządów in vivo. W tym miejscu opisujemy procedurę instrumentacji chirurgicznej wymaganą do uzyskania stabilnego, przewlekle oprzyrządowanego, nieznieczulonego modelu płodu owcy, w tym charakterystykę powrotu do zdrowia po gazometrii krwi, metabolizmie i stanie zapalnym.

U 38 ciężarnych owiec o określonym terminie porodu, w 128±2 dniu ciąży (dGA, ~0,88 okresu ciężności, termin 145 dGA), pod generalną narkozą (zarówno macicy, jak i płodu) oraz z zachowaniem technik sterylnych, wszczepiono cewniki tętnicze, żylne i owodniowe oraz elektrody do elektrokardiografii (ECG). W przypadku ciąży bliźniaczej, na podstawie palpacji i oszacowania średnicy międzyszczkowej, wybierano większego płodu; alternatywnie, aby uniknąć potencjalnego błędu systematycznego, płód do instrumentacji można było wybrać...

Chronicznie znieczulony model owcy bez znieczulenia jest używany do badania rozwoju ludzkiego płodu w zdrowiu i chorobie, ponieważ pozwala na chirurgiczne zakładanie i konserwację cewników i elektrod, powtarzalne pobieranie krwi, wstrzykiwanie substancji, rejestrowanie aktywności bioelektrycznej i obrazowanie in vivo. Opisujemy procedury wymagane do ustanowienia tego modelu.

Oprzyrządowanie owiec w okresie bliskim donoszonego do wielowymiarowych przewlekłych nagrań bez znieczulenia

The chronically instrumented pregnant sheep has been used as a model of human fetal development and responses to pathophysiologic stimuli such as ...

Ogólnym celem tej procedury jest opis instrumentacji płodu owcy (OV) w celu długoterminowego monitorowania fizjologicznego w odpowiedzi na dowolne zaburzenia fizjologiczne; ten model badawczy umożliwia dostęp naczyniowy oraz monitorowanie elektrokardiograficzne i inne monitorowanie bioelektryczne nieznarkowanego płodu in utero. Pozwala to na uzyskanie wglądu w zmiany zachodzące podczas zaburzeń fizjologicznych, takich jak okluzja naczyniowa lub wstrzyknięcie mediatora prozapalnego. Model ten ma istotne znaczenie kliniczne dla zrozumienia rozwoju płodu w stanach zdrowych i chorobowych.Wszystkie przedstawione tutaj procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. wykorzystania zwierząt na Uniwersytecie w Montrealu i były zgodne z wytycznymi ustanowionymi przez Kanadyjską Radę ds. Opieki nad Zwierzętami. Jest to eksperyment bez przeżycia. Opisany tutaj protokół znieczulenia ma minimalny wpływ na odpowiedź zapalną.Dodanie niewielkiej dawki propofolu zmniejsza odruchy krtaniowe, co ułatwia intubację. Przez cały okres znieczulenia stosowany jest wieloparametrowy monitor fizjologiczny. Wszystkie mierzone parametry fizjologiczne matki można zobaczyć tutaj.Elektrok

instrumentation-near-term-fetal-sheep-for-multivariate-chronic-non

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Instrumentacja owcy płodowej na krótkoterminowe, wielowymiarowe, przewlekle zbierane, niezdane w narkozy rejestrowanie

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Tutaj wprowadzamy nowatorską technikę przeznaczoną do rejestrowania elektroencefalografii (EEG) u swobodnie poruszających się noworodków z padaczką i opisujemy jej procedury, cechy i zastosowania. Ta metoda pozwala na rejestrację EEG przez więcej niż 1 tydzień.

Rejestracja EEG u noworodków szczurów poruszających się w swobodnym ruchu przy użyciu nowej metody

Dokładna i efektywna wizualizacja inwazyjnych urządzeń medycznych jest niezwykle ważna w wielu minimalnie inwazyjnych procedurach pod kontrolą USG. W tym miejscu przedstawiono metodę lokalizacji położenia przestrzennego końcówki igły względem sondy do obrazowania ultrasonograficznego.

Trójwymiarowe ultradźwiękowe śledzenie końcówki igły za pomocą światłowodowego odbiornika ultradźwiękowego

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Inwazyjne oprzyrządowanie płodu jagniąt dostarcza dokładnych pomiarów fizjologicznych krążenia przejściowego w modelu, który ściśle naśladuje nowonarodzone niemowlę.

Model jagniąt z uduszeniem okołoporodowym: model resuscytacji noworodków

Tutaj prezentujemy protokół nieinwazyjnej elektrokardiografii (EKG), zoptymalizowany dla myszy po urodzeniu, który nie wymaga stosowania środków znieczulających.

Nieinwazyjna elektrokardiografia u myszy okołoporodowej

Obecny protokół opisuje metodę dostarczania leków i środków modyfikujących ekspresję genów okołonaczyniowo u rozwijającego się in utero płodu. Co ważne, wpływ leków/środków na przepływ krwi można mierzyć wraz z postępem ciąży.

In vivo (in vivo) Badanie w czasie rzeczywistym wpływu leku na przepływ krwi w tętnicy szyjnej u płodu owiec

Optymalizacja ciśnienia i czasu trwania okluzji wymagana do poprawy hipoplazji płuc za pomocą niedrożności tchawicy jest niezbędna do poprawy leczenia korekcyjnego w macicy wrodzonej przepukliny przeponowej (CDH). W badaniu tym opisano nową metodę ciągłego pomiaru ciśnienia tchawicy w niedrożnym i nieokluzowanym modelu chirurgicznym CDH u płodu jagnięcego.

Ciągłe telemetryczne pomiary ciśnienia tchawicy w macicy u płodów jagniąt

W badaniu przedstawiono skalowalną, wiarygodną i odtwarzalną metodę powtarzających się przewlekłych zapisów korowych w modelu świni. Metoda ma zastosowanie w różnych dziedzinach neuronauki, w tym w badaniach nad bólem i diagnostyce chorób neurologicznych.

Technika przewlekłego okna czaszkowego do powtarzających się zapisów korowych podczas znieczulenia u świń

Protokół ten opisuje metodologię chirurgiczną wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego dla dużych zwierząt, umożliwiającego ciągłe i długoterminowe zbieranie danych hemodynamicznych, w tym tętna, ciśnienia tętnic, ciśnienia żyły dolnej i górnej oraz rytmu sercowego.

Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym Fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego

Poznaj metodę oprzyrządowania owiec w okresie bliskim donoszonego do wielowymiarowych przewlekłych nagrań bez znieczulenia. Model ten umożliwia dostęp naczyniowy i monitoring bioelektryczny płodu.

Oprzyrządowanie owiec w okresie bliskim donoszonego do wielowymiarowych przewlekłych nagrań bez znieczulenia

Przeglądaj więcej filmów