Name: Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-07T09:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Poznaj metodę docelowego dostarczania leków do osierdzia u świń w celu oceny ich skuteczności w redukcji migotania przedsionków i ochronie niedokrwiennej. Model ten pozwala na precyzyjne badanie elektrofizjologii serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy bardzo podziękować pracownikom Laboratorium Widzialnego Serca i studentom, którzy pomogli w tym projekcie: Nate'owi Menninga, Larsowi Mattisonowi i Megan Schmidt.

Protokół ten został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Uniwersytetu Minnesoty.
<img alt="Schemat badania serca; konfiguracja znieczulenia, punkty danych dotyczące obciążenia AF, okresu refrakcji, kardjoplegii." src="/files/ftp_upload/52600/52600fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Schemat paradygmatu badania <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52600/52600fig1large.jpg" target="_blank"> Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
1. Przygotowanie chirurgiczne świni
<ol>
	<li>Podaj świni (70-80 kg) 5-7 mg/kg tiletaminy/zilazipamu poprzez wtryskiwanie domięśniowe. Wprowadź cewnik do żyły usznej i podaj 5-7 mg/kg metoheksytalu poprzez dostęp dożylny. Intubuj zwierzę rurką endotrachealną i zapewnij wentylację.</li>
	<li>Podawaj izofluran &gt;1,2% MAC w mieszaninie powietrza i tlenu, aby utrzymać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Przed przystąpieniem do jakichkolwiek manipulacji upewnij się, że zwierzę znajduje się w głębokiej płaszczyźnie znieczulenia, sprawdzając brak napięcia żuchwy i utrzymując znieczulenie powyżej minimalnego stężenia pęcherzykowego (MAC) dla świń. Wstępną kontrolę głębokości znieczulenia przeprowadza się poprzez stwierdzenie braku napięcia żuchwy, a poziomy izofluranu są monitorowane w sposób ciągły przez cały zabieg (&gt;1,5 MAC), aby zapewnić głęboką płaszczyznę znieczulenia.</li>
	<li>Ostrożnie odsłoń prawą żyłę szyjną zewnętrzną oraz tętnicę szyjną, stosując kauteryzację i rozczepianie tępe. Wprowadź cewnik Swan-Ganz 8,5F do żyły szyjnej zewnętrznej i nadmuchaj balon do 1,5 cc. Następnie przeprowadź cewnik przez prawy przedsionek, do komory i przez zastawkę płucną w dół tętnicy płucnej, aż do momentu wyczucia ciśnienia zaklinowania.</li>
	<li>Wymuś spadek ciśnienia w balonie i pozostaw cewnik w tej pozycji. Zapisz ciśnienie w prawym przedsionku i ciśnienie w tętnicy płucnej, używając balonu. Dodatkowo zapisz ciśnienie zaklinowania lub ciśnienie w płucach (a jeśli płuca są uznane za zdrowe, zapisz również ciśnienie w lewym przedsionku). 
	UWAGA: Cewnik ten pozwala również na oszacowanie rzutu serca.</li>
	<li>Wprowadź dodatkowy balonowy cewnik do pomiaru ciśnienia 5,0F do żyły szyjnej zewnętrznej i do prawej komory w celu ciągłego zapisu ciśnienia.</li>
	<li>Wprowadź balonowy cewnik do pomiaru ciśnienia 5,0F do tętnicy szyjnej, przeprowadź go przez zastawkę aortalną i pozostaw w lewej komorze. Przepłucz wszystkie cewniki ciśnieniowe 20 jednostek/ml soli fizjologicznej z heparyną, podłączając je do przetwornika ciśnienia, a następnie zapisz wszystkie dane ciśnienia z lewej komory, prawej komory (oraz szacowany rzut serca), ciśnienie w tętnicy płucnej oraz ciśnienie w prawym przedsionku.</li>
	<li>W celu monitorowania obwodowego wprowadź cewnik 18F do odgałęzienia tętnicy udowej dla monitorowania ciśnienia krwi lub gazometrii w czasie rzeczywistym. Podczas procedury zapisuj czynność serca i temperaturę.</li>
	<li>Ostrożnie odsłoń lewą żyłę szyjną zewnętrzną, stosując kauteryzację i rozczepianie tępe. Wprowadź dwa wprowadzacze do hemostazy 11,0F do żyły szyjnej i zabezpiecz je szwami z jedwabiu 0. Wprowadź sterowalne cewniki do wprowadzaczy.</li>
	<li>Pod kontrolą fluoroskopii umieść elektrody do aktywnej fiksacji w prawym przedsionku oraz w koniuszku prawej komory. 
	UWAGA: Elektroda do fiksacji to chirurgicznie wszczepiony przewód łączący serce z implantowanym rozrusznikiem.</li>
	<li>Podłącz kable analizatora do elektrod i sprawdź przechwytywanie za pomocą programatora. Ustaw parametry na 8V, czas trwania 0,25 msec i ustaw częstotliwość stymulacji o minimum 10 bpm wyższą niż aktualna czynność własna serca. Zapisz impedancję względną dla każdej elektrody.</li>
	<li>Wykonaj przyśrodkowe cięcie chirurgiczne od wyrostka mieczowatego do miejsca przyczepu mięśni mostkowo-obojczykowo-sutrowych. Użyj piły do mostka, aby usunąć przednią wypukłość mostka (kość kilowata), co umożliwi częściowe przyśrodkowe rozczepienie mostka. Pozostałe części struktury kostnej mostka przetnij nożycami. Rozczep więzadło mostkowo-osierdziowe i odsuniecie mostek.</li>
	<li>Za pomocą rozczepiania tępego oddziel osierdzie od opłucnej. Wykonaj przyśrodnie cięcie strzałkowe (3-5 cm) w osierdziu i stwórz kolebkę osierdziową, mocując ją czterema węzłami kwadratowymi w każdym rogu (po stronie prawej, lewej, górnej i dolnej).</li>
	<li>Umieść tymczasową elektrodę bipolarną w obszarze koniuszka lewej komory oraz wprowadź jednobiegunową tymczasową elektrodę stymulującą do uszka lewego przedsionka.</li>
	<li>Eutanazję przeprowadza się poprzez usunięcie serca w głębokiej narkozie.</li>
</ol>
2. Przygotowanie do monitorowania elektrofizjologicznego
<ol>
	<li>System mapowania serca.
	<ol>
		<li>Wybierz badanie AF w systemie mapowania serca. Podłącz dwubiegunowe elektrody stymulujące epikardialne komór oraz elektrody epikardialne w uszku przedsionka za pomocą klipsów typu „aligator” do odpowiednich ustawień w skrzynce rozdzielczej. Podłącz do systemu elektrody EKG oraz elektrody uziemiające.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oscyloskop i stymulator Grass.
	<ol>
		<li>Podłącz dwubiegunową elektrodę stymulującą lewej komory oraz jednobiegunową elektrodę przedsionkową w skrzynce rozdzielczej do stymulatora Grass, który jest podłączony do oscyloskopu w celu weryfikacji elektrycznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Programowana stymulacja elektrofizjologiczna.
	<ol>
		<li>Zabezpiecz elektrody prawego przedsionka i elektrody prawej komory w rozruszniku serca. Umieść głowicę telemetrii programatora nad rozrusznikiem. Wybierz badanie stymulacji elektrodą rozrusznika (PES) i ustaw parametry na 8V; usuń wszystkie parametry pacjenta. Ustaw czas trwania stymulacji na 8 impulsów co 400 msec (lub 300 msec).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Badanie In Situ
<ol>
	<li>Okres refrakcji: Paradygmat badania.
	<ol>
		<li>Wyznacz bazowy efektywny okres refrakcji przedsionków (AERP), okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVNERP) oraz efektywny okres refrakcji komór (VERP), a także wartości po 30 i 60 min od podania związku/leku/kontroli do osierdzia; w razie potrzeby można dodać dodatkowe punkty czasowe.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Okres refrakcji: Ustawienia programatora.
	<ol>
		<li>Wprowadź serię impulsów w ramach parametru badania PES do 8 stymulacji (400 ms lub 300 ms), po których następuje minimum 300 ms stymulacji. Zmniejsz czas stymulacji, aż do momentu, gdy komory/przedsionki (odpowiednio) przestaną się kurczyć. Jest to odnotowywane poprzez detekcję z elektrod stymulujących, co pozwala na wyznaczenie względnego okresu refrakcji.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schemat elektrokardiogramu; analiza detekcji komorowej i przedsionkowej; wyniki badania elektrofizjologicznego." src="/files/ftp_upload/52600/52600fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. System EnSite: Wyznaczanie AERP, AVNERP oraz VERP <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52600/52600fig2large.jpg" target="_blank"> Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol start="3">
	<li>Wyznaczanie względnego obciążenia migotaniem przedsionków (AF): Parametry.
	<ol>
		<li>Utrzymaj serce zwierzęcia w stanie AF; po 1 min pozwol mu pozostać w tym stanie do 10 min: tzn. przed wywołaniem defibrylacji przedsionków za pomocą bezpośrednich elektrod przy energii 5 joules w celu przerwania AF. Wywołuj indukcję AF do 10 razy w każdym punkcie czasowym. Uwaga: w niniejszym badaniu AF zdefiniowano jako nieregularny rytm z brakiem załamka P.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obciążenie AF: Ustawienia stymulatora Grass i oscyloskopu.
	<ol>
		<li>Zoptymalizuj parametry stymulatora Grass tak, aby dostarczał impulsy o częstotliwości 4 Hz z czasem trwania impulsu 2 sec do uszka lewego przedsionka (LAA) za pomocą elektrody stymulującej; zweryfikuj to za pomocą standardowego oscyloskopu. Podaj pojedynczy impuls do LAA, aby wywołać AF.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Eksplantacja i reanimacja serca (model transplantacyjny)
<ol>
	<li>Kaniulacja korzenia aorty.
	<ol>
		<li>Ostrożnie odpreparuj tkankę osierdziową wokół aorty wstępującej i usuń osierdzie. Nałóż dwie szwy (w odstępie 2-3 cm) nicią 2.0 Ethibond w aorcie wstępującej i podaj dożylnie 30 000 jednostek heparyny.</li>
		<li>Wprowadź kaniulę do korzenia aorty pomiędzy punkty szwów i zabezpiecz aortę. Po podniesieniu ciśnienia w systemie podawczym usuń prowadnicę z ukośnym zakończeniem i załóż zacisk na kaniulę, aby zablokować przepływ.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie kardioplegii.
	<ol>
		<li>Podaj zimny roztwór kardioplegii wg metody St. Thomasa do aorty wstępującej pod ciśnieniem 150 mm/hg za pomocą worka ciśnieniowego. Zabeziecz cewnik irygacyjny podłączony do kardioplegii pod ciśnieniem, z kurkiem trójdrożnym na końcu dystalnym. Podłącz kurek do kaniuli korzenia aorty, uruchom stałe płukanie kardioplegią przez cewnik i zabezpiecz go przy kaniuli korzenia aorty.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zacisk (Cross-Clamp).
	<ol>
		<li>Zaciśnij żyłę główną dolną atraumatycznym zaciskiem 1-2 cm powyżej przepony. Zaciśnij aortę wstępującą atraumatycznym zaciskiem kątowym 1-2 cm powyżej kaniuli korzenia aorty.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zacisk i kardioplegia.
	<ol>
		<li>Zdejmij zacisk z kaniuli korzenia aorty i podaj kardioplegię pod ciśnieniem 150 mm/hg w kierunku zastawki aortalnej, co spowoduje zamknięcie zastawki i perfuzję tętnic wieńcowych.</li>
		<li>Zaciśnij żyłę główną górną i wykonaj niewielkie nacięcie w tętnicy płucnej, aby zapobiec nadciśnieniu w sercu. Po zatrzymaniu akcji serca (asystolia) wyciąć i wyjąć serce z klatki piersiowej, a następnie umieścić je w kąpieli z zimnego buforu Krebsa-Henseleita (~3-8 °C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Reanimacja.
	<ol>
		<li>Zakaniuluj duże naczynia i przygotuj serce zgodnie z metodologią Visible Heart (3). Gdy perfundowane serce osiągnie temperaturę 37±5 °C, przywróć naturalny rytm zatokowy, podając wstrząsy o energii 34 J do komór za pomocą epikardialnych elektrod płatowych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Paradygmat badania in vitro
<ol>
	<li>Nieprzerwanie monitoruj funkcje serca przez 60 min po reanimacji. Prowadź ciągły monitoring echokardiograficzny w trybie 2D w przekroju krótkiej osi: widok LV tuż poniżej zastawki mitralnej.</li>
	<li>Obliczaj grubość ścian komór oraz frakcje wyrzutowe co 10 min po reanimacji (patrz poniżej). Pobieraj próbki z zatoki wieńcowej (1 cc) w -5 min oraz co 5 min w okresie oceny.</li>
	<li>Monitorowanie.
	<ol>
		<li>Monitoruj hemodynamiczne parametry lewej i prawej komory, w tym ciśnienia, przepływy i zmiany objętości.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Echokardiografia: Frakcja wyrzutowa.
	<ol>
		<li>Umieść przezklatkową sondę echo bezpośrednio na sercu, uzyskując obraz w przekroju krótkiej osi na poziomie mięśni papilarnych. Obliczaj frakcję wyrzutową (EF %) w trybie 4-jamowym co 10 min, korzystając z równania: LV End Diastolic Volume − LV End Systolic Volume X 100/LV End Diastolic volume</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Echokardiografia: Grubość ściany lewej komory.
	<ol>
		<li>Mierz grubość ściany komory (cm) w oknie przekroju krótkiej osi na poziomie mięśni papilarnych w odstępach 10 min przez godzinę po reanimacji. Zmierz cztery punkty lewej komory za pomocą suwmiarki ekranowej i oblicz średnią.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Metabolizm mięśnia sercowego.
	<ol>
		<li>Wprowadź sterowalny cewnik do zatoki wieńcowej (CS). Pobierz próbkę 1 cc z CS 5 min przed reanimacją oraz co 5 min po reanimacji przez 1 h. Przebadaj próbki pod kątem poziomu mleczanów i glukozy; można również ocenić inne gazy krwi.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Richardson, E. S., Rolfes, C., Woo, S. O., Elmquist, W. F., Benditt, D. G., Iaizzo, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Responses+to+the+Intrapericardial+Delivery+of+Metoprolol%3A+Target+Delivery+Compared+to+Intravenous+Administration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cardiovasc.+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Cardiac Responses to the Intrapericardial Delivery of Metoprolol: Target Delivery Compared to Intravenous Administration.</a> J. Cardiovasc. Translational Research. 5 (4), 535-540 (2012).</li>
<li>Xiao, Y. F., Sigg, D. C., Ujhelyi, M. R., Wilhelm, J. J., Richardson, E. S., Iaizzo, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pericardial+delivery+of+omega-3+fatty+acid%3A+a+novel+approach+to+reducing+myocardial+infarct+sizes+and+arrhythmias%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Pericardial delivery of omega-3 fatty acid: a novel approach to reducing myocardial infarct sizes and arrhythmias.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (5), 2212-2218 (2008).</li>
<li>Chinchoy, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolated+four-chamber+working+swine+heart+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Isolated four-chamber working swine heart model.</a> Ann Thorac Surg. 70 (5), 1607-1614 (2000).</li>
<li>Moreno, R., Waxman, S., Rowe, K., Verrier, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrapericardial+beta-adrenergic+blockade+with+esmolol+exerts+a+potent+antitachycardic+effect+without+depressing+contractility%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Intrapericardial beta-adrenergic blockade with esmolol exerts a potent antitachycardic effect without depressing contractility.</a> J Cardiovasc Pharmacol. 36 (6), 722-727 (2000).</li>
<li>Jansen, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrapericardial+delivery+enhances+cardiac+effects+of+sotalol+and+atenolol%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Intrapericardial delivery enhances cardiac effects of sotalol and atenolol.</a> J Cardiovasc Pharmacol. 44 (1), 50-56 (2004).</li>
<li>Vereckei, A., Gorski, J. C., Ujhelyi, M., Mehra, R., Zipes, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrapericardial+ibutilide+administration+fails+to+terminate+pacing-induced+sustained+atrial+fibrillation+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovas+Drugs+Ther%22%5BJournal%5D)">Intrapericardial ibutilide administration fails to terminate pacing-induced sustained atrial fibrillation in dogs.</a> Cardiovas Drugs Ther. 18 (4), 269-277 (2004).</li>
<li>Kumar, K., Nguyen, K., Waxman, S., Nearing, B. D., Wellenius, G. A., Zhao, S. X., Verrier, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potent+antifibrillatory+effects+of+intrapericardial+nitroglycerin+in+the+ischemic+porcine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Potent antifibrillatory effects of intrapericardial nitroglycerin in the ischemic porcine heart.</a> J Am Coll Cardiol. 41 (10), 1831-1837 (2003).</li>
<li>Fei, L., Baron, A. D., Henry, D. P., Zipes, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrapericardial+delivery+of+L-arginine+reduces+the+increased+severity+of+ventricular+arrhythmias+during+sympathetic+stimulation+in+dogs+with+acute+coronary+occlusion%3A+nitric+oxide+modulates+sympathetic+effects+on+ventricular+electrophysiological+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Intrapericardial delivery of L-arginine reduces the increased severity of ventricular arrhythmias during sympathetic stimulation in dogs with acute coronary occlusion: nitric oxide modulates sympathetic effects on ventricular electrophysiological properties.</a> Circulation. 96 (11), 4044-4049 (1997).</li>
<li>Ayers, G. M., Rho, T. H., Ben-David, J., Besch, H. R. Jr, Zipes, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amiodarone+instilled+into+the+canine+pericardial+sac+migrates+transmurally+to+produce+electrophysiologic+effects+and+suppress+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Amiodarone instilled into the canine pericardial sac migrates transmurally to produce electrophysiologic effects and suppress atrial fibrillation.</a> J Cardiovasc Electrophysiol. 7 (8), 713-721 (1996).</li>
<li>Darsinos, J. T., Karli, J. N., Samouilidou, E. C., Krumbholz, B., Pistevos, A. C., Levis, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distribution+of+amiodarone+in+heart+tissues+following+intrapericardial+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Clin.+Pharacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Distribution of amiodarone in heart tissues following intrapericardial administration.</a> Int. J. Clin. Pharacol Ther. 37 (6), 301-306 (1999).</li>
<li>Ujhelyi, M. R., Hadsall, K. Z., Euler, D. E., Mehra, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrapericardial+therapeutics%3A+a+pharmacodynamic+and+pharmacokinetic+comparison+between+pericardial+and+intravenous+procainamide+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Intrapericardial therapeutics: a pharmacodynamic and pharmacokinetic comparison between pericardial and intravenous procainamide delivery.</a> J Cardiovasc Electrophysiol. 13 (6), 605-611 (2002).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

W tym miejscu zademonstrowaliśmy unikalne podejście do testowania potencjalnej skuteczności docelowych związków dostarczanych do przestrzeni osierdziowej. Ten paradygmat badawczy może być wykorzystany do testowania obecnie wprowadzanych na rynek produktów farmaceutycznych lub związków eksperymentalnych, zapewniając w ten sposób bezpośrednie zastosowania translacyjne w różnych warunkach klinicznych. W ramach tej strategii leczenia istnieją dwa główne zastosowania kliniczne w dostarczaniu leków do przestrzeni osierdzia: 1)...

Obecnie w procedurach na otwartym sercu, klinicyści stosują leki przeciwarytmiczne i inne środki lecznicze ogólnoustrojowo. Jednak może to być problematyczne dla wielu pacjentów, zwłaszcza tych, którzy są już klinicznie upośledzeni. Na przykład leczenie dożylne może powodować ogólnoustrojowe spadki ciśnienia krwi lub dysfunkcję nerek; Ponadto mogą powodować problemy z zarządzaniem znieczuleniem i / lub inne długoterminowe skutki uboczne.
Tutaj stworzyliśmy model do testowania skuteczności podawania środków farmakologicznych do przestrzeni osierdziowej. Na przykład, podejście to może być wykorzystane do testowania leków antyarytmicznych, badania związków, które mogą zwiększać czynność serca i/lub promować regenerację mięśnia sercowego po zabiegach chirurgicznych. Zaobserwowano korzyści w docelowym podawaniu leków do przestrzeni osierdzia w porównaniu z podawaniem dożylnym: np. nasze laboratorium wykazało, że miejscowe dostarczanie leków przeciwarytmicznych, takich jak metoprolol, chroni przed występowaniem arytmii, jednocześnie minimalizując obniżenie ciśnienia krwi 1. Ta strategia dostarczania docelowego daje również możliwość podawania wyższych stężeń ogniskowych przy jednoczesnej minimalizacji poziomów ogólnoustrojowych. Na przykład wysoki poziom dożylnie dostarczanych stężeń kwasów tłuszczowych może powodować hemolizę, ale poród osierdziowy minimalizuje ten problem 2.
Ten paradygmat badania składa się z trzech głównych celów do określenia skuteczności związków dostarczanych przez osierdzie: 1) określenie in situ okresów oporności węzła komorowego przedsionkowego, przedsionków i komór, przed leczeniem oraz 30 i 60 minut po leczeniu; 2) względne obciążenie migotaniem przedsionków in situ przed leczeniem oraz 30 i 60 minut po leczeniu (często dodawano dodatkowe punkty czasowe) 3) analiza funkcjonalna serca po jego reanimacji 3 w tym monitorowanie hemodynamiczne, częstość akcji serca, metabolizm serca (mleczan i glukoza) pobrane z zatoki wieńcowej, frakcja wyrzutowa (EF%) i grubość ściany komory (cm) monitorowane co 10 minut po reanimacji Ten model strategii leczenia pozwolił nam zaobserwować działanie środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania zaburzeń rytmu serca i (lub) uszkodzeń niedokrwiennych, w trakcie i po operacji na otwartym sercu lub przeszczepie.

<table><tbody><tr><td>Przewód SelectSecure 3830</td> Przewód <td>stymulacyjny Medtronic</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>C304 Cewnik odchylany&nbsp;</td><td>Sterowalny</td> cewnik Medtronic <td></td><td>do zakładania przewodów&nbsp;</td></tr><tr><td>Przewody stymulacyjne SelectSecure 3830 z</td> aktywnym mocowaniem <td>Medtronic</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr>Stymulator <td></td><td></td><td>trawy S48 Stymulator</td><td>elektryczny&nbsp;</td></tr><tr><td>Stymulacja unipolarna Premium 6500&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Elektrostymulacja wgłębna do</td></tr><tr><td>LAA EnSite Mapowanie</td><td></td><td></td> serca <td>System mapowania elektrofizjologii</td></tr><tr><td>Programator CareLink 2092</td><td>Programator Medtronic</td><td></td><td></td> do elektroprzewodów stymulacyjnych</tr><tr><td>Rozrusznik serca GEM II&nbsp;</td><td>Rozrusznik serca Medtronic</td><td></td><td>może&nbsp;</td></tr><tr><td>Kaniula korzenia aorty DLP Kaniula korzenia aorty</td><td>Medtronic</td><td></td><td>do przeszczepu&nbsp;</td></tr><tr><td>Fluoroskopia ramienia C</td><td>Ziehm&nbsp;</td><td></td><td>Obrazowanie fluoroskopowe&nbsp;</td></tr><tr><td>Oscyloskop</td><td>Tektronix&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>11F Wprowadzenie do hemostazy</td><td>SafeScover</td><td></td><td>Wprowadzenie do hemostazy</td></tr><tr><td>Cewnik Swan-Ganz 8.0F</td><td>OIOM Medycyna&nbsp;</td><td></td><td>Cewnik do rozcieńczania termicznego&nbsp;</td></tr><tr><td>Balon Venogram&nbsp;</td><td>Monitorowanie ciśnienia Oscor</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Ultraview SL</td><td>Spacelabs</td><td></td><td>EKG i ciśnienie krwi&nbsp;</td></tr><tr><td>s/5 Avance</td><td>General Electric</td><td></td><td>Anestezjolog</td></tr><tr><td>Przedsionek 6492 &ndash; Jednobiegunowa tymczasowa elektrostymulacja przedsionków Tymczasowa stymulacja</td><td>Medtronic</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Pracownia elektrokardiograficzna 2D</td> <td>VIVID i</td><td>General Electric</td><td></td>&nbsp;</tr></tbody></table>

badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

Testing the Efficacy of Pharmacological Agents in a Pericardial Target Delivery Model in the Swine

Do tej pory, wiele środków farmakologicznych stosowanych w leczeniu lub zapobieganiu arytmii w przypadkach otwartego serca powoduje niepożądane ogólnoustrojowe skutki uboczne. Na przykład leki przeciwarytmiczne podawane dożylnie mogą powodować spadki ciśnienia ogólnoustrojowego u już upośledzonego pacjenta kardiologicznego. Podczas wykonywania zabiegów na otwartym sercu chirurdzy często tworzą mały port lub tworzą kołyskę osierdzia, aby stworzyć odpowiednie pola do operacji. Dostęp ten daje możliwości docelowego dostarczania farmakologicznego (antyarytmiczne lub niedokrwienne środki kondycjonujące) bezpośrednio do tkanki mięśnia sercowego bez niepożądanych skutków ubocznych.
Opracowaliśmy model świni do testowania środków farmakologicznych do docelowego dostarczania w płynie osierdziowym. W pełni znieczulone każde zwierzę zostało wyposażone w cewnik Swan-Ganz, a także cewniki ciśnieniowe lewej i prawej komory, a przewody stymulacyjne umieszczono w uszku prawego przedsionka i prawej komorze. Następnie wykonano sternotomię przyśrodkową i stworzono kołyskę dostępu osierdziowego; W uszku lewego przedsionka umieszczono elektrodę do stymulacji wgłębnej, a w lewej komorze dwubiegunową elektrodę. Za pomocą programatora i systemu mapowania serca określono okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVN), przedsionków i komór. Ponadto wywołano migotanie przedsionków (AF) przy użyciu stymulatora trawy i obserwowano czas w migotaniu przedsionków. Pomiary te wykonano przed zabiegiem, a także 30 min i 60 min po leczeniu osierdzia. Dla wybranych badań dodano dodatkowe punkty czasowe. Serce zostało następnie kardiochirurgicznie i reanimowane w czterokomorowym trybie pracy. Pomiary ciśnienia i funkcji były rejestrowane przez 1 godzinę po reanimacji. Ten model strategii leczenia pozwolił nam zaobserwować działanie środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania zaburzeń rytmu serca i/lub uszkodzeń niedokrwiennych, w trakcie i po operacji na otwartym sercu.

Wyniki te są charakterystyczne dla danych, które można zebrać, wykorzystując ten model dostarczania celowanego środków farmakologicznych u świń. Dane te wykazały znaczny wzrost efektywnych okresów refrakcji komór (VERP) po infuzji DHA in situ. Ponadto dane potwierdzają wzrost ciśnienia w lewej komorze po podaniu DHA w porównaniu z grupą kontrolną in vitro. Ciśnienie w LV w sercach traktowanych DHA było znacznie wyższe w porównaniu z grupą kontrolną w kilku punktach czasowych. Dane te potwierdzają istnie...

Opracowaliśmy model dla świń do docelowego dostarczania środków farmakologicznych w przestrzeni osierdziowej/płynie. Stosując to podejście, można badać względne korzyści podawanych leków w przypadku indukowanego migotania przedsionków, względnych okresów refrakcji i/lub ochrony niedokrwiennej.

Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, ...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest zidentyfikowanie podawanych do przestrzeni osierdziowej środków farmakologicznych, które mogą zmniejszyć skutki uboczne podczas procedur chirurgicznych lub poprawić wyniki transplantacji. Elektrody stymulujące są umieszczane w prawym przedsionku i prawej komorze w celu oznaczenia okresu refrakcji. Badanie stymulacji impulsowej za pomocą programatora pozwala określić okres refrakcji przedsionków, węzła przedsionkowo-komorowego oraz komór.Do lewego uszka przedsionka podawany jest impuls elektryczny w celu wywołania migotania przedsionków, aby określić całkowity czas trwania AF. Lek jest podawany do przestrzeni osierdziowej. Okres refrakcji oraz czas trwania AF są mierzone 30 minut i 60 minut po podaniu do osierdzia, a następnie porównywane z wartością wyjściową.Następnie, za pomocą kaniuli wprowadzonej do aorty, podaje się kardioplegię, doprowadzając do zatrzymania akcji serca. W ten sposób można ocenić przydatność różnych środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania arytmii serca i/lub uszkodzeń niedokrwiennych, zarówno podczas operacji serca, jak i transplantacji. Wybór świń jako modelu niesie ze sobą szereg zalet.Umożliwia ono umieszczenie wielu cewników pomiarowych i elektrod stymulujących. Anatomia serca świni naśladuje anatomię serca dorosłego człowieka. U tych zwierząt łatwo jest stworzyć chirurgiczny kolebek osierdziowy, a objętość płynu w osierdziu, zachowanie hemodynamiczne i właściwości elektrofizjologiczne są zbliżone do tych u ludzi.Różne procedury kliniczne mogłyby odnieść korzyść z podawania terapeutyków do osierdzia, w tym z dostarczania leków, procedur chirurgii serca oraz odzyskiwania organów do transplantacji. Metoda ta może również pomóc w udzieleniu odpowiedzi na istotne pytania kliniczne dotyczące diagnostyki i leczenia chorób serca, np. które środki są najskuteczniejsze w podawaniu do osierdzia w celu zmniejszenia obciążenia migotaniem przedsionków (AF) i/lub zapobiegania arytmiom towarzyszącym zabiegom kardiologicznym. Świnia o masie od 70 do 80 kg zostaje poddana znieczuleniu i intubacji, a izofluran jest podawany w mieszance powietrza i tlenu.Przed przystąpieniem do dalszych czynności należy upewnić się, że świnia znajduje się w głębokiej płaszczyźnie znieczulenia, sprawdzając brak napięcia mięśni żuchwy. Operację rozpocząć od ostrożnego odsłonięcia prawej żyły szyjnej zewnętrznej i tętnicy szyjnej z wykorzystaniem kauteryzacji oraz rozwarstwiania tępego. Po odsłonięciu wprowadzić cewnik Swana-Ganza o rozmiarze 8,5 French do żyły szyjnej zewnętrznej i napompować balon do 1,5 CC.Następnie przeprowadź cewnik przez prawy przedsionek do komory przez zastawkę płucną i w dół tętnicy płucnej, aż do momentu wyczucia ciśnienia klinowego. W tym punkcie spuść powietrze z balonu i pozostaw cewnik w tej pozycji. Zarejestruj ciśnienie w prawym przedsionku oraz ciśnienie w tętnicy płucnej przy użyciu balonu.Następnie wprowadź balonowy cewnik pomiarowy ciśnienia o rozmiarze 5 French do żyły jugularnej zewnętrznej i prześlij go do prawej komory. Wprowadź kolejny balonowy cewnik pomiarowy ciśnienia 5F do tętnicy szyjnej, przejdź przez zastawkę aortalną i umieść go w lewej komorze. Następnie przepłucz wszystkie cewniki pomiarowe ciśnienia roztworem soli fizjologicznej z heparyną w stężeniu 20 jednostek na mililitr i zarejestruj dane dotyczące ciśnienia w lewej komorze, prawej komorze, tętnicy płucnej oraz w prawym przedsionku.Kolejnym krokiem jest ostrożne odsłonięcie lewego żyły szyjnej zewnętrznej. Po uzyskaniu dostępu, należy wprowadzić do żyły szyjnej dwa wprowadzacze do hemostazy o rozmiarze 11 french i zabezpieczyć je szwem. Następnie należy wprowadzić sterowalne cewniki do wprowadzaczy.W tym momencie należy rozpocząć stosowanie prowadzenia fluoroskopowego. Umieść elektrody z aktywną fiksacją w prawym przedsionku oraz w koniuszku prawej komory. Podłącz kable analizatora do wszczepionych elektrod i za pomocą programatora sprawdź obecność przechwytu.Ustaw parametry na osiem impulsów, 0,25 milisekundy i ustaw tempo o 10 uderzeń na minutę wyższe niż aktualna częstość rytmu własnego lub jeszcze wyższe. Następnie zarejestruj impedancję względną dla każdego odprowadzenia. Potem wykonaj cięcie pośrodkowe od wyrostka mieczykowatego do okolic punktu przyczepu mięśni mostkowo-obojczykowo-sutkowych.Następnie wykonaj cięcie gilotynowe przez pozostałe części struktury kości mostka, a aby odsunąć mostek, przeprowadź preparację więzadła przypierśnikowo-osiercowego. Po odsunięciu mostka wykonaj preparację tępą, aby oddzielić osierdzie od wyścielek opłucnej. Następnie wykonaj nacięcie pośrodkowo-strzałkowe w osierdziu o długości od trzech do pięciu centymetrów i stwórz kolebkę osiercową za pomocą czterech szwów w węzłach kwadratowych w każdym narożniku.Na koniec umieść tymczasową elektrodę bipolarną w obszarze koniuszka lewej komory, a tymczasową elektrodę stymulującą typu plunge (jednopolarną) w uszku lewego przedsionka. Aby rozpocząć, przeprowadź badanie PES. Najpierw zaprogramuj parametry indukcji seryjnej stymulacji (burst induction) w badaniu PES tak, aby odstępy między impulsami wynosiły 400 lub 300 milisekund.Następnie zaprogramuj stymulację z interwałem minimum 300 ms i stopniowo zmniejszaj czas stymulacji, aż do momentu, gdy komory serca przestaną się kurczyć. Jest to odnotowywane przez detekcję elektrod stymulujących i pozwala wyznaczyć względny okres refrakcji. Następnie podłącz stymulator Grass do lewego przedsionka poprzez elektrodę stymulującą.Ustaw urządzenie tak, aby emitowało dwusekundowe impulsy z częstotliwością 4 Hz. Sprawdź te ustawienia za pomocą oscyloskopu. Następnie podaj pojedynczy impuls do uszka lewego przedsionka, aby wywołać migotanie przedsionków (AF). Aby określić względne obciążenie AF, używaj stymulatora Grass raz na minutę do 10 razy, aż do momentu utrzymania się AF przez jedną minutę.Następnie pozostaw zwierzę w stanie AF przez maksymalnie 10 minut. Ten przedział czasowy określa obciążenie AF. Jeśli po 10 minutach migotanie serca nie ustąpi, przeprowadź defibrylację przedsionków za pomocą elektrod bezpośrednich z energią 5 J, aby resynchronizować pracę serca.Rozpocząć podawanie potencjalnie chroniącego środka farmakologicznego do osierdzia. Okres refrakcji oraz obciążenie AF określa się ponownie po 30 i 60 minutach od podania środka farmakologicznego do osierdzia. W celu eksplantacji serca należy najpierw wprowadzić kaniulę do aorty.Ostrożnie wypreparuj tkankę osierdziową wokół aorty wstępującej i usuń osierdzie. Następnie unieruchom kaniulę w aorcie wstępującej za pomocą szwów ethibond 2.0, w odstępach około dwóch do trzech centymetrów. Po założeniu szwów podaj dożylnie 30 000 jednostek heparyny.Następnie zaszyj kaniulę doprowadzającą krew do aorty. Po nadaniu ciśnienia w systemie doprowadzającym, usuń ścięty koniec stiletu i załóż zacisk na kaniulę, aby zatrzymać przepływ. Następnie przygotuj zimny roztwór kardioplegii według metody Saint Thomas, aby podać go pod ciśnieniem 150 mmHg.Podłącz cewnik irygacyjny do linii z preparatem do kardioplegii pod ciśnieniem za pomocą kurka trójdrożnego. Następnie podłącz kurek do kaniuli w aorcie. Teraz wykonaj zaciskiecie (cross-clamp).Następnie przepłucz serce roztworem kardioplegii w kierunku zastawki aortalnej, zamykając w ten sposób zastawkę i zapewniając perfuzję tętnic wieńcowych. Aby zapobiec nadmiernemu wzrostowi ciśnienia w sercu, wykonaj nacięcie w tętnicy płucnej. Po zatrzymaniu akcji serca wycinij je i przenieś do zimnego buforu Krebsa-Henseleita.Aby reanimować serce, należy przeprowadzić kaniulację naczyń zgodnie z widocznymi metodami preparatyki serca. Gdy temperatura perfundowanego serca znajdzie się w zakresie pięciu stopni od 37 °C, należy przywrócić natywny rytm zatokowy, stosując wstrząsy o energii 34 J na komory za pomocą elektrod płatowych na osierdziu. Funkcje serca należy monitorować przez godzinę, mierząc ciśnienia w ten sam sposób, w jaki mierzono je in situ.Co pięć minut pobieraj próbkę o objętości 1 CC z zatoki wieńcowej. Co 10 minut obliczaj grubość ściany komory oraz frakcje wyrzutowe. Stosując opisany protokół, zaobserwowano znaczący wzrost efektywnych okresów refrakcji komór po infuzji DHA in situ.Pomiar maksymalnego ciśnienia po reanimacji wykazał wzrost ciśnienia w lewej komorze serca w grupach leczonych DHA w porównaniu z grupami kontrolnymi. Ciśnienie w lewej komorze w sercach leczonych było znacznie wyższe w kilku punktach czasowych. Technika ta umożliwia ocenę celowanych środków terapeutycznych, które mogłyby zostać zastosowane translacyjnie u pacjentów poddawanych procedurom kardiologicznym, w tym operacjom, lub w procesie przygotowania serc do transplantacji.Zastosowanie tego podejścia eksperymentalnego może utorować drogę chirurgom i badaczom do eksploracji nowych czynników oraz strategii terapeutycznych, które łagodzą migotanie przedsionków, ograniczają uszkodzenia mięśnia sercowego oraz zmniejszają związane z nimi obrażenia reperfuzyjne.

testing-efficacy-pharmacological-agents-pericardial-target-delivery

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ocena skuteczności środków farmakologicznych w modelowaniu dostarczania leku do otoczeniowych komórek wątroby u świń

Ten protokół opisuje model zawału mięśnia sercowego (MI) świni za pomocą 90-minutowej zamkniętej klatki piersiowej zamknięcia balonu wieńcowego lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD), po której następuje reperfuzja. Ponadto przedstawiono również protokół dla kilku parametrów końcowych, takich jak czynność serca, hemodynamika, opór mikronaczyniowy i wielkość zawału.

Zawał mięśnia sercowego i ocena wyników funkcjonalnych u świń

Tutaj prezentujemy protokół oceny funkcji krążeniowo-oddechowej u obudzonych świń, w spoczynku i podczas stopniowanych ćwiczeń na bieżni. Przewlekła aparatura pozwala na wielokrotne pomiary hemodynamiczne bez wpływu kardiodepresyjnych środków znieczulających.

Chirurgiczne umieszczanie cewników do długotrwałych testów wysiłkowych układu sercowo-naczyniowego u świń

Tutaj demonstrujemy protokół standaryzacji procedur pobierania próbek z ustalonego modelu ostrego zawału mięśnia sercowego u świń, aby zwiększyć jego wartość translacyjną w zrozumieniu patofizjologii niedokrwienia mięśnia sercowego/uszkodzenia reperfuzyjnego i przetestować nowych kandydatów na leki.

Udoskonalenie modelu zawału mięśnia sercowego u świń w zamkniętej klatce piersiowej poprzez standaryzację procedur pobierania próbek tkanek i krwi

Staraliśmy się stworzyć świński model niewydolności serca wywołanej zablokowaniem lewej tętnicy obwodowej i szybką stymulacją, aby przetestować efekt i bezpieczeństwo domięśniowego podawania komórek macierzystych w terapiach komórkowych.

Opracowanie świńskiego modelu niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego do leczenia komórkami macierzystymi

Opisujemy nowatorską, opłacalną i efektywną technikę przezskórnego dostarczania trójwymiarowo drukowanych implantów wieńcowych do tworzenia modeli choroby niedokrwiennej serca u świń z zamkniętą klatką piersiową. Implanty zostały zamocowane za pomocą cewnika przedłużającego matkę i dziecko z wysokim wskaźnikiem skuteczności.

Nowatorskie przezskórne podejście do wdrażania drukowanych w 3D implantów zwężenia choroby wieńcowej w modelach choroby niedokrwiennej serca u świń

Terapia genowa mięśnia sercowego w chorobie niedokrwiennej serca jest bardzo obiecująca dla przyszłych terapii. W tym miejscu przedstawiamy duży model zwierzęcy do oceny skuteczności terapii genowej w niedokrwiennym sercu.

Duży model zwierzęcy do oceny skuteczności terapii genowej w chorobie niedokrwiennej serca

Modele zwierzęce zawału mięśnia sercowego (MI), które naśladują naturalny proces choroby u ludzi, są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów patofizjologicznych i testowania bezpieczeństwa i skuteczności nowych terapii. W tym miejscu opisujemy model trzody chlewnej MI utworzony przez zastosowanie przezskórnej cewki embolizującej.

Zawał mięśnia sercowego przez przezskórne wprowadzenie cewki embolizacyjnej w modelu trzody chlewnej

Obecny protokół opisuje trzy metody podawania kardioaktywnych środków terapeutycznych w modelu świniowym. Samice świń rasy lądowej otrzymywały leczenie poprzez: (1) torakotomię i wstrzyknięcie przeznasierdziowe, (2) wstrzyknięcie przezwsierdziowe za pomocą cewnika lub (3) wlew dożylny za pomocą minipompy osmotycznej żyły szyjnej.

Dostarczanie terapii kardioaktywnej w modelu zawału mięśnia sercowego u świń

Opisano zestaw testowy (IMAP) służący do pogłębionej oceny zdolności słuchowych i poznawczych wpływających na umiejętności słuchania. Jest on szybki w przeprowadzeniu, przyjazny dla dzieci i wolny od zakłóceń językowych. Generowanie bodźców oraz zarządzanie protokołem są kontrolowane za pomocą platformy programowej (IHR-STAR), co zapewnia powtarzalność procedur.

Zrozumienie procesu słuchania: zestaw testów IMAP

Modele dużych zwierząt mają wysoką wartość translacyjną w badaniu fizjologii i farmakologii niedotlenienia okołoporodowego. Wykorzystując noworodki prosiąt, opracowaliśmy eksperymentalny protokół symulacji niedotlenienia okołoporodowego, który umożliwia badanie hemodynamicznych parametrów systemowych i regionalnych, transportu tlenu wraz z szlakami biochemicznymi i patologicznymi oraz ich korelacji.

Model niedotlenienia okołoporodowego u świń

Poznaj metodę docelowego dostarczania leków do osierdzia u świń w celu oceny ich skuteczności w redukcji migotania przedsionków i ochronie niedokrwiennej. Model ten pozwala na precyzyjne badanie elektrofizjologii serca.

Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

Przeglądaj więcej filmów