Krok po kroku: Mikrochirurgiczna metoda treningowa łącząca dwa nieożywione modele zwierzęce
9 maja 2015
Tutaj opisujemy, jak założyć małą stację do ćwiczeń mikrochirurgicznych oraz prostą i tanią metodę szkolenia mikrochirurgii z wykorzystaniem nieożywionych modeli zwierzęcych.
Ogólnym celem poniższego eksperymentu jest opracowanie metody treningu mikrochirurgicznego, łączącej dwa nieożywione zwierzęce modele mikrochirurgiczne. W przypadku stażysty bez wcześniejszego doświadczenia mikrochirurgicznego zaleca się najpierw mikroskopowe wycięcie dostępnego na rynku uda kurczaka, aby odsłonić tętnicę udową, żyłę i nerw. Tkanka jest następnie umieszczana pod mikroskopem w celu wykonania pożądanej techniki mikrochirurgicznej.
Na przykład szew od końca do końca tętnicy udowej kurczaka. Kiedy uczestnik szkolenia czuje się komfortowo pracując z tkanką uda, procedurę można następnie przećwiczyć z mniejszą tętnicą ramienną znajdującą się w dostępnych na rynku skrzydełkach kurczaka. Ostatecznie udoskonalenie tych technik mikrochirurgicznych z tętnicami udowymi i ramiennymi kurczaka może przygotować neurochirurga do pracy na mniejszych żywych modelach zwierzęcych i w scenariuszach klinicznych.
Główną przewagą tej techniki nad innymi istniejącymi technikami, takimi jak trening Micros Soldier ze szczurem, jest to, że nasza technika nie wymaga znieczulenia, a także nie potrzebuje dedykowanych urządzeń, minimalizując ekonomiczne postawy i ofiary ze zwierząt. Naczynia udowe i nerw kulszowy uda kurczaka można łatwo odsłonić, przesuwając palcem przyśrodkowo do trzonu kości udowej. Głowę kości udowej można następnie obserwować w pobliżu płaszczyzny rozwarstwienia, która znajduje się tuż równolegle do trzonu kości udowej, aby ćwiczyć zespolenie od końca do końca z techniką jednej strony w górę na tętnicy udowej kurczaka.
Następnie umieść tkankę pod mikroskopem. Należy teraz obserwować położenie żyły tętnicy udowej i nerwu kulszowego. Uwolnij tętnicę od leżących poniżej tkanek i podziel poziomo.
Następnie za pomocą mikro przetworników i mikronożyczek przytnij wszelkie przydanki pokrywające światło tętnicy, a następnie spłucz wewnętrzne światło zwykłą wodą z kranu. Jeśli trenujesz czas, zapisz czas rozpoczęcia, a następnie umieść pierwszy ścieg, zaczynając od tylnej ściany tętnicy udowej po drugiej stronie tkanki i przesuwając igłę od zewnątrz tętnicy w kierunku światła, a następnie od światła na zewnątrz tętnicy, aby zawiązać ścieg. Najpierw wykonaj podwójny węzeł, a następnie dwa pojedyncze rzuty w naprzemiennych kierunkach.
Następnie uzupełnij całą tylną ścianę, przesuwając igłę tam iz powrotem, jak właśnie pokazano. Następnie umieść pojedynczy ścieg na przedniej ściance naczynia od zewnątrz do światła, a następnie od światła na zewnątrz. Następnie zawiąż węzeł, jak pokazano, kończąc przednią ścianę za pomocą pojedynczych ściegów, jak opisano wcześniej.
I nagraj finisz. Czas poćwiczyć na tętnicy ramiennej kurczaka. Najpierw użyj nożyczek, aby naciąć skórę wzdłużnie od ramienia do czubka skrzydła.
Tętnicę można teraz zaobserwować biegnącą między bicepsem a tricepsem brachii, jak wskazują groty strzał. Aby sprawdzić drożność któregokolwiek z zabiegów mikrochirurgicznych, należy przeciąć gładki cewnik naczynioruchowy o rozmiarze 20 lub 27 przez zespolenie, aby sprawdzić, czy nie ma przeszkód. Następnie podłącz strzykawkę wypełnioną dostępnym w handlu barwnikiem spożywczym do końca cewnika i wlej barwnik do tętnicy, aby sprawdzić, czy nie ma wycieku.
Na koniec otwórz tętnicę wzdłużnie, aby uwidocznić szwy, ich równoległość i ilość pobranej tutaj ściany. Pokazano mikroskopowy obraz szwu od końca do końca tętnicy udowej uzyskany techniką jednokierunkową w górę z pojedynczymi szwami, jak pokazano powyżej. Natomiast na tym obrazie przedstawiono reprezentatywny szew od końca do końca tętnicy ramiennej kurczaka.
Tętnica ramienna jest znacznie mniejsza niż tętnica udowa, co powoduje, że procedura jest znacznie bardziej wymagająca technicznie. Model udka kurczaka jest bardzo wszechstronny, co pozwala na różne rodzaje ćwiczeń praktycznych. Rzeczywiście, w tym reprezentatywnym eksperymencie przeprowadzono naprawę tętnicy udowej za pomocą przeszczepu żyły pobranej z żyły udowej.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonać zespolenie tętnicy od końca do końca lub tętnicę udową lub rial kurczaka. Jak ocenić ciążę swoich wyników strzałów.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Ten artykuł opisuje metodę szkolenia w dziedzinie mikrochirurgii z wykorzystaniem nietrwałych modeli zwierzęcych. Przedstawia on konfigurację stanowiska praktycznego do mikrochirurgii i proponuje krok po kroku podejście dla osób szkolonych w celu rozwijania ich umiejętności.
Kluczowe elementy badania
Dziedzina nauki
- Mikrochirurgia
- Metody szkoleń
- Nieżywe modele
Tło
- Mikrochirurgia wymaga precyzyjnych umiejętności, które można rozwijać poprzez praktykę.
- Nieżywe modele zwierząt zapewniają bezpieczną i opłacalną opcję szkoleń.
- Udka i skrzydła kurczaka są używane jako modele do ćwiczenia technik mikrochirurgicznych.
- Trening na tych modelach przygotowuje szkolonych do bardziej złożonych procedur.
Cel badania
- Rozwój metody szkolenia w dziedzinie mikrochirurgii.
- Wykorzystanie nietrwałych modeli zwierzęcych do nabywania umiejętności.
- Podniesienie gotowości szkolonych do operacji na żywych zwierzętach.
Zastosowane metody
- Mikroskopowe sekcje udka kurczaka w celu narażenia tętnicy udowej, żyły i nerwu.
- Ćwiczenie technik szycia końca w końcu na narażonej tętnicy udowej.
- Progresja do mniejszych tętnic ramiennych w skrzydłach kurczaka dla zaawansowanej praktyki.
- Wykorzystanie mikroskopu dla zwiększonej precyzji podczas procedur.
Główne wyniki
- Osoba szkolona może skutecznie nauczyć się technik mikrochirurgicznych z wykorzystaniem nietrwałych modeli.
- Trening na kurczakach buduje pewność siebie i umiejętności.
- Skuteczna realizacja procedur przygotowuje szkolonych do operacji na żywych zwierzętach.
- Metoda jest opłacalna i dostępna dla celów szkoleniowych.
Wnioski
- Opisana metoda szkolenia jest korzystna dla początkujących mikrochirurgów.
- Nieżywe modele stanowią praktyczną alternatywę dla szkoleń na żywych zwierzętach.
- Skuteczna edukacja może prowadzić do poprawy wyników operacji w warunkach klinicznych.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Microsurgical skill development is a critical bottleneck in neurosurgical and vascular surgery training, where access to live animal models is constrained by cost, ethics, and facility availability. This method provides a scalable, reproducible platform for foundational skill acquisition using accessible biological tissues, enabling early-stage competency building before transition to complex models. By reducing reliance on live animals, it supports ethical training practices while maintaining anatomical fidelity relevant to procedural readiness.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables mechanistic understanding of vascular repair processes through hands-on practice of anastomosis techniques on biologically relevant tissues.
- Operational Value: Uses commercially available chicken tissues to establish low-cost, high-repeatability training modules for surgical skill assessment.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Supports development of standardized microsurgical proficiency assays using quantifiable endpoints such as suture patency and dye leakage testing.
- Operational Value: Facilitates reproducible training workflows where tissue preparation, anastomosis execution, and functional validation follow a consistent protocol.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Bridges ex vivo skill training to in vivo applicability by modeling arterial repair in progressively smaller vessels, mirroring clinical scaling challenges.
- Operational Value: Allows iterative practice on femoral and brachial arteries to refine technique before application in rodent or large animal survival models.
Pipeline & Workflow Integration
This method fits within the early discovery phase as a biological skills enablement tool, supporting handoff to preclinical validation where microsurgical precision is required for device testing, graft evaluation, or injury model generation.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing in vascular biology by enabling precise tissue manipulation and repair observation under microscopy.
- Screening: Enables standardized assessment of microsurgical competency through timed anastomosis and functional perfusion testing.
- Analytics: Generates measurable outputs including suture integrity, luminal patency via catheter passage, and leakage quantification via dye perfusion.
- Translational Research: Prepares trainees for survival surgery models by building foundational skills in vessel handling and anastomosis reliability.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable training platform across surgical teams using standardized tissue sourcing and microscope-based workflows.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces mechanistic ambiguity in surgical skill acquisition by providing direct visualization of tissue response to suturing techniques.
- Operational Value: Ensures reproducibility through standardized tissue dissection, microscopy setup, and suture technique protocols.
- Strategic Value: Improves go/no-go readiness decisions for live animal studies by confirming baseline microsurgical proficiency.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted advancement to complex models by validating foundational skills before resource-intensive experiments.
Implementation Considerations
- Requires basic microsurgical instrumentation including micro forceps, micro scissors, and a stereo microscope.
- Dependent on access to a dissection workspace and sterile irrigation supplies such as tap water for lumen rinsing.
- Necessitates training in vessel identification and handling techniques specific to avian femoral and brachial arteries.
- Involves adaptation considerations when transitioning from chicken models to mammalian systems due to differences in vessel size and wall thickness.
- Limited to ex vivo training; does not replicate hemodynamic conditions or biological healing responses present in live systems.
