Name: Krok po kroku: Mikrochirurgiczna metoda treningowa łącząca dwa nieożywione modele zwierzęce (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Poznaj mikrochirurgiczną metodę treningową wykorzystującą nieożywione modele zwierzęce, takie jak uda i skrzydła kurczaka. Technika ta pozwala ćwiczyć szycie tętnic udowej i ramiennej bez potrzeby używania żywych zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

1. Przygotowanie:
<ol>
	<li>Zaopatrz się w stacjonarny mikroskop stereoskopowy ze zmiennym zoomem od 3,5 x do 45x, odległością roboczą 200 mm, zmiennym rozstawem źrenic od 55 do 75 mm i dodatkową lampą pierścieniową LED. Każdy podobny mikroskop jest wystarczający, można go ustawić na małym stole i nie jest bardzo drogi.</li>
	<li>Zbierz i przygotuj zestaw narzędzi mikrochirurgicznych z dwoma przetwornikami mikrochirurgicznymi, jednym nożyczkami preparacyjnymi i jednym wkrętakiem igłowym; jest to wymagane minimum, należy wziąć pod uwagę, że są to instrumenty do ćwiczeń i nie są potrzebne instrumenty wysokiej jakości.</li>
	<li>Do wszystkich ćwiczeń używaj mikroszwu monofilamentowego 9/0. Kup dostępne w handlu udka lub skrzydełka z kurczaka i barwnik spożywczy w lokalnym supermarkecie.</li>
	<li>Cewnik angiologiczny o sile 20 G służy do badań drożności tętnic udowych kurczaka. W przypadku tętnic ramiennych potrzebny jest cieńszy cewnik 27 G. Można je nabyć przez Internet w lokalnej aptece lub za pomocą zestawu instrumentów. Kup dostępną w handlu strzykawkę do wstrzykiwania barwnika spożywczego.</li>
</ol>
2. Makroskopowe techniki preparacji:
<ol>
	<li>Podejście do naczyń udowych jest proste. W przypadku udek kurczaka należy wykonać technikę sekcji przyśrodkowej do trzonu kości udowej, oddzielić mięsień udowy od kości i odsłonić tętnicę udową, żyłę i nerw. Nerw można dalej rozciąć na dwa oddzielne pęczki dla różnych rodzajów praktyk naprawy nerwów.</li>
	<li>Aby uzyskać dostęp do tętnicy ramiennej kurczaka w skrzydełkach kurczaka, naciąć skórę wzdłużnie nożyczkami, od ramienia do czubka skrzydełka. Obserwuj tętnicę biegnącą między bicepsem a tricepsem brachii.</li>
</ol>
3. Zalecany schemat treningowy:
<ol>
	<li>Trening z tętnicą udową. 
	UWAGA: Pierwszym krokiem w schemacie treningowym jest ćwiczenie z tętnicą udową kurczaka.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Umieść kawałek pod mikroskopem i rozpocznij sekcję mikrochirurgiczną. Uwolnij tętnicę udową od leżących poniżej tkanek; i podziel go poziomo. Wykonaj adwentyctomię. Użyj mikro-pickupów i mikronożyczek, aby przyciąć wszelkie przybytki pokrywające światło tętnicy. Opłucz wewnętrzne światło zwykłą wodą z kranu. Zapisz godzinę rozpoczęcia</li>
	<li>Wykonaj zespolenie typu end-to-end.
	<ol>
		<li>Zacznij od tylnej ściany tętnicy po stronie przeciwnej do operatora. Umieść pierwszy ścieg; Zacznij od lewej strony, jeśli pracujesz poziomo, od dołu, jeśli pracujesz pionowo. Przełóż igłę od zewnątrz tętnicy w kierunku światła, a następnie od światła na zewnątrz tętnicy.</li>
		<li>Zawiąż ścieg, najpierw wykonaj podwójny węzeł, a następnie dwa pojedyncze rzuty naprzemiennie. Uzupełnij całą tylną ścianę wyżej opisaną techniką.</li>
		<li>Zaczynając od prawej strony, jeśli pracujesz poziomo lub górnej, jeśli pracujesz pionowo, umieść pojedynczy ścieg od zewnątrz do światła, a następnie od światła na zewnątrz. Zawiąż węzeł zgodnie z powyższym opisem. Uzupełnić ścianę przednią, powtarzając procedurę opisaną w ppkt 3.1.2.2.</li>
		<li>Zapisz ostatni czas, który pozwoli Ci to na prowadzenie rejestru czasu, dzięki czemu będziesz mógł kontrolować swoje postępy. 
		UWAGA: Autorzy preferują technikę jednokierunkową w górę; Ale każdy rodzaj szwu mikrochirurgicznego może być przećwiczony. Zaleca się, aby stażysta wykonał w ten sposób około 25 zespoleń mikrochirurgicznych, zanim będzie mógł wypróbować inne scenariusze kliniczne. Należą do nich przeszczepy żył w przypadku szczelin tętniczych, kompleksowe naprawy nerwów oraz stosowanie przewodów żylnych do leczenia przerw nerwowych. Ważną techniką w chirurgii mikronaczyniowej, której można się nauczyć za pomocą tej metody treningowej, jest szew ciągły lub ciągły, aby wykonać tę technikę, uczestnik postępuje jak 3.1.2.1, ale ścieg nie jest przecinany, kontynuuj wykonywanie szwów jak w 3.1.2.1 bez ich przecinania, aż wykonasz cały szew i przywiążesz go do oryginalnego ściegu na końcu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol start="2">
	<li>Trening z tętnicą ramienną
	<ol>
		<li>Umieść kawałek pod mikroskopem. Wykonaj procedurę opisaną powyżej dla tętnicy udowej. 
		UWAGA: Jedyną różnicą jest rozmiar. Tętnica ramienna jest znacznie mniejsza niż tętnica udowa, a zespolenie jest znacznie trudniejsze.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Badania drożności
	<ol>
		<li>Przełóż gładki angiocewnik 20 lub 27 G przez zespolenie, aby sprawdzić, czy nie ma przeszkód spowodowanych szwami zszywającymi obie ściany naczynia.</li>
		<li>Nałóż strzykawkę z dostępnym w handlu barwnikiem spożywczym na koniec cewnika naczynio-naczyniowego i wlej barwnik do tętnicy, aby sprawdzić, czy nie ma wycieku strumienia</li>
		<li>Otwórz tętnicę wzdłużnie, aby uwidocznić szwy, ich równoległość i ilość pobranej ściany.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Praktyka kliniczna mikrochirurgii wymaga ciągłej praktyki i wysokiego poziomu wiedzy specjalistycznej; Jego zastosowanie obejmuje bezpłatne płaty, zabiegi replantacji i rewaskularyzacji, zespolenia wewnątrzczaszkowe – zewnątrzczaszkowe do zabiegów neurochirurgicznych, chirurgii nerwów obwodowych i inne. Pomimo dużej różnorodności zabiegów, które wymagają technik mikrochirurgicznych, niektóre z nich są rzadko wykonywane w wielu ośrodkach. W związku z tym chirurdzy muszą czasami utrzymywać swój poziom umiejętności, ćwiczą...

Opisano szeroki wachlarz modeli treningowych do nauki i utrzymywania zarówno podstawowych, jak i zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych. Należą do nich żywe zwierzęta1,2, ludzkie zwłoki3, bezwładne modele4,5 i nieożywione modele zwierzęce6-9. Żywe modele zwierzęce, w szczególności te wykorzystujące szczury, były szeroko stosowane w nauczaniu mikrochirurgii 1,2; I są one uważane za obecny złoty standard szkolenia. Pomimo ich niezwykłej wartości edukacyjnej, gdy wymagane jest intensywne lub długotrwałe szkolenie; Względy ekonomiczne i etyczne mogą utrudniać ich praktyczne stosowanie. 
Modele zwłok3 oferują możliwość praktykowania w środowisku podobnym do rzeczywistej sytuacji klinicznej; są one niestety ograniczone do laboratoriów anatomicznych i podobnych obiektów, mikroskop musi być również dostępny w laboratorium; dlatego te modele nie są powszechnie dostępne. Modele obojętne, takie jak rurki gumowe lub rękawice4,5, są tanie i łatwo dostępne, wymagany sprzęt do ich zastosowania jest minimalny. Podobieństwo do sytuacji klinicznej jest jednak wątłe; A ich zastosowanie ogranicza się na ogół do wstępnych etapów szkolenia, zanim uczestnik zacznie ćwiczyć na szczurach. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, Hino6 był pierwszym, który zaproponował wykorzystanie nieożywionych kurczaków do rozwoju i utrzymania klinicznych umiejętności mikrochirurgicznych. Jego model opiera się na ekstrakcji, a następnie wykorzystaniu tętnicy ramiennej kurczaka z komercyjnych skrzydełek kurczaka. Takie podejście nie wymaga zatwierdzenia przez komisję rewizyjną instytucji, znieczulenia gryzoni, techników laboratoryjnych ani opieki pooperacyjnej. 
Po opisie modelu tętnicy skrzydła kurczaka przez Hino, opublikowano wiele innych nieożywionych modeli zwierzęcych. Użycie komercyjnych udek z kurczaka zostało po raz pierwszy zasugerowane przez Marsha i wsp.7, którzy opisali wykorzystanie tętnicy udowej, żyły i nerwu do celów dydaktycznych. Ten konkretny model rozszerza możliwości treningu obejmujące struktury inne niż tętnice; Pozwala to stażyście na wykonywanie różnych skomplikowanych zabiegów, takich jak przeszczepy żył, przeszczepy nerwów lub naprawy pęczków. Jeong i wsp.8 Dalej badali model udka kurczaka Marsha i jego zastosowania w nauczaniu lekarzy rezydentów. Autorzy przeanalizowali histologicznie próbki tkanek kurczaka i stwierdzili, że wykazują one podobieństwa do tkanek ludzkich. Czas wykonania zespolenia przez stażystę został znacznie skrócony dzięki praktyce w jego badaniu. Doszli do wniosku, że "wiązki nerwowo-naczyniowe kości udowej kurczaka są odpowiednim i skutecznym modelem do nauczania i praktykowania mikrochirurgii". W 2013 roku moi koledzy i jaopublikowaliśmy schemat szkolenia mikrochirurgicznego, który łączył zarówno modele udka kurczaka, jak i skrzydełek kurczaka; Takie podejście korzysta z wszechstronności udek kurczaka i ograniczonego rozmiaru tętnicy ze skrzydełkami kurczaka, która może stanowić większe wyzwanie niż naczynia udowe dla bardziej zaawansowanych stażystów. 
Na obecnym manuskrypcie opisujemy krok po kroku proces zakładania stanowiska do praktyki mikrochirurgicznej; wymagane materiały, jak przeprowadzić analizę struktur nerwowo-naczyniowych każdego modelu i jak skutecznie zastosować schemat treningowy.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop Światło LED</td><td>System oświetlenia</td><td>Amscope</td><td>LED-80S-YA</td></tr><tr><td>Zestaw narzędzi mikrochirurgicznych</td><td>Chen hen instrumenty mikrochirurgiczne</td><td>HC-X803-1</td><td>Instrumenty mikrochirurgiczne</td></tr><tr><td>Szwy mikrochirurgiczne</td><td>S / T mikrochirurgiczne</td><td>9/0</td><td>Szwy</td></tr></tbody></table>

krok po kroku: metoda treningu z mikrosurgicalnego łącząca dwa modele zwierzęce nieżyjące



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

Nauka technik mikrochirurgicznych i utrzymanie umiejętności mikrochirurgicznych tradycyjnie opierały się na wykorzystaniu żywych zwierząt, głównie szczurów laboratoryjnych. Metoda ta, choć niezwykle cenna, może być ekonomicznie wymagająca zarówno dla chirurga, jak i instytucji sponsorującej; Wymaga to również specjalnego zaplecza szkoleniowego, które nie zawsze może być dostępne lub dostępne. Ponadto względy etyczne mogą ograniczać wykorzystywanie żywych zwierząt do celów szkoleniowych. Alternatywne metody treningowe, takie jak obojętne rurki i rękawice, nie zyskały popularności wśród chirurgów, ponieważ nie oferują doświadczenia podobnego do tego, jakie ma miejsce w sytuacji klinicznej. Nieożywione modele zwierzęce obejmują wykorzystanie udek i skrzydeł kurczaka; Oferują one doświadczenie praktyczne, które w znacznym stopniu przypomina sytuację kliniczną. Tego typu szkolenia są stosunkowo tanie i łatwo dostępne. Potrzebny mikroskop i instrumenty można nabyć przez Internet, a kawałki kurczaka można kupić w lokalnym supermarkecie.
To podejście pozwala zmotywowanemu stażyście na kilkukrotne przećwiczenie różnych typów technik chirurgicznych za rozsądną cenę, pomagając rozwinąć lub utrzymać swoją wiedzę chirurgiczną, jeśli bardziej skomplikowane obiekty nie są dostępne. W aktualnym manuskrypcie opisujemy, jak założyć małe stanowisko do ćwiczeń, jak analizować okazy i jak ćwiczyć zarówno z udkami z kurczaka, jak i ze skrzydełkami kurczaka w sposób progresywny. Takie podejście wykorzystuje wszechstronność modelu uda kurczaka i niewielki rozmiar tętnicy ramiennej skrzydełka kurczaka.

Autorzy mierzyli czas wykonywania procedur przy zastosowaniu obecnej metody szkoleniowej i stwierdzili, że znacząco skraca ona czas anastomozy tętnicy udowej pod koniec trzeciego tygodnia. Szkolący może kontrolować postępy w technice, sprawdzając swoje czasy, odsetek drożności oraz wyrównanie szwów. System opisany w niniejszym manuskrypcie przedstawiono na Ryc. 1; obejmuje on mikroskop stołowy oraz zestaw instrumentów mikrochirurgicznych. Preparacje makroskopowe przedstawiono na Ryc. 2 i 3. Przykład mikrochirurgicznej an...

Tutaj opisujemy, jak założyć małą stację do ćwiczeń mikrochirurgicznych oraz prostą i tanią metodę szkolenia mikrochirurgii z wykorzystaniem nieożywionych modeli zwierzęcych.

Krok po kroku: Metoda treningu z mikrosurgicalnego łącząca dwa modele zwierzęce nieżyjące

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest opracowanie metody treningu mikrochirurgicznego, łączącej dwa nieżywe modele mikrochirurgiczne na zwierzętach. W przypadku osoby szkolącej się bez wcześniejszego doświadczenia w mikrochirurgii, w pierwszej kolejności zaleca się mikroskopijną sekcję dostępnego w handlu uda kurczaka w celu odsłonięcia tętnicy, żyły i nerwu udowego. Następnie tkankę umieszcza się pod mikroskopem, aby przeprowadzić wybraną technikę mikrochirurgiczną.Na przykład, szew koń-do-końca tętnicy udowej kurczaka. Gdy stażysta poczuje się pewnie w pracy z tkanką uda, procedurę można następnie ćwiczyć na mniejszej tętnicy ramiennej, znajdującej się w dostępnych w handlu skrzydłach kurczaka. Ostatecznie doskonalenie tych technik mikrochirurgicznych na tętnicach udowej i ramiennej kurczaka może przygotować neurochirurga do pracy na mniejszych modelach zwierząt żywych oraz w scenariuszach klinicznych.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi istniejącymi, takimi jak szkolenie mikrochirurgiczne na szczurach, jest fakt, że nasza metoda nie wymaga znieczulenia ani specjalistycznych pomieszczeń, co minimalizuje koszty i liczbę poświęcanych zwierząt. Naczynia udowe oraz nerw kulszowy w udzie kurczaka można łatwo odsłonić, prowadząc palcem wzdłuż strony przyśrodkowej trzonu kości udowej. Następnie, w pobliżu płaszczyzny sekcyjnej, która znajduje się równolegle do trzonu kości udowej, można zaobserwować głowę kości udowej, aby ćwiczyć zespolenie koniec-do-końca tętnicy udowej kurczaka z zastosowaniem techniki jednostronnej (one way up).Następnie umieść tkankę pod mikroskopem. Należy teraz zlokalizować tętnicę udową, żyłę oraz nerw kulszowy. Uwolnij tętnicę z przyległych tkanek i przetnij ją poziomo.Następnie, używając mikrochwytaków i mikronożyczek, należy odciąć każdą tkankę osierdziu nakrywającą światło tętnicy, a następnie wypłukać wewnętrzne światło zwykłą wodą z kranu. Jeśli mierzony jest czas szkolenia, należy odnotować czas rozpoczęcia, a następnie wykonać pierwszy szew, zaczynając od tylnej ściany tętnicy udowej po przeciwnej stronie tkanki, prowadząc igłę od zewnątrz tętnicy w stronę światła, a następnie ze światła na zewnątrz tętnicy, aby zawiązać szew. Najpierw wykonuje się podwójny węzeł, a następnie dwa pojedyncze sploty w naprzemiennych kierunkach.Następnie należy zszyć całą tylną ścianę, prowadząc igłę w przód i w tył, zgodnie z przeprowadzoną przed chwilą demonstracją. Następnie wykonaj pojedynczy szew na przedniej ścianie naczynia, prowadząc igłę z zewnątrz do światła, a następnie ze światła na zewnątrz. Po czym zawiąż węzeł w sposób przed chwilą zaprezentowany, kończąc zszywanie przedniej ściany przy użyciu pojedynczych szwów, zgodnie z wcześniejszym opisem.Następnie zarejestruj zakończenie procesu. Czas przejść do ćwiczeń na tętnicy ramiennej kurczaka. Najpierw za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie skóry wzdłuż, od barku aż do końcówki skrzydła.Tętnicę można teraz zaobserwować przebiegającą pomiędzy mięśniem dwugłowym a trójgłowym ramienia, co wskazują groty strzałek. Aby sprawdzić drożność każdego z zabiegów mikrochirurgicznych, należy przeprowadzić gładki cewnik angiograficzny o rozmiarze 20 lub 27 G przez anastomosę w celu wykrycia ewentualnych niedrożności. Następnie do końca cewnika należy przymocować strzykawkę wypełnioną komercyjnym barwnikiem spożywczym i wprowadzić barwnik do tętnicy, aby sprawdzić szczelność połączenia.Na koniec otwórz tętnicę wzdłużnie, aby zwizualizować szwy, ich równoległość oraz ilość usuniętej ściany naczynia. Przedstawiony jest obraz mikroskopowy zespolenia koniec-koniec tętnicy udowej, wykonanego techniką jednokierunkową z pojedynczymi szwami, zgodnie z wcześniejszą demonstracją. Natomiast na tym obrazie zaprezentowano reprezentatywne zespolenie koniec-koniec tętnicy ramiennej kurczaka.Tętnica ramienna jest znacznie mniejsza od tętnicy udowej, co sprawia, że procedura ta jest znacznie bardziej wymagająca pod względem technicznym. Model uda kurczaka jest bardzo wszechstronny, umożliwiając wykonywanie różnych rodzajów ćwiczeń praktycznych. W tym reprezentatywnym eksperymencie przeprowadzono naprawę tętnicy udowej z wykorzystaniem przeszczepu żylnego pobranego z żyły udowej.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat wykonywania anastomozy tętnicy koniec-do-końca, a także tętnicy udowej lub tętnicy promieniowej u kurczaka. Dowiedzą się Państwo również, jak ocenić poprawność uzyskanych wyników.

step-step-microsurgical-training-method-combining-two-nonliving

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Krok po kroku: Metoda szkolenia mikrochirurgicznego łącząca dwa nieżywe modele zwierzęce

Opisujemy technikę, w której fragment aorty brzusznej myszy jest przeszczepiany ortotopowo tuż poniżej tętnic nerkowych u biorcy allogenicznego lub syngenicznego. Technika ta może być przydatna w badaniach, w których za korzystne uznaje się przeszczepienie dużych tętnic o jednolitym rozmiarze.

Ortotopowy przeszczep aorty u myszy do badań nad chorobami naczyniowymi

Ten film przedstawia procedurę chirurgiczną resekcji guza pod kontrolą obrazu i implantacji bio-rusztowania obsianego genetycznie modyfikowanymi mezenchymalnymi komórkami macierzystymi lub MSC eksprymującymi ligand indukujący apoptozę związaną z czynnikiem martwicy nowotworu lub TRAIL. Te terapeutyczne MSCs mają potencjał w leczeniu nowotworów mózgu.

Resekcja guza sterowana fluorescencją i implantacja rusztowania wysiewanego przez MSC w modelu mysim: procedura chirurgiczna mająca na celu dostarczenie terapeutycznych mezenchymalnych komórek macierzystych do jamy resekcji guza mózgu w modelu mysim

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Zaprojektowaliśmy procedurę, w której utrwalone formaldehydem ludzkie zwłoki są używane do pomocy neurochirurgom w szkoleniu do wszczepiania układów mikroelektrod do kory nowej ludzkiego mózgu.

Szkolenie chirurgiczne w zakresie implantacji układów mikroelektrod kory nowej przy użyciu modelu zwłok ludzkich utrwalonych formaldehydem

Tutaj prezentujemy protokół użycia płata perforatora tętnicy nadbrzusza świni jako modułu uczenia się do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi.

Świnia jako moduł treningowy do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi

Celem tego artykułu jest zilustrowanie, jak zorganizować powtarzalne laboratorium do chirurgii krtani na niedrogich i bardzo podobnych zwierzęcych modelach krtani w celu poprawy wiedzy i umiejętności anatomicznych i chirurgicznych.

Nauka nowoczesnej chirurgii krtani w pracowni prosektoryjnej

Niniejszy artykuł opisuje zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu unaczynionego serca z zaktualizowaną techniką aseptyczną, analgezją i znieczuleniem.

Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji

Naprawa tętnicy wewnątrzszyjnej w modelu mysim po wstrzyknięciu przywraca przepływ krwi do tętnicy bez negatywnego wpływu na dystrybucję wstrzykniętego materiału. Naprawa miejsca wstrzyknięcia ułatwia kolejne wstrzyknięcia przez tę samą tętnicę i zapobiega niedokrwieniu mózgu u szczepów myszy, które nie mają pełnego koła Willisa.

Ułatwienie powtórnych iniekcji do tętnicy szyjnej w modelach mysich za pomocą nowatorskiej techniki naprawy miejsca wstrzyknięcia

Prezentujemy nowatorskie podejście do dwufotonowej mikroskopii dostarczania przez nowotwór znakowanych fluorescencyjnie nanocząstek tlenku żelaza do glejaka w modelu mysim.

Dwufotonowa mikroskopia przyżyteczna glejaka w modelu mysim

Protokół ten zawiera szczegółowy opis krok po kroku podejścia dla przewlekłego modelu myszy z przewlekłym oknem czaszki oraz mikronaczyniowym zatorem naczyniowym, zoptymalizowanego do mikroskopii in vivo dwufotonowej z użyciem fluorescencyjnych mikrosfer polistyrenowych.

Model mikronaczyniowej embolii myszy do mikroskopii in vivo dwufotonowej z wykorzystaniem fluorescencyjnych mikrosfer polistyrenowych

Przedstawiamy powtarzalny model myszy heterotopowej allotransplantacji naczyń tylnych kończyn do szyi, unaczynionej allotransplantacji. Ten protokół supermikrochirurgiczny, obejmujący anastomozę naczyń o średnicy 0,3-0,5 mm, integruje naprowadzanie z włókna nylonowego oraz mankietowanie żylne. Stanowi wiarygodną platformę do badań translacyjnych nad tolerancją, uszkodzeniem niedokrwienia i reperfuzją oraz mechanizmami immunologicznymi w naczyniowej allotransplantacji złożonej.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Poznaj mikrochirurgiczną metodę treningową wykorzystującą nieożywione modele zwierzęce, takie jak uda i skrzydła kurczaka. Technika ta pozwala ćwiczyć szycie tętnic udowej i ramiennej bez potrzeby używania żywych zwierząt.

Krok po kroku: Metoda treningu z mikrosurgicalnego łącząca dwa modele zwierzęce nieżyjące

Przeglądaj więcej filmów