Name: Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości węzłów chłonnych szyjnych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Poznaj technikę obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości węzłów chłonnych szyjnych myszy. Metoda umożliwia wizualizację morfologii, objętości i przepływu krwi oraz wykonanie biopsii pod kontrolą obrazu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez fundusz Dorothy D. Radford Endowment z West Virginia University Mary Babb Randolph Cancer Center. Korzystanie z West Virginia University Animal Models and Imaging Facility (AMIF) oraz Microscopy Imaging Facility (MIF) (wspieranego przez Mary Babb Randolph Cancer Center i granty NIH P20 RR16440, P30 RR032138/GM103488 i S10 RR026378) jest z wdzięcznością doceniane.

Wszystkie procedury na zwierzętach przedstawione w tym protokole zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Zachodniej Wirginii zgodnie z protokołami 11-0412 i 14-0514 oraz przeprowadzone zgodnie z zasadami i procedurami opisanymi w Przewodniku NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt.
1. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Znieczulij pojedynczą mysz w komorze indukcyjnej za pomocą 3% izofluoranu zmieszanego z 1,5 l/min 100% tlenu. Wyjąć zwierzę z komory indukcyjnej i umieścić w pozycji leżącej na platformie obrazowania podgrzanej do 40 °C i utrzymywanej w temperaturze 37-42 °C (rysunek 2A). Potwierdź znieczulenie przez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.</li>
	<li>Umieść pysk myszy w stożku podłączonym do systemu znieczulającego. Zastosuj znieczulenie, aby utrzymać sedację w stanie ustalonym (1,5% izofluoranu zmieszanego z 1,5 l/min 100% tlenu).</li>
	<li>Nałóż smar do oczu na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu. Nałóż żel elektrodowy na elektrody i użyj taśmy, aby przymocować każdą z czterech łap do odpowiedniej elektrody. Elektrody będą przesyłać EKG zwierzęcia do systemu obrazowania, aby umożliwić monitorowanie tętna i częstości oddechów. Nasmaruj i włóż sondę temperatury doodbytnicy w celu ciągłego monitorowania temperatury ciała. Normalna temperatura ciała myszy wynosi 36,9 °C. Zmiana 1-2 °C jest normalna w znieczuleniu.</li>
	<li>Użyj kremu do depilacji, aby usunąć sierść z szyi myszy. Opłucz okolice szyi gazą nasączoną wodą, aby usunąć włosy i nadmiar kremu do depilacji. Opcjonalnie użyj dodatkowej aplikacji kremu do depilacji, aby usunąć wszelkie pozostałe włosy na ciele (Rysunek 2B).</li>
</ol>
2. Identyfikacja i pozyskiwanie obrazu węzłów chłonnych szyjnych myszy za pomocą HFUS
<ol>
	<li>Na początek nałóż warstwę ocieplonego żelu ultradźwiękowego na obszar szyi pozbawiony sierści. Użyj obfitej aplikacji żelu, aby uzyskać optymalną jakość obrazu (ryc. 2C). Podczas aplikacji należy unikać wprowadzania pęcherzyków powietrza do żelu, które mogą zakłócać obrazowanie ultradźwiękowe.</li>
	<li>Ustaw platformę obrazowania pod kątem 20-30° tak, aby mysz była ustawiona z lekko uniesioną głową. Ta pozycja pomaga zapewnić optymalne tempo oddychania myszy. Umieść przetwornik 40 MHz poprzecznie w systemie montażowym i ostrożnie opuść go, aż przód głowicy skanującej przetwornika zostanie zanurzony w żelu ultradźwiękowym (Rysunek 2C). 
	UWAGA: Pamiętaj, aby nie wywierać nadmiernego nacisku na szyję myszy, ponieważ może to spowodować nadmierną niewydolność oddechową. Ponadto w przypadku obrazowania pomocne jest posiadanie buforu żelu między przetwornikiem a myszą.</li>
</ol>
Obrazowanie i wykrywanie węzłów chłonnych w trybie B:
<ol start="3">
	<li>Za pomocą komputera sterującego oprogramowaniem akwizycyjnym HFUS dostosuj ustawienia trybu jasności (B-) do następujących parametrów: Wzmocnienie 22 dB, głębokość 10,00 mm, szerokość 14,08 mm, 
	UWAGA: Te ustawienia są sugerowanym punktem wyjścia i mogą wymagać niewielkiej regulacji w celu optymalnego pozyskiwania obrazu między różnymi aplikacjami. Obserwuj normalne węzły chłonne szyjne jako owalne hipoechogeniczne struktury w pobliżu powierzchni skóry w otaczającym polu hiperechomicznym. Wygląd chorych węzłów chłonnych może się różnić w zależności od modelu. Aby systematycznie obrazować wszystkie węzły chłonne w okolicy szyi, wykonaj następujące czynności:
	<ol>
		<li>Użyj osi Y, aby zeskanować szyję w sposób czaszkowo-ogonowy w kierunku klatki piersiowej. Użyj osi X, aby wyśrodkować obraz.</li>
		<li>Zidentyfikuj główne punkty orientacyjne: jamę policzkową, język i tarczycę (ryc. 3A, B i C; odpowiednio); przechyl platformę obrazowania, aby w poziomie dostosować brzuszną powierzchnię szyi myszy, dzięki czemu obie strony szyi będą widoczne nawet na obrazie w trybie B. Stopień przechylenia zależy od fizjologii każdej myszy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadź skan 3D całego obszaru szyi od jamy policzkowej/okolicy języka do tarczycy, aby zmapować węzły chłonne i związane z nimi punkty orientacyjne na całej szyi.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj obszar języka/jamy policzkowej (Rysunek 3A) i zanotuj położenie numeryczne na skali Y.</li>
		<li>Zlokalizuj tarczycę (ryc. 3C) i zanotuj położenie numeryczne na skali Y.</li>
		<li>Obliczyć różnicę między uzyskanymi wartościami w (2.4.1) i (2.4.2), aby określić całkowitą długość w mm dla obrazowanego obszaru szyi.</li>
		<li>Użyj pokrętła Y, aby wyśrodkować przetwornik w punkcie środkowym wyznaczonej długości całkowitej.</li>
		<li>Naciśnij "3D". Wprowadź długość całkowitą. W przypadku rozmiaru kroku 3D użyj 0,076 mm, aby uzyskać stos serii obrazów dla całego obszaru szyi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu skanowania wybierz prawą lub lewą stronę szyi i wyśrodkuj głowicę na pojedynczym węźle chłonnym, który Cię interesuje, a następnie podnieś przetwornik 40 MHz z myszy. Usuń przetwornik 40 MHz i zastąp go przetwornikiem mikroskopowym 50 MHz (również w pozycji poprzecznej), aby uzyskać obrazy o wyższej rozdzielczości. Uzupełnij żel ultradźwiękowy na szyi myszy i opuść przetwornik 50 MHz do żelu ultradźwiękowego.</li>
</ol>
3D Obrazowanie Dopplerowskie
<ol start="6">
	<li>Wykonaj skany 3D za pomocą Power Doppler, aby ocenić objętość i unaczynienie poszczególnych węzłów chłonnych szyjnych w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Naciśnij przycisk zasilania na klawiaturze systemowej, aby uzyskać moc Doppera i dostosuj następujące ustawienia trybu zasilania: PRF 4 KHz, wzmocnienie dopplerowskie 34 dB, wzmocnienie 2D 30 dB, głębokość 5,00 mm, szerokość 4,73 mm. UWAGA: Tak jak poprzednio, te ustawienia są sugerowanym punktem wyjścia i mogą być modyfikowane w razie potrzeby w celu optymalnego uzyskania obrazu w różnych modelach.</li>
		<li>Zlokalizuj najbardziej wysunięty w czaszkę punkt węzła chłonnego będącego przedmiotem zainteresowania i zanotuj położenie na skali Y.</li>
		<li>Zlokalizuj najbardziej ogonowy punkt tego samego węzła i zanotuj położenie na skali Y.</li>
		<li>Obliczyć różnicę odległości, aby określić całkowitą długość węzła chłonnego (patrz krok 2.4.3).</li>
		<li>Wyśrodkuj przetwornik w punkcie środkowym wyznaczonej długości całkowitej, korzystając z lokalizacji w skali Y.</li>
		<li>Naciśnij "3D" i wprowadź całkowitą długość węzłów chłonnych. Użyj 0,051 mm dla rozmiaru kroku. 
		UWAGA: Ze względu na bliskość przetwornika do okolicy klatki piersiowej, przetwornik 50 MHz może powodować niestabilny obraz dopplerowski z powodu wykrycia normalnego ruchu oddechowego. Można to wyeliminować, korzystając z opcji "Bramkowanie oddechu" dostępnej w zakładce "Fizjologiczne".</li>
		<li>Otocz wybrany węzeł chłonny żółtym polem, które oznacza obszar, który ma być analizowany przez Power Doppler i wybierz "Skanowanie 3D", aby uzyskać obrazy. Podnieś przetwornik z myszy i przesuń go na przeciwną stronę szyi. Opuść przetwornik na mysz i powtórz czynności opisane powyżej, aby zobrazować węzły chłonne po tej stronie szyi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisywanie zestawów obrazów do późniejszej analizy.</li>
</ol>
3. Biopsja węzłów chłonnych szyjnych
<ol>
	<li>Wybierz żądany węzeł chłonny do biopsji i kontynuuj obrazowanie HFUS za pomocą głowicy 50 MHz. Wybierz największy widoczny szyjny węzeł chłonny po każdej stronie szyi myszy. Powiększenie węzłów chłonnych zazwyczaj wskazuje na reakcję zapalną, dlatego takie węzły są idealnymi kandydatami do biopsji. 
	UWAGA: Stwierdziliśmy, że bardzo trudno jest przeprowadzić biopsje węzłów szyjnych mniejszych niż 10 mm3.</li>
	<li>Przygotować igłę i strzykawkę do biopsji, umieszczając strzykawkę o pojemności 1 ml z dołączoną igłą o masie 27 G 0,5 cala w uchwycie strzykawki. Wyreguluj uchwyt igły, aby ustawić igłę pod kątem 90° względem szyjki myszy (Rysunek 4A).</li>
	<li>Przygotuj się, podnosząc całą platformę myszy do poziomu igły. Osiągnij to, usuwając silnik 3D i przełączając się na wyższą platformę lub umieszczając solidny przedmiot o odpowiedniej wysokości pod dostarczoną krótką platformą. W tym celu użyj plastikowego stojaka na probówki do mikrofuge. W razie potrzeby należy obrócić platformę o 180° w celu wykonania biopsji węzłów znajdujących się po stronie szyi naprzeciwko aparatu igłowego.</li>
	<li>Dostosuj ustawienia akwizycji, wybierając "Preferencje", a następnie wybierając "Maksymalny i rozszerzony bufor". Powiększ pole widzenia do głębokości 8,00 mm i szerokości 9,73 mm. Włączyć prowadnik igły za pomocą pokrętła ekranowe. Prowadnica igły przewidzi drogę igły na ekranie i pozwoli użytkownikowi ustawić interesujący go węzeł chłonny we właściwym miejscu do biopsji.</li>
	<li>Upewnij się, że węzeł chłonny pozostaje stale widoczny, wyśrodkowując węzeł chłonny pośrodku lub nieco na lewo od środka ekranu (Rysunek 4B). Aby uzyskać całą pętlę cine procedury, przed rozpoczęciem biopsji naciśnij przycisk Pre-trigger na klawiaturze systemu.</li>
	<li>Wyreguluj uchwyt igły, aż końcówka igły znajdzie się w polu widzenia i zetknie się ze skórą (Rysunek 4B). Przesuń igłę mocnym, szybkim naciśnięciem, aby nakłuć skórę. Kontynuuj przesuwanie igły, aż końcówka również przebije kapsułkę (Ryc. 4C) i będzie widoczna w rdzeniu (Ryc. 4D).</li>
	<li>Gdy igła zostanie prawidłowo umieszczona w węźle, delikatnie pociągnij tłok strzykawki z powrotem między granicami 200-300 μl, aby przeprowadzić biopsję (ryc. 4D i 4E). Należy pamiętać, że materiał biopsyjny zazwyczaj nie jest widoczny w strzykawce.</li>
	<li>Delikatnie wyjmij igłę z szyjki myszy. Zawartość strzykawki należy przelać do probówki o pojemności 1,5 ml. Wyjąć igłę ze strzykawki, pozostawiając igłę w probówce. Za pomocą tej samej strzykawki pobrać 1 ml pożywki biopsyjnej (z podwielokrotności, oddzielnie od źródła podstawowego), a następnie ponownie przymocować igłę do strzykawki, trzymając igłę w probówce.
	<ol>
		<li>Przepłukać strzykawkę i igłę pożywką do biopsji, wypychając pożywkę biopsyjną do probówki. 
		UWAGA: Nie należy odciągać tłoka, gdy igła jest przymocowana w żadnym momencie po biopsji. Zmniejsza to ryzyko utraty materiału biopsyjnego ze względu na mały rozmiar próbki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Potwierdzić zawartość węzłów chłonnych za pomocą środków histologicznych (ryc. 4F) i przeanalizować za pomocą dodatkowych metod (histochemia, cytometria przepływowa itp.), jeśli jest to właściwe.</li>
	<li>Po zakończeniu biopsji wyłącz znieczulenie i wyjmij sondę temperatury doodbytniczą. Usuń nadmiar żelu ultradźwiękowego z myszy za pomocą gazy i usuń taśmę z każdej łapy.</li>
	<li>Zdejmij mysz z platformy obrazowania i wróć do klatki. Może wystąpić minimalne krwawienie z miejsca biopsji, ale ustaje ono bez interwencji. Monitoruj mysz podczas odzyskiwania, aż do wznowienia pełnej aktywności.</li>
</ol>
4. Analiza obrazu węzłów chłonnych szyjnych
<ol>
	<li>W oprogramowaniu ultrasonograficznym wybierz obraz do analizy i przejdź do zakładki "Przetwarzanie obrazu". Wybierz "Załaduj do 3D".</li>
	<li>Wybierz "Zrekonstruowany obraz 3D" w lewym górnym rogu, klikając przycisk "Wyświetl pojedynczy panel". W razie potrzeby użyj funkcji powiększania, aby powiększyć obraz. Przełącz "Układ wyświetlania", aby wyświetlić obraz tylko w trybie B, który usuwa nakładkę Dopplera z widoku. Ułatwia to dostrzeżenie krawędzi węzła chłonnego podczas późniejszej analizy 3D. Przewiń serię obrazów, aby zlokalizować początek węzła chłonnego.</li>
	<li>Aby oznaczyć węzeł chłonny, przejdź do zakładki "Ustawienia 3D". Wybierz "głośność", a następnie przycisk "Start" obok "Równoległy".</li>
	<li>Narysuj kontury wokół obszaru zainteresowania na poszczególnych obrazach, przewijając. Kontynuuj, aż zostaną zaznaczone obrazy obejmujące cały węzeł chłonny. Wybierz "Zakończ", aby zakończyć analizę.</li>
	<li>U dołu obrazu zostanie automatycznie wyświetlona objętość 3D i % unaczynienia. 
	UWAGA: Objętość 3D odpowiada objętości węzłów chłonnych, a procent unaczynienia reprezentuje procent węzłów chłonnych dodatnich pod względem przepływu krwi za pomocą Dopplera mocy.</li>
	<li>Przełącz "Układ wyświetlania", aby wyświetlić obrazowanie dopplerowskie jako nakładkę na obraz w trybie B. Na powierzchni obserwuj widok netto obszaru zainteresowania objętością. Eksportuj obrazy w formacie tagged image file (TIF) lub skany 3D jako filmy (.avi) do dalszego wykorzystania.</li>
</ol>

<ol><li>Montone, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infectious+diseases+of+the+head+and+neck%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Clin+Pathol%22%5BJournal%5D)">Infectious diseases of the head and neck: a review.</a> Am J Clin Pathol. 128 (1), 35-67 (2007).</li>
<li>Bryson, T. C., Shah, G. V., Srinivasan, A., Mukherji, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+lymph+node+evaluation+and+diagnosis%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngol+Clin+North+Am%22%5BJournal%5D)">Cervical lymph node evaluation and diagnosis.</a> Otolaryngol Clin North Am. 45 (6), 1363-1383 (2012).</li>
<li>Joshi, P. S., Pol, J., Sudesh, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonography+-+A+diagnostic+modality+for+oral+and+maxillofacial+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp+Clin+Dent%22%5BJournal%5D)">Ultrasonography - A diagnostic modality for oral and maxillofacial diseases.</a> Contemp Clin Dent. 5 (3), 345-351 (2014).</li>
<li>Oz, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+clinical+and+sonographic+features+in+55+children+with+tularemia%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+Zoonotic+Dis%22%5BJournal%5D)">Evaluation of clinical and sonographic features in 55 children with tularemia.</a> Vector Borne Zoonotic Dis. 14 (8), 571-575 (2014).</li>
<li>Niedzielska, G., Kotowski, M., Niedzielski, A., Dybiec, E., Wieczorek, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+lymphadenopathy+in+children--incidence+and+diagnostic+management%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pediatr+Otorhinolaryngol%22%5BJournal%5D)">Cervical lymphadenopathy in children--incidence and diagnostic management.</a> Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 71 (1), 51-56 (2007).</li>
<li>Ying, M., Bhatia, K. S., Lee, Y. P., Yuen, H. Y., Ahuja, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+ultrasonography+of+malignant+neck+nodes%3A+greyscale%2C+Doppler%2C+contrast+enhancement+and+elastography%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Imaging%22%5BJournal%5D)">Review of ultrasonography of malignant neck nodes: greyscale, Doppler, contrast enhancement and elastography.</a> Cancer Imaging. 13 (4), 658-669 (2013).</li>
<li>Stoeckli, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+staging+of+the+neck+in+head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%3A+a+comparison+of+CT%2C+PET%2FCT%2C+and+ultrasound-guided+fine-needle+aspiration+cytology%5BTitle%5D)+AND+%22Head+Neck%22%5BJournal%5D)">Initial staging of the neck in head and neck squamous cell carcinoma: a comparison of CT, PET/CT, and ultrasound-guided fine-needle aspiration cytology.</a> Head Neck. 34 (4), 469-476 (2012).</li>
<li>Rottey, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+metastatic+lymph+nodes+in+head+and+neck+cancer%3A+a+comparative+study+between+palpation%2C+ultrasonography%2C+ultrasound-guided+fine+needle+aspiration+cytology+and+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Clin+Belg%22%5BJournal%5D)">Evaluation of metastatic lymph nodes in head and neck cancer: a comparative study between palpation, ultrasonography, ultrasound-guided fine needle aspiration cytology and computed tomography.</a> Acta Clin Belg. 61 (5), 236-241 (2006).</li>
<li>Greco, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+biomicroscopy+in+small+animal+research%3A+applications+in+molecular+and+preclinical+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Ultrasound biomicroscopy in small animal research: applications in molecular and preclinical imaging.</a> J Biomed Biotechnol. 2012, (2012).</li>
<li>Chen, J. J., Fu, S. Y., Chiang, C. S., Hong, J. H., Yeh, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+tumor+vasculature+distributions+in+central+and+peripheral+regions+based+on+Doppler+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Phys%22%5BJournal%5D)">Characterization of tumor vasculature distributions in central and peripheral regions based on Doppler ultrasound.</a> Med Phys. 39 (12), 7490-7498 (2012).</li>
<li>El Kaffas, A., Giles, A., Czarnota, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-dependent+response+of+tumor+vasculature+to+radiation+therapy+in+combination+with+Sunitinib+depicted+by+three-+dimensional+high-frequency+power+Doppler+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Dose-dependent response of tumor vasculature to radiation therapy in combination with Sunitinib depicted by three- dimensional high-frequency power Doppler ultrasound.</a> Angiogenesis. 16 (2), 443-454 (2013).</li>
<li>Bachawal, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Earlier+detection+of+breast+cancer+with+ultrasound+molecular+imaging+in+a+transgenic+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Earlier detection of breast cancer with ultrasound molecular imaging in a transgenic mouse model.</a> Cancer Res. 73 (6), 1689-1698 (2013).</li>
<li>Loveless, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+assessing+the+microvasculature+in+a+murine+tumor+model+using+contrast-enhanced+ultrasonography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ultrasound+Med%22%5BJournal%5D)">A method for assessing the microvasculature in a murine tumor model using contrast-enhanced ultrasonography.</a> J Ultrasound Med. 27, 12-1699 (2008).</li>
<li>Snyder, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complementarity+of+ultrasound+and+fluorescence+imaging+in+an+orthotopic+mouse+model+of+pancreatic+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer.</a> BMC Cancer. 9, 106(2009).</li>
<li>Kodama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volumetric+and+angiogenic+evaluation+of+antitumor+effects+with+acoustic+liposome+and+high-frequency+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Volumetric and angiogenic evaluation of antitumor effects with acoustic liposome and high-frequency ultrasound.</a> Cancer Res. 71 (22), 6957-6964 (2011).</li>
<li>Hwang, M., Hariri, G., Lyshchik, A., Hallahan, D. E., Fleischer, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+quantified+contrast-enhanced+sonography+with+in+vivo+tumor+response%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ultrasound+Med%22%5BJournal%5D)">Correlation of quantified contrast-enhanced sonography with in vivo tumor response.</a> J Ultrasound Med. 29 (4), 597-607 (2010).</li>
<li>Li, L., Mori, S., Sakamoto, M., Takahashi, S., Kodama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+lymph+node+metastasis+via+afferent+lymphatic+vessels+for+development+of+imaging+modalities%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mouse model of lymph node metastasis via afferent lymphatic vessels for development of imaging modalities.</a> PLoS One. 8 (2), e55797(2013).</li>
<li>Springer, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+and+identification+of+etiologies+involved+in+the+development+of+acquired+hydronephrosis+in+aged+laboratory+mice+with+the+use+of+high-frequency+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Pathobiol+Aging+Age+Relat+Dis%22%5BJournal%5D)">Investigation and identification of etiologies involved in the development of acquired hydronephrosis in aged laboratory mice with the use of high-frequency ultrasound imaging.</a> Pathobiol Aging Age Relat Dis. 4, (2014).</li>
<li>Papadopoulos, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Mouse+Model+for+Pathogen-induced+Chronic+Inflammation+at+Local+and+Systemic+Sites%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A Mouse Model for Pathogen-induced Chronic Inflammation at Local and Systemic Sites.</a> J Vis Exp. (90), (2014).</li>
<li>Vulcano, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+infection+with+enteropathogenic+Escherichia+coli+triggers+immune+response+and+intestinal+histological+alterations+in+mice+selected+for+their+minimal+acute+inflammatory+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol+Immunol%22%5BJournal%5D)">Oral infection with enteropathogenic Escherichia coli triggers immune response and intestinal histological alterations in mice selected for their minimal acute inflammatory responses.</a> Microbiol Immunol. 58 (6), 352-359 (2014).</li>
<li>Myers, J. N., Holsinger, F. C., Jasser, S. A., Bekele, B. N., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+orthotopic+nude+mouse+model+of+oral+tongue+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">An orthotopic nude mouse model of oral tongue squamous cell carcinoma.</a> Clin Cancer Res. 8 (1), 293-298 (2002).</li>
<li>Kanojia, D., Vaidya, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((4-nitroquinoline-1-oxide+induced+experimental+oral+carcinogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Oncol%22%5BJournal%5D)">4-nitroquinoline-1-oxide induced experimental oral carcinogenesis.</a> Oral Oncol. 42 (7), 655-667 (2006).</li>
<li>Van den Broeck, W., Derore, A., Simoens, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+and+nomenclature+of+murine+lymph+nodes%3A+Descriptive+study+and+nomenclatory+standardization+in+BALB%2FcAnNCrl+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">Anatomy and nomenclature of murine lymph nodes: Descriptive study and nomenclatory standardization in BALB/cAnNCrl mice.</a> J Immunol Methods. 312 (1-2), 12-29 (2006).</li>
<li>Walk, E. L., McLaughlin, S., Coad, J., Weed, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+high+frequency+ultrasound+to+monitor+cervical+lymph+node+alterations+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Use of high frequency ultrasound to monitor cervical lymph node alterations in mice.</a> PLoS One. 9 (6), e100185(2014).</li>
<li>Pezold, J. C., Zinn, K., Talbert, M. A., Desmond, R., Rosenthal, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+ultrasonography+to+evaluate+murine+orthotopic+oral+cavity+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22ORL+J+Otorhinolaryngol+Relat+Spec%22%5BJournal%5D)">Validation of ultrasonography to evaluate murine orthotopic oral cavity tumors.</a> ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 68 (3), 159-163 (2006).</li>
<li>Sano, D., Myers, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metastasis+of+squamous+cell+carcinoma+of+the+oral+tongue%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Metastasis+Rev%22%5BJournal%5D)">Metastasis of squamous cell carcinoma of the oral tongue.</a> Cancer Metastasis Rev. 26 (3-4), 645-662 (2007).</li>
<li>Sano, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+combination+anti-endothelial+growth+factor+receptor+and+anti-vascular+endothelial+growth+factor+receptor+2+targeted+therapy+on+lymph+node+metastasis%3A+a+study+in+an+orthotopic+nude+mouse+model+of+squamous+cell+carcinoma+of+the+oral+tongue%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">The effect of combination anti-endothelial growth factor receptor and anti-vascular endothelial growth factor receptor 2 targeted therapy on lymph node metastasis: a study in an orthotopic nude mouse model of squamous cell carcinoma of the oral tongue.</a> Arch Otolaryngol Head Neck Surg. 135 (4), 411-420 (2009).</li>
<li>Tang, X. H., Knudsen, B., Bemis, D., Tickoo, S., Gudas, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+cavity+and+esophageal+carcinogenesis+modeled+in+carcinogen-treated+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Oral cavity and esophageal carcinogenesis modeled in carcinogen-treated mice.</a> Clin Cancer Res. 10 (1 Pt 1), 301-313 (2004).</li>
<li>Vitale-Cross, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+carcinogenesis+models+for+evaluating+molecular-+targeted+prevention+and+treatment+of+oral+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Prev+Res+%28Phila%29%22%5BJournal%5D)">Chemical carcinogenesis models for evaluating molecular- targeted prevention and treatment of oral cancer.</a> Cancer Prev Res (Phila). 2, 419-422 (2009).</li>
</ol>

Koszty publikacji tego artykułu są sponsorowane przez Visual Sonics.

Opisany protokół pozwala na wizualizację i ocenę in situ mysich węzłów chłonnych szyjnych za pomocą nieinwazyjnego obrazowania HFUS. Zastosowanie obrazowania dopplerowskiego w trybie B i mocy do wizualizacji morfologii, objętości i przepływu krwi w węzłach chłonnych szyjnych umożliwia eksperymentalną analizę przedklinicznych systemów modeli mysich podobnych do tych stosowanych do charakterystyki węzłów szyjnych pacjenta w praktyce klinicznej. Możliwość monitorowania węzłów chłonnych szyjki macicy za pomocą biopsji cienkoigłowej stanowi również przydatną technikę wykrywania zmian w komórkach odpornościowych i obecności obcych typów komórek lub bakterii podczas limfadenopatii wywołanych chorobą jamy ustnej u myszy. Łatwość użycia i niski koszt związany z HFUS pozwala na szybkie badanie przesiewowe stanu węzłów chłonnych szyjnych w szerokiej gamie modeli zwierzęcych.
Kluczowym krokiem w tym protokole jest wstępna pomyślna identyfikacja węzłów chłonnych szyjnych na obrazach HFUS. Nasza placówka posiada asortyment przetworników HFUS zgodnie z opisem, dzięki czemu wykorzystaliśmy je do uzyskania najwyższej jakości obrazów. Jeśli jednak opisywane przez nas przetworniki są niedostępne, istnieje możliwość dostosowania obrazowania za pomocą innych przetworników. W tym celu wystarczy dostosować głębię i szerokość obrazu, aby uzyskać odpowiedni obraz. Rozdzielczość takich obrazów może się różnić, ale nadal powinno być możliwe uzyskanie obrazów wysokiej jakości za pomocą HFUS. Obrazowanie punktów orientacyjnych jamy ustnej i tarczycy znacznie pomoże w zorientowaniu użytkownika we właściwym regionie, w którym zlokalizowane są węzły chłonne. Charakterystyczny owalny, hipoechogeniczny charakter i powierzchowne położenie blisko powierzchni skóry pozwala na szybką potwierdzoną identyfikację węzłów chłonnych szyjnych w obrębie właściwej okolicy szyi. Podczas gdy wszystkie trzy węzły mogą być widoczne w jednej płaszczyźnie obrazowania (rysunek 3B), zazwyczaj jeden lub dwa węzły są rejestrowane podczas obrazowania. Można wprowadzić drobne korekty położenia przetwornika, aby uwidocznić różne płaszczyzny obrazowania, co pozwala na wizualizację wszystkich węzłów po jednej stronie szyjki.
Chociaż stwierdziliśmy, że opisana technika jest wiarygodna w identyfikacji węzłów chłonnych szyjnych, istnieją pewne ograniczenia w technice obrazowania i biopsji. Powierzchowny charakter węzłów chłonnych szyjnych myszy powoduje nadmierną ruchomość, gdy nawet niewielki nacisk jest wywierany na skórę przez głowicę głowicy. Można temu przeciwdziałać, powoli nakładając głowicę przetwornika do żelu ultradźwiękowego na szyi myszy, aż do zidentyfikowania obrazów orientacyjnych. Ruchomość węzłów chłonnych może również komplikować biopsję cienkoigłową, zwłaszcza w przypadku stosowania głowic w zakresie wyższej rozdzielczości (50 MHz). Wyśrodkowane obrazy węzłów chłonnych do biopsji są zwykle wypychane poza pole widzenia ze względu na siłę igły biopsyjnej potrzebnej do nakłucia leżącej nad nią skóry i torebki. Można temu zaradzić poprzez przesunięcie węzła chłonnego w kierunku wprowadzenia igły, zapewniając przestrzeń na przepchnięcie węzła chłonnego, ale nadal pozostając w polu widzenia podczas biopsji. Z naszego doświadczenia wynika, że węzły chłonne >10mm3 są bardzo trudne do biopsji i często są popychane przez igłę, a nie penetrowane podczas wprowadzania igły. Dlatego biopsja jest najlepiej zarezerwowana dla powiększonych węzłów chłonnych, których rozmiar wynosi >10 mm3 , aby zapewnić wystarczającą wielkość węzła docelowego i stabilność w odcinku szyjnym. Ponadto materiał biopsyjny może nie zawierać wystarczającej liczby komórek do zabiegów, w których wymagana jest większa liczba komórek (np. cytometria przepływowa).  
HFUS został wykorzystany do skutecznej wizualizacji ortotopowych guzów HNSCC25 i ma potencjał do monitorowania przerzutów do węzłów szyjnych u myszy z guzami jamy ustnej24. Oprócz ultradźwięków, obrazowanie bioluminescencyjne zostało również wykorzystane do wizualizacji ortotopowego tworzenia się guza jamy ustnej i przerzutów do węzłów chłonnych szyjnych u żywych myszy26,27. Jako alternatywne podejście, obrazowanie bioluminescencyjne ma wyraźną przewagę nad HFUS, ponieważ jest w stanie bezpośrednio określić ilościowo progresję guza i obciążenie przerzutami w czasie u tego samego zwierzęcia. Chociaż obrazowanie bioluminescencyjne jest niezaprzeczalnie przydatne, nie jest w stanie zmierzyć wielu parametrów wizualizowanych przez HFUS, w tym morfologii węzłów chłonnych, objętości węzłów chłonnych lub przepływu krwi. Obrazowanie bioluminescencyjne wymaga również specjalistycznych ciemnych pudełek do utrzymania myszy podczas obrazowania, co sprawia, że technika ta nie nadaje się do adaptacji do biopsji cienkoigłowej.
Co więcej, obrazowanie bioluminescencyjne wymaga produkcji komórek nowotworowych, które stabilnie wyrażają enzym lucyferazy, co pozwala na stosowanie tej techniki tylko w przypadkach ksenoprzeszczepów ortotopowych z komórkami nowotworowymi transfekowanymi lucyferazy u myszy z obniżoną odpornością lub z indukowalnymi specyficznymi tkankowo systemami transgenicznymi, które ograniczają ekspresję lucyferazy w sposób czasoprzestrzenny specyficzny dla tkanki pochodzenia nowotworowego. W przeciwieństwie do tego, HFUS może być stosowany w połączeniu z obrazami bioluminescencyjnymi w tych modelach, a także jest zdolny do obrazowania węzłów chłonnych szyjki macicy w modelach nowotworów jamy ustnej wywołanych przez czynniki rakotwórcze u myszy z kompletnym układem odpornościowym28,29. Podczas gdy HFUS może być bardziej przystosowany do większości mysich modeli raka jamy ustnej, połączone informacje, które można uzyskać z obrazowania bioluminescencji i HFUS w systemach, w których komórki nowotworowe wyrażają lucyferazy, mogą zapewnić pełniejszy obraz zajęcia węzłów chłonnych szyjnych niż każda z tych metod obrazowania osobno.
Zdolność do identyfikacji i wykrywania węzłów chłonnych szyjnych myszy w czasie rzeczywistym pozwala na stosowanie tej techniki w większości modeli chorób jamy ustnej, które skutkują zapalną limfadenopatią, w której zwierzę może być utrzymywane w pozycji odwróconej w krótkotrwałym znieczuleniu. Wykrycie przerzutów do węzłów chłonnych lub infekcji bakteryjnej i związany z tym wpływ na morfologię węzłów chłonnych u żywych zwierząt stanowi znaczącą korzyść w porównaniu z tradycyjnymi metodami, które wymagają usunięcia węzłów chłonnych od martwych zwierząt w celu przetworzenia histologicznego. Połączenie HFUS z biopsją cienkoigłową pozwala na przeprowadzanie rutynowej analizy patologicznej węzłów chłonnych szyjki macicy, podobnej do tej, która jest przeprowadzana w klinice, zapewniając ulepszoną metodę monitorowania postępu choroby w większości obecnych mysich modeli chorób jamy ustnej.

Drenaż limfatyczny śródmiąższowego płynu tkankowego jest główną metodą rozprzestrzeniania się zakaźnych mikroorganizmów i nowotworów powstających w okolicy ustnej i szczękowo-twarzowej1,2. Ocena kliniczna węzłów chłonnych szyjnych jest powszechną praktyką diagnostyczną stosowaną w celu określenia obecności lub progresji chorób wywodzących się z jamy ustnej. Podkreśla to znaczenie pobierania węzłów chłonnych szyjnych jako cennych miejsc anatomicznych w diagnostyce chorób jamy ustnej3. Kilka specjalistycznych metodologii obrazowania jest klinicznie wykorzystywanych do identyfikacji chorych węzłów chłonnych szyjnych. Należą do nich pozytonowa tomografia emisyjna (PET), tomografia komputerowa (CT) i rezonans magnetyczny (MR). Chociaż metody te są bardzo cenne, wszystkie te wymagają intensywnego przygotowania pacjenta, wysoce specjalistycznego sprzętu i/lub infuzji chemicznej do krążenia, aby umożliwić lub usprawnić proces obrazowania.
Obrazowanie ultrasonograficzne (ultradźwięki; US) jest powszechnie stosowaną techniką stosowaną do obrazowania węzłów chłonnych szyjnych z powiększeniem węzłów chłonnych z powodu infekcji lub zajęcia przerzutów4-6. USG jest często łączony z obrazowaniem PET-CT i MR w celu zapewnienia kompleksowego przedstawienia stanu węzłów chłonnych pacjenta, pomagając określić stopień zaawansowania guza i konieczność wycięcia chirurgicznego7. Nieinwazyjny charakter USG ma również nieodłączne zalety w porównaniu z innymi metodami obrazowania, w tym łatwość użycia, niski koszt, minimalny dyskomfort pacjenta i przygotowanie. Powierzchowne podskórne umiejscowienie większości węzłów chłonnych szyjnych pozwala USG na prowadzenie minimalnie inwazyjnych biopsji aspiracyjnych cienkoigłowych ze zwiększoną precyzją, poprawiając dokładność diagnostyczną8.
Komercyjna wysoka częstotliwość (HF) US zapewnia szczegółową rozdzielczość wewnętrznych struktur anatomicznych do 30 μm9. Wykorzystując przetworniki w zakresie częstotliwości 22-70 MHz, HFUS został z łatwością zastosowany w różnych eksperymentalnych systemach gryzoni, aby umożliwić obrazowanie narządów wewnętrznych in vivo w czasie rzeczywistym. HFUS został przystosowany do wizualizacji powstawania guza w konwencjonalnym trybie jasności (B), a także z wieloma ogólnymi i specjalistycznymi środkami wzmacniającymi kontrast9. Korzystanie z Power Doppler z HFUS zapewnia możliwość monitorowania przepływu krwi w guzach myszy, umożliwiając kompleksową ocenę perfuzji angiogennej u żywych myszy10,11. HFUS został wykorzystany do wizualizacji chorych węzłów chłonnych myszy w głównej jamie ciała, wykazując równoległą użyteczność tej technologii w praktyce klinicznej. W szczególności zmiany zapalne i przerzutowe trzewnych węzłów chłonnych zaobserwowano w mysich modelach raka z guzami piersi12,13, trzustki14, jelita grubego15 i płuc16, a także włóknistych histocytomów17 i starzejącego się mysiego modelu nabytego wodonercza18. Przykłady te potwierdzają wartość HFUS jako potężnego narzędzia badawczego w zakresie powiększenia węzłów chłonnych wywołanych nowotworem w wielu różnych układach gryzoni.  
Opracowano kilka modeli zakażenia bakteryjnego19,20 oraz raka płaskonabłonkowego głowy i szyi (HNSCC)21,22 w celu zbadania tych chorób w warunkach przedklinicznych. W przeciwieństwie do ludzi, myszy zawierają trzy węzły chłonne szyjne, które badają limfę z tkanek jamy ustnej (żuchwa, żuchwa podżuchwowa i ślinianka przyusznapowierzchowna 23). Niedawno informowaliśmy o zastosowaniu HFUS do mapowania lokalizacji i morfologii tych węzłów chłonnych, monitorowania zmian objętości węzłów chłonnych i przepływu krwi w mysim modelu HNSCC24 wywołanym przez czynnik rakotwórczy. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół stosowania HFUS do identyfikacji, obrazowania i analizy węzłów chłonnych szyjnych u żywych myszy. Protokół ten pokazuje również możliwość wykorzystania HFUS do przeprowadzania biopsji cienkoigłowej pod kontrolą obrazowania powiększonych węzłów chłonnych szyjki macicy, umożliwiając histologiczne monitorowanie zmian w zawartości węzłów chłonnych szyjnych i patologii w czasie u tego samego zwierzęcia. Protokół ten można łatwo dostosować, aby umożliwić szczegółowe badanie patologii węzłów chłonnych szyjnych wynikających z jakiejkolwiek inwazyjnej choroby jamy ustnej u myszy.

<table><tbody><tr><td>Vevo2100 System obrazowania mikroultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości, ze zintegrowanym oprogramowaniem w wersji 1.6.0</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Power Dopper Mode i 3D</td><td>Mode VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>VS-11952; VS-11484</td><td></td></tr><tr><td>Kompaktowy system anestezjologiczny Vevo</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zintegrowany system szynowy Vevo z silnikiem 3D i mikromanipulatorem do wstrzykiwań</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>SA-11983</td><td></td></tr><tr><td>Podgrzewacz do żelu Thermasonic</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td></td><td>Opcjonalnie</td></tr><tr><td>Przetworniki &ndash; MS-550D (Częstotliwość szerokopasmowa: 22 MHz - 55 MHz)</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>VS-11960</td><td>Określany jako Przetwornik 40 MHz</td></tr><tr><td>&ndash; MS-700 (Częstotliwość szerokopasmowa: 30 MHz - 70 MHz)</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>VS-12026</td><td>Określany jako przetwornik 50 MHz</td></tr><tr><td>Maść okulistyczna</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-888-1663</td><td></td></tr><tr><td>Żel elektrodowy</td><td>Parker Laboratories</td><td>174-1525</td><td></td></tr><tr><td>Taśma</td><td>Prasa do sztuki medycznej</td><td>174-153000</td><td></td></tr><tr><td>Produkty do</td> <td>kremu do depilacji</td> Carter<td></td><td></td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td>Zaopatrzenie ogólne Gaza</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-907</td><td></td></tr><tr><td>Ogólne zaopatrzenie</td><td></td><td></td><td>w wodę</td></tr><tr><td>Żel smarujący</td><td>Parker Laboratories</td><td>57-05</td><td></td></tr><tr><td>Żel do ultradźwięków</td><td>Parker Laboratories</td><td>01-50</td><td></td></tr><tr><td>Stojak na probówki do mikrowirówek</td><td>Zaopatrzenie ogólne</td><td></td><td>Służy do podnoszenia platformy myszy w celu uzyskania optymalnej pozycji do biopsji</td></tr><tr><td>Igła 27 G i frac12 cala ze strzykawką 1 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-87</td><td></td></tr><tr><td>ThinPrep PreservCyt Solution</td><td>Hologic</td><td>70097-002</td><td>Określany jako podłoże do biopsji</td></tr><tr><td>Probówki do mikrowirówek</td><td>Ogólne zaopatrzenie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Procesor Thinprep 2000</td><td>Cytyc, Marlborough, MA</td><td></td><td>Niebieski filtr</td></tr><tr><td>Olympus AX70 Provis Mikroskop</td><td>Olympus, Center Valley, PA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości węzłów chłonnych szyjnych myszy

High-frequency Ultrasound Imaging of Mouse Cervical Lymph Nodes

Ultradźwięki wysokiej częstotliwości (HFUS) są szeroko stosowane jako nieinwazyjna metoda obrazowania wewnętrznych struktur anatomicznych w eksperymentalnych układach małych zwierząt. HFUS ma zdolność wykrywania struktur o wielkości zaledwie 30 μm, co zostało wykorzystane do wizualizacji powierzchownych węzłów chłonnych u gryzoni w trybie jasności (B). Połączenie Power Doppler z obrazowaniem w trybie B pozwala na pomiar przepływu krwi w krążeniu w węzłach chłonnych i innych narządach. Podczas gdy HFUS został wykorzystany do obrazowania węzłów chłonnych w wielu systemach modeli mysich, szczegółowy protokół opisujący obrazowanie HFUS i charakterystykę węzłów chłonnych szyjnych u myszy nie został zgłoszony. Tutaj pokazujemy, że HFUS można dostosować do wykrywania i charakteryzowania węzłów chłonnych szyjnych u myszy. Połączone obrazowanie dopplerowskie w trybie B i mocy może być stosowane do wykrywania wzrostu przepływu krwi w immunologicznie powiększonych węzłach szyjnych. Opisano również zastosowanie obrazowania w trybie B do przeprowadzania biopsji cienkoigłowych węzłów chłonnych szyjnych w celu pobrania tkanki limfatycznej do analizy histologicznej. Na koniec opisano kroki wspomagane oprogramowaniem w celu obliczenia zmian objętości węzłów chłonnych i wizualizacji zmian w morfologii węzłów chłonnych po rekonstrukcji obrazu. Możliwość wizualnego monitorowania zmian w biologii węzłów chłonnych szyjnych w czasie zapewnia prostą i skuteczną technikę nieinwazyjnego monitorowania zmian w węzłach chłonnych szyjnych w przedklinicznych mysich modelach choroby jamy ustnej.

Ogólny schemat procedur obrazowania i biopsji przedstawiono na Rysunku 1. Kluczowe etapy procedury obejmują odpowiednie przygotowanie myszy do obrazowania, identyfikację węzłów chłonnych szyjnych, prawidłowe przygotowanie i przeprowadzenie biopsji igłowej oraz analizę obrazów B-mode i Dopplera w celu pomiaru objętości oraz stopnia unaczynienia każdego z wybranych węzłów przy użyciu oprogramowania komputerowego.
Obrazowanie HFUS węzłów chłonnych szyi myszy wymaga zastosowania i utrzymania odpowiedniej anestezji przez cały okres badania (Rycina 2A), a także całkowitego usunięcia sierści z całego obszaru szyi (Rycina 2B). Obfite nałożenie żelu do USG na zdepilowany obszar zapewnia wyraźny sygnał HFUS podczas procedury (Rycina 2C).
Obrazowanie HFUS obszaru szyi jest ułatwione dzięki wizualizacji szyjnych punktów orientacyjnych, które dają charakterystyczne obrazy sonograficzne. Rycina 3 przedstawia przykłady kluczowych narządów (Rycina 3A-C), szyjnych węzłów chłonnych w trybie B (Rycina 3D) oraz w trybie Power Doppler (Rycina 3E).
Obrazowanie HFUS w czasie rzeczywistym u znieczulonych myszy umożliwia prowadzoną biopsję cienkoigłową węzłów szyjnych, analogicznie do procedur stosowanych w praktyce klinicznej. Umieszczenie igły do biopsji oraz dołączonej strzykawki do pobierania w sterującym urządzeniu mikroinżektorze przedstawiono na Rysunku 4A. Kolejne obrazy sonograficzne w trybie B pokazują optymalne rozmieszczenie igły przed biopsją (Rysunek 4B), wprowadzenie czubka igły do węzła chłonnego szyjnego (Rysunek 4C) oraz pozycję igły podczas biopsji (Rysunek 4D). Powiększony obraz przedstawia czubek igły w rdzeniu węzła chłonnego (Rysunek 4E). Przetwarzanie materiału z biopsji za pomocą cytocentryfugi ujawnia liczne skupiska komórek limfoidalnych i powiązaną z nimi tkankę łączną, co potwierdza pomyślne wykonanie biopsji węzła chłonnego (Rysunek 4F).
Analiza obrazów HFUS oparta na metodach obliczeniowych pozwala na uzyskanie szczegółowych informacji dotyczących architektury, objętości oraz przepływu naczyniowego węzła chłonnego. Wykorzystując tryb power Doppler oraz pomiary objętości 3D, można obliczyć procent naczyniowości (PV) z serii obrazów obejmujących całe węzły (Rysunek 5A). Ponadto obrazowanie 3D umożliwia wirtualną rekonstrukcję węzła chłonnego, ujawniając ogólną topografię węzła chłonnego (Rysunek 5B).
<img alt="Schemat procesu obrazowania ultradźwiękowego, biopsji i analizy u myszy; obejmuje częstotliwości MHz i konfigurację biopsji." src="/files/ftp_upload/52718/52718fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Schematyczna analiza etapów diagnostycznego obrazowania HFUS węzłów chłonnych szyjnych u myszy. Kluczowe etapy obejmują: 1: Przygotowanie myszy do obrazowania HFUS i uzyskanie obrazów o rozdzielczości 40 i 50 MHz obszaru szyi zawierającego trzy szyjne węzły chłonne myszy. 2: Biopsja cienkoigłowa węzłów chłonnych szyjnych pod kontrolą obrazową i późniejsza analiza histologiczna pobranego materiału. 3: Komputerowa analiza obrazów i rekonstrukcja 3D obrazów węzłów chłonnych uzyskanych w trybie B i Doppler w celu określenia odpowiednio objętości węzłów chłonnych oraz procentowego (%) przepływu naczyniowego.
<img alt="Układ obrazowania 3D dla modelu mysiego; stacja eksperymentalna, analiza wielospektralna, proces obrazowania." src="/files/ftp_upload/52718/52718fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Przegląd systemu wysokorozdzielczego mikroobrazowania in vivo do oceny i biopsji węzłów chłonnych szyjnych. (A) Przedstawiono system HFUS z znieczuloną myszą przygotowaną do obrazowania węzłów chłonnych szyjnych. Pokazano również akcesoria w postaci mikroinjektora (MI) oraz stołu z silnikiem 3D (3D MS). (B) Zbliżenie znieczulonej myszy przygotowanej do obrazowania HFUS z usuniętym włosem w okolicy szyi. (C) Ta sama mysz z przetwornikiem 50 MHz umieszczonym na szyi. Zwróć uwagę na dodatkowy żel ultradźwiękowy użyty w celu ułatwienia obrazowania okolicy szyi.
<img alt="Schemat ultrasonograficzny: jama ustna, język, gruczoły żuchwowe, tarczyca, gruczoł ślinowy przyuszny, opisane elementy." src="/files/ftp_upload/52718/52718fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Reprezentatywne obrazy anatomii szyi w wysokoczęstotliwościowym USG (HFUS) w trybie B i power Doppler. (A, B) Obrazy w trybie B jamy ustnej, przedstawiające jamę ustną (BC) i język (T) z obrazowania najbliżej jamy nosowej. Trzy węzły chłonne szyjne znajdujące się po każdej stronie szyi (oznaczone jako M, żuchwowe; SM, podżuchwowe; SP, powierzchowne przyuszne) widoczne jako grupa struktur hipoechogenicznych w jednej płaszczyźnie obrazowania, jak pokazano na (B). (C) Tarczyca (Th) widoczna w górnym regionie klatki piersiowej, prezentująca się jako lita, echogeniczna struktura w kształcie motyla. Obrazy (A-C) wykonano przetwornikiem 40 MHz; pasek skali = 1 mm. (D, E) Reprezentatywne obrazy prawidłowych (D) i powiększonych (E) węzłów chłonnych szyjnych w trybie B i power Doppler (kolor czerwony). Linie przerywane obrysowują poszczególne węzły chłonne. Pasek skali = 0.5 mm.
<img alt="Układ do biopsji pod kontrolą USG i procedura; wprowadzanie igły i analiza komórkowa w cytologii." src="/files/ftp_upload/52718/52718fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Układ do biopsji węzła chłonnego szyjnego, obrazowanie i analiza cytospin materiału biopsyjnego. (A) Platforma obrazująca przedstawiająca mikroinżektor i umiejscowienie igły w pobliżu szyi myszy. Szeroki statyw na probówki do mikrocentryfugi (pomarańczowy blok) służy do lekkiego podniesienia platformy, co umożliwia prawidłowe umieszczenie igły, zachowując jednocześnie miejsce na stolik z silnikiem 3D. Taki układ minimalizuje czas poświęcony na usuwanie stolika silnikowego dla każdej myszy. (B-D) Obrazy HFUS całego obszaru szyi pobrane z nagrania wideo biopsji węzła chłonnego szyjnego z użyciem przetwornika 50 MHz. (B) Obraz HFUS w trybie B przedstawiający igłę umieszczoną z boku szyi przed biopsją. Końcówka igły to struktura hiperechogeniczna znajdująca się tuż poniżej pozycji prowadnicy igły (zielona przerywana linia) nałożonej podczas obrazowania w celu oznaczenia trajektorii igły. Węzeł chłonny znajduje się w centrum obrazu. Pasek skali = 1 mm. (C) Wprowadzenie igły do węzła chłonnego. (D) Biopsja węzła chłonnego szyjnego. (E) Powiększony obraz biopsji węzła chłonnego szyjnego. Pasek skali = 0.5 mm. (F) Analiza cytospin reprezentatywnego materiału z biopsji węzła chłonnego potwierdzająca prawidłowe wykonanie biopsji. Pasek skali = 100 µm.
<img alt="Analiza obrazowania ultradźwiękowego, pomiar objętości 3D, system Vevo 2100, badanie obrazowania medycznego." src="/files/ftp_upload/52718/52718fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Analiza komputerowa trójwymiarowych obrazów węzłów chłonnych szyi. (A) Reprezentatywny zrzut ekranu węzła chłonnego analizowanego za pomocą oprogramowania komputerowego. Węzeł jest obryzowany na niebiesko; wyniki analizy pokazują objętość 3D (3D Volume) oraz procent unaczynienia (PV), jak wskazano. (B) Obraz widoku powierzchni tego samego węzła po analizie 3D. Przedstawia całą objętość węzła chłonnego na podstawie pomiarów wykonanych w punkcie A.

Ten protokół opisuje zastosowanie ultradźwięków o wysokiej częstotliwości (HFUS) do obrazowania węzłów chłonnych szyjnych myszy. Technika ta optymalizuje wizualizację i kwantyfikację morfologii, objętości i przepływu krwi węzłów chłonnych szyjnych. Przedstawiono również biopsję węzłów chłonnych szyjnych pod kontrolą obrazu oraz przetwarzanie tkanki limfatycznej do oceny histologicznej.

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości węzłów chłonnych szyjnych myszy

High-frequency ultrasound (HFUS) is widely employed as a non-invasive method for imaging internal anatomic structures in experimental small animal ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykorzystanie ultradźwięków o wysokiej częstotliwości do wizualizacji szyjnych węzłów chłonnych myszy oraz zastosowanie ultrasonografii z prowadzeniem obrazowym do przeprowadzenia biopsji węzłów chłonnych. W pierwszej kolejności znieczuloną mysz umieszcza się w pozycji grzbietnej na podgrzewanej platformie do obrazowania i wykonuje wszystkie wymagane kroki specyficzne dla zwierzęcia w celu przygotowania do badania. Drugim krokiem jest przeprowadzenie obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości obszaru szyi myszy w celu zidentyfikowania i wizualizacji szyjnych węzłów chłonnych.Następnie wykonuje się biopsję pod kontrolą obrazową wybranych węzłów chłonnych szyjnych. Ostatecznie obrazowanie ultradźwiękowe o wysokiej częstotliwości jest wykorzystywane do analizy szyjnych węzłów chłonnych myszy oraz do identyfikacji i kwantyfikacji zmian prawidłowych i patologicznych za pomocą monitorowania podłużnego w różnych modelach mysich. Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa, ponieważ przygotowanie myszy i etapy biopsji wymagają sporej dokładności i precyzji, aby zostały prawidłowo przeprowadzone.Pomysł na tę metodę pojawił się, gdy wykorzystywaliśmy ultradźwięki o wysokiej częstotliwości do monitorowania powstawania guzów języka u myszy. Następnie zdaliśmy sobie sprawę, że metodę tę można łatwo przystosować do jednoczesnego monitorowania zmian w powiązanych węzłach chłonnych szyjnych. Metoda ta pozwala na uzyskanie informacji o zmianach w węzłach chłonnych szyjnych u myszy związanych z nowotworem.Może być również stosowane do monitorowania adenopatii węzłów chłonnych szyi w dodatkowych systemach modeli mysich, takich jak infekcje bakteryjne lub choroby autoimmunologiczne. W ramach przygotowania podgrzej platformę obrazującą do 40 °C i zaplanuj utrzymywanie tej temperatury z dokładnością do kilku stopni. Po znieczuleniu myszy umieść ją na platformie obrazującej w pozycji grzbietnej.Następnie załóż maskę nosową, aby utrzymać stały stan sedacji. Potwierdź działanie znieczulenia, wykonując ucisk palca u nogi, a następnie nałóż maść oftalmiczną na oczy. Przy użyciu taśmy i żelu przymocuj łapę do urządzenia EKG.Kolejnym krokiem jest wprowadzenie nasmarowanej sondy do pomiaru temperatury rektalnej, aby utrzymać temperaturę myszy w granicach dwóch stopni od 36,9 °C. Na koniec należy użyć kremu do depilacji, aby usunąć sierść z okolicy szyi oraz innych miejsc. Krem i usuniętą sierść należy spłukać gazą nasączoną wodą.Aby rozpocząć, nanieś obficie warstwę podgrzanego żelu do badań USG na obszar szyi, aby uniknąć pęcherzyków powietrza. Nie wprowadzaj pęcherzyków powietrza do żelu. Stwierdzono, że obfite zastosowanie żelu do badań USG poprawia jakość obrazowania, zapobiegając przywieraniu przetwornika do skóry.Następnie ustaw platformę obrazującą pod kątem, aby lekko unieść głowę myszy, co poprawi częstotliwość jej oddychania. Następnie umieść przetwornik 40 MHz w poprzek w systemie montażowym i ostrożnie opuść go, aż przednia część głowicy skanującej znajdzie się w żelu. Korzystając z oprogramowania sterującego, unikaj stosowania nadmiernego nacisku, który mógłby utrudnić oddychanie.Skoryguj ustawienia trybu jasności w następujący sposób. Ustaw wzmocnienie na 22 decibels. Ustaw głębokość na 10.00 millimeters, a szerokość na 14.08 millimeters.Będzie to stanowiło punkt wyjścia. Dostosuj nachylenie platformy obrazowania tak, aby obie strony szyi wyglądały symetrycznie w obrazie w trybie B. Aby teraz obrazować węzły chłonne, użyj osi Y do skanowania szyi w kierunku od czaszki do ogona, zmierzając w stronę obszaru klatki piersiowej.Użyj osi x, aby wycentrować obraz. Zidentyfikuj główne punkty orientacyjne, takie jak jama ustna, język i tarczyca. Następnie nanieś węzły chłonne na trójwymiarową skórę całego obszaru szyi, od tarczycy aż po obszar języka i jamy ustnej.Wzdłuż skali Y. Zapisz wartości liczbowe położenia języka, jamy ustnej oraz gruczołu tarczycy, a następnie oblicz różnicę, aby wyznaczyć długość szyi. Następnie wycentruj przetwornik w obliczonym punkcie środkowym szyi.Po wycentrowaniu naciśnij 3D i wprowadź obliczoną długość szyjki jako dystans skanowania. Ustaw wielkość kroku 3D na 0,076 milimetrów. Następnie naciśnij scan, aby pozyskać stos serii obrazów dla całego obszaru szyjki.Aby podnieść mysz, należy użyć wyższej platformy lub podłożyć pod platformę statyw do probówek mikrodowirowkowych. Rozpocznij od wybrania największego widocznego węzła chłonnego do biopsji i utrzymuj obraz tego węzła w wysokiej częstotliwości ultrasonografii. Przy użyciu przetwornika 50 MHz wybrane węzły powinny mieć objętość większą niż 10 mm³, w przeciwnym razie przeprowadzenie biopsji będzie bardzo trudne. Następnie podłącz strzykawkę 1 ml do igły 27G o długości 1/2 cala i umieść ją w uchwycie na strzykawkę.Ustaw igłę prostopadle do szyi, a następnie postępuj zgodnie z protokołem tekstowym, aby dostosować obraz do biopsji. Następnie przesuń uchwyt igły, aż końcówka igły pojawi się w polu widzenia i dotknie skóry. Następnie posuń igłę zdecydowanym, szybkim ruchem, aby przebić skórę; kontynuuj posuwanie igły, aż jej końcówka przebije również torebkę i stanie się widoczna w obrębie maguli podczas biopsji.Ważne jest, aby szybko przesunąć igłę w celu przebicia skóry. Następnie należy na chwilę się zatrzymać przed drugim szybkim przesunięciem, aby przebić torebkę węzła chłonnego. Po wprowadzeniu igły do węzła chłonnego należy delikatnie cofnąć tłok do poziomu między 200 a 300 µL.Materiał z biopsji zazwyczaj pozostaje wewnątrz igły, w związku z czym nie jest widoczny w strzykawce. Następnie ostrożnie wyjmij igłę z myszy i wypchnij jej zawartość do probówki mikrocentryfugowej o pojemności 1,5 ml. Oddziel igłę od strzykawki i również umieść ją w probówce.Następnie należy nabrać jeden mililitr medium do biopsji do strzykawki. Ponownie założyć igłę i po zakończeniu procedury wypchnąć materiał z biopsji do probówki. Należy monitorować mysz, aż stanie się w pełni aktywna w oprogramowaniu do USG.Wybierz obraz do analizy, a następnie, aby przejść do karty przetwarzania obrazu, wybierz opcję load into 3D. Następnie w lewym górnym rogu wybierz 3D reconstructed image i kliknij display single pane. W razie potrzeby użyj funkcji powiększania, aby powiększyć obraz.Następnie przełącz przycisk układu wyświetlania, aby zobaczyć obraz w trybie B, co usunie nakładkę dopplerowską mocy. Ułatwia to dostrzeżenie krawędzi węzła chłonnego podczas późniejszej analizy 3D. Przewiń serię obrazów, aby zlokalizować początek węzła chłonnego w celu jego obrysowania.Przejdź do karty ustawień 3D i wybierz opcję volume. Następnie kliknij przycisk start obok opcji parallel i, przemieszczając się po obrazach, obrysuj kontury obszaru zainteresowania na poszczególnych przekrojach. Powtarzaj tę czynność do momentu zaznaczenia wystarczającej liczby obrazów, aby cały węzeł chłonny został wyznaczony.Następnie wybierz opcję finish, aby zakończyć analizę. Na dole obrazu automatycznie wyświetlą się objętość 3D oraz procent naczyniowości. Następnie przełącz przycisk układu wyświetlania, aby zobaczyć nałożony na powierzchnię obraz z funkcją power doppler.Obserwuj widok siatki obszaru zainteresowania objętościowego. Na koniec wyeksportuj obrazy w formacie TIF lub wyeksportuj skany 3D jako filmy VI, korzystając z opisanego protokołu. Obrazowanie ultradźwiękowe o wysokiej częstotliwości w czasie rzeczywistym umożliwiło prowadzenie biopsji cienkoigłowej węzłów szyjnych w sposób analogiczny do stosowanego w praktyce klinicznej.Grafika sonograficzna BMO wykazała idealne umiejscowienie igły przed biopsją. Sonograf prowadził końcówkę igły podczas wprowadzania do węzła chłonnego szyjnego oraz kontrolował położenie igły podczas biopsji C; materiały z biopsji zostały przetworzone przy użyciu cytozyny. Stwierdzono obecność licznych skupisk komórek limfoidalnych oraz związanej z nimi tkanki łącznej, co potwierdziło sukces biopsji węzła chłonnego.Komputerowa analiza obrazów wysokoczęstotliwościowego ultradźwięków dostarczyła informacji o objętości architektury węzła chłonnego oraz przepływie naczyniowym z wykorzystaniem trybu Power Doppler i pomiarów objętości 3D. Obliczono procent naczyniowości. Dodatkowo obrazowanie 3D umożliwiło wirtualną rekonstrukcję węzła chłonnego, ujawniając ogólną topografię węzła chłonnego po opanowaniu tej techniki.Technikę tę można przeprowadzić w około 15 minut na jedną mysz, jeśli jest ona wykonywana prawidłowo. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat identyfikacji szyjnych węzłów chłonnych u myszy przy użyciu ultradźwięków o wysokiej częstotliwości oraz wiedzę na temat wykorzystania ultrasonografii z prowadzeniem obrazowym do wykonania biopsji węzła chłonnego.

high-frequency-ultrasound-imaging-of-mouse-cervical-lymph-nodes

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ultradźwiękowe Obrazowanie Wysokoczęstotliwościowe Węzłów Chłonnych Szyjnych Myszy

Obrazowanie dwufotonowe pozwoliło na odkrycie ruchomości limfocytów oraz oddziaływań komórkowych w obrębie węzła chłonnego w warunkach podstawowych oraz podczas odpowiedzi immunologicznej 1. W niniejszej pracy demonstrujemy adoptywny transfer limfocytów T, izolację węzłów chłonnych oraz obrazowanie ruchomości limfocytów T CD4+ w wypreparowanym węźle chłonnym.

Disekcja i obrazowanie dwufotonowe obwodowych węzłów chłonnych u myszy

Ostatnie postępy w mikroskopii dwufotonowej umożliwiły obrazowanie in situ żywych tkanek w modelach zwierzęcych w czasie rzeczywistym, co zwiększyło nasze możliwości badania zachowania komórek zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych. W niniejszym materiale przedstawiamy przygotowania niezbędne do przeprowadzenia obrazowania przyżyciowego węzła chłonnego podkolanowego myszy.

Obrazowanie intravitalne węzła chłonnego podkolanowego myszy

Niedawno opracowane techniki obrazowania z wykorzystaniem fluorescencji w bliskiej podczerwieni (NIRF) mogą pomóc w wyjaśnieniu roli, jaką układ limfatyczny odgrywa w przerzutowaniu nowotworów, odpowiedzi immunologicznej, gojeniu ran oraz innych chorobach związanych z układem limfatycznym.

Nieinwazyjne obrazowanie optyczne naczyń limfatycznych myszy

W tym filmie demonstrujemy technikę obrazowania pachwinowego węzła chłonnego w modelu mysim za pomocą ultrawysokiej częstotliwości obrazowania ultradźwiękowego. Ta nieinwazyjna technika obrazowania pozwala na monitorowanie zmian objętości węzłów chłonnych u zwierzęcia w czasie.

Analiza objętości pachwinowych węzłów chłonnych myszy: technika obrazowania ultrasonograficznego o ultrawysokiej częstotliwości w celu określenia objętości pachwinowego węzła chłonnego w modelu mysim

Kliniczny ręczny system obrazowania fotoakustycznego zostanie zademonstrowany do nieinwazyjnego obrazowania małych zwierząt w czasie rzeczywistym.

Ręczny kliniczny system obrazowania fotoakustycznego do nieinwazyjnego obrazowania małych zwierząt w czasie rzeczywistym

Ten protokół opisuje technikę obrazowania różnych populacji komórek w drenujących węzłach chłonnych bez zmian w strukturze narządu.

Wizualizacja struktury węzłów chłonnych i lokalizacji komórkowej za pomocą mikroskopii konfokalnej ex-vivo

Czerniak jest bardzo agresywną chorobą, która szybko rozprzestrzenia się na inne narządy. Protokół ten opisuje zastosowanie obrazowania ultrasonograficznego o ultrawysokiej częstotliwości, w połączeniu z renderowaniem 3D, do monitorowania objętości pachwinowych węzłów chłonnych w mysim modelu czerniaka z przerzutami Braf/Pten.

Analiza objętości węzłów chłonnych za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o ultrawysokiej częstotliwości w genetycznie zmodyfikowanym mysim modelu czerniaka Braf/Pten

Obecny protokół opisuje ultrasonografię wysokiej częstotliwości do wizualizacji całej tarczycy myszy i monitorowania wzrostu anaplastycznego raka tarczycy.

Ultrasonografia o wysokiej rozdzielczości do analizy ortotopowych guzów ATC w genetycznie zmodyfikowanym modelu myszy

Ten protokół opisuje metodę monitorowania postępu zmian morfologicznych w czasie w macicy w indukowalnym mysim modelu raka endometrium za pomocą obrazowania ultrasonograficznego z korelacją zmian ogólnych i histologicznych.

Nieinwazyjna ocena ultrasonograficzna progresji raka endometrium w kierowanej przez Pax8 delecji supresorów guza Arid1a i Pten u myszy

Praca pokazuje innowacyjną metodę in vivo badania kurczliwości naczyń limfatycznych szyjnych i przepływu limfy u myszy w celu przetestowania różnych funkcji fizjologicznych naczyń limfatycznych szyi (cLV) oraz strategii terapeutycznych dotyczących modulacyjnych mechanizmów regulacji limfatycznej odpływu i oczyszczania mózgu.

Możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy

Ten protokół ocenia drenaż limfatyczny po złamaniu poprzez łączenie obrazowania w bliskiej podczerwieni z użyciem zielonej indokyaninowej (ICG) z ultrasonografią w celu ilościowego określenia usuwania ICG podeszwowego i powiększenia węzłów chłonnych okołokolanowych u myszy.

Ocena drenażu limfatycznego z wykorzystaniem obrazowania ICG w bliskiej podczerwieni i ultradźwięków po złamaniu

Poznaj technikę obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości węzłów chłonnych szyjnych myszy. Metoda umożliwia wizualizację morfologii, objętości i przepływu krwi oraz wykonanie biopsii pod kontrolą obrazu.

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości węzłów chłonnych szyjnych myszy

Przeglądaj więcej filmów