Name: Hybrydowe obrazowanie μCT-FMT i analiza obrazu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 45 s
Description: Poznaj protokół hybrydowego obrazowania μCT-FMT do ilościowej analizy dystrybucji fluorescencji w myszach. Ta metoda łączy tomografię fluorescencyjną z mikrotomografią komputerową w badaniach neurobiologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Markowi Weilerowi za przeprowadzenie eksperymentów fantomowych. Prace te były wspierane przez Europejską Radę ds. Badań Naukowych (ERBN Starting Grant 309495: NeoNaNo), niemiecki kraj związkowy Nadrenia Północna-Westfalia (NRW; High-Tech.NRW/EU-ZIEL 2-Programm (EFRE); ForSaTum), niemieckie Ministerstwo Edukacji i Badań Naukowych (BMBF) (programy finansowania Virtual Liver (0315743), LungSys (0315415C), LungSys2(0316042F), Photonik Forschung Deutschland (13N13355)), Uniwersytet RWTH w Akwizgranie (I3TM Seed Fund) oraz Philips Research (Akwizgran, Niemcy).

Protokół zawiera szczegółowy opis następujących kroków: Na początku fantomy lub myszy i multimodalne łóżko myszy są przygotowywane do obrazowania. Następnie w tomografii komputerowej μCT wykonywany jest skan całego ciała. Następnie łóżko myszy jest przenoszone do FMT, gdzie pobierane są dwa skany (do góry i do góry nogami). Można to powtórzyć dla wielu myszy w wielu punktach czasowych. Po zakończeniu akwizycji danych należy je wyeksportować i posortować, aby umożliwić automatyczną segmentację (wymagającą licencji na oprogramowanie Definiens), a także fuzję obrazów i rekonstrukcję fluorescencyjną (wymagającą licencji na oprogramowanie Imalytics Preclinicic). Na koniec pokazano, w jaki sposób wizualizowane są multimodalne zestawy danych i jak interaktywnie segmentowane są narządy w celu ilościowego określenia biodystrybucji sond fluorescencyjnych.
1. Przygotowanie Phantom
UWAGA: Fantomy są przydatne do testowania systemu obrazowania, ale także do określania współczynnika kalibracji dla nowej sondy.
<ol>
	<li>Przygotować roztwór składający się z 200 ml wody, 2 % agarozy, 1,8 g proszku TiO2 i 50 μl błękitu trypanowego. Po ugotowaniu napełnij roztwór prostokątną formą o długości około 8 cm, szerokości 3 cm i wysokości 1,5 cm.</li>
	<li>Przygotuj kilka inkluzji fluorescencyjnych w fantomie za pomocą końcówek pipet, zawierających mieszaninę fluorescencji i środka kontrastowego μCT. Aby utworzyć inkluzje, odetnij końcówki pipet i uszczelnij je zapalniczką.</li>
	<li>Po zestaleniu się roztworu włóż inkluzje do fantomu. Odetnij niektóre części fantomu, aby uzyskać nieregularny kształt i dopasować go do multimodalnego uchwytu na mysz.</li>
	<li>Aby określić współczynnik kalibracji dla nowej sondy, wymagane są pewne skany fantomowe. W tym celu używany jest domyślny fantom FMT w połączeniu ze znanymi ilościami sondy. W celu zwiększenia dokładności należy dodać 4 % emulsji lipidowej do roztworu, aby otrzymać taki sam współczynnik rozpraszania wewnątrz inkluzji, jak w pozostałej części fantomu. Należy również dodać niewielką ilość (2%) środka kontrastowego μCT, aby ułatwić analizę obrazu.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy
UWAGA: Obrazowanie μCT-FMT wymaga specjalnego przygotowania, w tym znieczulenia i depilacji.
<ol>
	<li>Umieść mysz na żywności wolnej od chlorofilu na 7 dni przed obrazowaniem. Spowoduje to zmniejszenie sygnału tła i jest szczególnie ważne dla kanałów FMT poniżej 750 nm.</li>
	<li>Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzane są w znieczuleniu. Aby rozpocząć znieczulenie, umieść mysz w komorze wypełnionej 2% izofluranem w powietrzu (przepływ 5 l/min) do momentu, aż mysz zaśnie. Potwierdź prawidłowe znieczulenie poprzez delikatne szczypanie palców u nóg lub skóry oraz sprawdzenie rozluźnienia tonusa mięśniowego (np. mięśnia żuchwy). Aby podtrzymać znieczulenie, należy kontynuować aplikację izofluranu za pomocą rurki umieszczonej na nosie myszy (2% izofluranu w powietrzu, natężenie przepływu 1 l/min). Aby zapobiec wysuszeniu oczu, należy stosować maść weterynaryjną u znieczulonych myszy.</li>
	<li>Aby wstrzyknąć środek kontrastowy, przymocuj znieczuloną mysz do poduszki grzewczej za pomocą taśmy. Umieścić cewnik (igłę strzykawki przymocowaną do rurki) do żyły ogonowej i wstrzyknąć fluorescencyjny środek kontrastowy (np. 2 nmol, o maksymalnej objętości wstrzyknięcia 5 ml/kg masy ciała, tj. 150 μl dla myszy o masie 30 g).</li>
	<li>W przypadku skanowania owłosionej myszy obszar skanowania musi być wcześniej wydepilowany. W tym celu użyj golarki lub kremu do depilacji. U niektórych szczepów myszy mogą pojawić się wysypki po kremie do depilacji. Dlatego monitoruj myszy pod kątem zmian skórnych i w razie potrzeby skontaktuj się z personelem weterynaryjnym w celu uzyskania opieki. Przetestuj również tolerancję na niewielkiej liczbie zwierząt podczas korzystania z nowych szczepów myszy.</li>
	<li>Utrzymuj mysz w znieczuleniu podczas obrazowania μCT i FMT (2% izofluranu w powietrzu, natężenie przepływu 1 l/min).</li>
</ol>
3. Przygotowanie łóżka dla myszy
UWAGA: Do skanowania μCT-FMT użyj multimodalnego łóżka myszy, które pasuje zarówno do μCT, jak i FMT.
<ol>
	<li>Przed obrazowaniem wyczyść łóżko myszy mokrymi chusteczkami. Nie używaj etanolu, ponieważ może to uszkodzić szkło akrylowe. Upewnij się, że markery są wolne od wody, ponieważ może to zakłócić automatyczne wykrywanie znaczników.</li>
	<li>Odkręć multimodalnego łoża myszy i zdejmij górną część.</li>
	<li>Przymocuj rurkę z gazem znieczulającym do łóżka myszy i przymocuj ją taśmą.</li>
	<li>Umieść znieczuloną mysz w łóżku myszy i włóż nos do rurki gazowej. Upewnij się, że główka myszy znajduje się na przednim wskaźniku łoża myszy (Rysunek 1).</li>
	<li>Upewnij się, że mysz znajduje się na środku łoża myszy, aby optymalnie wykorzystać pole widzenia FMT.</li>
	<li>Zamknij łoże myszy i dokręć, aż mysz zostanie mocno przytrzymana. Upewnij się, że mysz może oddychać stabilnie, dzięki wizualnemu monitorowaniu ruchów oddechowych klatki piersiowej.</li>
</ol>
4. Obrazowanie μCT
UWAGA: Skanowanie całego ciała jest wykonywane za pomocą μCT. Wygenerowane dane anatomiczne są niezbędne do fuzji obrazu, do lepszej rekonstrukcji fluorescencyjnej oraz do analizy obrazu.
<ol>
	<li>Umieść łoże myszy wraz z myszą w μCT. Upewnij się, że mysz jest umieszczona w taki sposób, aby wchodziła "ogonem do przodu" w μCT. Jest to ważne dla zautomatyzowanej fuzji.</li>
	<li>Aby podtrzymać znieczulenie, gdy pokrywa μCT jest zamknięta, należy ponownie podłączyć rurki, aby skierować gaz przez obudowę μCT. Najpierw odłącz długą rurkę od łoża myszy i przymocuj ją do złącza na zewnątrz μCT. Następnie podłącz pozostały wolny koniec do złącza wewnątrz μCT.</li>
	<li>Wbij łoże myszy do μCT. Upewnij się, że rurka gazowa nie jest luźna i nie może zostać złapana przez obracającą się suwnicę. W razie potrzeby przymocuj go taśmą. Włóż rurkę do wycięcia w uchwycie łoża myszy.</li>
	<li>Zamknij μCT i uzyskaj topogram. Wybierz co najmniej dwa skany podrzędne, aby pokryć znaczną część myszy i jej łoża, co jest ważne dla fuzji i rekonstrukcji.</li>
	<li>Wybierz protokół skanowania μCT o nazwie HQD-6565-360-90, który rejestruje 720 projekcji o rozdzielczości 1032 x 1012 pikseli podczas jednego pełnego obrotu, co wymaga czasu skanowania wynoszącego 90 s na podskanowanie. Lampy pracują pod napięciem 65 kV i prądem 1,0 mA. Alternatywnie, aby zmniejszyć dawkę promieniowania i czas skanowania, wybierz protokół skanowania SQD-6565-360-29, który uzyskuje 720 projekcji o rozdzielczości 516 x 506 pikseli z czasem skanowania 29 s na podskan.</li>
	<li>Rozpocznij skanowanie μCT. Niebieski pasek wskazuje postęp. Skany cząstkowe zostaną pobrane później. Hipotermia i utrata płynów nie stanowią problemu ze względu na krótki czas skanowania, wynoszący zaledwie kilka minut. Nie otwieraj pokrywy μCT podczas skanowania, ponieważ spowoduje to automatyczne przerwanie skanowania w celu ochrony użytkownika przed promieniowaniem.</li>
	<li>Po zakończeniu skanowania otwórz pokrywę, ponownie podłącz rurkę znieczulającą i odłącz łoże myszy od uchwytu, aby przetransportować je do FMT.</li>
</ol>
5. Obrazowanie FMT
UWAGA: Bezpośrednio po skanowaniu μCT, mysz jest skanowana w FMT w dwóch konfiguracjach (góra i do góry nogami), które są używane razem dla lepszej rekonstrukcji fluorescencji.
<ol>
	<li>Włączyć dopływ gazu znieczulającego (2% izofluranu w powietrzu, przepływ 1 l/min) dla FMT przed umieszczeniem łóżka myszy w FMT. Korzystając z oprogramowania sterującego FMT, utwórz grupę badawczą z odpowiednią liczbą badanych (np. myszy). Wybierz sondy, które będą używane do obrazowania (użyj OsteoSense dla nowych sond, które nie są wymienione).</li>
	<li>Przenieś multimodalne łóżko myszy z myszą do FMT. Długa, elastyczna rurka gazu anestezjologicznego utrzymuje przepływ gazu. Przed włożeniem łoża myszy do FMT ostrożnie wyjmij rurkę, ponieważ nie jest ona potrzebna wewnątrz FMT. Unikaj przekręcania łoża myszy.</li>
	<li>Umieść łóżko myszy w FMT z czerwonym wskaźnikiem skierowanym do przodu ("głową do przodu"). Jest to ważne, aby fuzja obrazu była zgodna z μCT.</li>
	<li>Zamknij FMT.</li>
	<li>Wybierz odpowiednią grupę badawczą i temat. Wybierz żądany kanał FMT (dla OsteoSense 750EX użyj kanału 750 nm).</li>
	<li>Dodaj opis, np. "w górę" lub "w dół" i uzyskaj skan przeglądowy, naciskając "Przechwyć". W ten sposób rejestrowany jest obraz odbicia całego pola widzenia. Upewnij się, że nie masz zaznaczonej opcji "Tylko obrazy odbijające", ponieważ w przeciwnym razie nie jest możliwe późniejsze uzyskanie skanów 3D.</li>
	<li>Dostosuj parametry obrazowania dla skanowania 3D. Powiększ pole widzenia, aby objąć jak największą część myszy. Zazwyczaj jednak głowa i ogon nie do końca mieszczą się w polu widzenia. Kliknij "Zaawansowane" i sprawdź ustawienia obrazowania. Ustaw gęstość próbkowania na 3 mm, czułość na normalną i oświetlenie min/maksimum odpowiednio na 5000 i 50000.</li>
	<li>Kliknij "dodaj do kolejki rekonstrukcji", a następnie kliknij "Skanuj", aby rozpocząć skanowanie FMT. Zajmie to około 5 do 15 minut, w zależności od rozmiaru i grubości myszy, ponieważ w przypadku grubszych obiektów wymagane są dłuższe czasy naświetlania. Urządzenie zawiera podgrzewaną komorę obrazowania, aby uniknąć hipotermii.</li>
	<li>Po skanowaniu odwróć łoże myszy wraz z myszą do góry nogami i wykonaj kolejne skanowanie. Dostarcza to dodatkowych danych do rekonstrukcji fluorescencji.</li>
	<li>Po zakończeniu tomografii komputerowej μCT i skanów FMT i wybudzeniu myszy ze znieczulenia nie należy pozostawiać jej bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, np. do chodzenia lub utrzymania pozycji leżącej mostka.</li>
</ol>
6. Fuzja i rekonstrukcja obrazu
UWAGA: Po zakończeniu skanowania μCT-FMT, np. na końcu badania, uzyskane dane muszą zostać posortowane, aby umożliwić automatyczną fuzję obrazu i rekonstrukcję fluorescencji.
<ol>
	<li>Aby posortować skany do dalszego przetwarzania, utwórz folder dla badania. Dla każdego skanowania μCT-FMT utwórz jeden podfolder, którego nazwa zawiera identyfikator myszy i punkt czasowy, np. M01_02h.</li>
	<li>Dla każdego skanowania μCT-FMT wyeksportuj skany FMT (w górę i w dół) jako pliki .fmt i zapisz je w podfolderze pod nazwami plików kończącymi się na "_up.fmt" lub "_down.fmt". Każdy plik .fmt zawiera pozyskane dane surowe, tj. obrazy wzbudzenia i emisji uzyskane przez kamerę, metadane, takie jak czasy naświetlania, oraz rekonstrukcję fluorescencyjną wygenerowaną przez FMT.</li>
	<li>Korzystając z oprogramowania μCT, utwórz rekonstrukcję za pomocą izotropowego woksela o rozmiarze 35 μm. Wybierz gładkie jądro rekonstrukcji (T10). Dostosuj pole widzenia tak, aby całe łoże myszy wraz ze znacznikami było zakryte. Wybierz MIFX/RAW jako format wyjściowy i rozpocznij rekonstrukcję. Po zakończeniu rekonstrukcji przenieś pliki rekonstrukcji μCT do podfolderu skanu μCT-FMT.</li>
	<li>Eksportuj dane μCT i FMT dla wszystkich skanów. Upewnij się, że każdy podfolder zawiera dwa pliki .fmt (góra i dół) oraz rekonstrukcję μCT w formacie MIFX/RAW. Aby sprawdzić kompletność, wybierz Menu->CT-FMT->Sprawdź kompletność za pomocą oprogramowania przedklinicznego Imalytics. Może pojawić się lista błędów, takich jak brakujące pliki .fmt lub rekonstrukcje μCT. Napraw błędy i sprawdzaj kompletność, aż wszystkie błędy zostaną rozwiązane.</li>
	<li>Korzystając z Menu->CT-FMT->Settings, sprawdź nazwę serwera oprogramowania Definiens i dostosuj w razie potrzeby. Wartość domyślna to http://localhost:8184, przy założeniu, że oprogramowanie Definiens jest zainstalowane na tym samym komputerze. W kolejnym kroku wymagane jest oprogramowanie Definiens, aby przeprowadzić automatyczną segmentację łoża myszy i markerów.</li>
	<li>Kliknij Menu->CT-FMT->Fuse group w oprogramowaniu Imalytics Preclinical aby przeprowadzić automatyczną fuzję μCT-FMT dla całego badania. Zajmuje to kilka minut na skan μCT-FMT i powoduje, że folder z sufiksem "Pakiet" jest równoległy do folderu badania. Zawiera on mniejszy podzbiór plików (dane μCT i rekonstrukcja FMT dostarczona przez dostawcę), które są istotne dla dalszej analizy.</li>
	<li>Kliknij Menu->CT-FMT->Rekonstruuj grupę (FMT) w oprogramowaniu przedklinicznym Imalytics, aby przeprowadzić rekonstrukcję fluorescencji, w tym generowanie map absorpcji i rozpraszania13. Mimo że przetwarzanie jest akcelerowane przez GPU20, każda rekonstrukcja wymaga od 1 do 4 godzin, w zależności od rozmiaru myszy. Wyniki zostaną zapisane w folderze pakietu. Uwaga: Aby umożliwić większą przepływność, obecnie wykonujemy te rekonstrukcje w klastrze z procesorem GPU z 56 procesorami GPU.</li>
</ol>
7. Analiza obrazu
UWAGA: Aby wyodrębnić pomiary ilościowe z danych obrazu, wymagana jest segmentacja zmian chorobowych i narządów.
<ol>
	<li>Po połączeniu i zrekonstruowaniu wszystkich zestawów danych utwórz segmentację dla każdego skanu μCT-FMT za pomocą oprogramowania Imalytics Preclinical .</li>
	<li>Wczytaj plik μCT jako podkładanie, a plik fluorescencyjny jako nakładkę. Naciśnij "3D", aby włączyć renderowanie woluminu i sprawdzić zestaw danych.</li>
	<li>Aby podzielić płuca na segmenty, kliknij Menu->Classes->Dodaj klasę i utwórz klasę o nazwie "tmp". Można to również zrobić za pomocą menu kontekstowego. Utworzenie nowej klasy automatycznie ustawia ją jako klasę wyjściową dla kolejnych operacji segmentacji.
	<ol>
		<li>Wykonaj operację progowania, aby podzielić wszystkie obszary o niskiej intensywności w zestawie danych μCT (kliknij Menu->Segmentacja->Thresholding->Poniżej i wprowadź 600). Teraz klasa tmp zawiera powietrze na zewnątrz myszy, ale także tkankę płucną.</li>
		<li>Utwórz klasę "Płuco". Wykonaj operację "Wypełnij obszar" (kliknij prawym przyciskiem myszy na płuco i wybierz Menu->Wypełnij region->Wypełnij region bez ograniczeń), aby oddzielić płuco od powietrza zewnętrznego.</li>
		<li>Usuń klasę tmp, ponieważ nie jest już potrzebna.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby podzielić wypukłe obszary, np. pęcherz moczowy, użyj trybu bazgrołów. Najpierw utwórz klasę "Pęcherz".
	<ol>
		<li>Naciśnij F1, aby usunąć wszystkie bazgroły.</li>
		<li>Za pomocą myszy komputerowej narysuj bazgroły, aby wyznaczyć granice pęcherza.</li>
		<li>Naciśnij F3, aby wypełnić obszar zamknięty w bazgrołach tymczasową maską, która jest wyświetlana jako czerwona nakładka. Iteracyjnie dodawaj więcej bazgrołów (w dowolnej orientacji krojenia) i naciskaj F3, aż zostanie osiągnięta wystarczająca dokładność. Zazwyczaj wystarczą bazgroły w 10 plasterkach.</li>
		<li>Naciśnij F4, aby zapisać tymczasową maskę jako "Pęcherz".</li>
		<li>Postępuj w ten sposób, aby podzielić inne wypukłe obszary, takie jak serce i nerki. Wiele regionów, np. żołądek lub wątroba, można przybliżyć za pomocą kilku wypukłych obszarów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby podzielić kręgosłup na segmenty, najpierw utwórz klasę "Bone".
	<ol>
		<li>Wybierz ContextMenu->Thresholding->Above, aby wykonać operację progowania w celu sklasyfikowania wszystkich jasnych wokseli (np. powyżej 1,600) jako "Kość".</li>
		<li>Operacja wypełnienia obszaru nie pozwoliłaby na segmentację kręgosłupa, ponieważ jest on połączony z wieloma innymi częściami szkieletu, np. żebrami. Wykonaj kilka operacji cięcia, iteracyjnie rysując bazgroły i naciskając F2, aby oddzielić kręgosłup od czaszki, żeber i kości krzyżowej.</li>
		<li>Na koniec utwórz klasę "Kręgosłup" i wykonaj operację wypełniania regionu, aby uzyskać grzbiet (kliknij prawym przyciskiem myszy na grzbiecie i wybierz ContextMenu->Fill Region->Fill region unlimited).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz segmentację jako plik w podfolderze skanowania μCT-FMT. Użyj spójnej nazwy, np. organs.seg, aby włączyć przetwarzanie wsadowe.</li>
	<li>Wybierz Menu->Statystyka->Statystyki klas (nakładka), aby wygenerować arkusz kalkulacyjny, który zawiera średnią intensywność fluorescencji, objętość i całkowitą ilość (iloczyn średniej i objętości) dla każdej klasy.</li>
	<li>Aby wygenerować pojedynczy arkusz kalkulacyjny zawierający wartości dla wszystkich regionów wszystkich skanów μCT-FMT, kliknij Menu->Batch->Set batch settings, a następnie kliknij Menu->Batch->Batch statistics. Pozwala to uniknąć wysiłku związanego z tworzeniem i scalaniem wielu plików arkuszy kalkulacyjnych, tj. po jednym dla każdego skanu μCT-FMT.</li>
</ol>
8. Kalibracja sondy
<ol>
	<li>Aby obliczyć współczynnik kalibracji dla sondy, wymagane są wielokrotne skany fantomowe μCT-FMT z różnymi znanymi wartościami sondy (patrz krok 1.4), np. przy 100 pmol, 50 pmol, 25 pmol i 0 pmol.</li>
	<li>Zeskanuj fantomy zgodnie z opisem w sekcjach 4 i 5. Również w przypadku skanów fantomowych wymagane są skany w górę i w dół w FMT.</li>
	<li>Wyeksportuj dane i wykonaj fuzję i rekonstrukcję zgodnie z opisem w sekcji 6.</li>
	<li>Segmentuj inkluzję za pomocą danych μCT dla każdego skanu według progów (powyżej 1 200) i wypełniania regionów.</li>
	<li>Wygeneruj arkusz kalkulacyjny z zmierzonymi ilościami fluorescencji i wykreśl je w funkcji znanych ilości. Obliczanie nachylenia pasowania regresji liniowej. Jest to współczynnik kalibracji sondy.</li>
</ol>

<ol><li>Hoffman, R. M., Yang, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcellular+imaging+in+the+live+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Subcellular imaging in the live mouse.</a> Nature Protocols. 1 (2), 775-782 (2006).</li>
<li>Ale, A., Ermolayev, V., Herzog, E., Cohrs, C., Angelis, M. H., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FMT-XCT%3A+in+vivo+animal+studies+with+hybrid+fluorescence+molecular+tomography-X-ray+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">FMT-XCT: in vivo animal studies with hybrid fluorescence molecular tomography-X-ray computed tomography.</a> Nature Methods. 9 (9), 615-620 (2012).</li>
<li>Eaton, V. L., Vasquez, K. O., Goings, G. E., Hunter, Z. N., Peterson, J. D., Miller, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+tomographic+imaging+of+near+infrared+imaging+agents+quantifies+disease+severity+and+immunomodulation+of+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Optical tomographic imaging of near infrared imaging agents quantifies disease severity and immunomodulation of experimental autoimmune encephalomyelitis in vivo.</a> Journal of Neuroinflammation. 10 (138), (2013).</li>
<li>Lederle, W., Arns, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+annexin-based+apoptosis+imaging+in+the+assessment+of+antiangiogenic+therapy+effects%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+Research%22%5BJournal%5D)">Failure of annexin-based apoptosis imaging in the assessment of antiangiogenic therapy effects.</a> EJNMMI Research. 1 (26), (2011).</li>
<li>Ntziachristos, V., Tung, C. -H., Bremer, C., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+molecular+tomography+resolves+protease+activity+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Fluorescence molecular tomography resolves protease activity in vivo.</a> Nature Medicine. 8 (7), (2002).</li>
<li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+multiple+uses+of+fluorescent+proteins+to+visualize+cancer+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">The multiple uses of fluorescent proteins to visualize cancer in vivo.</a> Nature Reviews Cancer. 5 (10), 796-806 (2005).</li>
<li>Schulz, R. B., Ale, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+system+for+simultaneous+fluorescence+and+x-ray+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Medical+Imaging%22%5BJournal%5D)">Hybrid system for simultaneous fluorescence and x-ray computed tomography.</a> IEEE Transactions on Medical Imaging. 29 (2), 465-473 (2010).</li>
<li>Stuker, F., Baltes, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+small+animal+imaging+system+combining+magnetic+resonance+imaging+with+fluorescence+tomography+using+single+photon+avalanche+diode+detectors%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Medical+Imaging%22%5BJournal%5D)">Hybrid small animal imaging system combining magnetic resonance imaging with fluorescence tomography using single photon avalanche diode detectors.</a> IEEE Transactions on Medical Imaging. 30 (6), 1265-1273 (2011).</li>
<li>Leblond, F., Davis, S. C., Valdés, P. A., Pogue, B. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+Whole-body+Fluorescence+Imaging%3A+Review+of+Instruments%2C+Methods+and+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Photochemistry+and+Photobiology+B%3A+Biology%22%5BJournal%5D)">Preclinical Whole-body Fluorescence Imaging: Review of Instruments, Methods and Applications.</a> Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 98 (1), 77-94 (2010).</li>
<li>Kunjachan, S., Gremse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+optical+imaging+of+nanomedicine+biodistribution%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Noninvasive optical imaging of nanomedicine biodistribution.</a> ACS Nano. 7 (1), 252-262 (2013).</li>
<li>Radrich, K., Ale, A., Ermolayev, V., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+limited-projection-angle+fluorescence+molecular+tomography+using+a+co-registered+x-ray+computed+tomography+scan%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Improving limited-projection-angle fluorescence molecular tomography using a co-registered x-ray computed tomography scan.</a> Journal of Biomedical Optics. 17 (12), 126011(2012).</li>
<li>Freyer, M., Ale, A., Schulz, R. B., Zientkowska, M., Ntziachristos, V., Englmeier, K. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+automatic+segmentation+of+anatomical+structures+in+x-ray+computed+tomography+images+to+improve+fluorescence+molecular+tomography+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Fast automatic segmentation of anatomical structures in x-ray computed tomography images to improve fluorescence molecular tomography reconstruction.</a> Journal of Biomedical Optics. 15 (3), 036006(2010).</li>
<li>Gremse, F., Theek, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Absorption+Reconstruction+Improves+Biodistribution+Assessment+of+Fluorescent+Nanoprobes+Using+Hybrid+Fluorescence-mediated+Tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">Absorption Reconstruction Improves Biodistribution Assessment of Fluorescent Nanoprobes Using Hybrid Fluorescence-mediated Tomography.</a> Theranostics. 4 (10), 960-971 (2014).</li>
<li>Cheong, W. -F., Prahl, S. A., Welch, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+optical+properties+of+biological+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Journal+of+Quantum+Electronics%22%5BJournal%5D)">A review of the optical properties of biological tissues.</a> IEEE Journal of Quantum Electronics. 26 (12), 2166-2185 (1990).</li>
<li>Doleschel, D., Mundigl, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+near-infrared+imaging+of+the+erythropoietin+receptor+in+human+lung+cancer+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Society+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">Targeted near-infrared imaging of the erythropoietin receptor in human lung cancer xenografts.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Society of Nuclear Medicine. 53 (2), 304-311 (2012).</li>
<li>Al Rawashdeh, W., Arns, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+tomography+of+MMP-activity+allows+a+sensitive+non-invasive+characterization+of+the+invasiveness+and+angiogenesis+of+SCC-xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">Optical tomography of MMP-activity allows a sensitive non-invasive characterization of the invasiveness and angiogenesis of SCC-xenografts.</a> Neoplasia. 16 (3), 235-246 (2014).</li>
<li>Kunjachan, S., Pola, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+versus+Active+Tumor+Targeting+Using+RGD-+and+NGR-Modified+Polymeric+Nanomedicines%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Passive versus Active Tumor Targeting Using RGD- and NGR-Modified Polymeric Nanomedicines.</a> Nano Letters. 14 (2), 972-981 (2014).</li>
<li>Schober, A., Nazari-Jahantigh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNA-126-5p+promotes+endothelial+proliferation+and+limits+atherosclerosis+by+suppressing+Dlk1%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">MicroRNA-126-5p promotes endothelial proliferation and limits atherosclerosis by suppressing Dlk1.</a> Nature Medicine. 20 (4), 368-376 (2014).</li>
<li>Aikawa, E., Nahrendorf, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenesis+associates+with+inflammation+in+early-stage+atherosclerosis+evaluated+by+molecular+imaging+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Osteogenesis associates with inflammation in early-stage atherosclerosis evaluated by molecular imaging in vivo.</a> Circulation. 116 (24), 2841-2850 (2007).</li>
<li>Gremse, F., Höfter, A., Schwen, L., Kiessling, F., Naumann, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GPU-Accelerated+Sparse+Matrix-Matrix+Multiplication+by+Iterative+Row+Merging%5BTitle%5D)+AND+%22SIAM+Journal+on+Scientific+Computing%22%5BJournal%5D)">GPU-Accelerated Sparse Matrix-Matrix Multiplication by Iterative Row Merging.</a> SIAM Journal on Scientific Computing. , C54-C71 (2015).</li>
<li>Vasquez, K. O., Casavant, C., Peterson, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Whole+Body+Biodistribution+of+Fluorescent-Labeled+Agents+by+Non-Invasive+Tomographic+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Quantitative Whole Body Biodistribution of Fluorescent-Labeled Agents by Non-Invasive Tomographic Imaging.</a> PLoS ONE. 6 (6), e20594(2011).</li>
<li>Theek, B., Gremse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+EPR-mediated+passive+drug+targeting+using+contrast-enhanced+functional+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Characterizing EPR-mediated passive drug targeting using contrast-enhanced functional ultrasound imaging.</a> Journal of Controlled Release. 182 (1), 83-89 (2014).</li>
<li>Hyde, D., Schulz, R., Brooks, D., Miller, E., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+dependence+of+hybrid+x-ray+computed+tomography%2Ffluorescence+molecular+tomography+on+the+optical+forward+problem%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Optical+Society+of+America.+A%2C+Optics%2C+Image+Science%2C+and+Vision%22%5BJournal%5D)">Performance dependence of hybrid x-ray computed tomography/fluorescence molecular tomography on the optical forward problem.</a> Journal of the Optical Society of America. A, Optics, Image Science, and Vision. 26 (4), 919-923 (2009).</li>
<li>Jacques, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+properties+of+biological+tissues%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Optical properties of biological tissues: a review.</a> Physics in Medicine and Biology. 58 (11), R37(2013).</li>
<li>Loening, A. M., Gambhir, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AMIDE%3A+a+free+software+tool+for+multimodality+medical+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">AMIDE: a free software tool for multimodality medical image analysis.</a> Molecular Imaging. 2 (3), 131-137 (2003).</li>
<li>Gremse, F., Schulz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Qualitative+and+Quantitative+Data+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Small+Animal+Imaging%22%5BJournal%5D)">Qualitative and Quantitative Data Analysis.</a> Small Animal Imaging. , 363-378 (2011).</li>
<li>Baiker, M., Milles, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atlas-based+whole-body+segmentation+of+mice+from+low-contrast+Micro-CT+data%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Image+Analysis%22%5BJournal%5D)">Atlas-based whole-body segmentation of mice from low-contrast Micro-CT data.</a> Medical Image Analysis. 14 (6), 723-737 (2010).</li>
<li>Sevick-Muraca, E. M., Rasmussen, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+imaging+with+optics%3A+primer+and+case+for+near-infrared+fluorescence+techniques+in+personalized+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Optics%22%5BJournal%5D)">Molecular imaging with optics: primer and case for near-infrared fluorescence techniques in personalized medicine.</a> Journal of Biomedical Optics. 13 (4), 041303(2008).</li>
</ol>

Felix Gremse jest założycielem i właścicielem Gremse-IT, start-upu, który oferuje oprogramowanie i usługi do analizy obrazów medycznych we współpracy z firmą Philips i Wydziałem Eksperymentalnego Obrazowania Molekularnego Uniwersytetu RWTH w Akwizgranie.

Opisujemy i stosujemy protokół do multimodalnego obrazowania μCT-FMT. Korzystamy z dostępnych na rynku i powszechnie stosowanych aparatów FMT i μCT3,11,15–17,21. Podczas gdy protokół wymaga określonego FMT, μCT może zostać zastąpiony innym μCT o podobnej funkcjonalności i porównywalnych parametrach skanowania, np. pole widzenia powinno być wystarczająco duże, aby pokryć łoże myszy wraz ze znacznikami.
FMT został wykorzystany do analizy biodystrybucji bez łączenia go z μCT lub MRI21, jednak dane anatomiczne są korzystne dla zwiększenia odtwarzalności, ponieważ segmentacja może być oparta na granicach narządów, które są widoczne w danych μCT10. Chociaż zintegrowane urządzenia μCT-FMT zostały opracowane2,7, nie są one jeszcze dostępne na rynku. Co więcej, zastosowanie dwóch oddzielnych urządzeń pozwala na rurociągowanie, tj. następna mysz może być obrazowana w μCT, podczas gdy pierwsza mysz nadal znajduje się w FMT, w celu zwiększenia przepustowości.
Aby zmniejszyć nakład pracy ręcznej, przeprowadzamy automatyczne wykrywanie i łączenie znaczników. Co więcej, kształt myszy jest automatycznie segmentowany, a ta informacja znacznie poprawia rekonstrukcję fluorescencji11,13,22. Do ilościowej rekonstrukcji fluorescencji potrzebne są mapy absorpcji i rozpraszania13,23. Mapę rozpraszania wyprowadzamy poprzez automatyczną segmentację danych μCT i przypisanie znanych współczynników rozpraszania kilku typów tkanek (płuca, kości, skóra, tłuszcz i pozostała tkanka miękka)24. Następnie rekonstruujemy mapę absorpcji na podstawie surowych danych optycznych, co jest szczególnie ważne dla dobrze ukrwionych narządów, takich jak serce i wątroba13,20.
Skanowanie kilku myszy w wielu punktach czasowych szybko powoduje powstanie dużej liczby zestawów danych do analizy. W przypadku badań biodystrybucji należy podzielić kilka narządów na segmenty dla każdego skanu μCT-FMT. Niestety, segmentacji nie można ponownie wykorzystać, ponieważ mysz jest wielokrotnie umieszczana na nowo w łóżku myszy. Korzystamy z narzędzia do segmentacji interaktywnej, opracowanego w naszym instytucie, jednak odpowiednie mogą być również inne narzędzia25. Generujemy segmentacje wokselowe, ponieważ lepiej pasują one do złożonych organów niż proste kształty, takie jak elipsy i sześciany26. Zautomatyzowana segmentacja całego zwierzęcia byłaby przydatna w celu dalszego zmniejszenia obciążenia pracą ręczną27, ale nadal potrzebne byłoby interaktywne narzędzie do segmentacji w celu skorygowania błędów segmentacji. Co więcej, zautomatyzowane narzędzia do segmentacji z trudem przewidują szczególne przypadki, takie jak patologie. Ponieważ korzystamy z natywnych skanów μCT, niektóre narządy, takie jak śledziona, są bardzo trudne do segmentacji nawet ręcznie. Środki kontrastowe pomogłyby, ale występują problemy z tolerancją i trudno jest utrzymać stały rozkład środka kontrastowego w całym obrazowaniu podłużnym.
Nasze badanie fantomowe pokazuje, że lokalizacja sygnału ulega poprawie, gdy wykorzystuje się informacje o kształcie do rekonstrukcji fluorescencji. In vivo podobna poprawa jest widoczna we wczesnym punkcie czasowym (15 minut po wstrzyknięciu), kiedy duża ilość sondy znajduje się już w pęcherzu moczowym. Sonda wiążąca hydroksyapatyt gromadzi się w kościach i stawach. Niezwykłe jest to, jak szybko to następuje, tzn. sygnał jest już wyraźnie widoczny na kręgosłupie 15 minut po wstrzyknięciu. Jest to prawdopodobnie spowodowane niską masą cząsteczkową sondy, która umożliwia szybkie wynaczynienie i dyfuzję do regionów docelowych. Sonda wiąże się kowalencyjnie z docelowym hydroksyapatytem, a niezwiązana sonda jest wydamiana. W późniejszych punktach czasowych, między 6 godziną a 24 godziną po wstrzyknięciu, intensywność sygnału w kręgosłupie pozostaje stosunkowo stabilna, prawdopodobnie dlatego, że prawie żadne światło nie dociera głęboko do myszy, aby wybielić fluorescencję. W naszym badaniu użyliśmy kanału 750 nm, który skutkuje niską fluorescencją tła, co jest widoczne w skanach uzyskanych przed wstrzyknięciem. Na niższych falach można spodziewać się większej ilości sygnału tła28.
Podsumowując, opisujemy multimodalny protokół obrazowania dla dostępnych na rynku urządzeń FMT i μCT. Pokazujemy, że połączenie zapewnia korzyści dla rekonstrukcji fluorescencyjnej. Pokazujemy, w jaki sposób krzywe biodystrybucji są wyodrębniane z dużej ilości danych obrazowych za pomocą interaktywnej segmentacji narządów i przetwarzania wsadowego. Wierzymy, że ten ustandaryzowany przepływ pracy może być pomocny w opracowywaniu leków i innych badaniach obrazowych przy użyciu sond znakowanych fluorescencyjnie.

Tomografia za pośrednictwem fluorescencji, zwana również fluorescencyjną tomografią molekularną (FMT), jest obiecującą techniką ilościowej oceny rozkładu fluorescencji w tkankach rozproszonych, takich jak znieczulone myszy lub nawet tkanki ludzkiego ciała, np. piersi lub stawy palców. W przeciwieństwie do nieinwazyjnych technik mikroskopowych, które pozwalają na obrazowanie powierzchownych celów w rozdzielczości subkomórkowej1, FMT pozwala na trójwymiarową rekonstrukcję źródeł fluorescencyjnych na głębokości kilku centymetrów, choć w niższejrozdzielczości2. Dostępnych jest wiele celowanych sond fluorescencyjnych do obrazowania angiogenezy, apoptozy, stanu zapalnego i innych 2-5. Niektóre sondy są aktywowane, np. przez specyficzne rozszczepienie enzymów, co prowadzi do niegaszenia fluorochromów. Co więcej, geny reporterowe wyrażające białka fluorescencyjne mogą być obrazowane, np. w celu śledzenia migracji komórek nowotworowych6.
FMT czerpie duże korzyści z połączenia z anatomiczną metodą, np. μCT2,7 lub MRI8. Chociaż na rynku dostępne są samodzielne urządzenia FMT9, obrazy fluorescencyjne są trudne do interpretacji bez anatomicznych informacji referencyjnych. Ostatnio udało nam się wykazać, że połączone dane z obrazu anatomicznego umożliwiają bardziej wiarygodną analizę10. Dane anatomiczne mogą być również wykorzystane do dostarczenia wcześniejszej wiedzy, takiej jak zewnętrzny kształt myszy, co jest ważne dla dokładnego modelowania optycznego i rekonstrukcji fluorescencyjnej11. Ponadto mapy rozpraszania i absorpcji optycznej można oszacować za pomocą segmentacji typów tkanek i przypisując współczynniki specyficzne dla klasy12,13. W przypadku światła bliskiej podczerwieni hemoglobina jest głównym absorberem u myszy, oprócz melaniny i futra14. Ponieważ względna objętość krwi zmienia się regionalnie o rzędy wielkości, mapa absorpcji jest szczególnie ważna dla ilościowej rekonstrukcji fluorescencji13.
Jedną z zalet korzystania z nieinwazyjnych urządzeń do obrazowania jest to, że myszy mogą być obrazowane wzdłużnie, tj. w wielu punktach czasowych. Jest to ważne dla oceny dynamicznego zachowania sond, tj. ich docelowej akumulacji, biodystrybucji i wydalania10,15 lub oceny progresji choroby16. Podczas obrazowania kilku myszy w wielu punktach czasowych powstaje duża ilość zestawów danych obrazu. Aby umożliwić porównywalność, należy je uzyskiwać w sposób systematyczny, tj. za pomocą dobrze zdefiniowanego i udokumentowanego protokołu. Duża liczba skanów stanowi wyzwanie dla analizy obrazu, która jest niezbędna do wyodrębnienia pomiarów ilościowych z danych obrazu.
Celem naszego badania jest dostarczenie szczegółowego opisu protokołu obrazowania μCT-FMT, który wykorzystaliśmy i zoptymalizowaliśmy w kilku badaniach10,13,15,17,18. Opisujemy, w jaki sposób zestawy danych są generowane, przetwarzane, wizualizowane i analizowane. Wykazano to za pomocą uznanej sondy molekularnej OsteoSense, która wiąże się z hydroksyapatytem19 i może być używana do obrazowania chorób kości i przebudowy2. Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez rządową komisję rewizyjną ds. opieki nad zwierzętami.

<table><tbody><tr><td>FMT (Fluorescencyjna tomografia molekularna) FMT2500 LX</td><td>PerkinElmer</td><td></td><td>FMT2000 Urządzenie do fluorescencyjnej tomografii molekularnej</td></tr> <tr><td>i mikro; CT (mikrotomografia komputerowa) Tomoscope Duo</td><td>CT Imaging GmbH</td><td>Tomoscope Duo</td><td>Urządzenie do mikrotomografii komputerowej</td></tr><tr><td>Multimodalne łóżko myszy</td><td>CT Imaging GmbH</td><td>Konstruktor eksperymentalny</td><td>Częściowo przezroczysty uchwyt na zwierzęta</td></tr><tr><td>IsoFlo (izofluran, USP)</td><td>Abbott</td><td>05260-05</td><td>Izofluran Znieczulenie wziewne</td></tr><tr><td>System znieczulenia małych zwierząt</td><td>Aparat Harvarda</td><td>726419</td><td>Kompletny system stołowy Isoflurane</td></tr><tr><td>Pokarm dla myszy bez chlorofilu</td><td>Ssniff</td><td>E15051</td><td>żywność o niskiej zawartości chlorofilu / niskiej fluorescencji</td></tr><tr><td>OsteoSense 750EX</td><td>PerkinElmer</td><td>NEV10053EX</td><td>Zwierzęcy środek kontrastowy FMT</td></tr><tr><td>Portex Rurka polietylenowa o drobnym otworze</td><td>Smith medical</td><td>800/100/120</td><td>Rurka do cewnika iniekcyjnego</td></tr><tr><td>Sterican 30g</td><td>BBraun</td><td>4656300</td><td>Igła podskórna do cewnika</td></tr><tr><td>Imeron</td><td>Altana pharma</td><td>INLA F.1/0203/3.5337.69</td><td>CT środek kontrastowy do inkluzji fantomowych</td></tr><tr><td>Agaroza</td><td>Sigma</td><td>90-12-36-6</td><td>Agaroza do produkcji fantomów</td></tr><tr><td>TiO2</td><td>Applichem</td><td>A1900,1000</td><td>Tlenek tytanu jako środek rozpraszający fantomowe</td></tr><tr><td>Błękit trypanowy</td><td>Fluka</td><td>93595</td><td>Trypan niebieski do regulacji światła fantomowego propagacja</td></tr><tr><td>Cy7</td><td>Lumiprobe</td><td>15020</td><td>Fluorochrom do inkluzji fantomowych</td></tr><tr><td>Lipovenoes 20%</td><td>Fresenius Kabi</td><td>3094740</td><td>Emulsja lipidowa, środek rozpraszający do środków kontrastowych FMT</td></tr><tr><td>Definiens Developer XD Server</td><td>Definiens AG</td><td>Server XD</td><td>Platforma programowa do automatycznej segmentacji</td></tr><tr><td>Imalytics Preclinical</td><td>ExMI/Gremse-IT</td><td>Wersja 2.0.1</td><td>Oprogramowanie do fuzji, rekonstrukcji i analizy obrazu</td></tr><tr><td>NVIDIA Geforce Titan</td><td>Asus</td><td>GTXTITAN6GD5</td><td>Wysokiej klasy komputerowa karta graficzna, 6GB Memory</td></tr></tbody></table>

hybrydowe obrazowanie μct-fmt i analiza obrazu

Hybrid &#181;CT-FMT imaging and image analysis

Tomografia za pośrednictwem fluorescencji (FMT) umożliwia długotrwałe i ilościowe określenie rozkładu fluorescencji in vivo i może być używana do oceny biodystrybucji nowych sond oraz do oceny postępu choroby za pomocą ustalonych sond molekularnych lub genów reporterowych. Połączenie z metodą anatomiczną, np. mikrotomografią komputerową (μCT), jest korzystne dla analizy obrazu i rekonstrukcji fluorescencyjnej. Opisujemy protokół multimodalnego obrazowania μCT-FMT, w tym etapy przetwarzania obrazu niezbędne do ekstrakcji pomiarów ilościowych. Po przygotowaniu myszy i wykonaniu obrazowania, rejestrowane są multimodalne zestawy danych. Następnie wykonywana jest ulepszona rekonstrukcja fluorescencyjna, która uwzględnia kształt myszy. W przypadku analizy ilościowej segmentacje narządów są generowane na podstawie danych anatomicznych za pomocą naszego interaktywnego narzędzia do segmentacji. Na koniec krzywe biodystrybucji są generowane przy użyciu funkcji przetwarzania wsadowego. Pokazujemy możliwość zastosowania metody, oceniając biodystrybucję dobrze znanej sondy, która wiąże się z kośćmi i stawami.

Zastosowaliśmy opisany protokół w celu oceny biodystrybucji ukierunkowanej sondy OsteoSense, która wiąże się z hydroksyapatytem. 3 myszy (myszy z podwójnym znokautowaniem C57BL/6 Apoe-/- Ahsg-/-, w wieku 10 tygodni) obrazowano przed oraz 15 min, 2 h, 4 h, 6 h i 24 h po dożylnym wstrzyknięciu 2 nmol OsteoSense. Nasze oprogramowanie automatycznie wykryło markery wbudowane w multimodalny podłoże dla myszy (Rycina 1, Rycina 2A,B), co umożliwiło fuzję anatomicznych danych µCT z rekonstrukcją fluorescencji wykonaną przez FMT (Rycina 2C,D). Ponieważ OsteoSense jest sondą o niskiej masie cząsteczkowej, oczekiwane jest szybkie wydalanie nerkowe, a tym samym wysoki sygnał w pęcherzu moczowym. Fuzja rekonstrukcji fluorescencji z FMT ujawniła problemy, takie jak błędnie umiejscowiony sygnał poza pęcherzem (Rycina 2C,D). Problemy te występują, ponieważ FMT nie zna rzeczywistego kształtu myszy i przyjmuje kształt bloku. Nasza rekonstrukcja określa dokładny kształt na podstawie danych µCT i generuje mapy rozpraszania oraz absorpcji13, aby umożliwić dokładniejszą rekonstrukcję fluorescencji z lepszą lokalizacją sygnału, co jest szczególnie widoczne w przypadku pęcherza (Rycina 2E,F).
Aby przypisać zrekonstruowaną fluorescencję do odpowiednich obszarów, interaktywnie wysegmentowaliśmy kilka organów przy użyciu naszego oprogramowania (Rycina 3). Dla każdego z 18 skanów wysegmentowano 7 obszarów na podstawie danych µCT, t.j. serce, płuca, wątrobę, nerki, kręgosłup, jelito i pęcherz moczowy. Następnie oprogramowanie zostało wykorzystane do obliczenia średniego stężenia fluorescencji dla każdego ze 126 obszarów. Na szczęście oprogramowanie oferuje tryb wsadowy, który oblicza wszystkie wartości i zapisuje je w jednym arkuszu kalkulacyjnym.
Aby zwizualizować rozkład fluorescencji, dla każdego punktu czasowego wygenerowano rendery 3D, stosując porównywalne ustawienia okna (Rysunek 4A-F). Na podstawie ilościowych wartości dla poszczególnych organów obliczono biodystrybucję, wyciągając średnią z wartości organów dla trzech myszy (Rysunek 4G). Skanowania wstępne, wykonane przed wstrzyknięciem, wykazały pomijalny sygnał tła. 15 min po wstrzyknięciu najsilniejszy sygnał pojawił się w pęcherzu moczowym ze względu na szybką wydalanie nerkowe. W kolejnych punktach czasowych pozostała sonda zgromadziła się w kościach i stawach.
<img alt="Układ tomograficzny z lampami μCT i markerami; wskaźnik FMT i wyniki obrazowania myszy." src="/files/ftp_upload/52770/52770fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Multimodalny podłoże dla myszy. (A) Multimodalne podłoże dla myszy składa się z dwóch płyt z pleksiglasu, które ciasno unieruchamiają mysz. Stopień dociśnięcia reguluje się za pomocą dwóch śrub. Podłoże zawiera markery (puste otwory) służące do fuzji obrazów. Gaz anestetyczny jest podawany za pomocą elastycznej rurki przymocowanej taśmą. (B) Podłoże dla myszy jest przymocowane do metalowego uchwytu i umieszczone w centrum obrotowego gantry µCT. (C) Należy unikać powstania szczeliny między podłożem a metalowym uchwytem, ponieważ w przeciwnym razie markery mogą zostać błędnie przypisane, co doprowadzi do nieprawidłowej fuzji. Rurka z gazem anestetycznym powinna być podłączona do złącza rurki. (D) Podłoże dla myszy należy wsunąć do FMT przodem do przodu, aby umożliwić poprawną automatyczną fuzję. (E) Markery są widoczne dla kamery FMT, która jest wykorzystywana do automatycznego wykrywania markerów i fuzji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52770/52770fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Segmentacja, fuzja i rekonstrukcja równowagi statycznej; schemat analizy obrazowania z markerami." src="/files/ftp_upload/52770/52770fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Fuzja i rekonstrukcja obrazu. (A, B) Markery oraz zewnętrzny kształt myszy są określane przez zautomatyzowany algorytm segmentacji. (C, D) 15 min po wstrzyknięciu OsteoSense znaczna ilość sondy została już wydalona do pęcherza moczowego. Po fuzji rekonstrukcji dostarczonej przez producenta z danymi µCT widoczne stają się problemy. Większość sygnału pojawia się wokół pęcherza, a nie w jego wnętrzu, a część sygnału pojawia się nawet w powietrzu. Dzieje się tak, ponieważ FMT zakłada blokowy kształt myszy. (E, F) Nasza ulepszona rekonstrukcja fluorescencji, wykorzystująca kształt myszy wyprowadzony z danych µCT, skutkuje lepszą lokalizacją fluorescencji wewnątrz pęcherza. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52770/52770fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza tomografii komputerowej anatomicznej; wizualizacja segmentowanych organów; badanie danych obrazowania radiologicznego." src="/files/ftp_upload/52770/52770fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Interaktywna segmentacja organów. (A) W celu ilościowego określenia rozkładu fluorescencji segmentowanych jest kilka organów: serce (czerwony), płuco (różowy), wątroba (brązowy), żołądek (beżowy), kręgosłup (fioletowy), nerki (żółty), jelito (zielony) i pęcherz moczowy (złoty). (B) Płuco, które silnie kontrastuje z otaczającą tkanką, jest segmentowane przy użyciu progowania i wypełniania obszarów. (C) Organy o okrągłym kształcie, takie jak pęcherz moczowy, nerki i serce, są segmentowane za pomocą „scribbles” (notatek graficznych). (D) Organy o bardziej złożonym kształcie, np. wątroba i żołądek, są segmentowane przyrostowo za pomocą scribbles. Aby wysegmentować kręgosłup, zastosowano wysoki próg, aby wyodrębnić wszystkie kości. Następnie wycina się niektóre kości, np. żebra, aż pozostanie sam kręgosłup. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52770/52770fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Biodistribution analysis, urine excretion, bladder, timed imaging, and concentration graph." src="/files/ftp_upload/52770/52770fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 4"> 
Rycina 4. Biodystrybucja. W celu oceny biodystrybucji myszy poddaje się skanowaniu w kilku punktach czasowych (A-F). (ASkan wstępny, wykonany przed iniekcją, wykazuje niewielki sygnał tła w kanale 750 nm.B15 min po wstrzyknięciu znaczna ilość sondy znajduje się już w pęcherzu moczowym.C) W punkcie czasowym 2 h mysz oddała mocz, co skutkowało wystąpieniem fluorescencji poza organizmem zwierzęcia. W późniejszych punktach czasowych (D-F), sygnał pojawia się głównie w kościach i stawach, t. j.., w obrębie kręgosłupa i kolan. (G) Przedstawiono ilościowe stężenie fluorescencji dla wybranych organów.

Opisujemy protokół obrazowania hybrydowego, łączący tomografię za pośrednictwem fluorescencji (FMT) z mikrotomografią komputerową (μCT). Po fuzji i rekonstrukcji przeprowadzamy interaktywną segmentację narządów w celu wyodrębnienia ilościowych pomiarów rozkładu fluorescencji.

Hybrydowe obrazowanie μCT-FMT i analiza obrazu

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to ...

Tomografia fluorescencyjna to wysoce czuła technika obrazowania służąca do ilościowej oceny rozkładu fluorescencji. W przypadku myszy w znieczuleniu dostępnych jest wiele celowanych sond fluorescencyjnych, które umożliwiają obrazowanie angiogenezy, apoptozy, stanu zapalnego i innych procesów. W tym filmie pokażemy, jak w naszym instytucie przeprowadza się hybrydowe obrazowanie z wykorzystaniem FMT i Micro CT.W rozdziale pierwszym, poświęconym urządzeniom, przedstawiamy FMT – skrót ten oznacza fluorescencyjną tomografię molekularną. Tomografia polega na generowaniu obrazów 3D. FMT charakteryzuje się wysoką czułością w obrazowaniu wrodzonej fluorescencji u myszy.Kolejnym krokiem jest otwarcie przedniego panelu, aby odsłonić wnętrze FMT. Na dole znajduje się laser zamontowany na serwonapędzie 2D. Laser emituje światło w kierunku myszy, która jest umieszczona w częściowo przezroczystym legowisku dla myszy.Nad legowiskiem dla myszy znajduje się matryca diod LED służąca jako alternatywne źródło światła, co umożliwia pracę FMT jako standardowego urządzenia do obrazowania refleksyjnego. Koło filtrowe jest zamontowane pod soczewką, która przechwytuje światło dla detektora znajdującego się na górze urządzenia. Jest to nasz mikro-tomograf komputerowy.Mikrotomograf komputerowy (micro CT) jest wyposażony w dwie lampy rentgenowskie i dwa detektory panelowe, co umożliwia przeprowadzenie skanowania dwuenergetycznego. Rozdział drugi, protokół skanowania FMT micro CT. Zarówno FMT, jak i micro CT są przeznaczone do obrazowania myszy; przed badaniem myszy są znieczulane izofluranem.Do skanowania FMT konieczne jest usunięcie sierści myszy, co można skutecznie przeprowadzić przy użyciu kremu depilacyjnego. U niektórych szczepów myszy mogą wystąpić wysypki po zastosowaniu kremu depilacyjnego. Dlatego zaleca się monitorowanie zwierząt pod kątem zmian skórnych i kontakt z personelem weterynaryjnym w celu zapewnienia opieki w razie potrzeby.Należy również rozpocząć od przetestowania tolerancji na małej grupie osobników każdego nowego szczepu myszy. Aby zapobiec hipotermii, mysz umieszcza się na podgrzewaczu. Ze względu na niewielki rozmiar, w celu wstrzyknięcia środka kontrastowego, w żyłę ogonową wprowadza się cewnik.Jest to czynność dość trudna i wymaga pewnego doświadczenia. Jeśli krew cofnie się do cewnika, oznacza to, że został on prawidłowo umieszczony. Aby uniknąć przeciążenia objętościowego, można wstrzyknąć fluorescencyjne środki kontrastowe oraz środki kontrastowe do TK.Maksymalna dawka do wstrzyknięcia powinna wynosić 5 ml na kilogram masy ciała, co w przypadku myszy o masie 30 g oznacza 150 µL. Do skanowania mysz umieszcza się w multimodalnym łożu dla myszy.Na ogonie myszy mogą znajdować się symbole służące do identyfikacji. Należy unikać umieszczania ich na tułowiu, ponieważ może to wpłynąć na skanowanie optyczne. Łóżko dla myszy jest zamknięte, a jego głębokość dostosowana tak, aby ściśle utrzymać zwierzę w stałej pozycji.Należy zachować ostrożność i monitorować oddychanie, ponieważ zbyt mocne zaciśnięcie podłoża może doprowadzić do uduszenia myszy. Myszy nago są powszechnie stosowane w badaniach onkologicznych ze względu na ich immunosupresję. Fakt, że są nago, jest korzystnym skutkiem ubocznym mutacji genetycznej.Dzięki temu można pominąć żmudną procedurę usuwania sierści. Należy sprawdzić, czy mysz oddycha prawidłowo i w razie potrzeby odpowiednio skorygować ułożenie myszy w legowisku. Następnie legowisko z myszą umieszcza się wewnątrz mikro-CT.Przełączono rurki transportujące gaz fluorowy ISO, aby utrzymać przepływ gazu wewnątrz urządzenia. Następnie zamknięto micro C, aby umożliwić osłonę przed promieniowaniem rentgenowskim. Skanowanie w micro C rozpocznie się tylko wtedy, gdy pokrywa będzie zamknięta.Za pomocą przycisków w mikro-tomografie można wprowadzić mysz do wnętrza urządzenia. Na komputerze sterującym mikro-TK pozyskuje się i wyświetla topogram, a następnie dostosowuje ustawienia okna, aby lepiej widzieć mysz. Można wyznaczyć jeden lub więcej zakresów skanowania ZUP. Ich położenie jest wskazane przez jasnoniebieskie obszary.Zazwyczaj wystarczające są od jednego do trzech skanów ZUP. Po rozpoczęciu skanowania postęp jest wyświetlany za pomocą ciemnoniebieskich pasków postępu. Nasz mikro-CT z panelem płaskim wykonuje skany ZUP sekwencyjnie, co różni się od klinicznego CT spiralnego.Za pomocą przycisków platforma dla myszy zostaje przesunięta do przodu. Ponownie otwiera się pokrywę osłonową i wymienia rurki do znieczulenia. Uchwyt zostaje ostrożnie zdjęty z platformy, a rurka do znieczulenia zostaje wyciągnięta.Jest to konieczne, ponieważ AN oraz FMT nie zależą od tej małej rurki. Zamiast tego, mała komora wewnątrz FMT zostaje wypełniona gazem anestetycznym. Następnie legowisko z myszą zostaje przeniesione do FMT i umieszczone zgodnie z instrukcjami komputera sterującego FMT.Dostosowuje się pole widzenia skanowania oraz gęstość próbkowania. Zazwyczaj wykorzystuje się około 120 punktów. Skanowanie rozpoczyna się po naciśnięciu przycisku.W pierwszym przebiegu FMT pozyskiwany jest obraz prześwietlenia lub wzbudzenia dla każdego punktu źródła laserowego. W tym filmie proces ten przedstawiono w trybie przyspieszonym. Zazwyczaj zajmuje on około pięciu minut.Można zauważyć, że przez górną część ciała przenika znacznie mniej światła w porównaniu do dolnej części ciała. Wynika to z faktu, że organy o większej względnej objętości krwi, takie jak serce, wątroba i nerki, znajdują się głównie w górnej części ciała. Krew jest głównym absorbentem dla światła bliskiej podczerwieni.Drugi przebieg polega na ponownym skanowaniu tych samych punktów źródłowych z zastosowaniem innego filtra, który przepuszcza jedynie światło fluorescencyjne Rozdział trzeci, interaktywny olej i segmentacja. Aby połączyć dane z obu urządzeń, wykorzystuje się markery wbudowane w podkładkę dla myszy.Markery są również widoczne na obrazie refleksyjnym pozyskanym przez FMT. Markery stanowią w rzeczywistości proste otwory i nie muszą być wypełnione żadnym środkiem fluorescencyjnym ani kontrastem do TK. W naszym instytucie opracowaliśmy program komputerowy, który automatycznie przeprowadza detekcję i fuzję markerów.Kształt myszy, a także heterogeniczne mapy absorpcji i rozproszenia są automatycznie szacowane z wykorzystaniem danych mikro-CT, zgodnie z opisem w naszej niedawnej publikacji w czasopiśmie Theranostics. Parametry te są istotne dla ilościowej rekonstrukcji fluorescencji. Aby zmierzyć biodystrybucję fluorescencji, konieczna jest segmentacja organów.Poniżej przedstawiamy sposób interaktywnego generowania takiej segmentacji przy użyciu oprogramowania imulitic preclinical, opracowanego w naszym instytucie. Proces segmentacji został pokazany w przyspieszonym tempie; doświadczona osoba może go przeprowadzić w ciągu około 10 do 20 minut. W pierwszej kolejności wczytywany jest zestaw danych CT.Można go poddać inspekcji w 3D, wykorzystując renderowanie powierzchniy izo. Poprzez zmianę ustawień okna można zmodyfikować wartość ISO. Na przykład, aby zwizualizować kości całego ciała myszy wraz z podłożem, należy załadować nakładkę.Sygnał w tym przykładzie pojawia się w pęcherzu moczowym. Teraz wyłączono wizualizację nakładki, aby skupić się na segmentacji anatomicznej.W natywnych skanach mikro-tomografii komputerowej płuca są łatwo identyfikowalne dzięki silnemu kontrastowi negatywnemu w stosunku do innych tkanek miękkich. Dużą strukturą wewnątrz płuc jest serce. W pierwszej kolejności dokonajmy segmentacji płuc.Wszystkie woksele poniżej określonej wartości są segmentowane za pomocą progowania. Są one wyświetlane w kolorze zielonym. Płuco stanowi spójny obszar, który można wyodrębnić za pomocą operacji wypełniania.Podobnie jak w przypadku narzędzia wypełniania (wiadro z farbą). W programie graficznym można oddzielić naczynie od płuca poprzez wycinanie i wypełnianie. Organy wypukłe, takie jak pęcherz moczowy, można segmentować, rysując szkice w celu wyznaczenia granic organu.Należy dodawać kolejne szkice, aż do osiągnięcia wystarczającej dokładności. Organy niewypukłe, takie jak jelita, można segmentować fragment po fragmencie. Wątroba jawi się jako obszar homogeniczny i posiada bardziej złożoną strukturę.Z uwagi na to, że organ składa się z wielu płatów, segmentację można zapisać na dysku i wczytać do programu. Wykorzystując taką segmentację, sygnał fluorescencyjny można przypisać do poszczególnych organów. Program oblicza te wartości i zapisuje je w dodatkowym arkuszu; w przypadku skanów podłużnych segmentację należy powtórzyć dla każdego punktu czasowego, ponieważ odstępy są zazwyczaj zbyt długie, aby utrzymać mysz w znieczuleniu w stałej pozycji.W związku z tym segmentacja jest czasochłonnym zadaniem, jeśli w badaniu bierze udział wiele myszy i wiele punktów czasowych. Aby ilościowo ocenić wyniki, należy załadować nałożenie (overlay) i segmentację. Kliknij przycisk „set Batch settings”, aby program zapamiętał aktualne ustawienia.Teraz kliknij „batch statistics”, aby polecić programowi obliczenie wartości dla wszystkich obszarów we wszystkich skanach mikro CT FMT. Zajmie to kilka sekund. Następnie statystyki zostaną zapisane w jednym pliku arkusza kalkulacyjnego.Jest to wygodne, ponieważ użytkownik nie musi samodzielnie łączyć kilkudziesięciu plików. Na podstawie tego pliku można obliczyć krzywe narządowe. Rozdział czwarty, reprezentatywne wyniki.Aby sprawdzić, czy fuzja działa prawidłowo, wykorzystano fantom aros. W celu uzyskania rozproszenia dodano nieco proszku tytanu. Aby uzyskać nieregularny kształt, odcięto niektóre fragmenty.W fantomie rozmieszczono kilka małych wtrąceń wypełnionych fluorescencyjnym i CT środkiem kontrastowym. Ponieważ FMT nie zna rzeczywistego kształtu obiektu i zakłada kształt uproszczony, rekonstrukcja nie jest dokładna w przypadku obiektów o nieregularnych kształtach. W związku z tym zaimplementowaliśmy inną rekonstrukcję, która wykorzystuje kształt wyprowadzony z danych mikro-CT.Jak widać, lokalizacja sygnału w fantomie jest znacznie lepsza. Aby przeanalizować dane in vivo, przejrzyjmy kolejne punkty czasowe obrazowania. Jest to skan wstępny.To, co widzimy, to w zasadzie jedynie szum i artefakty. Przechodząc do następnego punktu czasowego, czyli tego po iniekcji, obserwujemy znacznie silniejszy sygnał, jednak ustawienia okna są zbyt kontrastowe. Za pomocą okna dialogowego można dostosować ustawienia okna.Większość sygnału obserwujemy w pęcherzu moczowym. Przechodząc do kolejnego punktu czasowego, 0,2 godziny po iniekcji, zauważamy sygnał poza organizmem myszy. Dzieje się tak, ponieważ mysz oddała mocz z fluorescencją na podłoże.Dalsza regulacja okna obrazowania pozwala zauważyć sygnał w obrębie kręgosłupa i kolan. Przejdźmy teraz do punktu czasowego 0,4 h po iniekcji; sygnał z moczu już zniknął, a fluorescencja w kręgosłupie i kolanach jest widoczna w kolejnych punktach czasowych: 6 h oraz 24 h po iniekcji. Obserwujemy ten sam obraz.Przejdźmy teraz do kolejnego przypadku. Skan wstępny nie wykazuje żadnych zmian przy zastosowaniu tych ustawień okna. Skan wykonany 15 minut po wstrzyknięciu wykazuje silny sygnał z pęcherza i tak dalej.W niniejszym badaniu stwierdzono wysokie stężenia w pęcherzu moczowym krótko po wstrzyknięciu, co było konsekwencją szybkiej wydalania nerkowego tej sondy. Ponadto sygnał w kręgosłupie szybko rośnie i pozostaje stosunkowo stabilny w późniejszych punktach czasowych obrazowania. Rozdział piąty, podsumowanie.Podsumowując, przedstawiamy multimodalny protokół obrazowania, który łączy zalety fluorescencji, tomografii molekularnej oraz mikrotomografii komputerowej. Anatomiczne dane mikro CT umożliwiają lepszą rekonstrukcję fluorescencji dzięki wykorzystaniu kształtu myszy. Ponadto są one przydatne do generowania segmentacji organów, które są niezbędne do wyodrębnienia pomiarów ilościowych z danych obrazowych.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Obrazowanie hybrydowe µCT-FMT i analiza obrazów

Obrazowanie naczyń krwionośnych małych zwierząt z kontrastem za pomocą mikrotomografii komputerowej (microCT) jest szybką, kosztowo efektywną i wysokoprzepustową techniką do seryjnych badań in situ rozwoju guzów, analizy sieci naczyń krwionośnych je odżywiających oraz monitorowania odpowiedzi guzów na przedkliniczne interwencje terapeutyczne.

Obrazowanie naczyń z kontrastem przy użyciu mikrotomografii komputerowej (MicroCT)

Nieniszcząca wizualizacja objętościowa jest możliwa do uzyskania jedynie za pomocą technik tomograficznych, z których najefektywniejszą jest mikrotomografia komputerowa (CT) promieniami rentgenowskimi.

Wysokorozdzielcze obrazowanie 3D Ex-vivo Próbki biologiczne w mikro-tomografii komputerowej (mikro-CT)

Rentgenowska tomografia komputerowa (HRCT) o wysokiej rozdzielczości to nieniszcząca technika obrazowania diagnostycznego, która może być wykorzystana do badania struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin w 3D. Pokazujemy, w jaki sposób HRCT ułatwia eksplorację sieci ksylemu w szerokim zakresie tkanek i gatunków roślin.

Wykorzystanie tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości do wizualizacji trójwymiarowej struktury i funkcji naczyń krwionośnych roślin

Połączone obrazowanie optyczne i μCT w mysim modelu infekcji implantu ortopedycznego, wykorzystujące bioluminescencyjny zmodyfikowany szczep Staphylococcus aureus, zapewniło możliwość nieinwazyjnego i podłużnego monitorowania dynamiki infekcji bakteryjnej, jak również odpowiadającej jej reakcji zapalnej i zmian anatomicznych w kości.

Połączone obrazowanie optyczne in vivo i μCT w celu monitorowania infekcji, stanu zapalnego i anatomii kości w zakażeniu implantu ortopedycznego u myszy

Celem tego badania było ulepszenie korejestracji do fuzji obrazów (IF) danych przedinterwencyjnej CT z fluoroskopią rentgenowską w czasie rzeczywistym (XR) podczas przezudowej przezcewnikowej implantacji zastawki aortalnej (TAVI).

Ulepszona rejestracja angiografii 3D CT z fluoroskopią rentgenowską w celu fuzji obrazu podczas przezcewnikowej implantacji zastawki aortalnej

Przeanalizowaliśmy kinematykę stawów na podstawie danych z czterowymiarowej tomografii komputerowej. Sekwencyjna metoda rejestracji 3D-3D półautomatycznie zapewnia kinematykę poruszającej się kości w stosunku do kości przedmiotowej na podstawie danych z czterowymiarowej tomografii komputerowej.

Czterowymiarowa analiza TK z wykorzystaniem sekwencyjnej rejestracji 3D-3D

Program reagowania na wyrzucenie na brzeg waleni w Hongkongu obejmuje pośmiertną tomografię komputerową, która dostarcza cennych informacji na temat zdrowia biologicznego i profilu zmarłych zwierząt. W tym badaniu opisano 8 technik renderowania obrazów, które są niezbędne do identyfikacji i wizualizacji wyników sekcji zwłok u wyrzuconych na brzeg waleni, które pomogą klinicystom, weterynarzom i personelowi ratunkowemu na całym świecie w pełnym wykorzystaniu metody radiologicznej.

Techniki renderowania obrazu w pośmiertnej tomografii komputerowej: ocena zdrowia biologicznego i profilu u wyrzuconych na brzeg waleni

Ten protokół przedstawia zbiór sarkomerów, wapnia i makroskopowych danych geometrycznych z aktywnie kurczącego się trabecula serca ex vivo. Te równoczesne pomiary są możliwe dzięki integracji trzech modalności obrazowania.

Jednoczesne obrazowanie w jasnym polu, fluorescencji i optycznej koherentnej tomografii kurczących się beleczków serca ex vivo

Obrazowanie angiografii dynamicznej tomografii komputerowej (CTA) dostarcza dodatkowej wartości diagnostycznej w charakterystyce przecieków wewnątrzspadowych aorty. Protokół ten opisuje podejście jakościowe i ilościowe wykorzystujące analizę krzywej tłumienia w czasie w celu scharakteryzowania przecieków. Przedstawiono technikę integracji dynamicznego obrazowania CTA z fluoroskopią z wykorzystaniem fuzji obrazów 2D-3D w celu lepszego prowadzenia obrazu podczas leczenia.

Dynamiczna angiografia tomografii komputerowej z rozdzielczością czasową do charakterystyki przecieków wewnątrzaortalnych i wskazówek dotyczących leczenia za pomocą obrazowania fuzyjnego 2D-3D

Tutaj prezentujemy eksperymentalny protokół obrazowania do ilościowego oznaczania funkcji i morfologii serca za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości dla małych zwierząt. Pod uwagę brane są zarówno myszy, jak i szczury, omawiając różne wymagania dotyczące środków kontrastowych w tomografii komputerowej dla tych dwóch gatunków.

Pozytonowa tomografia emisyjna serca o wysokiej rozdzielczości/tomografia komputerowa dla małych zwierząt

Często konieczne jest połączenie wielu metod obrazowania, aby uzyskać kompleksowe zrozumienie patofizjologii. Podejście to wykorzystuje fantomy do generowania transformacji różnicowej między układami współrzędnych dwóch modalności, która jest następnie stosowana do korejestracji. Ta metoda eliminuje potrzebę stosowania powierników w skanach produkcyjnych.

Multimodalna międzysystemowa i bezmarkerowa korejestracja metod obrazowania przedklinicznego

Poznaj protokół hybrydowego obrazowania μCT-FMT do ilościowej analizy dystrybucji fluorescencji w myszach. Ta metoda łączy tomografię fluorescencyjną z mikrotomografią komputerową w badaniach neurobiologicznych.

Hybrydowe obrazowanie μCT-FMT i analiza obrazu

Przeglądaj więcej filmów