Name: Obrazowanie termowizyjne do nieinwazyjnego badania stresu u nieskrępowanych ptaków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 7 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę oceny ostrego stresu u dzikich ptaków za pomocą termografii podczerwieni. Protokół umożliwia monitorowanie zmian temperatury skóry wokół oka u Cyanistes caeruleus bez konieczności bezpośredniego chwytania zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant projektu BBSRC dla DMcK, DMcC i RGN (BB/K002775/1) oraz stypendium doktoranckie [dla JP, BB/J013854/1]. Z wdzięcznością dziękujemy za fantastyczne porady dotyczące sprzętu technicznego i technik terenowych, które otrzymaliśmy w trakcie trwania projektu od Nozrata Mirzaia (Jednostka Bioelektroniki, Uniwersytet w Glasgow), Rossa McLeoda i Matthew Claveya (ThermalVision Research), a także SCENE za całe wsparcie logistyczne prac terenowych. Chcielibyśmy również podziękować Debbie Kelton z Veracity za hojne dostarczenie sprzętu służącego do zasilania kamery termowizyjnej w terenie.

Oświadczenie etyczne:
Praca polegała na rutynowej metodzie łapania wolno żyjących małych wróblowatych zatwierdzonej przez British Trust for Ornithology, a protokół chwytania wywołujący łagodny stres u ptaków został przeprowadzony na podstawie licencji brytyjskiego Ministerstwa Spraw Wewnętrznych.
1. Przygotowanie do filmowania
<ol>
	<li>Stwórz zestaw do filmowania, w którym ptaki są zachęcane do ustawiania się przed kamerą (Rysunek 1). Ptak wchodzi do zestawu przez otwór w jednej ścianie końcowej i ma dostęp do pożywienia w pobliżu przeciwległej ściany końcowej.</li>
	<li>Aby przyzwyczaić ptaki do tego ustawienia, należy zapewnić odpowiedni pokarm (np. ziarna orzeszków ziemnych) w karmniku na kilka tygodni przed rejestracją. Oprócz dostarczania jedzenia, pozostaw ustawienie w spokoju. W tym okresie umieść atrapę statywu przed karmnikiem, aby ptaki mogły również przyzwyczaić się do kamery.</li>
	<li>W dniu nagrywania należy zmniejszyć dostępność ziaren orzeszków ziemnych w zestawie, usuwając cały pozostały pokarm z karmnika i zastępując go pokarmem znajdującym się w przezroczystym pojemniku z małym otworem pośrodku na górze, przez który ptaki mogą uzyskać dostęp do pokarmu. Umieść ten pojemnik na żywność na środku klatki na końcu naprzeciwko otworu wejściowego.</li>
	<li>Umieść mały kwadrat czarnej taśmy izolacyjnej o emisyjności znanej jako emisyjność naturalna w jednym z rogów siatki pudełka, tak aby pojawiała się na wszystkich obrazach. Przymocuj czarną taśmę izolacyjną do termopary połączonej z rejestratorem temperatury, który rejestruje temperaturę czarnej taśmy izolacyjnej z rozdzielczością 0,1 °C co 1 sek.</li>
	<li>Umieść kamerę termowizyjną w odległości 50 cm od środka pułapki, tak aby cała skrzynka zmieściła się w polu widzenia kamery, a ptaki żerujące z przezroczystego pojemnika zostaną umieszczone w strefie ostrości kamery. Podłącz kamerę do laptopa, ustaw kamerę tak, aby nagrywała obrazy średnio z prędkością 7,5 klatki na sekundę (ze znacznikiem czasu) i wysyłaj obrazy na dysk twardy laptopa, aby tam je zapisać.</li>
	<li>Przymocuj żyłkę wędkarską do obrotowych drzwi zestawu i rozwiń ją do pozycji, w której eksperymentator jest ukryty przed wzrokiem ptaków, ale ustawienie można nadal obserwować - około 20 m od ustawienia.</li>
</ol>
2. Filmowanie reakcji ptaka na łagodny ostry stres
<ol>
	<li>Gdy ptak wejdzie do karmnika, pozostaw go w spokoju w budce na ok. 5 sekund.</li>
	<li>Pociągnij za żyłkę po spędzeniu przez ptaka ok. 5 sekund w pudełku, aby zamknąć karmnik. Uważaj, aby ptak nadal znajdował się na drugim końcu pudełka, aby zminimalizować ryzyko zranienia ptaka.</li>
	<li>Natychmiast podejdź do karmnika i stój nieruchomo za kamerą przez około 3 minuty. Następnie wyjmij ptaka z pudełka i puść go.</li>
</ol>
3. Ekstrakcja temperatury okolicy oka z obrazów termowizyjnych
<ol>
	<li>Wyodrębnij maksymalną temperaturę z każdej klatki. Uwaga: Maksymalna temperatura była praktycznie zawsze rejestrowana w obszarze wokół oka, ograniczonym przez odsłoniętą skórę pierścienia okołoocznego (ryc. 2) i jest dalej określana jako temperatura okolicy oka.
	<ol>
		<li>W oprogramowaniu do analizy termowizyjnej kliknij prawym przyciskiem myszy na obraz, "dodaj" nowy wykres dla maksimum obrazu. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy wykres, który eksportuje dane (temperaturę obszaru oka i czas wykonania klatki) do pliku CSV.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń z pliku CSV wszystkie linie z ramek, w których obszar oczu ptaka nie był widoczny</li>.
	<li>Wykreślić maksymalną temperaturę w funkcji czasu w R 27, ręcznie określić punkty, w których skoki temperatury > +0,2 °C między dwoma kolejnymi odczytami, gdy błona nazębna została naciągnięta na oko (mruganie) oraz punkty o niskich wartościach poza zakresem temperatur ciała dla ptaków 28 (tj. gdy obszar oka był widoczny, ale rozmyty przez ruch przez wiele klatek), a następnie usunąć odpowiednie linie z pliku danych CSV utworzonego w kroku 3.1. </li>
	<li>Zmierz temperaturę otoczenia.
	<ol>
		<li>Pobierz dane (czas i temperaturę rejestratora) z rejestratora temperatury na komputer i wyeksportuj do arkusza kalkulacyjnego.</li>
		<li>Aby uzyskać temperaturę otoczenia z obrazu termicznego, w oprogramowaniu do analizy obrazu termicznego narysuj kwadrat na czarnej taśmie izolacyjnej, która pokryła sondę rejestratora temperatury, a następnie kliknij prawym przyciskiem myszy kwadrat i wybierz "dodaj nowy wykres" dla średniej temperatury kwadratu.</li>
		<li>Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy ten wykres, aby wyeksportować dane (czas i temperaturę IRT) do pliku CSV. Połącz dwa wynikowe szeregi czasowe temperatury dla rejestratora temperatury i dopasowania obrazu termicznego dla czasu w jednym arkuszu kalkulacyjnym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dostosuj temperaturę okolicy oczu do temperatury otoczenia. Wyeksportuj arkusz kalkulacyjny utworzony w kroku 3.4 do pliku CSV dopasowując czas. Do każdej zatrzymanej temperatury okolicy oka dodaj różnicę między rejestratorem temperatury a wartościami temperatury uzyskanymi z obrazowania termicznego (temperatura rejestratora – temperatura IRT) zmierzonymi w tym samym czasie.</li>
	<li>Przeprowadź automatyczne filtrowanie, aby usunąć mniej dokładne wartości niskiej temperatury w okolicy oka za pomocą algorytmu wyszukiwania wartości szczytowych (patrz Plik kodu uzupełniającego), aby automatycznie wyodrębnić najwyższe (a tym samym najdokładniejsze) punkty w danych. 
	Uwaga: Algorytm wyszukiwania szczytów reorganizuje dane dotyczące temperatury w wektor o zdefiniowanej przez użytkownika szerokości (rozpiętości), zalecany zakres = 3, wyodrębniając wartość środkową w wierszach, w których liczby po obu stronach są niższe, tj. szczyty.</li>
	<li>Użyj interpolacji liniowej, aby zamknąć przerwy pozostawione przez sekwencje, gdy żaden pik nie został wyodrębniony i gdy obszar oka nie był widoczny. Użyj polecenia na.approx (pakiet zoo v1.7-11 w R 27), aby podać pojedynczą wartość temperatury na sekundę dla każdej osoby.</li>
	<li>W pliku danych CVS dodaj wartość 0,2 do każdej temperatury obszaru oka, aby skorygować efekt wykonywania zdjęć przez siatkę. 
	Uwaga: Testy wykazały, że gdy ciało doskonale czarne, podgrzane do przybliżonej średniej temperatury ciała ptaka wynoszącej ~41 ºC w fazie aktywnej 28, było obrazowane przez okienko siatki o tym samym rozmiarze siatki, jaki został użyty w konfiguracji do filmowania, temperatury zarejestrowane przez kamerę termowizyjną w obszarach niezasłoniętych przez druty były o 0,2 ºC niższe niż wartości uzyskane bez siatki interweniującej (średnia różnica = -0,2 ºC ± 0,085 SD, n = 30, zakres temperatur ciała doskonale czarnego = 41,6–42,5 ºC). 
	Uwaga: Jest to współczynnik korekcyjny specyficzny dla warunków w tym badaniu i prawdopodobnie będzie się różnił w zależności od marki przyrządu oraz rodzaju i szerokości siatki między zwierzęciem a kamerą, a w każdej sytuacji musi być ustalony dla konkretnych warunków badania.</li>
	<li>Z maksymalnych temperatur okolicy oczu zarejestrowanych przed zamknięciem pudełka należy wybrać najwyższą wartość, która będzie stanowić podstawową temperaturę okolicy oczu niezakłóconego ptaka. Dodaj tę podstawową temperaturę obszaru oczu jako nową kolumnę do pliku CVS (linia bazowa). Następnie odejmij wartość bazową od każdej zachowanej maksymalnej wartości temperatury w okolicy oka, generując nową kolumnę w pliku danych CVS. 
	Uwaga: Ta nowa wartość wyraża teraz reakcję ptaka na łagodny ostry stres jako odchylenie od niezakłóconej temperatury wyjściowej.</li>
	<li>Wykreśl odchylenia maksymalnej temperatury okolicy oka od podstawowej temperatury okolicy oka wszystkich osobników po zamknięciu pułapki za pomocą polecenia ggplot (pakiet ggplot2 v1.0.0 w R 27). Wygeneruj bootstrapowane 95% przedziały ufności za pomocą opcji mean_cl_boot (pakiet ggplot2 v1.0.0 w R 27). Szczegółowe informacje można znaleźć w pliku kodu uzupełniającego.</li>
</ol>

<ol><li>Romero, L. M., Dickens, M. J., Cyr, N. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reactive+scope+model+-+A+new+model+integrating+homeostasis%2C+allostasis%2C+and+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Hormones+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">The reactive scope model - A new model integrating homeostasis, allostasis, and stress.</a> Hormones and Behavior. 55, 375-389 (2009).</li>
<li>McEwen, B. S., Wingfield, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+concept+of+allostasis+in+biology+and+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Hormones+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">The concept of allostasis in biology and biomedicine.</a> Hormones and Behavior. 43, 2-15 (2003).</li>
<li>Rensel, M. A., Schoech, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeatability+of+baseline+and+stress-induced+corticosterone+levels+across+early+life+stages+in+the+Florida+scrub-jay+%28Aphelocoma+coerulescens%29%5BTitle%5D)+AND+%22Hormones+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Repeatability of baseline and stress-induced corticosterone levels across early life stages in the Florida scrub-jay (Aphelocoma coerulescens).</a> Hormones and Behavior. 59, 497-502 (2011).</li>
<li>Wingfield, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+endocrinology%2C+environment+and+global+change%5BTitle%5D)+AND+%22General+and+Comparative+Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Comparative endocrinology, environment and global change.</a> General and Comparative Endocrinology. 157, 207-216 (2008).</li>
<li>Buwalda, B., Scholte, J., de Boer, S. F., Coppens, C. M., Koolhaas, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+glucocorticoid+stress+response+does+not+differentiate+between+rewarding+and+aversive+social+stimuli+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hormones+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">The acute glucocorticoid stress response does not differentiate between rewarding and aversive social stimuli in rats.</a> Hormones and Behavior. 61, 218-226 (2012).</li>
<li>Romero, L. M., Reed, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collecting+baseline+corticosterone+samples+in+the+field%3A+Is+under+3+min+good+enough%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology+-+A+Molecular+and+Integrative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Collecting baseline corticosterone samples in the field: Is under 3 min good enough.</a> Comparative Biochemistry and Physiology - A Molecular and Integrative Physiology. 140, 73-79 (2005).</li>
<li>Harper, J. M., Austad, S. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fecal+glucocorticoids%3A+a+noninvasive+method+of+measuring+adrenal+activity+in+wild+and+captive+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+and+Biochemical+Zoology%22%5BJournal%5D)">Fecal glucocorticoids: a noninvasive method of measuring adrenal activity in wild and captive rodents.</a> Physiological and Biochemical Zoology. 73, 12-22 (2000).</li>
<li>Bortolotti, G. R., Marchant, T. A., Blas, J., German, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticosterone+in+feathers+is+a+long-term%2C+integrated+measure+of+avian+stress+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Functional+Ecology%22%5BJournal%5D)">Corticosterone in feathers is a long-term, integrated measure of avian stress physiology.</a> Functional Ecology. 22, 494-500 (2008).</li>
<li>Oka, T., Oka, K., Hori, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+and+mediators+of+psychological+stress-induced+rise+in+core+temperature%5BTitle%5D)+AND+%22Psychosomatic+Medicine%22%5BJournal%5D)">Mechanisms and mediators of psychological stress-induced rise in core temperature.</a> Psychosomatic Medicine. 63, 476-486 (2001).</li>
<li>Bouwknecht, A. J., Olivier, B., Paylor, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+stress-induced+hyperthermia+paradigm+as+a+physiological+animal+model+for+anxiety%3A+a+review+of+pharmacological+and+genetic+studies+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+and+Biobehavioral+Reviews%22%5BJournal%5D)">The stress-induced hyperthermia paradigm as a physiological animal model for anxiety: a review of pharmacological and genetic studies in the mouse.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 31, 41-59 (2007).</li>
<li>Moe, R. O., Bakken, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Handling+and+Physical+Restraint+on+Rectal+Temperature%2C+Cortisol%2C+Glucose+and+Leucocyte+Counts+in+the+Silver+Fox+%28Vulpes+vulpes%29%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Veterinaria+Scandinavica%22%5BJournal%5D)">Effects of Handling and Physical Restraint on Rectal Temperature, Cortisol, Glucose and Leucocyte Counts in the Silver Fox (Vulpes vulpes).</a> Acta Veterinaria Scandinavica. 38, 29-39 (1997).</li>
<li>Cabanac, M., Aizawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fever+and+tachycardia+in+a+bird+%28Gallus+domesticus%29+after+simple+handling%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%2C+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Fever and tachycardia in a bird (Gallus domesticus) after simple handling.</a> Physiology, and Behavior. 69, 541-545 (2000).</li>
<li>Cabanac, A. J., Guillemette, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+and+heart+rate+as+stress+indicators+of+handled+common+eider%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%2C+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Temperature and heart rate as stress indicators of handled common eider.</a> Physiology, and Behavior. 74, 475-479 (2001).</li>
<li>Carere, C., van Oers, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shy+and+bold+great+tits+%28Parus+major%29%3A+body+temperature+and+breath+rate+in+response+to+handling+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%2C+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Shy and bold great tits (Parus major): body temperature and breath rate in response to handling stress.</a> Physiology, and Behavior. 82, 905-912 (2004).</li>
<li>Gray, D. A., Maloney, S. K., Kamerman, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restraint+increases+afebrile+body+temperature+but+attenuates+fever+in+Pekin+ducks+%28Anas+platyrhynchos%29%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Restraint increases afebrile body temperature but attenuates fever in Pekin ducks (Anas platyrhynchos).</a> American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 294, R1666-R1671 (2008).</li>
<li>Meyer, L. C. R., Fick, L., Matthee, A., Mitchell, D., Fuller, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperthermia+in+captured+Impala+%28Aepyceros+melampus.%29%3A+A+fright+not+flight+response%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Wildl.+Dis%22%5BJournal%5D)">Hyperthermia in captured Impala (Aepyceros melampus.): A fright not flight response.</a> J. Wildl. Dis. 44, 404-416 (2008).</li>
<li>Busnardo, C., Tavares, R. F., Resstel, L. B. M., Elias, L. L. K., Correa, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraventricular+nucleus+modulates+autonomic+and+neuroendocrine+responses+to+acute+restraint+stress+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Autonomic+Neuroscience%3A+Basic%2C+and+Cinical%22%5BJournal%5D)">Paraventricular nucleus modulates autonomic and neuroendocrine responses to acute restraint stress in rats.</a> Autonomic Neuroscience: Basic, and Cinical. 158, 51-57 (2010).</li>
<li>Kramer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+conditioning+on+the+increase+of+heart+rate+and+body+temperature+provoked+by+handling+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22ATLA+Alternatives+to+Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Effect of conditioning on the increase of heart rate and body temperature provoked by handling in the mouse.</a> ATLA Alternatives to Laboratory Animals. 32, 177-181 (2004).</li>
<li>Lowe, T. E., Cook, C. J., Ingram, J. R., Harris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+ear-pinna+temperature+as+a+useful+measure+of+stress+in+sheep+%28Ovis+aries%29%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Welfare%22%5BJournal%5D)">Changes in ear-pinna temperature as a useful measure of stress in sheep (Ovis aries).</a> Animal Welfare. 14, 35-42 (2005).</li>
<li>Ahola, L., Harri, M., Kasanen, S., Mononen, J., Pyykönen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+family+housing+of+farmed+silver+foxes+%28+Vulpes+vulpes+%29+in+outdoor+enclosures+on+some+behavioural+and+physiological+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Effect of family housing of farmed silver foxes ( Vulpes vulpes ) in outdoor enclosures on some behavioural and physiological parameters.</a> Canadian Journal of Animal Science. 80, 427-434 (2000).</li>
<li>Harri, M., Mononen, J., Ahola, L., Plyusnina, I., Rekilä, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioural+and+physiological+differences+between+silver+foxes+selected+and+not+selected+for+domestic+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Welfare%22%5BJournal%5D)">Behavioural and physiological differences between silver foxes selected and not selected for domestic behaviour.</a> Animal Welfare. 12, 305-314 (2003).</li>
<li>Van Bogaert, M. J. V., Groenink, L., Oosting, R. S., Westphal, K. G. C., Van Der Gugten, J., Olivier, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+strain+differences+in+autonomic+responses+to+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%2C+Brain+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Mouse strain differences in autonomic responses to stress.</a> Genes, Brain and Behavior. 5, 139-149 (2006).</li>
<li>Van Der Heyden, J. A. M., Zethof, T. J. J., Olivier, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress-induced+hyperthermia+in+singly+housed+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Stress-induced hyperthermia in singly housed mice.</a> Physiology and Behavior. 62, 463-470 (1997).</li>
<li>Singer, C., Ruf, T., Schober, F., Fluch, G., Paumann, T., Arnold, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+telemetry+system+for+continuous+measurement+of+heart+rate%2C+body+temperature+and+locomotor+activity+in+freeranging+ruminants%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">A versatile telemetry system for continuous measurement of heart rate, body temperature and locomotor activity in freeranging ruminants.</a> Methods in Ecology and Evolution. 1, 75-85 (2010).</li>
<li>McCafferty, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+thermal+imaging+in+avian+science%5BTitle%5D)+AND+%22Ibis%22%5BJournal%5D)">Applications of thermal imaging in avian science.</a> Ibis. 155, 4-15 (2013).</li>
<li>Edgar, J. L., Nicol, C. J., Pugh, C. A., Paul, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+temperature+changes+in+response+to+handling+in+domestic+chickens%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%2C+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Surface temperature changes in response to handling in domestic chickens.</a> Physiology, and Behavior. 119, 195-200 (2013).</li>
<li>R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22R+Foundation+for+Statistical+Computing%22">R Foundation for Statistical Computing</a>. , Vienna, Austria. At
 <a target="_blank" href="http://www.r-project.org/">http://www.r-project.org/</a> (2014).</li>
<li>Prinzinger, R., Pressmar, A., Schleucher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature+in+birds%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Body temperature in birds.</a> Comparative Biochemistry and Physiology. 99, 499-506 (1991).</li>
<li>Moe, R. O., Stubsjøen, S. M., Bohlin, J., Flø, A., Bakken, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+temperature+drop+in+response+to+anticipation+and+consumption+of+a+signaled+palatable+reward+in+laying+hens+%28Gallus+domesticus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%2C+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Peripheral temperature drop in response to anticipation and consumption of a signaled palatable reward in laying hens (Gallus domesticus).</a> Physiology, and Behavior. 106, 527-533 (2012).</li>
<li>Secor, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+dynamic+action%3A+a+review+of+the+postprandial+metabolic+response%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+B%22%5BJournal%5D)">Specific dynamic action: a review of the postprandial metabolic response.</a> Journal of Comparative Physiology B. 179, 1-56 (2009).</li>
<li>Midtgård, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaling+of+the+brain+and+the+eye+cooling+system+in+birds%3A+A+morphometric+analysis+of+the+ophthalmicum%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Zoology%22%5BJournal%5D)">Scaling of the brain and the eye cooling system in birds: A morphometric analysis of the ophthalmicum.</a> Journal of Experimental Zoology. 225, 197-207 (1983).</li>
<li>Edgar, J. L., Lowe, J. C., Paul, E. S., Nicol, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Avian+maternal+response+to+chick+distress%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings.+Biological+Sciences+%2F+The+Royal+Society%22%5BJournal%5D)">Avian maternal response to chick distress.</a> Proceedings. Biological Sciences / The Royal Society. 278, 3129-3134 (2011).</li>
<li>Hammel, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared+emissivity+of+some+Arctic+fauna%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Mammalogy%22%5BJournal%5D)">Infrared emissivity of some Arctic fauna.</a> Journal of Mammalogy. 37, 375-378 (1956).</li>
<li>Khaliq, I., Hof, C., Prinzinger, R., Böhning-Gaese, K., Pfenninger, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+variation+in+thermal+tolerances+and+vulnerability+of+endotherms+to+climate+change%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings.+Biological+Sciences+%2F+The+Royal+Society%22%5BJournal%5D)">Global variation in thermal tolerances and vulnerability of endotherms to climate change.</a> Proceedings. Biological Sciences / The Royal Society. 281, 20141097(2014).</li>
<li>Kant, G. J., Ra Bauman,, Pastel, R. H., Myatt, C. A., Closser-Gomez, E., D’Angelo, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+controllable+vs.+uncontrollable+stress+on+circadian+temperature+rhythms%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%2C+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Effects of controllable vs. uncontrollable stress on circadian temperature rhythms.</a> Physiology, and Behavior. 49, 625-630 (1991).</li>
<li>Endo, Y., Shiraki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+and+body+temperature+in+rats+following+chronic+foot+shock+or+psychological+stress+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Behavior and body temperature in rats following chronic foot shock or psychological stress exposure.</a> Physiology and Behavior. 71, 263-268 (2000).</li>
<li>Lin, H. P., Lin, H. Y., Lin, W. L., Huang, A. C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+stress%2C+depression%2C+and+their+interaction+on+heart+rate%2C+skin+conductance%2C+finger+temperature%2C+and+respiratory+rate%3A+Sympathetic-parasympathetic+hypothesis+of+stress+and+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Psychology%22%5BJournal%5D)">Effects of stress, depression, and their interaction on heart rate, skin conductance, finger temperature, and respiratory rate: Sympathetic-parasympathetic hypothesis of stress and depression.</a> Journal of Clinical Psychology. 67, 1080-1091 (2011).</li>
<li>Pavlidis, I., Eberhardt, N. L., Levine, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seeing+through+the+face+of+deception%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Seeing through the face of deception.</a> Nature. 415, 35(2002).</li>
<li>Nakanishi, R., Imai-Matsumura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+skin+temperature+decreases+in+infants+with+joyful+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Infant+Behavior+and+Development%22%5BJournal%5D)">Facial skin temperature decreases in infants with joyful expression.</a> Infant Behavior and Development. 31, 137-144 (2008).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Celem pracy jest opisanie niezbędnej metodyki pomiaru zmian temperatury skóry zwierzęcia wolno żyjącego w odpowiedzi na ostry czynnik stresogenny. Badanie to wykazało, że gwałtowne zmiany temperatury skóry związane z ostrą reakcją na stres u dzikich ptaków można uchwycić nieinwazyjnie za pomocą IRT. Procedura ta obejmowała pięć ważnych etapów: (1) zaprojektowanie odpowiedniej konfiguracji terenowej przy użyciu przenośnego systemu termowizyjnego, (2) pomiar temperatury wyjściowej, (3) zastosowanie łagodnego czynnika stresogennego polegającego na schwytaniu ptaka w konfiguracji, (4) automatyczne pobieranie próbek temperatury w okolicy oka post hoc oraz (5) kalibracja uzyskanych danych dotyczących temperatury. Opisana tu metodologia została zastosowana do odłowu dzikich sikorek modraszek. Reprezentatywne podstawowe temperatury okolicy oka można było uchwycić w ciągu zaledwie 5 sekund. Szacowany czas potrzebny na zarejestrowanie jednego ptaka w terenie wynosił około 1 godziny, przy czym kolejna godzina była potrzebna na przetworzenie 3-minutowej sekwencji wideo termicznego.
Zebranie dobrych danych na temat temperatury skóry zwierzęcia wymaga wysokiej jakości obrazów termowizyjnych. Kamery termowizyjne różnią się zasadniczo od kamer wykorzystujących światło widzialne tylko pod względem długości fali wykrywanego przez nie promieniowania elektromagnetycznego, a zatem wiele pojęć mających zastosowanie w fotografii (np. pole widzenia, głębia ostrości) ma również zastosowanie w termografii. Jak powszechnie praktykują fotografowie dzikiej przyrody, każde miejsce, które zwierzę odwiedza w sposób przewidywalny, w którym naturalne (np. miejsca gniazdowania) lub sztuczne (np. karmniki) może być wykorzystane do zbierania obrazów termowizyjnych. Przyciąganie zwierząt do kamery, zamiast prób podążania za nimi przez ich środowisko, ma tę zaletę, że pozwala nam ustawić kamerę z wyprzedzeniem, aby zebrać wysokiej jakości obraz przy minimalnych zakłóceniach, gdy tylko zwierzę pojawi się w polu widzenia. Jednak przy takim podejściu ważne jest, aby zbadać lub uwzględnić wpływ tego konkretnego kontekstu pomiaru na stres lub temperaturę skóry. Na przykład w tym przypadku ptaki mierzono w kontekście karmienia, a jedzenie wykorzystywano do aktywnego zwabiania modraszkich do zestawu. Badania na kurczakach sugerują, że ostre pozytywne doświadczenia, takie jak oczekiwanie i spożycie nagrody w postaci jedzenia w próbie uczenia się asocjacyjnego , mogą również obniżyć temperaturę oczu. W związku z tym na "poziomy wyjściowe" osób wchodzących w ten konkretny układ może mieć wpływ związek tego aktu z nagrodą. Możliwość ta wymaga dalszych badań, choć oczekuje się, że jeśli wystąpi, zwiększy to spadek w stosunku do już zaobserwowanych poziomów wyjściowych. Co więcej, termogeneza zachodzi wraz z trawieniem pokarmu, chociaż nie oczekuje się, że specyficzne efekty pokarmu spożywanego podczas pomiaru podstawowego znacząco podniosą temperaturę w ciągu 3-minutowego okresu pułapkowania 30.
Biorąc pod uwagę to ograniczenie, mierzenie wszystkich zwierząt w tym samym kontekście jest również wielką zaletą tego podejścia. Reprezentatywne wyniki wykazały, że przed zastosowaniem ostrego stresora występowały duże różnice w temperaturze okolicy oka między osobami. Zmienność wyjściowej temperatury oka (współczynnik zmienności = 3,9%) może być częściowo spowodowana błędem pomiaru lub prawdziwym odzwierciedleniem różnic między osobnikami. Okres, w którym kamera IRT rejestrowała temperaturę czarnej taśmy izolacyjnej przez 5 sekund, gdy temperatura taśmy się nie zmieniała, średni współczynnik zmienności wynosił 0,26% (zakres od 0,08% do 0,59%). Chociaż błąd pomiaru może być większy u poruszającego się ptaka, to jednak wskazuje, że większość tych różnic w wyjściowej temperaturze okolicy oczu występuje rzeczywiście między osobnikami. Przekonanie o stosunkowo małym błędzie pomiarowym w przypadku poruszających się ptaków jest dodatkowo wspierane przez wysoką powtarzalność temperatury okolicy oka przez ponad 20 sekund podczas pomiarów podstawowych (ryc. 3). Kontrolując kontekst, możemy upewnić się, że wszystkie ptaki angażowały się w tę samą aktywność. Możemy również zminimalizować wpływ środowiska w czasie pomiaru na różnice w temperaturze skóry między osobnikami, na przykład poprzez zapewnienie, że miejsce jest chronione przed zakłócającym promieniowaniem, które w przypadku obrazowania termicznego doprowadziłoby do przeszacowania temperatury powierzchni zwierzęcia. Można to zrobić, pracując w cieniu lub strategicznie rozmieszczone klosze, w tym większość przezroczystych tworzyw sztucznych, które blokują długość fali podczerwonej. Przedstawiony tutaj protokół pokazuje prostą konfigurację, którą można łatwo zastosować w sytuacji zimujących sikorek modraszek. Sikora modra została sfilmowana w karmniku z solidnym dachem, który pozwalał uniknąć ekspozycji na bezpośrednie działanie promieni słonecznych. Tę konfigurację można również zastosować do wielu innych wróblowych, które regularnie pojawiają się w sztucznych karmnikach w określonych porach roku. Ponieważ modraszki są stosunkowo małymi zwierzętami, należy je filmować z bliska, aby uchwycić dobry poziom szczegółów. Podobnie jak w przypadku aparatów fotograficznych, zbliżenie się do obiektu — zarówno pod względem rzeczywistej odległości, jak i powiększenia — znacznie zmniejsza głębię ostrości. Aby ptaki znalazły się jak najszerzej w polu widzenia, konieczne było filmowanie ich z minimalnej odległości ustawiania ostrości aparatu, która w tym przypadku wynosiła 500 mm i zmniejszyła głębię ostrości do 40 mm. W związku z tym wszystkie elementy zestawu do filmowania muszą być zaprojektowane w taki sposób, aby zachęcać zwierzęta do pokazywania głowy w stosunkowo wąskiej strefie ostrości ostrości danej używanej kamery.
W odpowiedzi na dobrze znany ostry łagodny stresor u zwierzęcia spodziewaliśmy się gwałtownych zmian we wzorcu przepływu krwi, od obwodu do rdzenia, poprzez zwężenie naczyń krwionośnych za pośrednictwem układu współczulnego, które obniża temperaturę skóry. Obszar okołooczodołowy został wybrany, ponieważ był to jedyny obszar ciała, który nie był izolowany i jest związany z bogatą, przemieszaną siecią małych naczyń krwionośnych, rete oftalmicum, która może wpływać na utratę ciepła z oka 31. Szybka liczba klatek na sekundę w technice filmowania termicznego była w stanie pokazać spadek temperatury okolicy oka o około 2 °C w ciągu 10 sekund, a następnie wzrost temperatury do 0,5 °C od wartości wyjściowej w ciągu 3 minut. Chociaż ochłodzenie obwodowe w odpowiedzi na łagodny stres było wcześniej rejestrowane w odstępach około 1 minuty 17,26, 32, ta technika wykazała, że maksymalny spadek temperatury może być niezwykle szybki. Przy niższej rozdzielczości czasowej wielkość tego efektu może zostać pominięta. Może to być ważne przy porównywaniu różnic w reakcji na stres u różnych osób. Ponowne ogrzanie ptaka po szybkiej reakcji "walcz lub uciekaj" nie powróciło do poziomu wyjściowego, ponieważ ptak pozostał w pudełku, co wskazuje, że ptak pozostał fizjologicznie zestresowany. Ptaki zostały wypuszczone z układu doświadczalnego po arbitralnie wybranym punkcie odcięcia wynoszącym ok. 3 min, aby zminimalizować okres unieruchomienia zwierzęcia wolno żyjącego. Jednak w przyszłości badania mogą wymagać dłuższego czasu, aby zarejestrować pełną reakcję na temperaturę, dopóki temperatura w okolicy oczu zwierzęcia nie powróci do poziomu wyjściowego, jeśli jest to logistycznie możliwe.
Ten nowy protokół obejmujący serię obrazów zebranych przed i po zastosowaniu stresora pozwala teraz na szczegółowe badanie dynamiki reakcji na ostry stres i porównania wielu punktów czasowych między poszczególnymi zwierzętami. Powtórzenie tego badania u osób w różnych porach roku lub warunkach środowiskowych może pozwolić na rozwikłanie wpływu środowiska na temperaturę skóry na poziomie wyjściowym lub po ostrym stresie, jako możliwą drogę do oceny przewlekłego stresu. .
Temperatura skóry ptaka zależy nie tylko od metabolicznej produkcji ciepła i przepływu krwi, ale także od wymiany ciepła z promieniowania słonecznego, prędkości wiatru i zwilżania 25. Uniemożliwia to dokładne zapisy termograficzne w mokrych i wietrznych warunkach. Temperatura okolicy oka zarejestrowana przez kamerę termowizyjną może być czasami niedoszacowana (błąd ujemny) lub przeszacowana (błąd dodatni). Znaczny błąd dodatni wymagałby wkładu energii, ale udało się tego uniknąć dzięki temu, że ptak w karmniku był osłonięty przed słońcem. Innym źródłem błędu dodatniego było mrugnięcie ptaka. Od czasu do czasu ptak na krótko naciąga swoją błonę nakłuwającą na okolicę oka, a ponieważ jest ona przechowywana wewnętrznie w temperaturze bliższej temperaturze rdzenia ciała, mruganie daje anomalnie wysoki odczyt temperatury, gdy zakrywa gałkę oczną. Jest to jednak łatwe do wykrycia, ponieważ pozostawia bardzo wyraźny podpis, a dotkniętą ramką można usunąć. Głównym powodem negatywnego błędu w naszych zapisach było rozmycie ruchu. Każdy ruch zbyt szybki, aby mógł być uchwycony ostro przez liczbę klatek na sekundę aparatu, powoduje zakłócenie danych przechwyconych z małego, ciepłego obszaru oka obrazu z danymi z otaczającego go chłodnego obszaru (rozmycie ruchu), co skutkuje niedoszacowaniem temperatury obszaru oczu. Tak więc, po usunięciu błędów dodatnich, maksymalna temperatura zmierzona z obszaru oka jest najdokładniejszym pomiarem, a automatyczne filtrowanie za pomocą polecenia funkcji pików usuwa mniej prawdopodobne niższe wartości maksymalnych temperatur obszaru oka.
Ponadto, ponieważ promieniowanie podczerwone jest pochłaniane przez parę wodną, na zarejestrowaną temperaturę powierzchni będzie miała wpływ wilgotność względna otoczenia. Można to uwzględnić, wprowadzając temperaturę powietrza, wilgotność względną i odległość od obiektu do analitycznego oprogramowania do analizy obrazu termicznego. Jednak bardziej dokładnym i efektywnym podejściem (podjętym w tym przypadku) jest włączenie w pole widzenia ciała odniesienia o znanej temperaturze i emisyjności. W naszym przypadku był to kwadrat czarnej taśmy izolacyjnej o emisyjności 0,97, co jest w przybliżeniu równoważne naturalnej powłoce 33. Pozwala to na kalibrację temperatury okolicy oka przy użyciu różnicy między rzeczywistymi a wynikającymi z obrazowania termicznego wartościami temperatury zmierzonymi dla taśmy izolacyjnej. Temperatura powierzchni ciała doskonale czarnego może być następnie wykorzystana do kalibracji obrazów w sposób ciągły przez cały okres pomiaru.
Dzięki postępowi technologicznemu w rozwoju kamer termowizyjnych mogą one być obecnie wykorzystywane jako małe, lekkie kamery, zdolne do zbierania wielu klatek na sekundę przez dłuższy czas. Chociaż obrazowanie termowizyjne jest szeroko stosowaną techniką w badaniach nad ptakami 25, rozmiar i koszt systemów termowizyjnych ograniczyły jej zastosowanie w środowisku naturalnym. W tym badaniu system był bardzo przenośny, kosztował ok. 6 000 funtów i zapewniał obraz termowizyjny o wysokiej rozdzielczości, zdolny do nieinwazyjnego rejestrowania dokładnych danych o temperaturze od wolno żyjących zwierząt bez konieczności zajmowania się ptakami. Nagrywanie z prędkością wielu klatek na sekundę pozwala na pomiary szeregów czasowych temperatury obwodowej o wysokiej rozdzielczości, a tym samym daje możliwość zbadania dynamiki reakcji na ostry stres. Jest to trudne do osiągnięcia w przypadku konwencjonalnej próbki glikokortykosteroidów, która jest ograniczona liczbą próbek, które można pobrać w określonym czasie. Tutaj wyodrębniliśmy szereg czasowy temperatury okolicy oka w odstępie 1 sekundy, co było wystarczające do zademonstrowania reakcji temperatury obszaru oka na ostry stresor (przechwytywanie), ale możliwa byłaby również wyższa rozdzielczość czasowa. Nagromadzenie dużej liczby obrazów wymaga jednak pewnego poziomu automatyzacji w wydobywaniu informacji z obrazów. Protokół opisuje prosty, półautomatyczny proces wydobywania maksymalnej temperatury z każdego obrazu. Udało nam się to zrobić, ponieważ obszar zainteresowania, obszar oka, był zawsze najcieplejszym punktem na obrazie. Analiza może być bardziej problematyczna, jeśli obszary zainteresowania są bardziej złożone i mogą wymagać specjalnie zaprojektowanego oprogramowania do rozpoznawania wzorców (np. 34). W tym badaniu wymagane było ręczne filtrowanie w sytuacjach, w których temperatura w okolicy oka była zawyżona lub niedoszacowana, ale były one łatwe do wykrycia, ale oczywiście pożądana jest dalsza automatyzacja. Pomiary chłodzenia obwodowego wywołanego stresem za pomocą obrazowania termicznego stanowią cenne uzupełnienie innych fizjologicznych pomiarów stresu, a nieinwazyjny aspekt tej techniki jest bardzo korzystny dla dalszych badań na zwierzętach żyjących w niewoli i dzikich.
Termografia w podczerwieni, która rejestruje pełną reakcję na stres, ma ogromny potencjał jako narzędzie do oceny stresu. Aby jednak stać się nieinwazyjną alternatywą dla ustalonych testów hormonalnych i temperatury głębokiej, konieczna będzie walidacja krzyżowa między tymi miarami i określenie, czy temperatura skóry wykazuje taką samą proporcjonalność do intensywności stresora, tj. zakres reakcji na temperaturę skóry może odzwierciedlać siłę stresora. Przyszłe badania powinny również dotyczyć tego, czy temperatura skóry wychwytuje przewlekły stres. Podczas gdy oczekuje się, że SIH w odpowiedzi na ostry stresor będzie przejściowy, nawracające narażenie na ostre stresory fizyczne lub psychiczne może powodować przewlekłe podwyższenie temperatury ciała 35,36. To, czy trwające zwężenie naczyń krwionośnych przyczynia się do tego uniesienia rdzenia, nie zostało wyraźnie przetestowane. Jednak badania korelacyjne na ludziach cierpiących na przewlekłą chorobę związaną ze stresem wykazują obniżoną temperaturę palców 37. Ostatnim atrybutem do zbadania jest wartościowość: zdolność do odróżniania pozytywnych od negatywnych wydarzeń. Testy hormonalne nie są w stanie rozróżnić wartościowości 5, przy czym poziomy glikokortykosteroidów wydają się odzwierciedlać poziom pobudzenia, a nie stres. Badania nad temperaturą grzebienia u kur domowych narażonych na awersyjne i pozytywne bodźce sugerują, że temperatura skóry może być podobnie zbliżona do ogólnego pobudzenia 22,29. Jednak u ludzi różne stany emocjonalne wywołują regionalne zmiany temperatury skóry, na przykład ocieplenie okołooczodołowe i chłodzenie policzków po zaskoczeniu 38, ale ogólnie obniżona temperatura skóry podczas śmiechu 39. Porównania między różnymi regionami mogą jeszcze ujawnić stan emocjonalny. Korzystając z zaleceń przedstawionych w tym artykule, możliwe będzie znalezienie odpowiedzi na wszystkie te pytania i walidacja temperatury skóry jako nieinwazyjnego markera stresu.

Stres to centralne pojęcie w biologii, opisujące awaryjną reakcję organizmu w odpowiedzi na wyzwanie środowiskowe próbujące przywrócić homeostazę 1,2. Pod wpływem stresu wzrasta poziom glukozy we krwi, kwasów tłuszczowych i aminokwasów, tętno, częstość oddechów i tempo przemiany materii, a krew jest kierowana z obwodów do narządów rdzeniowych 2. Ten ogólny wzorzec zmian fizjologicznych przygotowuje zwierzę do szybkiego i adaptacyjnego reagowania na szereg wyzwań społecznych i fizjologicznych. Podczas gdy rozpoznawanie i rozumienie stresu leży u podstaw zarówno czystych, jak i stosowanych badań na zwierzętach, ocena stresu u nieskrępowanych zwierząt pozostaje wyzwaniem.
Powszechnie stosowanym fizjologicznym markerem stresu jest wzrost poziomu krążących hormonów glikokortykosteroidowych, takich jak kortyzol i kortykosteron 1,2. Dużą zaletą tego podejścia jest to, że ich stężenia rosną proporcjonalnie do intensywności stresora, co pozwala na ilościowe określenie stresu. Glikokortykosteroidy nie są jednak same w sobie hormonami stresu, lecz mobilizatorami magazynów energii 2. W związku z tym poziom glikokortykosteroidów zmienia się również wraz z zapotrzebowaniem na energię, porą dnia, wiekiem i statusem rozrodczym 3,4, a także w odpowiedzi na pozornie pozytywne sytuacje, takie jak możliwość krycia 5. Poziomy glikokortykosteroidów należy zatem interpretować ostrożnie i w określonym kontekście. Pomiar odpowiedzi glikokortykosteroidów na ostry stres ma również pewne ograniczenia. Ostry stresor wyzwala dynamiczną reakcję polegającą na początkowym wzroście poziomu glikokortykosteroidów, a następnie powrocie do poziomu wyjściowego 1,2. Próbki glikokortykosteroidów są zwykle uzyskiwane inwazyjnie, poprzez pobieranie próbek krwi, które same w sobie są stresorem i dlatego mogą wpływać na mierzone poziomy glikokortykosteroidów 6. Co więcej, poziomy glikokortykosteroidów mogą być mierzone tylko w jednym lub bardzo niewielu punktach czasowych, które mogą nie uchwycić zmian w szczytowych poziomach i czasie lub czasie trwania odpowiedzi, ograniczając naszą zdolność do badania zmian w czasie dynamicznej reakcji na stres u osób. Nieinwazyjne metody pobierania próbek hormonów, takie jak z kału 7, włosów lub piór 8, mierzą średnie poziomy glikokortykosteroidów w dłuższej skali czasowej, dni lub miesięcy, chociaż przydatne do badania przewlekłych stresorów, nie mają zastosowania w badaniu ostrego stresu. Ponieważ nawet najlepiej sprawdzone metody oferują jedynie ograniczoną perspektywę na zmienność ostrego stresu u poszczególnych osób, istnieje potrzeba alternatywnej metodologii pomiarów stresu fizjologicznego.
Ponieważ reakcja na stres obejmuje szereg efektów fizjologicznych, istnieją inni kandydaci, którzy mogą wskazywać na stres. Między innymi zwężenie naczyń krwionośnych za pośrednictwem układu współczulnego kieruje krew z obwodu do rdzenia ciała. To stężenie krwi, a co za tym idzie ciepła, wraz z różnymi formami termogenezy wywołanej stresem, ogrzewa rdzeń 9. W związku z tym ocieplenie rdzenia, określane jako hipertermia wywołana stresem (SIH), było również wykorzystywane jako marker ostrego stresu w badaniach farmaceutycznych 10. SIH zazwyczaj podnosi temperaturę głębokiego ciała o 0,5–1,5 °C w ciągu 10–15 minut od wystąpienia ostrego czynnika stresogennego 10. Jest to stosunkowo dobrze udokumentowane zjawisko, że powszechnie stosowany eksperymentalny stresor związany ze łapaniem i obchodzeniem się ze zwierzęciem może podnieść temperaturę ciała u wielu gatunków ssaków i ptaków 11–17. Co ważne, SIH koreluje z innymi ustalonymi wskaźnikami stresu, takimi jak tętno 18, poziom glukokortykosteroidów 19 i zachowanie 20,21. Podobnie jak w przypadku poziomów glikokortykosteroidów, temperatura rdzenia jest liniowo związana z poziomem stresu u niektórych gatunków 22. Jednak, podobnie jak w przypadku pobierania krwi, pomiar temperatury głębokiej jest sam w sobie inwazyjny i wymaga wprowadzenia lub wszczepienia sondy 10. Podstawowa temperatura rdzenia stopniowo wzrasta za każdym razem, gdy konieczne jest powtórzenie obsługi lub włożenia sondy wywołującej naprężenia 23. Niedawne osiągnięcia w zakresie urządzeń do rejestrowania temperatury, które umożliwiają zdalny dostęp do danych, mogą stanowić rozwiązanie, przynajmniej w przypadku dużych zwierząt 24.
W tym samym mechanizmie, który generuje SIH, znajduje się jeszcze jeden potencjalny marker stresu: obwodowe zwężenie naczyń krwionośnych, które przenosi krew, a wraz z nią ciepło, do rdzenia, jednocześnie chłodzi skórę 17. W przeciwieństwie do temperatury wewnętrznej, temperaturę skóry można mierzyć całkowicie nieinwazyjnie, za pomocą termografii w podczerwieni (IRT). IRT przekształca promieniowanie podczerwone emitowane z powierzchni obiektu na temperaturę 25. Ponieważ powierzchnia zwierzęcia ma zazwyczaj kilka gołych plam, z których można bezpośrednio określić temperaturę skóry, wymaga to dostępu do naturalnie odsłoniętej skóry (np. obszaru wokół oka) lub stworzenia gołej plamy poprzez przycinanie futra lub piór. Pod warunkiem, że dostęp do odpowiednio odsłoniętego obszaru skóry i zwierzę może znajdować się w polu widzenia kamery, kamery IRT mogą być używane do zdalnego rejestrowania ciągłych pomiarów temperatury skóry, co może pozwolić na sfilmowanie pełnej reakcji temperaturowej i porównanie jej między osobami. Chociaż wykazano już u kurcząt, że temperatura powierzchni reaguje na ostry stres 26, nowość tego badania polega na tym, że mierzy ono temperaturę powierzchni ciała dzikich zwierząt w dokładniejszej rozdzielczości czasowej niż poprzednie badania, a także pokazuje, że oczekiwany spadek temperatury skóry można wykryć na polu, na którym temperatura, Wilgotność i pogoda są zmienne. Celem pracy jest opisanie niezbędnej metodyki pomiaru temperatury skóry zwierzęcia nieskrępowanego za pomocą obrazowania termicznego. Używamy chwytania do wywołania łagodnego ostrego stresu u wolno żyjących sikorek modraszkich (Cyanistes caeruleus, Linnaeus 1758) i opisujemy, jak uchwycić odpowiednie obrazy, przeanalizować obrazy i przetworzyć dane w celu uzyskania krzywych odpowiedzi na temperaturę w czasie, które wykazują znaczne ochłodzenie temperatury skóry ptaków w odpowiedzi na łagodny stresor. Może to stanowić cenną alternatywną metodę oceny stresu u zwierząt dzikich i żyjących w niewoli, przydatną dla szerokiego grona badaczy, od ekologów, biologów zajmujących się ochroną przyrody i fizjologów po badaczy zajmujących się dobrostanem zwierząt.
Badanie zostało przeprowadzone w okresie od 17grudnia 2013 do4 stycznia 2014 w lesie dębu liściastego (Quercus spp.) w Szkockim Centrum Ekologii i Środowiska Naturalnego (SCENE), University of Glasgow na wschodnim brzegu Loch Lomond, zachodnio-centralna Szkocja (56.13°N, 4.13°W). Protokół obejmuje trzy główne kroki: (1) stworzenie odpowiednich warunków, w których można uchwycić obrazy termiczne zwierzęcia żyjącego na wolności, (2) zastosowanie ostrego stresora podczas nagrywania filmu termicznego oraz (3) wyodrębnienie i przetworzenie danych z obrazów termowizyjnych, które następnie można wykorzystać do scharakteryzowania reakcji zwierzęcia na ostry stresor. W naszym przypadku zwabiliśmy wolno żyjącego wróblowatego, modraszka modraszka, do budki do karmienia (zestaw do filmowania), gdzie zoptymalizowano warunki do przechwytywania obrazu termicznego, a następnie zastosowaliśmy stres związany z chwytaniem, zdalnie zamykając karmę, gdy ptak był w środku. Opis przechwytywania obrazów termowizyjnych i ekstrakcji danych jest specyficzny dla używanego przez nas sprzętu i może się różnić w zależności od systemu termowizyjnego. Przetwarzanie danych jest opisane za pomocą oprogramowania typu open source.

<table><tbody><tr><td>Kamera termowizyjna</td><td>FLIR</td><td>A65 (f=25 mm)</td><td>Kompaktowa (106 x 40 x 43 mm) i tania</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do analizy obrazu termicznego</td><td>FLIR</td><td>ResearchIR v3.4</td><td>Umożliwia szybki zapis obrazu termicznego i analizę wzorców termicznych</td></tr><tr><td>Rejestrator temperatury</td><td>Gemini Rejestratory danych</td><td>Tinytag Talk 2 TK-4023-PK</td><td>Monitory od -40 do +125 &#176; C za pomocą dołączonej sondy temperatury</td></tr></tbody></table>

obrazowanie termowizyjne do nieinwazyjnego badania stresu u nieskrępowanych ptaków

Thermal Imaging to Study Stress Non-invasively in Unrestrained Birds

Stres, centralne pojęcie w biologii, opisuje zestaw awaryjnych reakcji na wyzwania. Wśród innych reakcji, stres prowadzi do zmiany przepływu krwi, która powoduje napływ netto krwi do kluczowych narządów i wzrost temperatury głębokiej. Ta hipertermia wywołana stresem służy do oceny stresu. Jednak pomiar temperatury rdzenia jest inwazyjny. Gdy przepływ krwi jest przekierowywany do rdzenia, peryferia ciała mogą się ochłodzić. W artykule opisano protokół, w którym obwodowa temperatura ciała jest mierzona nieinwazyjnie u dzikich sikorek modraszków (Cyanistes caeruleus) za pomocą termografii w podczerwieni. W terenie stworzyliśmy zestaw do ustawiania ptaków w idealnej pozycji przed kamerą za pomocą pudełka z przynętą. Kamera rejestruje krótki termowizyjny obraz ptaka, który nie jest zakłócony, a następnie stosuje łagodny stresor (zamyka pudełko, a tym samym chwyta ptaka), a następnie rejestruje reakcję ptaka na uwięzienie. Goła skóra w okolicy oczu jest najcieplejszym obszarem na obrazie. Pozwala to na automatyczne wyodrębnienie maksymalnej temperatury obszaru oczu z każdej klatki obrazu, a następnie dalsze kroki ręcznego filtrowania danych, usuwając najczęstsze źródła błędów (rozmycie ruchu, mruganie). Protokół ten zapewnia szereg czasowy temperatury obszaru oka z dokładną rozdzielczością czasową, która pozwala nam nieinwazyjnie badać dynamikę reakcji na stres. Dalsze prace muszą wykazać przydatność tej metody do oceny stresu, na przykład do zbadania, czy reakcja na temperaturę w okolicy oka jest proporcjonalna do siły stresora. Jeśli uda się to potwierdzić, będzie to stanowić cenną alternatywną metodę oceny stresu u zwierząt i będzie przydatne dla szerokiego grona badaczy, od ekologów, biologów zajmujących się ochroną przyrody, fizjologów po badaczy zajmujących się dobrostanem zwierząt.

Przedstawiono wyniki uzyskane od 9 wolno żyjących modraszek, które ilustrują informacje możliwe do uzyskania za pomocą obrazowania termowizyjnego i wykazują, że przewidywany sygnał stresu w temperaturze okolic oczu ptaka może zostać wykryty u zwierząt żyjących na wolności. Każdy ptak był filmowany średnio przez 5,1± 0,9 s (n=9) przed zamknięciem drzwiczek pudełka. Pozwoliło to na obliczenie temperatury okolic oczu niezakłóconego ptaka (temperatury bazowej), do której można odnieść wszystkie kolejne pomiary. W testach przeprowadzonych na 20-sekundowych klipach wideo z termowizji przedstawiających niezakłócone modraszki przylatujące i żerujące w pułapce (n=9 ptaków innych niż te wykorzystane do aplikacji łagodnego stresora), stwierdzono korelacje r &gt; 0,7 między maksymalną temperaturą okolic oczu zarejestrowaną w ciągu pierwszych 5 s a maksymalną temperaturą zarejestrowaną w pierwszych 10, 15 i 20 s (Rycina 3). Zinterpretowano to jako wskazanie, że maksymalna wartość zarejestrowana w pierwszych kilku sekundach po wejściu do pułapki była reprezentatywna dla poziomu długoterminowego, a średnią temperaturę okolic oczu z około 5 s bezpośrednio poprzedzających zamknięcie pudełka przyjęto jako wartość bazową. Modraszki w tej próbie miały średnią bazową temperaturę okolic oczu wynoszącą 38,4 ± 0,5 °C (średnia ± SE), w zakresie od 35,8 do 39,9 °C (n=9). Po tym, jak ptak żerował przez 5 s, co umożliwiło obliczenie bazowej temperatury okolic oczu, eksperymentator zamknął drzwiczki pudełka. Wszystkie ptaki zauważyły zamknięcie pudełka, o czym świadczyły ich próby ucieczki w locie.
Po zamknięciu pułapki temperatura w obrębie oczu gwałtownie spadła i osiągnęła minimalną wartość o ok. 1,3 °C niższą od temperatury bazowej po ok. 10 s (Rysunek 4). Rysunek 4 przedstawia krzywą złożoną, opartą na średniej maksymalnej temperaturze w obrębie oczu dla wszystkich dziewięciu osobników obliczonej dla każdej sekundy. Ponieważ czas i wielkość spadku temperatury w obrębie oczu różnią się między osobnikami, krzywa złożona maskuje rzeczywisty zakres odpowiedzi temperaturowej. Średni spadek temperatury obliczony osobno dla każdego osobnika wynosi 2,0 ± 0,2 °C, a najniższy punkt zostaje osiągnięty po 9,4 ± 2,8 s (średnia ± SE). Od tego momentu temperatura w obrębie oczu stopniowo wracała do temperatury bazowej w ciągu kolejnych 2-3 min, jednak do końca próby nie osiągnęła w pełni wartości wyjściowej.
<img alt="Układ do monitorowania dzikich zwierząt z kamerą na statywie skierowaną na drewnianą budkę dla ptaków w środowisku leśnym." src="/files/ftp_upload/53184/53184fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Arena filmowania. Układ w terenie został zaprojektowany tak, aby wabić ptaki w pole widzenia kamery za pomocą karmnika, gdzie można było zastosować łagodny stresor ostry. Układ składał się z drewnianej skrzynki z dykty o wymiarach 25 na 14 cm i wysokości 16,5 cm, z przednim panelem z ocynkowanej siatki drucianej o rozmiarze oczek 1 na 2,5 cm. Siatka przepuszcza promieniowanie podczerwone, co umożliwia filmowanie ptaków znajdujących się wewnątrz układu. Wybrano siatkę drucianą, ponieważ szkło i większość tworzyw sztucznych nie transmitują promieniowania podczerwonego. W lewej ścianie końcowej wycięto otwór o średnicy 60 mm, aby umożliwić ptakom wejście do układu i dostęp do pokarmu umieszczonego w prawej części skrzynki. Sonda rejestratora temperatury, umieszczona między dwoma kwadratami czarnej taśmy izolacyjnej (oznaczona czarną strzałką), jest przymocowana do prawego górnego rogu przedniego panelu w celu rejestracji temperatury referencyjnej. Łagodny stresor ostry jest stosowany wobec ptaka wewnątrz poprzez zamknięcie skrzynki. Pociągnięcie za żyłkę wędkarską przymocowaną do obrotowych drzwiczek w otworze wejściowym pozwalało eksperymentatorowi zamknąć skrzynkę, gdy ptak znajdował się wewnątrz. Kamera termowizyjna ustawiona przed pułapką rejestruje całą sekwencję zdarzeń. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53184/53184fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Thermal imaging of a bird, heat map bar, thermal radiation analysis, temperature gradient." src="/files/ftp_upload/53184/53184fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 2"> 
Rysunek 2. Obraz termowizyjny modraszki. Większość ciała wróbla jest dobrze izolowana przez pióra (lub w mniejszym stopniu przez łuski na nogach), natomiast skóra wokół oka pozostaje odsłonięta i w normalnych warunkach oddaje najwięcej ciepła, będąc otoczoną przez chłodniejszy naskórek lub tło. Na niniejszym obrazie termowizyjnym jest to widoczne jako kolor żółty (najwyższa temperatura) wokół oka; kolory pomarańczowy, czerwony, fioletowy i niebieski oznaczają odpowiednio coraz niższe temperatury. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53184/53184fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres liniowy współczynnika rho Spearmana porównujący korelacje czasowe w trzech zbiorach danych w czasie." src="/files/ftp_upload/53184/53184fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Powtarzalność temperatury bazowej mierzonej w różnych odstępach czasu.Współczynniki korelacji między maksymalną temperaturą zarejestrowaną w pierwszych 1-8 s klipu a „średnią z maksimumów” w zakresie 0,5º od najwyższej wartości zarejestrowanej dla pierwszych 10, 15 i 20 s klipu (reprezentowanych odpowiednio przez linie czerwoną, niebieską i zieloną). Wszystkie klipy trwały 20 s (n=9). Podczas wstępnej analizy z wykorzystaniem większego zbioru danych szereg „średnich z maksimumów” zostało obliczonych na podstawie tylko jednej wartości, co dawało taką samą wartość rho we wszystkich porównaniach. Klipy te usunięto z analizy, pozostawiając jedynie te, w których średnie zostały obliczone z więcej niż 3 pomiarów. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53184/53184fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres regulacji temperatury; czas względem temperatury bazowej, analiza danych z zakresem błędu, wykres naukowy." src="/files/ftp_upload/53184/53184fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Reakcja temperatury w okolicach oka na schwytanie. W zmianie temperatury w okolicach oka w czasie widoczny jest bardzo wyraźny i znaczący sygnał zdarzenia schwytania. Aby umożliwić porównanie osobników różniących się temperaturą bazową, na osi pionowej naniesiono rezydualną temperaturę w okolicach oka, zdefiniowaną jako różnica między temperaturą rzeczywistą a temperaturą bazową danego osobnika. Wartości te przedstawiono w funkcji czasu, przyjmując moment zamknięcia pułapki za punkt 0, natomiast ptaka usunięto z pułapki po 3 min. Czerwona linia przedstawia średnią temperaturę rezydualną, a szary obszar oznacza 95% przedział ufności. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53184/53184fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Istnieje potrzeba nieinwazyjnej oceny stresu. W artykule opisano prosty protokół wykorzystujący obrazowanie termiczne do wykrywania znaczącej reakcji temperatury okolicy oczu u dzikich sikorek modraszkich na łagodny ostry stresor.

Obrazowanie termowizyjne do nieinwazyjnego badania stresu u nieskrępowanych ptaków

Stress, a central concept in biology, describes a suite of emergency responses to challenges. Among other responses, stress leads to a change in blood ...

Ogólnym celem poniższej metody jest ocena, czy zwierzę żyjące na wolności reaguje na bezpośredni stresor ostry przy użyciu obrazowania termowizyjnego, bez konieczności chwytania zwierzęcia. Osiąga się to poprzez zwabienie dzikiego ptaka przed kamerę termowizyjną. W drugim kroku ptak samodzielnie wchodzi do karmnika w formie skrzyni, gdzie temperatura bazowa skóry wokół oka ptaka jest rejestrowana za pomocą wideo termowizyjnego.Następnie zamyka się podajnik pudełkowy za ptakiem, co pełni rolę stresora, i ponownie rejestruje się temperaturę skóry wokół oka ptaka. Ostatecznie zmiany temperatury skóry między pomiarem bazowym a momentem zamknięcia podajnika pudełkowego można porównać, aby określić, czy zwierzę wykazuje reakcję stresową na zewnętrzny stresor. Głównymi zaletami tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak pomiar hormonów stresu, jest to, że jest ona nieinwazyjna, może być przeprowadzana na zwierzętach nieunieruchomionych, a nawet może obrazować dynamikę fizjologicznej odpowiedzi na stres.Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu ekologii, ochrony przyrody, biologii i dobrostanu zwierząt, na przykład dotyczące tego, czy zwierzęta odczuwają stres. Należy rozpocząć od przygotowania stanowiska do filmowania, w którym ptaki są zachęcane do ustawienia się przed kamerą. Ptak wchodzi do stanowiska przez otwór w jednej ze ścian końcowych i ma dostęp do pokarmu znajdującego się w pobliżu przeciwległej ściany końcowej.Aby przyzwyczaić ptaki do aparatury, należy umieszczać w karmniku odpowiedni pokarm przez kilka tygodni przed rozpoczęciem nagrywania. W tym okresie przed karmnikiem należy ustawić atrapę statywu, aby ptaki oswoiły się również z kamerą. W dniu nagrywania przezroczysty pojemnik z małym otworem na środku górnej pokrywy należy wypełnić tym samym pokarmem, który znajdował się w karmniku.Następnie należy umieścić pojemnik w podajniku pudełkowym i przymocować sondę temperatury do jednego z narożników pudełka za pomocą małego kwadratu czarnej taśmy izolacyjnej o znanej emisyjności, tak aby była ona widoczna na wszystkich zarejestrowanych obrazach. W kolejnym kroku należy podłączyć do laptopa termoparę połączoną z rejestratorem temperatury w celu zapisywania temperatury czarnej taśmy z rozdzielczością 0,1 °C w każdej sekundzie. Następnie należy ustawić kamerę termowizyjną w odległości 50 cm od środka podajnika i podłączyć kamerę do laptopa.Ustaw kamerę tak, aby rejestrowała obrazy średnio w tempie 7,5 klatek na sekundę wraz ze znacznikiem czasu oraz aby zapisywała obrazy na dysku twardym komputera. Następnie przymocuj żyłkę wędkarską do obrotowych drzwiczek urządzenia i odsuń aparat na około 20 metrów od miejsca, w którym eksperymentator będzie ukryty przed wzrokiem ptaków, tak aby urządzenie wciąż pozostawało widoczne. Gdy ptak wejdzie do skrzynki z pokarmem, pozostaw zwierzę w spokoju wewnątrz skrzynki przez około pięć sekund.Następnie pociągnij za żyłkę, aby zamknąć skrzynkę karmną, dbając o to, by ptak znajdował się w jej dalszej części, co zminimalizuje ryzyko zranienia go w momencie zamknięcia skrzynki. Podejdź do urządzenia i stój nieruchomo za kamerą przez około trzy minuty. Następnie wyjmij ptaka ze skrzynki i wypuść go na wolność.Aby wyodrębnić maksymalną temperaturę obszaru oka z każdej klatki, otwórz oprogramowanie do analizy obrazowania termowizyjnego i dwukrotnie kliknij interesujący Cię film. Następnie dodaj nowy wykres dla maksimum obrazu i kliknij prawym przyciskiem myszy na wykresie, aby wyeksportować temperaturę obszaru I oraz czas klatki do pliku CSV. Usuń z pliku CSV wszystkie linie z klatek, na których obszar I ptaka nie był widoczny.Powtórz procedurę dla punktów o niskich wartościach wykraczających poza normalny zakres temperatury ciała ptaka. Dane te pozwolą na ręczną identyfikację skoków temperatury powyżej 0,2 °C między dwoma kolejnymi odczytami, podczas których błona nictitująca została naciągnięta nad oko. Aby zmierzyć temperaturę otoczenia.Pobierz dane dotyczące czasu i temperatury z rejestratora temperatury i wyeksportuj je do arkusza kalkulacyjnego. Następnie w oprogramowaniu do analizy obrazów termowizyjnych narysuj kwadrat na czarnej taśmie izolacyjnej pokrywającej sondę rejestratora temperatury. Kliknij prawym przyciskiem myszy na kwadracie i wybierz opcję Add new plot, aby uzyskać średnią temperaturę obszaru kwadratu. Kliknij prawym przyciskiem myszy na wykres, aby wyeksportować dane do pliku CSV.Wczytaj do programu R trzy pliki CSV: maksymalną temperaturę regionu I z filmu termowizyjnego, temperaturę czarnej izolacji oraz temperaturę taśmy z filmu termowizyjnego i temperaturę powietrza z rejestratora temperatury. Następnie połącz wszystkie trzy pliki. Oblicz różnicę między temperaturą czarnej taśmy maskującej z filmu termowizyjnego a temperaturą powietrza z rejestratora temperatury.Następnie należy skorygować niekalibrowane dane dotyczące temperatury oka, generując skalibrowaną maksymalną temperaturę obszaru oka dla każdej klatki. W kolejnym kroku do temperatury każdego obszaru oka dodaje się wartość 0,2, aby skorygować wpływ obrazowania przez siatkę. Następnie, wykorzystując algorytm wyszukiwania szczytów w celu wyodrębnienia najwyższych i najdokładniejszych punktów w danych, przeprowadza się automatyczne filtrowanie, aby usunąć mniej dokładne, niskie wartości temperatury obszaru oka.Ustandaryzuj czas odpowiedzi temperatury oka między osobnikami poprzez odjęcie długości okresu bazowego w sekundach, tak aby punkt zero odpowiadał momentowi zamknięcia pułapki. Następnie ustandaryzuj długość każdej indywidualnej serii czasowej na podstawie maksymalnych temperatur regionu oka zarejestrowanych przed zamknięciem skrzynki. Wybierz najwyższą wartość, która będzie stanowiła bazową temperaturę regionu oka niepokojonego ptaka.Następnie zestandaryzowano dane temperaturowe pomiędzy osobnikami, odejmując temperaturę bazową (najwyższą temperaturę zmierzoną w okresie przed zamknięciem zapadni) od temperatur bezwzględnych z wykorzystaniem interpolacji liniowej. Uzupełniono luki w sekwencjach, w których nie wyodrębniono piku lub w których region oka nie był widoczny, co pozwoliło uzyskać jedną wartość temperatury na sekundę dla każdego osobnika. Na koniec, przy użyciu istniejących poleceń w programie R, wykreślono odchylenia maksymalnej temperatury regionu oka od bazowej temperatury regionu oka dla wszystkich osobników po zamknięciu zapadni, wraz z bootstrapowymi 95% przedziałami ufności.Odsłonięta skóra wokół oka wykazuje żółty kolor na obrazie termicznym, co wskazuje na najwyższą temperaturę obszaru ciała. Kolory pomarańczowy, czerwony, fioletowy i niebieski obserwowane w pozostałych częściach ciała oznaczają stopniowo niższe temperatury w testach przeprowadzonych na 22 klipach wideo z termowizji, przedstawiających niezakłócone, wolno żyjące modraszki przylatujące i żerujące w przygotowanej karmniku; wykazano istnienie korelacji R większych niż 0,7 pomiędzy maksymalną temperaturą regionu oka zarejestrowaną w ciągu pierwszych pięciu sekund. W tym eksperymencie, po zamknięciu karmnika, temperatura regionu oka spadła w ciągu pierwszych 10 sekund, osiągając minimalną temperaturę regionu oka o około 1,3 stopnia Celsjusza poniżej temperatury bazowej.Średnia temperatura spadku obliczona oddzielnie dla każdej osoby wyniosła 2,0 ± 0,2 °C, a najniższy punkt osiągnięto po 9,4 ± 2,8 sekundach. W ciągu kolejnych dwóch do trzech minut obszar oka i temperatura stopniowo wzrastały powrotem do wartości bazowych, nie osiągając jednak wartości wyjściowej do końca próby. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o tym aspekcie.Metoda ta może być wykorzystana wyłącznie do ustalenia, czy zwierzę znajduje się pod wpływem stresu. Dalsze badania będą niezbędne, aby ocenić, czy metoda ta pozwala również na zmierzenie natężenia stresu u zwierzęcia. Nasza metoda pozwala wykazać odpowiedź na stres ostry, czyli na stresory natychmiastowe, dlatego przyszłe prace naszego laboratorium skupią się na odpowiedzi na stresy uporczywe i chroniczne.

thermal-imaging-to-study-stress-non-invasively-in-unrestrained-birds

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Przedstawiono technikę chirurgiczną implantacji dostępnych komercyjnie nadajników telemetrycznych służących do ciągłego pomiaru biopotencjału (jednokanałowe EKG), częstotliwości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała oraz aktywności ruchowej u swobodnie poruszających się myszy. Zaprezentowano również zalecenia i protokoły dotyczące opieki pooperacyjnej i uśmierzania bólu w celu poprawy procesu rekonwalescencji, dobrostanu oraz przeżywalności zwierząt.

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących EKG, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Niniejszy artykuł przedstawia zoptymalizowaną procedurę obrazowania neuronalnych substratów stymulacji słuchowej w mózgu ptaka śpiewającego przy użyciu funkcjonalnego obrazowania rezonansem magnetycznym (fMRI). Opisano w nim przygotowanie bodźców dźwiękowych, pozycjonowanie obiektu badawczego oraz akwizycję i późniejszą analizę danych fMRI.

Funkcjonalny obrazowanie rezonansem magnetycznym (fMRI) ze stymulacją słuchową u ptaków śpiewających

W tym raporcie wideo pokazujemy zastosowanie obrazowania luminescencyjnego Cerenkov (CLI) do międzyłopatkowej brązowej tkanki tłuszczowej u myszy w warunkach aktywowanych i depresyjnych.

Obrazowanie luminescencyjne Carenkowa brązowej tkanki tłuszczowej między łopatkami

Nieograniczająca radiotelemetria EEG jest cennym podejściem metodologicznym do rejestrowania in vivo długoterminowych elektroencefalogramów od swobodnie poruszających się gryzoni. Ten szczegółowy protokół opisuje stereotaktyczne znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie domózgowe umieszczenie elektrod w różnych obszarach mózgu w celu uzyskania wiarygodnych zapisów rytmiczności OUN i etapów behawioralnych związanych z OUN.

Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG

Kliniczny ręczny system obrazowania fotoakustycznego zostanie zademonstrowany do nieinwazyjnego obrazowania małych zwierząt w czasie rzeczywistym.

Ręczny kliniczny system obrazowania fotoakustycznego do nieinwazyjnego obrazowania małych zwierząt w czasie rzeczywistym

Ten protokół opisuje kwantyfikację przenikania ciepła przez próbkę ptaka o płaskiej skórze za pomocą kamery termowizyjnej i kąpieli z gorącą wodą. Metoda pozwala na uzyskanie ilościowych, porównawczych danych na temat wydajności termicznej okrywy włosowej u różnych gatunków przy użyciu wysuszonych próbek płaskiej skóry.

Używanie kamery termowizyjnej do pomiaru strat ciepła przez sierść z ptasich piór

Pomiar tętna podczas wyzwania termicznego dostarcza wglądu w fizjologiczne reakcje organizmów w wyniku nagłej zmiany środowiska. Wykorzystując homara amerykańskiego (Homarus americanus) jako organizm modelowy, protokół ten opisuje zastosowanie pneumografii impedancyjnej jako stosunkowo nieinwazyjnego i nieśmiertelnego podejścia do pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium.

Pneumografia impedancyjna do minimalnie inwazyjnego pomiaru częstości akcji serca u bezkręgowców w późnym stadium rozwoju

Tutaj prezentujemy protokół pomiaru aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej po posiłku u ludzi i zwierząt laboratoryjnych.

Termografia w podczerwieni do wykrywania zmian w aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej

W niniejszym artykule wideo przedstawiamy metodę izolacji pojedynczych lub wielu neuronów dopaminergicznych (da) Drosophila z larw trzeciego stadium za pomocą mikrodysekcji laserowej (LCM) w klasie przechwytywania podczerwienią (IR). RNA uzyskane z wyizolowanych neuronów może być łatwo wykorzystane w dalszych zastosowaniach, w tym w analizach qRT-PCR lub mikromacierzach.

Mikrodysekcja laserowa neuronów obwodowych Drosophila

W niniejszym opracowaniu opisujemy szybką, niezawodną i prostą procedurę określania najniższej temperatury, przy której szczury lub myszy wykazują zachowania nocyfencyjne, t. j. na próg termicznej nocycepcji (TNT). Metoda ta wykorzystuje powoli zwiększający się bodziec termiczny, co pozwala na precyzyjną i powtarzalną ocenę TNT przy minimalnym lub żadnym stresie dla zwierząt.

Szybkie oznaczanie progu termicznej nocycepcji u szczurów z cukrzycą

Poznaj nieinwazyjną metodę oceny ostrego stresu u dzikich ptaków za pomocą termografii podczerwieni. Protokół umożliwia monitorowanie zmian temperatury skóry wokół oka u Cyanistes caeruleus bez konieczności bezpośredniego chwytania zwierząt.

Obrazowanie termowizyjne do nieinwazyjnego badania stresu u nieskrępowanych ptaków

Przeglądaj więcej filmów