Name: Pomiar tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuskrzydłowych za pomocą testu wyciętych liści (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 49 s
Description: Poznaj metodę pomiaru tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuskrzydłowych za pomocą testu wyciętych liści. Technika ta zmniejsza zmienność wyników i eliminuje czynniki zakłócające, umożliwiając dokładne badanie mechanizmów metabolizmu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękujemy Wendy Zhang, Austinowi Tomowi, Jacquie Janney, Erin Lemley i Brittany Janney za pomoc w uprawie i ekstrakcji roślin, Dr. Anatoliemu Lyginowi za pomoc w analizach chromatograficznych oraz Syngenta Crop Protection za dofinansowanie.

1. Materiał roślinny, warunki wzrostu i klonowanie wegetacyjne
Uwaga: W niniejszym badaniu przebadano trzy populacje amarantusa (waterhemp): MCR (z hrabstwa McLean, IL), ACR (z hrabstwa Adams, IL) oraz WCS (z hrabstwa Wayne, IL) ( Tabela 1).
<ol>
	<li>Zebrać i zawiesić nasiona amarantusa grąsza w roztworze agar:woda o stężeniu 0,1 g L-1 w temperaturze 4 °C przez co najmniej 30 dni w celu zwiększenia kiełkowania. Uwaga: Niektóre populacje amarantusa grąsza wykazują uśpienie, ale ten etap pomaga przełamać spoczynek i sprawić, że nasiona kiełkują bardziej jednorodnie.</li>
	<li>Kiełkować nasiona każdej populacji amarantusa grąsza (zgodnie z Table 1) w tacach o wymiarach 12 x 12 cm zawierających podłoże ogrodnicze w szklarni.
	<ol>
		<li>Utrzymywać warunki w szklarni przy temperaturach dzień/noc 28/22 °C w ramach 16/8-godzinnego fotoperiodu12.</li>
		<li>Uzupełnić naturalne oświetlenie w szklarni światłem z lamp halogenowych, aby zapewnić minimalny strumień fotonów 500 µmol m-2 sec-1 na poziomie korony roślin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przesadzić wykiełkowane siewki o wysokości 2 cm do doniczek o pojemności 80 cm3 w szklarni.</li>
	<li>Przesadzić siewki do doniczek o pojemności 950 cm3 zawierających mieszankę podłoża ogrodniczego:ziemi:torfu:piasku w proporcji 3:1:1:1, gdy siewki osiągną 4 cm wysokości. Do każdej doniczki dodać 5 g granulek nawozu o spowolnionym uwalnianiu i wymieszać z podłożem.</li>
	<li>Odciąć i usunąć merystem szczytowy pędu zawierający trzy najmłodsze liście z roślin o wysokości 7 cm, aby wyeliminować dominację wierzchołkową. 
	Uwaga: Ten etap zapewnia, że każda roślina wytworzy wystarczającą liczbę 3-centymetrowych pędów bocznych do klonowania.</li>
	<li>Wyciąć pięć pędów bocznych (o długości 3 cm), gdy siewki osiągną około 14 cm wysokości, z każdej populacji amarantusa grąsza (zgodnie z Table 1). Usunąć większość liści z tych pędów bocznych, aby zmniejszyć utratę wody podczas dalszych zabiegów, pozostawiając jednak dwa najmłodsze liście, aby umożliwić dalszy wzrost po przesadzeniu. 
	Uwaga: Postępować ostrożnie, aby nie uszkodzić pędów podczas usuwania liści. Oznaczyć każdą roślinę za pomocą etykiety.</li>
	<li>Przesadzić pędy boczne do doniczek o pojemności 80 cm3 (jedna siewka na doniczkę) do podłoża ogrodniczego, takiego samego, jakiego użyto do kiełkowania. Podłoże powinno być początkowo nasycone wodą aż do momentu uformowania się korzeni w komorze wzrostu; następnie utrzymać stałą wilgotność i pozostawić doniczki w komorze wzrostu na 7 dni w celu ukorzenienia. 
	Uwaga: Rośliny są w tym momencie bardzo wrażliwe i nie powinny być poddawane stresowi.
	<ol>
		<li>Utrzymywać warunki w komorze wzrostu przy temperaturach dzień/noc 28/22 °C w ramach 16/8-godzinnego fotoperiodu12.</li>
		<li>Do oświetlenia komory wzrostu można użyć kombinacji żarówek żarowych i fluorescencyjnych, która powinna zapewnić strumień fotonów co najmniej 550 µmol m-2 sec-1 na poziomie korony roślin12.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ponownie przesadzić rośliny do doniczek o pojemności 950 cm3 (jedna siewka na doniczkę) zawierających mieszankę podłoża ogrodniczego:ziemi:torfu:piasku w proporcji 3:1:1:1 (dołączyć również 5 g granulek nawozu o spowolnionym uwalnianiu), gdy sklonowane rośliny osiągną 4 cm wysokości, a następnie przenieść je z powrotem do szklarni.</li>
	<li>Sklonować rośliny po raz drugi, stosując tę samą metodę opisaną powyżej (t.j. powtórzyć kroki od 1.5 do 1.8, a następnie przejść do kroku 2.1). Dla typowego badania przebiegu czasowego przygotować klony z co najmniej sześciu niezależnych roślin z każdej populacji amarantusa grąsza i oznaczyć je jako linie MCR1-6, ACR1-6 oraz WCS1-6.
	<ol>
		<li>Ustanowić co najmniej sześć odrębnych klonalnych linii „rodzicielskich”, aby umożliwić powtórzenie eksperymentu i odpowiednio reprezentować zmienność genetyczną w obrębie każdej populacji amarantusa grąsza.</li>
		<li>W zależności od liczby analizowanych punktów czasowych, przygotować wystarczającą liczbę subklonów z każdej klonalnej linii „rodzicielskiej” do przeprowadzenia badania przebiegu czasowego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przeprowadzenie badania metabolizmu z wykorzystaniem wyciętych liści rdestnicy wodnej
<ol>
	<li>W celu analizy metabolizmu herbicydu i DT50 odciąć trzecie od końca najmłodsze liście (o długości 2 do 3 cm; wliczając 0,5 cm przytwierdzonego ogonka) z klonowanych roślin amarantusa komputerowego (waterhemp) o wysokości od 10 do 12 cm.</li>
	<li>Ponownie odciąć ogonki liściowe z każdej rośliny amarantusa komputerowego pod wodą (zapewniając pozostawienie 0,3 cm ogonka) i umieścić odcięte końce w plastikowych probówkach o pojemności 1,5 ml (jeden liść na probówkę)15. 
	Uwaga: Ponowne cięcie pod wodą zapobiega powstawaniu pęcherzyków powietrza i zatykaniu naczyń ksylemu.
	<ol>
		<li>W pierwszej kolejności częściowo zanurzyć odcięte liście z przeciętymi ogonkami w buforze do preinkubacji (200 µl) składającym się z 0,1 M Tris-HCl (pH 6) na 1 h.</li>
		<li>Następnie przenieść każdy liść do nowej probówki 1,5 ml zawierającej bufor inkubacyjny (200 µl) składający się z 0,1 M Tris-HCl (pH 6) oraz 150 µM herbicydu [URL-14C] i inkubować w temperaturze 28 °C przez 1 h, aby umożliwić absorpcję herbicydu przez liście. 
		Uwaga: W naszych badaniach zastosowano zarówno 14C-mesotrion, jak i 14C-primisulfuron-methyl z aktywnością właściwą wynoszącą około 20 mCi mmol-1. Zarówno dyfuzja, jak i pobieranie poprzez strumień transpiracyjny ksylemu wpływają na ilość herbicydu pobranego przez liść. 
		Uwaga: Wpływ inhibitorów metabolicznych na metabolizm herbicydu można określić poprzez modyfikację kroków 2.2.1 i 2.2.2 opisanych powyżej. Należy dodać 100 µM inhibitora do buforu do preinkubacji i inkubować przez 2 h, a następnie przenieść do buforu inkubacyjnego z herbicydem i ponownie dodać 100 µM inhibitora. Przykładowo, malation i tetcyclacis hamują niektóre aktywności cytochromu P450 w roślinach15-17.</li>
		<li>Przemyć zanurzoną część odciętych liści wodą dejonizowaną i przenieść liście do roztworu soli Murashige i Skooga (MS) o ćwierci stężeniu (500 µl) odpowiednio na 0 h, 5 h, 11 h, 23 h lub 35 h w komorze wzrostowej w celu przeprowadzenia badania kinetyki metabolizmu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zebrać próbki, wyjmując liście z roztworu inkubacyjnego w odpowiednim punkcie czasowym, a następnie ręcznie rozetrzeć tkankę każdego liścia w ciekłym azocie, używając probówki polipropylenowej (15 ml) i szklanego tłuczka.</li>
	<li>Wyekstrahować znakowany radiacyjnie herbicyd i jego metabolity z każdego liścia za pomocą 7 ml 90% acetonu przy użyciu laboratoryjnego homogenizatora do tkanek w tej samej probówce polipropylenowej co powyżej. Przepłukać homogenizator dodatkowymi 7 ml 90% acetonu i kontynuować homogenizację do całkowitego sproszkowania tkanki (zazwyczaj około 2 min). Uwaga: 90% aceton może być stosowany do ekstrakcji większości herbicydów z tkanek roślinnych. Jeśli jednak metoda ta nie pozwoli na wyekstrahowanie więcej niż 90% zaabsorbowanych związków znakowanych, jako rozpuszczalnik do ekstrakcji można zastosować 90% metanol lub 90% acetonitryl.</li>
	<li>Oznakować ekstrakty w 90% acetonie (łącznie 14 ml) i przechowywać w temperaturze -4 °C przez 16 h, aby umożliwić dalszą ekstrakcję. 
	Uwaga: Po przeprowadzeniu tej ekstrakcji z traktowanych liści ilość ekstrahowalnej radioaktywności wynosi zazwyczaj co najmniej 98% związków znakowanych zaabsorbowanych przez traktowany liść. Radioaktywność nieekstrahowalna (pozostałości związane) w odciętych liściach wynosiła średnio tylko 0,3% we wszystkich punktach czasowych w naszym poprzednim badaniu12, jednak wartość ta może się różnić w zależności od zastosowanego herbicydu i badanego punktu czasowego.</li>
	<li>Odwirować próbki przy 5,000 x g przez 10 min i zagęścić nadlodzie w temperaturze 40 °C za pomocą ewaporatora obrotowego, aż do uzyskania końcowej objętości 0,5 ml. Przenieść tę objętość do plastikowej probówki 2,0 ml.</li>
	<li>Dodać acetonitryl:wodę (1:1 objętościowo), aby dostosować końcową objętość ekstraktów roślinnych do 1,25 ml, a następnie ponownie odwirować przy 10,000 x g przez 10 min w celu usunięcia ewentualnych cząstek stałych.</li>
	<li>Zmierzyć całkowitą radioaktywność w aliquocie pobranym z każdej próbki (dpm µl-1) za pomocą spektroskopiicyntylacyjnej w cieczy (LSS)12 i znormalizować ilości wstrzykiwanych związków [14C-znakowanych] do analizy HPLC (na przykład 10,000 całkowitego dpm/próbka/pomiar), aby osie y były jednolite dla wszystkich próbek podczas przedstawiania wyników na wykresach.</li>
</ol>
3. Analiza HPLC metabolizmu herbicydu w wyciętych liściach
Uwaga: Rozdziel całkowitą ekstrahowalną radioaktywność na herbicyd macierzysty i metabolity herbicydu, stosując następujące warunki RP-HPLC12.
<ol>
	<li>Przeprowadź analizę RP-HPLC z użyciem kolumny C18 (4,6 x 250 mm, rozmiar cząstek 5 µm dla analitycznej HPLC) przy szybkości przepływu 1 ml min-1 dla większości herbicydów niepolarnych. 
	Uwaga: Do optymalizacji rozdziału macierzystego herbicydu od jego metabolitów można również zastosować kolumny RP-HPLC C4 lub C12. W celu ochrony i przedłużenia żywotności kolumny RP można również zastosować filtr przedkolumnowy i/lub kolumnę ochronną.
	<ol>
		<li>W analizie RP-HPLC zastosuj następującą fazę ruchomą: Eluent A, 0,1% kwasu mrówkowego (v/v) w wodzie oraz Eluent B, 100% acetonitrylu klasy HPLC. 
		Uwaga: Jako Eluent B do rozdziału bardziej polarnych związków i metabolitów można również zastosować metanol klasy HPLC, jednak należy pamiętać, że może to zmienić czasy retencji. 
		Uwaga: Profil elucji zastosowany w naszych badaniach 12 do rozdziału mezotrionu lub primisulfuronu-metylu od ich polarnych metabolitów to: Krok 1, od A:B (4:1, v/v) do A:B (3:2, v/v) w gradiencie liniowym (12 min); Krok 2, od A:B (3:2, v/v) do A:B (3:7, v/v) w gradiencie liniowym (5 min); Krok 3, od A:B (3:7, v/v) do A:B (1:9, v/v) w gradiencie liniowym przez 2 min (łącznie 19 min). 
		Uwaga: Gradienty i kroki izokratyczne mogą wymagać korekty w zależności od właściwości fizycznych substancji macierzystej w celu optymalizacji rozdzielczości.</li>
		<li>Po powyższych krokach gradientu liniowego zastosuj gradient liniowy od A:B (1:9, v/v) do A:B (4:1, v/v) (3 min) oraz krok izokratyczny A:B (4:1, v/v) (przez co najmniej 2 min), aby ponownie zrównoważyć kolumnę RP przed wstrzyknięciem kolejnego ekstraktu12.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykryj i zwizualizuj związki znakowane promieniotwórczo za pomocą analizatora scyntylacyjnego z przepływem (Flow Scintillation Analyzer). Zapisz ilość pozostałego herbicydu macierzystego w każdej próbce jako procent całkowitej radioaktywności w każdej próbce (wykrytej i ilościowo określonej przez analizator scyntylacyjny z przepływem zgodnie z instrukcjami producenta), aby określić tempo metabolizmu herbicydu w każdej populacji amarantusa w badanym okresie czasu.</li>
</ol>
4. Procedury statystyczne
<ol>
	<li>Rozmieść warianty doświadczalne w całkowicie zrandomizowanym układzie (lub innym układzie odpowiednim do analizy statystycznej). </li>
	<li>Przeprowadź dwa niezależne doświadczenia dla każdego wariantu, z których każde składa się z trzech powtórzeń biologicznych. Dwa niezależne doświadczenia obejmują łącznie sześć powtórzeń biologicznych. Jeśli efekt doświadczenia jest nieistotny (α = 0,05), połącz i przeanalizuj dane z każdego niezależnego doświadczenia. Jeśli efekt doświadczenia jest istotny, przeanalizuj każde doświadczenie osobno. 
	Uwaga: W Experiment 1 uwzględnij pierwsze trzy powtórzenia biologiczne, a w Experiment 2 kolejne trzy powtórzenia biologiczne. Każde powtórzenie biologiczne reprezentuje odrębną „rodzicielską” linię klonalną pochodzącą z każdej populacji (MCR1-6, ACR1-6 oraz WCS1-6), aby każda analiza przebiegu czasowego wykorzystywała rośliny identyczne genetycznie. Dwa niezależne doświadczenia obejmują łącznie sześć powtórzeń biologicznych, co pozwala na odpowiednią reprezentację zmienności genetycznej i wyznaczenie mediany DT50 dla każdej populacji komosy teoretycznej.</li>
	<li>Przeanalizuj dane za pomocą nieliniowej analizy regresji metodą najmniejszych kwadratów i dopasuj je do prostej krzywej pierwszego rzędu w celu oszacowania DT50s. Poniższe równanie opisuje ten model: 
	<img alt="Schemat równania wykładniczego zaniku; pokazuje y=C₀e^(-ln(2)/μᵢ)t; stosowany w analizie zaniku." src="/files/ftp_upload/53236/53236eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"></li>
	<li>gdzie w tym modelu y reprezentuje procent pozostałego herbicydy macierzystego w czasie t, µi to DT50 dla każdej populacji komosy teoretycznej i, a parametr C0  jest szacowaną ilością herbicydy macierzystej obecnej w t = 012.</li>
</ol>

<ol><li>Yu, Q., Powles, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolism-based+herbicide+resistance+and+cross-resistance+in+crop+weeds%3A+A+threat+to+herbicide+sustainability+and+global+crop+production%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Metabolism-based herbicide resistance and cross-resistance in crop weeds: A threat to herbicide sustainability and global crop production.</a> Plant Physiology. 166, 1106-1118 (2014).</li>
<li>Powles, S. B., Yu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+in+action%3A+plants+resistant+to+herbicides%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Reviews+in+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Evolution in action: plants resistant to herbicides.</a> Annual Reviews in Plant Biology. 61, 317-347 (2010).</li>
<li>Heap, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+perspective+of+herbicide-resistant+weeds%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Management+Science%22%5BJournal%5D)">Global perspective of herbicide-resistant weeds.</a> Pest Management Science. 70 (9), 1306-1315 (2014).</li>
<li>Délye, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-target-site-based+resistance+should+be+the+centre+of+attention+for+herbicide+resistance+research%3A+Alopecurus+myosuroides+as+an+illustration%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Research%22%5BJournal%5D)">Non-target-site-based resistance should be the centre of attention for herbicide resistance research: Alopecurus myosuroides as an illustration.</a> Weed Research. 51 (5), 433-437 (2011).</li>
<li>Kreuz, K., Tommasini, R., Martinoia, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Old+enzymes+for+a+new+job.+Herbicide+detoxification+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Old enzymes for a new job. Herbicide detoxification in plants.</a> Plant Physiology. 111, 349-353 (1996).</li>
<li>Riechers, D. E., Kreuz, K., Zhang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detoxification+without+intoxication%3A+herbicide+safeners+activate+plant+defense+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Detoxification without intoxication: herbicide safeners activate plant defense gene expression.</a> Plant Physiology. 153, 3-13 (2010).</li>
<li>Siminszky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+cytochrome+P450-mediated+herbicide+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Phytochemistry+Reviews%22%5BJournal%5D)">Plant cytochrome P450-mediated herbicide metabolism.</a> Phytochemistry Reviews. 5 (2-3), 445-458 (2006).</li>
<li>Fonné-Pfister, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydroxylation+of+primisulfuron+by+an+inducible+cytochrome+P450-dependent+monooxygenase+system+from+maize%5BTitle%5D)+AND+%22Pesticide+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Hydroxylation of primisulfuron by an inducible cytochrome P450-dependent monooxygenase system from maize.</a> Pesticide Biochemistry and Physiology. 37 (2), 165-173 (1990).</li>
<li>Steckel, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dioecious+Amaranthus+spp.%3A+here+to+stay%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Technology%22%5BJournal%5D)">The dioecious Amaranthus spp.: here to stay.</a> Weed Technology. 21 (2), 567-570 (2007).</li>
<li>Horak, M. J., Loughin, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+analysis+of+four+Amaranthus+species%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Science%22%5BJournal%5D)">Growth analysis of four Amaranthus species.</a> Weed Science. 48 (3), 347-355 (2000).</li>
<li>Hausman, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+to+HPPD-inhibiting+herbicides+in+a+population+of+waterhemp+%28Amaranthus+tuberculatus%29+from+Illinois%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Management+Science%22%5BJournal%5D)">Resistance to HPPD-inhibiting herbicides in a population of waterhemp (Amaranthus tuberculatus) from Illinois, United States.</a> Pest Management Science. 67 (3), 258-261 (2011).</li>
<li>Ma, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+detoxi%EF%AC%81cation+mechanisms+confer+resistance+to+mesotrione+and+atrazine+in+a+population+of+waterhemp%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Distinct detoxiﬁcation mechanisms confer resistance to mesotrione and atrazine in a population of waterhemp.</a> Plant Physiology. 163, 363-377 (2013).</li>
<li>Guo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-target-site+resistance+to+ALS+inhibitors+in+waterhemp+%28Amaranthus+tuberculatus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Science%22%5BJournal%5D)">Non-target-site resistance to ALS inhibitors in waterhemp (Amaranthus tuberculatus).</a> Weed Science. in press, (2015).</li>
<li>Patzoldt, W. L., Tranel, P. J., Hager, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+waterhemp+%28Amaranthus+tuberculatus%29+biotype+with+multiple+resistance+across+three+herbicide+sites+of+action%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Science%22%5BJournal%5D)">A waterhemp (Amaranthus tuberculatus) biotype with multiple resistance across three herbicide sites of action.</a> Weed Science. 53 (1), 30-36 (2005).</li>
<li>Kreuz, K., Fonné-Pfister, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Herbicide-insecticide+interaction+in+maize%3A+malathion+inhibits+cytochrome+P450-dependent+primisulfuron+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Pesticide+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Herbicide-insecticide interaction in maize: malathion inhibits cytochrome P450-dependent primisulfuron metabolism.</a> Pesticide Biochemistry and Physiology. 43 (3), 232-240 (1992).</li>
<li>Correia, M. A., Ortiz de Montellano, P. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCorreia%2C+MA+%22Cytochrome+P450%3A+Structure%2C+Mechanism%2C+and+Biochemistry%22">Cytochrome P450: Structure, Mechanism, and Biochemistry</a>. Ortiz de Montellano, P. R. , 3rd ed, Kluwer Academic/Plenum Publishers. New York. 247-322 (2005).</li>
<li>Hawkes, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesotrione%3A+mechanism+of+herbicidal+activity+and+selectivity+in+corn%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Brighton+Crop+Protection+Conference+%E2%80%93+Weeds%22%5BJournal%5D)">Mesotrione: mechanism of herbicidal activity and selectivity in corn.</a> Proceedings of the Brighton Crop Protection Conference – Weeds. 2, 563-568 (2001).</li>
<li>Patzoldt, W. L., Tranel, P. J., Hager, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+herbicide+responses+among+Illinois+waterhemp+%28Amaranthus+rudis+and+A.+tuberculatus%29+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Crop+Protection%22%5BJournal%5D)">Variable herbicide responses among Illinois waterhemp (Amaranthus rudis and A. tuberculatus) populations.</a> Crop Protection. 21 (9), 707-712 (2002).</li>
<li>Jalaludin, A., Yu, Q., Powles, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+resistance+across+glufosinate%2C+glyphosate%2C+paraquat+and+ACCase-inhibiting+herbicides+in+an+Eleusine+indica+population%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Research%22%5BJournal%5D)">Multiple resistance across glufosinate, glyphosate, paraquat and ACCase-inhibiting herbicides in an Eleusine indica population.</a> Weed Research. 55 (1), 82-89 (2015).</li>
<li>Iwakami, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytochrome+P450+CYP81A12+and+CYP81A21+are+associated+with+resistance+to+two+acetolactate+synthase+inhibitors+in+Echinochloa+phyllopogon%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cytochrome P450 CYP81A12 and CYP81A21 are associated with resistance to two acetolactate synthase inhibitors in Echinochloa phyllopogon.</a> Plant Physiology. 165, 618-629 (2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana w niniejszym dokumencie metoda wycinania liści była wcześniej stosowana w badaniach nad metabolizmem primisulfuronu w liściach kukurydzy15, ale nasze wyniki pokazują, że protokół ten jest również skuteczny, dokładny i powtarzalny w pomiarze metabolizmu herbicydów w gatunkach chwastów dwuliściennych12. Główną zaletą techniki wycinania liści w porównaniu z badaniami na całej roślinie jest to, że wycięty liść jest niezależny od wzorców translokacji całej rośliny powschodowych, herbicydów ogólno...

Odporność chwastów na herbicydy stanowi poważne zagrożenie dla globalnej produkcji żywności i włókna1,2. Obecnie udokumentowano i przebadano tysiące odpornych populacji i biotypów z ponad stu gatunków chwastów na całym świecie3. Głównym mechanizmem, który nadaje roślinom odporność na herbicydy, jest zmiana genów i białek miejsca docelowego herbicydu, w tym mutacje genetyczne, które wpływają na kinetykę wiązania herbicyd-białko lub amplifikację genu miejsca docelowego2. Detoksykacja metaboliczna poprzez zwiększoną aktywność enzymów monooksygenazy cytochromu P450 (P450) lub S-transferazy glutationowej (GST) jest kolejnym mechanizmem, który nadaje chwastom odporność na herbicydy, która różni się pod kilkoma względami od mechanizmów opartych na miejscu docelowym2. Oporność metaboliczna ma znaczące konsekwencje dla tego, czy koszty przydatności roślin (czyli kary za przydatność) mogą wynikać z mechanizmu odporności na herbicydy, a także w odniesieniu do potencjału pojedynczego mechanizmu detoksykacji w celu nadania odporności krzyżowej lub wielokrotnej na herbicydy w populacjach chwastów1,2,4. Ogólnie rzecz biorąc, metabolizm herbicydów w roślinach można podzielić na trzy odrębne fazy5. Faza I obejmuje konwersję lub aktywację herbicydów, taką jak hydroksylacja pierścieni aromatycznych lub grup alkilowych za pośrednictwem P450 lub reakcje N- lub O-dealkilacji, prowadzące do zwiększonej polarności i częściowej detoksykacji herbicydów5,6. Nowo wprowadzone grupy funkcyjne w fazie I mogą zapewnić miejsca sprzężeń do sprzęgania ze zredukowanym glutationem przez GST lub z glukozą przez glikozylotransferazy zależne od UDP w fazieII 5,7. Na przykład głównym początkowym metabolitem primisulffuronu metylowego w kukurydzy jest hydroksy-primisulfuron metylowy8, który może być dalej metabolizowany do hydroksy-primisulffuronu-glukozydu (faza II), a następnie transportowany do wakuoli w celu długotrwałego przechowywania lub dalszego przetwarzania metabolicznego5,6 (faza III).
Konopie wodne (Amaranthus tuberculatus) to trudny do opanowania, dwuliścienny gatunek chwastów, który utrudnia produkcję kukurydzy (Zea mays), soi (Glycine max) i bawełny (Gossypium hirsutum) w Stanach Zjednoczonych. Wysoki stopień różnorodności genetycznej konopi wodnych jest ułatwiony przez ich dwupienną biologię i zapylanie przez wiatr na duże odległości, a pojedyncza żeńska roślina konopi wodnych może wyprodukować do miliona nasion9. Nasiona te są małe i łatwo się rozprzestrzeniają, co w naturalny sposób nadaje konopiom wodnym skuteczny mechanizm dyspersji. Konopie wodne wykazują ciągłe kiełkowanie przez cały sezon wegetacyjny9, a ich nasiona są w stanie wykiełkować po kilku latach spoczynku. Konopie wodne to roślinaC4, która ma wyższe tempo wzrostu niż większość chwastów szerokolistnych w systemach uprawy roli10. Ponadto liczne populacje konopi wodnych są odporne na wiele rodzin herbicydów3.
Populacja konopi wodnych (oznaczona jako MCR) z Illinois jest odporna na herbicydy hamujące dioksygenazę 4-hydroksy-fenylopirogronianu (HPPD)11, takie jak mezotrion, a także na herbicydy hamujące atrazynę i syntazę acetomleczanu (ALS), w tym primisulfuron metylowy, dzięki mechanizmom nieopartym na miejscu docelowym12,13. Inna populacja konopi wodnych oznaczona jako ACR14, która jest oporna na metylo primisulfuron (z powodu mutacji w genie ALS) i odporna na atrazynę, ale wrażliwa na mezotrion, oraz populacja konopi wodnych oznaczona WCS14, która jest wrażliwa na primisulfuron metylowy, mezotrion i atrazynę, zostały wykorzystane w porównaniu z MCR w naszych wcześniejszych badaniach12 i obecnych eksperymentach (podsumowanych w Tabeli 1). Wstępne badania nie wykryły zmian w sekwencji lub poziomach ekspresji genu HPPD ani zmniejszonego wychwytu mezotrionu w populacji MCR w porównaniu z populacjami wrażliwymi na mezotrion12. Jednak badania metabolizmu na całych roślinach wykazały znacznie niższe poziomy rodzicielskiego herbicydu mezotrionu w MCR w porównaniu z ACR i WCS, co korelowało z wcześniejszymi odpowiedziami fenotypowymi na mezotrion11,12.
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Populacja konopi wodnych</td>
			<td>skrót</td>
			<td>Fenotyp do mezotrionu</td>
			<td>Mechanizm oporności na mezotrion</td>
			<td>Fenotyp do Primisulfuronu</td>
			<td>Mechanizm oporu primisulfuronu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odporny na hrabstwo McLean</td>
			<td>Mcr</td>
			<td>odporny</td>
			<td>metabolizm*</td>
			<td>odporny</td>
			<td>metabolizm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odporny na hrabstwo Adams</td>
			<td>Konferencja ACR</td>
			<td>czuły</td>
			<td>-</td>
			<td>odporny</td>
			<td>Mutacja w miejscu docelowym w ALS14</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hrabstwo Wayne - Sensitive</td>
			<td>Wcs</td>
			<td>czuły</td>
			<td>-</td>
			<td>czuły</td>
			<td>-</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
* Mechanizmy oporności niezwiązane z miejscem docelowym, inne niż zwiększony metabolizm, mogą również nadawać oporność na mezotriony w populacji MCR12.
Tabela 1: Opis populacji konopi wodnych z Illinois użytych w tym badaniu.
Oprócz określenia tempa metabolizmu herbicydów w nienaruszonych sadzonkach konopi wodnych, w naszych poprzednich badaniach opracowano i zastosowano inne eksperymentalne podejście do zbadania metabolizmu za pomocą testu na wyciętych liściach konopi wodnych12, jak również różnych inhibitorów P450 (np. tetcyclacis i malation). Metoda ta została zaadaptowana specjalnie dla konopi wodnych na podstawie wcześniejszych badań metabolizmu primisulfuronu i metylu w wycinanych liściach kukurydzy15, ponieważ test wyciętych liści nie został jeszcze zgłoszony do prowadzenia badań metabolizmu herbicydów w roślinie dwuliściennej. Insektycyd organicznoorganiczny malation był często stosowany w badaniach metabolizmu herbicydów in vivo i in vitro w celu wskazania udziału P45016. Na przykład tolerancja i szybki metabolizm mezotrionu w kukurydzy są spowodowane hydroksylacją pierścieniową katalizowaną przez P450, co zostało zweryfikowane, gdy malation zwiększył wrażliwość kukurydzy na mezotrion17. Podobnie, malation hamował metabolizm inhibitora ALS primisulffuronu metylowego w wycinanych liściach kukurydzy15. Główną zaletą techniki wycinania liści jest to, że generowane dane są niezależne od wzorców translokacji całej rośliny, co jest ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę przy ocenie metabolizmu ogólnoustrojowych, powschodowych herbicydów w roślinach. W związku z tym metoda ta pozwala na ilościowe i jakościowe analizy metaboliczne skoncentrowane na pojedynczym liściupoddanym działaniu środka 12.
Strategia klonowania wegetatywnego, w połączeniu z protokołem wycinania liści, była wcześniej stosowana w konopiach wodnych do prowadzenia badań nad metabolizmem12. Ze względu na krzyżówkowy charakter konopi wodnych (oddzielne rośliny męskie i żeńskie) oraz duży stopień różnorodności genetycznej w obrębie dwupiennych gatunków Amaranthus 9, protokół ten zapewnił, że genetycznie identyczne sadzonki konopi wodnych zostały przeanalizowane w ramach eksperymentów w czasie. W artykule przedstawiono przydatność metody wycinanych liści do pomiaru tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuliściennych (konopiach wodnych). Ilość pozostałego herbicydu macierzystego została określona w każdym punkcie czasowym (rysunek 1) za pomocą nieliniowej analizy regresji metodą najmniejszych kwadratów i dopasowana do prostej krzywej pierwszego rzędu w celu oszacowania czasu degradacji 50% wchłoniętego herbicydu (DT50). Reprezentatywne chromatogramy z wysokosprawnej chromatografii cieczowej z odwróconymi fazami (RP-HPLC) są wyświetlane dla odpornych na ALS i wrażliwych populacji konopi wodnych, co wskazuje na zanik herbicydu macierzystego i jednoczesne tworzenie się metabolitu (metabolitów) polarnego podczas badania w czasie (ryc. 2). Celem naszego artykułu jest opisanie i zademonstrowanie użyteczności testu wyciętych liści w połączeniu z metodą klonowania wegetatywnego w celu określenia precyzyjnych i powtarzalnych wskaźników metabolizmu herbicydów w roślinach dwuliściennych, przy użyciu herbicydów jednolicie znakowanych pierścieniowo (URL-14C) w trzech populacjach konopi wodnych, które różnią się reakcjami całej rośliny na herbicydy hamujące HPPD i ALS (Tabela 1).

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1296</td><td>do nasion wstępnie kiełkujących</td></tr><tr><td>Podłoże doniczkowe</td><td>Sun Gro Horticulture</td><td>49040233</td><td>do wzrostu roślin</td></tr><tr><td>Nutricote</td><td>Agrivert&nbsp;</td><td>TOTAL BLEND 13-13-13 T100</td><td>nawóz o spowolnionym działaniu</td></tr><tr><td>Komora wzrostu E15</td><td>Controlled Environments Limited</td><td>20207</td><td>hodowla roślin</td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP152-500</td><td>bufor do wycinanych liści</td></tr><tr><td>HCl (skoncentrowany)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A144500</td><td>regulują pH buforu</td></tr><tr><td>Sole Murashige i Skoog (MS)&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0404</td><td>inkubacja wyciętych liści</td></tr><tr><td>Metanol Fisher</td><td>Scientific</td><td>A452-4</td><td>płucze liście po inkubacji</td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>179124</td><td>ekstrakcje roślinne</td></tr><tr><td>Acetonitryl (klasa HPLC)</td><td>Macron Fine Chemicals</td><td>MKH07610</td><td>HPLC faza ruchoma</td></tr><tr><td>Kwas mrówkowy&nbsp;</td><td>Mallinckrodt Analytical</td><td>MK259205</td><td>zakwaszania fazy ruchomej</td></tr><tr><td>Mikrowirówka</td> pH <td>Eppendorf</td><td>5417R</td><td>Probówki 1,5 lub 2,0 ml</td></tr><tr><td>Wirówka (z kontrolowaną temperaturą)</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td>Probówki 15 lub 50 ml</td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa z polipropylenu</td><td>Corning Inc.</td><td>430790</td><td>15 ml, sterylny</td></tr><tr><td>Parownik obrotowy</td><td>B&Uuml; Koncentrat CHI</td><td>R200</td><td>próbki</td></tr><tr><td>roślinne Płynna spektrometria scyntylacyjna (LSS)</td><td>Packard Instruments</td><td>104470</td><td>określa ilościowo 14C</td></tr><tr><td>Wysokosprawna chromatografia cieczowa</td><td>Perkin Elmer</td><td>N2910401</td><td>rozpuszczaniu metabolitów herbicydów</td></tr><tr><td>Przepływowy analizator scyntylacyjny&nbsp;</td><td>LabLogic System</td><td>1103303</td><td>do analizy HPLC kolumny 14C</td></tr><tr><td>Hypersil Gold C18&nbsp;</td><td>Thermo-Scientific</td><td>03-050-522&nbsp;</td><td>odwrócona faza</td></tr><tr><td>Ultima-Flo M</td> koktajl <td>Perkin Elmer</td><td>6013579</td><td>do analizatora przepływowo-scyntylacyjnego</td></tr><tr><td>Koktajl scyntylacyjny (ScintiVerse BD)</td><td>Fisher Scientific</td><td>SX18</td><td>do LSS; biodegradowalny</td></tr><tr><td>Homogenizator</td><td>laboratoryjny Kinematica</td><td>CH-6010&nbsp;</td><td>Homogenizacja próbek liści</td></tr></tbody></table>

pomiar tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuskrzydłowych za pomocą testu wyciętych liści

Measuring Rates of Herbicide Metabolism in Dicot Weeds with an Excised Leaf Assay

Aby wyizolować i dokładnie określić tempo metabolizmu herbicydów w obligatoryjnym krzyżowaniu chwastów dwuliściennych, konopiach wodnych (Amaranthus tuberculatus), opracowaliśmy test wycinanych liści w połączeniu ze strategią klonowania wegetatywnego, aby znormalizować pobieranie herbicydów i usunąć translokację jako czynniki przyczyniające się do odporności na herbicydy (R) i wrażliwej (S) populacji konopi wodnych. Analizy biokinetyczne pestycydów organicznych w roślinach zazwyczaj obejmują określenie wchłaniania, translokacji (dostarczania do miejsca docelowego), losu metabolicznego i interakcji z miejscem docelowym. Metabolizm herbicydów jest ważnym parametrem do pomiaru w chwastach odpornych na herbicydy i uprawach odpornych na herbicydy i zwykle odbywa się za pomocą testów na całej roślinie przy użyciu herbicydów znakowanych radioaktywnie. Jednak jedną z trudności w interpretacji parametrów biokinetycznych pochodzących z metod obejmujących całą roślinę jest to, że na translokację często wpływa tempo metabolizmu herbicydów, ponieważ metabolity polarne zwykle nie są mobilne w roślinie po reakcjach detoksykacji herbicydów. Zalety protokołu opisanego w tym manuskrypcie obejmują powtarzalne, dokładne i szybkie określenie tempa degradacji herbicydów w populacjach R i S, znaczne zmniejszenie ilości spożywanych herbicydów znakowanych radioaktywnie, dużą redukcję materiałów roślinnych znakowanych radioaktywnie wymagających dalszego obchodzenia się i usuwania oraz możliwość wykonywania eksperymentów z herbicydami znakowanymi radioaktywnie w laboratorium lub komorze wzrostowej zamiast w szklarni. Ponieważ oporność na herbicydy nadal się rozwija i rozprzestrzenia w populacjach chwastów dwuliściennych na całym świecie, opracowana i opisana w niniejszym dokumencie metoda oznaczania wycinanych liści zapewni nieocenioną technikę badania odporności opartej na miejscu innym niż docelowe ze względu na zwiększone tempo metabolizmu herbicydów i detoksykacji.

Wykryto znaczne różnice w szybkościach metabolizmu mezotriionu pomiędzy populacjami WCS lub ACR a MCR (Rysunek 1). W każdym punkcie czasowym MCR metabolizowała mezotriion szybciej niż dwie populacje wrażliwe na mezotriion, WCS i ACR, co koreluje z wcześniejszymi odpowiedziami fenotypowymi całych roślin11. Dzięki klonowaniu odpowiedniej liczby roślin z jednej rośliny rodzicielskiej z każdej populacji, analizy kinetyki metabolizmu herbicydu są jednorodne i powtarzalne ze względu...

Ten manuskrypt opisuje, jak tempo metabolizmu herbicydów może być skutecznie określone ilościowo za pomocą wyciętych liści z chwastów dwuliściennych, zmniejszając w ten sposób zmienność i usuwając wszelkie możliwe zakłócające efekty pobierania lub translokacji herbicydów, zwykle obserwowane w testach na całej roślinie.

Pomiar tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuskrzydłowych za pomocą testu wyciętych liści

In order to isolate and accurately determine rates of herbicide metabolism in an obligate-outcrossing dicot weed, waterhemp (Amaranthus tuberculatus), we ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pomiar metabolizmu herbicydu w chwaście z rodzaju *Amaranthus* z wykorzystaniem testu z wycinkami liści. Zostaje to osiągnięte poprzez uprawę i klonowanie populacji amarantusa w szklarni oraz komorze wzrostu. Drugim krokiem jest inkubacja wyciętych liści amarantusa z herbicideem znakowanym radioaktywnie oraz przeprowadzenie badania przebiegu czasowego.Następnie herbicyd oraz jego metabolity są ekstrahowane z inkubowanych liści. Ostatnim krokiem jest analiza herbicydu i jego metabolitów za pomocą wysokosprawnej chromatografii cieczowej w fazie odwróconej. Ostatecznie ten test z wyciętymi liśćmi jest wykorzystywany do dokładnego określenia tempa metabolizmu herbicydu w różnych populacjach lub gatunkach chwastów.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak aplikacja herbicydu znakowanego radioizotopem na liście lub całą roślinę, jest możliwość analizy genetycznie identycznych lub zróżnicowanych siewek w odniesieniu do niezależnego transportu lub translokacji w całej roślinie. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu biochemii roślin, takie jak określenie mechanizmów odporności na herbicydy u

measuring-rates-herbicide-metabolism-dicot-weeds-with-an-excised-leaf

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Opisujemy stosunkowo szybką (30 min) i realistyczną metodę jednoczesnego pomiaru przewodności hydraulicznej liścia (Kleaf) oraz przewodności szparkowej (gs) dla transpirujących liści odciętych. Metodę tę można zmodyfikować w celu pomiaru odpowiedzi Kleaf oraz gs na światło i odwodnienie.

Pomiar przewodności hydraulicznej liści oraz przewodności szparkowej i ich odpowiedzi na natężenie promieniowania oraz odwodnienie z wykorzystaniem metody strumienia ewaporacyjnego (EFM)

W tym filmie demonstrujemy test przesiewowy w celu określenia skuteczności małocząsteczkowych nematocydów przeciwko nicieniom. Nematocydy uważa się za skuteczne, jeśli powodują zmniejszenie liczby ruchomych nicieni w próbce po ekspozycji.

Test przesiewowy nematocydów drobnocząsteczkowych: metoda o średniej przepustowości do badania przesiewowego potencjalnych nematocydów przeciwko Ditylenchus dipsaci

Przedstawiono solidne i elastyczne podejście do potwierdzania odporności na herbicydy w populacjach chwastów. Protokół ten pozwala na określenie poziomów odporności na herbicydy i zastosowanie ich do szerokiej gamy gatunków chwastów i herbicydów z niewielkimi dostosowaniami.

Protokoły solidnych testów odporności na herbicydy u różnych gatunków chwastów

Kwantyfikacja wzrostu patogenów jest potężnym narzędziem do charakteryzowania różnych odpowiedzi immunologicznych Arabidopsis thaliana (dalej: Arabidopsis). Opisana tutaj metoda przedstawia zoptymalizowany test infiltracji strzykawki w celu ilościowego określenia Pseudomonas syringae pv. Maculicola powiedział: Wzrost ES4326 w dorosłych liściach Arabidopsis.

Test infiltracji bakteryjnych liści w celu dokładnej charakterystyki reakcji obronnych roślin przy użyciu patosystemu Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae

Spektrometria mas w sprayu z liści to technika bezpośredniej analizy chemicznej, która minimalizuje przygotowanie próbki i eliminuje chromatografię, pozwalając na szybkie wykrywanie małych cząsteczek z tkanek roślinnych.

Spektrometria mas oprysków liściowych: technika szybkiej jonizacji otoczenia do bezpośredniej oceny metabolitów z tkanek roślinnych

Przedstawiona metoda tworzy naturalną tkankę roślinną uszkodzoną przez roślinożerców poprzez zastosowanie larw Manduca sexta do oderwanych liści ziemniaka. Tkanka roślinna jest badana pod kątem ekspresji sześciu homologów czynników transkrypcyjnych biorących udział we wczesnych reakcjach na roślinożerność owadów.

Testy oderwanych liści w celu uproszczenia badań ekspresji genów u ziemniaków podczas porażenia owadem żującym Manduca sexta

Ta praca przedstawia protokół tworzenia kultury zawiesiny komórkowej pochodzącej z liści herbaty (Camellia sinensis L.), która może być wykorzystana do badania metabolizmu zewnętrznych związków, które mogą być pobierane przez całą roślinę, takich jak insektycydy.

Badanie metabolizmu sześciu ogólnoustrojowych insektycydów w nowo powstałej kulturze zawiesiny komórkowej pochodzącej z herbaty (Camellia Sinensis L.) Liście

Obecny protokół opisuje prostą i skuteczną metodę identyfikacji metabolitów 2,4-dibromofenolu w roślinach.

Wyjaśnienie metabolizmu 2,4-dibromofenolu w roślinach

Protokół opisuje nową metodę oceny całkowitej cytotoksyczności metabolitów triazolowych pestycydów w roślinach.

Ocena cytotoksyczności metabolitów typowych pestycydów triazolowych w roślinach

Protokół ten opisuje podejście o wysokiej przepustowości do oceny wycieku jonów roślinnych, aktywności peroksydazy oraz produkcji kalloz w tej samej próbce.

Ocena odpowiedzi liści na metabolity drugorzędne mikroorganizmów przy użyciu formatu o wysokiej przepustowości

Poznaj metodę pomiaru tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuskrzydłowych za pomocą testu wyciętych liści. Technika ta zmniejsza zmienność wyników i eliminuje czynniki zakłócające, umożliwiając dokładne badanie mechanizmów metabolizmu.

Pomiar tempa metabolizmu herbicydów w chwastach dwuskrzydłowych za pomocą testu wyciętych liści

Przeglądaj więcej filmów