Name: Chusteczki do nosa do wykrywania i izolacji wirusa grypy A od świń (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 59 s
Description: Poznaj metodę pobierania chusteczek nosowych od świń do wykrywania wirusa grypy A. Ta niskostresowa technika poprawia skuteczność nadzoru epidemiologicznego i dobrostan zwierząt w hodowli.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca została częściowo sfinansowana z funduszy federalnych z Centrów Doskonałości Badań i Nadzoru nad Grypą (CEIRS), Narodowego Instytutu Alergii i Chorób Zakaźnych, Narodowych Instytutów Zdrowia, Departamentu Zdrowia i Opieki Społecznej, na podstawie Kontraktu Nr. HHSN272201400006C.

Wszystkie świnie użyte do zbierania poniższych danych były chronione przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Ohio (numer protokołu wykorzystania zwierząt 2009A0134-R1).
1. Przygotowanie pożywki do transportu wirusów i fiolek do pobierania próbek
<ol>
	<li>Dodać 37 g Brain Heart Infusion do 900 ml oczyszczonej wody i dokładnie wymieszać z mieszadłem i mieszadłem magnetycznym, podgrzewając do temperatury 70 °C, aby całkowicie rozpuścić proszek.</li>
	<li>Autoklaw bulionu w temperaturze 121 °C przez 15 minut. Schłodzić na blacie, aż bulion osiągnie temperaturę pokojową. W razie potrzeby wstaw do lodówki w temperaturze 4 °C przez noc.</li>
	<li>Rozpuścić, mieszając mieszadłem magnetycznym, 6,02 g soli sodowej penicyliny G i 10 g siarczanu streptomycyny w 50 ml oczyszczonej wody o temperaturze pokojowej. Dodaj więcej oczyszczonej wody, aby uzyskać całkowitą objętość do 100 ml. Przefiltrować roztwór przez membranę polieterosulfonową 0,22 μm do sterylnej butelki.</li>
	<li>W asepcie dodać przefiltrowany roztwór penicyliny i streptomycyny do schłodzonego bulionu Brain Heart Infusion i dokładnie wymieszać (ręcznie mieszać lub obracać kolbą), aby uzyskać pożywkę transportową wirusa.</li>
	<li>Przeprowadzić aseptyczne badanie pH pożywki transportowej wirusa; w razie potrzeby dostosować pH do 7,4 ± 0,2 za pomocą HCl lub NaOH.</li>
	<li>Przeprowadzić testy zapewnienia jakości na pożywce transportowej wirusa, testując białko matrycy wirusa grypy A za pomocą rRT-PCR, zgodnie z opisem Zhanga i Harmona. 22 Rozdział 22</li>
	<li>Dozować 5 ml pożywki transportowej wirusa do sterylnych butelek z polietylenu o dużej gęstości o pojemności 8 ml. Oznaczyć fiolki do użytku w terenie.</li>
	<li>Gotowe do użycia fiolki należy przechowywać w standardowych pojemnikach kriogenicznych w temperaturze -20 °C do momentu pobrania próbki.</li>
</ol>
2. Zbieranie chusteczek do nosa od świń
<ol>
	<li>Bezpośrednio przed pobraniem próbki należy rozmrozić odpowiednią liczbę fiolek; na świnię, od której pobrano próbki, potrzebna będzie jedna fiolka. Rozmrażanie w temperaturze pokojowej trwa około 30-45 minut. Rozmrożone fiolki należy przechowywać w chłodnym miejscu na okładach z lodu do czasu użycia.</li>
	<li>Należy założyć odpowiednie środki ochrony osobistej w zależności od sytuacji (np. kombinezony, pokrowce na buty, respirator, zatyczki do uszu itp.).</li>
	<li>Wejdź do strefy dla zwierząt. W razie potrzeby ogranicz świnię do małego obszaru, ale nie krępuj się. Nie budź odpoczywających zwierząt.</li>
	<li>Załóż parę jednorazowych rękawiczek egzaminacyjnych. Uważaj, aby nie zanieczyścić rękawic dotykając świń, ludzi lub przedmiotów nieożywionych.</li>
	<li>Użyj dłoni w rękawiczce, aby wyjąć sterylny bawełniany gazik o wymiarach 5.08 cm × 5.08 cm (2 cale × 2 cale) z opakowania. W miarę możliwości należy używać sterylnych gazików. Pojedynczo pakowane gaziki są wygodniejsze w użyciu niż te owinięte dwoma gazikami w opakowaniu.</li>
	<li>Przytrzymaj wacik z gazy opuszkami palców jednej ręki, odsłaniając jak największą część płatka w celu pobrania próbki.</li>
	<li>Przetrzyj gazik w poprzek pyska świni, zwracając szczególną uwagę, aby wejść do zewnętrznych nozdrzy, jeśli to możliwe. Zebrać widoczną wydzielinę z nosa (około 1 ml) za pomocą tego samego gazika.</li>
	<li>Tą samą ręką złożyć gazik na sobie, aby ułatwić umieszczenie go w fiolce zawierającej pożywkę transportową wirusa.</li>
	<li>Drugą ręką zdjąć nakrętkę z fiolki i umieścić w niej złożony gazik. Ponownie zamknąć fiolkę i wstrząsnąć fiolką, aby upewnić się, że gazik i pożywka transportująca wirusa uległy zmieszaniu.</li>
	<li>Zdejmij rękawice i umieść je w odpowiednim pojemniku. Zmieniaj rękawiczki między każdą świnią.</li>
	<li>Sprawdzić identyfikator fiolki. Zapisz numer identyfikacyjny świni, wiek, płeć, objawy kliniczne i inne notatki uznane za niezbędne przez badacza.</li>
	<li>Próbki należy schłodzić natychmiast po pobraniu. Rozważ wykonanie podwielokrotności próbki przed zamrożeniem, aby zapobiec wielokrotnym cyklom zamrażania i rozmrażania. Jak najszybciej po pobraniu należy umieścić próbki na suchym lodzie w celu transportu do laboratorium. Przechowywać fiolki w temperaturze -80 °C do czasu rozpoczęcia badania.</li>
</ol>
3. Wykrywanie kwasu nukleinowego wirusa grypy A 
<ol>
	<li>Rozmrażać próbki w suchej kąpieli perełkowej w temperaturze 37 °C przez 5 minut, a następnie dokończyć rozmrażanie próbek na stole w temperaturze pokojowej przez 20-30 minut. Jednoczesne dodanie kilku fiolek do kulek spowoduje nagrzanie kąpieli; Należy zachować ostrożność, aby nie przegrzać fiolek.</li>
	<li>Usunąć 100 μl pożywki transportowej wirusa do ekstrakcji RNA.
	<ol>
		<li>Użyj wysokoprzepustowej (format płytki 96-dołkowej) platformy z kulkami magnetycznymi do ekstrakcji RNA z dużej liczby próbek. Rozdział 31</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Używaj testów PCR z odwrotną transkryptazą w czasie rzeczywistym do szybkiego wykrywania wirusa grypy A. Rozdział 31</li>
</ol>
4. Izolacja wirusa grypy A z chusteczek do nosa
<ol>
	<li>Rozmrozić próbki zgodnie z opisem w sekcji 3.1 powyżej</li>
	<li>Rozmrożone próbki należy potraktować siarczanem gentamycyny (1 000 μg / ml), amfoterycyną B (22,5 μg / ml) i siarczanem kanamycyny (325 μg / ml).</li>
	<li>Zaszczepić w komórkach nabłonka nerki psów Madin-Darby (MDCK), jak opisano wcześniej. Rozdział 32</li>
</ol>

<ol><li>Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pig+as+a+mixing+vessel+for+influenza+viruses%3A+Human+and+veterinary+implications%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Genet.+Med%22%5BJournal%5D)">The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications.</a> J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).</li>
<li>Nelson, M. I., Vincent, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+zoonosis+of+influenza+to+swine%3A+new+perspectives+on+the+human-animal+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface.</a> Trends Microbiol. 23, (2015).</li>
<li>Zhou, N. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+reassortment+of+avian%2C+swine%2C+and+human+influenza+A+viruses+in+American+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs.</a> J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).</li>
<li>Webby, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+swine+H3N2+influenza+viruses+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States.</a> J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).</li>
<li>Vincent, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+influenza+A+virus+in+swine+worldwide%3A+a+call+for+increased+surveillance+and+research%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research.</a> Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).</li>
<li>Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+characterization+of+an+H1N2+influenza+virus+isolated+from+a+pig+in+Indiana%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana.</a> J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).</li>
<li>Zhou, N. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+H3N2+reassortant+influenza+A+viruses+in+North+American+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs.</a> Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).</li>
<li>Corzo, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+Surveillance+for+Influenza+A+Virus+among+Swine%2C+Midwestern+United+States%2C+2009-2011%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011.</a> Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).</li>
<li>Lorusso, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+and+antigenic+characterization+of+H1+influenza+viruses+from+United+States+swine+from+2008%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gen.+Virol%22%5BJournal%5D)">Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008.</a> J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).</li>
<li>Loving, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+in+pigs+of+inactivated+and+live+attenuated+influenza+virus+vaccines+against+infection+and+transmission+of+an+emerging+H3N2+similar+to+the+2011-2012+H3N2v%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v.</a> J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).</li>
<li>Vincent, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+inactivated+swine+influenza+virus+vaccines+against+the+2009+A%2FH1N1+influenza+virus+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs.</a> Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).</li>
<li>Smith, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origins+and+evolutionary+genomics+of+the+2009+swine-origin+H1N1+influenza+A+epidemic%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic.</a> Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).</li>
<li>Vijaykrishna, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reassortment+of+Pandemic+H1N1%2F2009+Influenza+A+Virus+in+Swine%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine.</a> Science. 328 (5985), 1529(2010).</li>
<li>Ducatez, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+Reassortment+between+Pandemic+%28H1N1%29+2009+and+Endemic+Influenza+Viruses+in+Pigs%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States.</a> Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).</li>
<li>Jhung, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outbreak+of+variant+influenza+A%28H3N2%29+virus+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States.</a> Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).</li>
<li>Vincent, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+influenza+A+virus+isolated+from+pigs+during+an+outbreak+of+respiratory+disease+in+swine+and+people+during+a+county+fair+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States.</a> Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).</li>
<li>Killian, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Infection+of+Pigs+and+People+with+Triple-Reassortant+Swine+Influenza+Virus+H1N1+at+a+U.S.+County+Fair%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair.</a> Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).</li>
<li>Wong, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outbreak+of+influenza+A+%28H3N2%29+variant+virus+infection+among+attendees+of+an+agricultural+fair%2C+Pennsylvania%2C+USA%2C+2011%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011.</a> Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).</li>
<li>Bowman, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+evidence+for+interspecies+transmission+of+H3N2pM%2FH3N2v+influenza+A+viruses+at+an+Ohio+agricultural+fair%2C+July+2012%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Microbes.+Infect%22%5BJournal%5D)">Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012.</a> Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33(2012).</li>
<li>Wells, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swine+influenza+virus+infections.+Transmission+from+ill+pigs+to+humans+at+a+Wisconsin+agricultural+fair+and+subsequent+probable+person-to-person+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission.</a> JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).</li>
<li>Bowman, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swine-to-human+transmission+of+influenza+A%28H3N2%29+virus+at+agricultural+fairs%2C+Ohio%2C+USA%2C+2012%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012.</a> Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).</li>
<li>Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclinical+influenza+virus+A+infections+in+pigs+exhibited+at+agricultural+fairs%2C+Ohio%2C+USA%2C+2009-2011%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011.</a> Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).</li>
<li>Gray, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influenza+A%28H1N1%29pdm09+Virus+among+Healthy+Show+Pigs%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States.</a> Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).</li>
<li>Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVan+Reeth%2C+K+%22Diseases+of+Swine%22">Diseases of Swine</a>. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).</li>
<li>Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCulhane%2C+MR+%22Methods+in+Molecular+Biology%22">Methods in Molecular Biology</a>. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).</li>
<li>Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSheldon%2C+CC+%22Animal+Restraint+for+Veterinary+Professionals%22">Animal Restraint for Veterinary Professionals</a>. , Mosby. (2006).</li>
<li>Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Influenza+A+virus+in+porcine+oral+fluid+samples%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vet.+Diagn.+Invest%22%5BJournal%5D)">Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples.</a> J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).</li>
<li>Goodell, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probability+of+detecting+influenza+A+virus+subtypes+H1N1+and+H3N2+in+individual+pig+nasal+swabs+and+pen-based+oral+fluid+specimens+over+time%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time.</a> Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).</li>
<li>Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+oral+fluids+for+detecting+influenza+A+virus+in+populations+of+vaccinated+and+non-vaccinated+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Influenza+Other+Respir.+Viruses%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs.</a> Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).</li>
<li>Edwards, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utility+of+snout+wipe+samples+for+influenza+A+virus+surveillance+in+exhibition+swine+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Influenza+Other+Respir.+Viruses%22%5BJournal%5D)">Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations.</a> Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).</li>
<li>Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+J+%22Animal+Influenza+Virus%22">Animal Influenza Virus</a>. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).</li>
<li>Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+J+%22Animal+Influenza+Virus%22">Animal Influenza Virus</a>. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).</li>
<li>Bowman, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Inability+to+Screen+Exhibition+Swine+for+Influenza+A+Virus+Using+Body+Temperature%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+Public+Health%22%5BJournal%5D)">The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature.</a> Zoonoses Public Health. , (2015).</li>
<li>Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral-fluid+samples+for+surveillance+of+commercial+growing+pigs+for+porcine+reproductive+and+respiratory+syndrome+virus+and+porcine+circovirus+type+2+infections%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Swine+Health+Prod%22%5BJournal%5D)">Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections.</a> J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).</li>
<li>Prickett, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Porcine+reproductive+and+respiratory+syndrome+virus+infection+in+porcine+oral+fluid+samples%3A+a+longitudinal+study+under+experimental+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vet.+Diagn.+Invest%22%5BJournal%5D)">Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions.</a> J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).</li>
<li>Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collection+of+oral+fluid+from+individually+housed+sows%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Swine+Health+Prod%22%5BJournal%5D)">Collection of oral fluid from individually housed sows.</a> J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Pobieranie próbek od świń za pomocą wymazów z nosa z końcówką poliestrową okazało się przydatne w prowadzeniu nadzoru nad IAV; Jednak stosowanie procedury wymazu z nosa utrudnia wysiłki związane z nadzorem ze względu na wymagane użycie sidła do krępowania. Chusteczki do nosa stanowią udoskonalenie obecnych technik pobierania próbek świń w celu zminimalizowania stresu u ludzi i świń podczas pobierania próbek. Chociaż metoda ta została opracowana i zatwierdzona na wystawach trzody chlewnej, można ją łatwo zastosować w inny...

Wirusy grypy A (IAV) powodują choroby układu oddechowego u wielu gatunków, w tym u ptaków domowych, świń i ludzi. Ze względu na reasortację segmentowanego genomu IAV może dojść do szybkiej ewolucji wirusa i często pojawiają się nowe szczepy IAV. Trzoda chlewna to gatunek, który może służyć jako naczynie do mieszania IAV z wielu gatunków żywicieli. 1 Obecnie istnieją trzy główne podtypy IAV powszechnie krążące wśród świń w Ameryce Północnej (H1N1, H1N2, H3N2), ale wielokrotne wprowadzenie IAV od ludzi doprowadziło do dużej różnorodności IAV w obrębie tych podtypów. 2 Szybka ewolucja wirusów IAV zakażających świnie jest widoczna od 1998 r., kiedy to potrójny reasortant IAV zawierający segmenty genów wirusów ludzkich, ptasich i świńskich3 stał się powszechny wśród świń w Stanach Zjednoczonych. 4 Wewnętrzne segmenty genów z tego potrójnego reasortantu IAV pozostają bardzo rozpowszechnione wśród IAV obecnie infekujących świnie. 5
Na całym świecie, IAV jest istotną przyczyną chorób układu oddechowego u świń, u których typowe objawy kliniczne obejmują gorączkę, jadłowstręt, letarg, kaszel, trudności w oddychaniu, kichanie, wydzielinę z nosa i słaby przyrost masy ciała. IAV może być szczególnie kosztowne dla gospodarstw lochowych, w których udokumentowano niepowodzenia reprodukcyjne spowodowane gorączką wywołaną przez IAV i słabo urodzone prosięta. 6,7 W Stanach Zjednoczonych wirus IAV jest powszechnie wykrywany w komercyjnych stadach trzody chlewnej, a duża różnorodność antygenowa i genomowa oraz ciągła ewolucja wśród świń zakażających IAV utrudnia kontrolę tego wirusa. 8-11
Obawy dotyczące zdrowia publicznego związane z pojawieniem się pandemicznego szczepu IAV wynikającego z reasortacji u świń zostały zrealizowane w 2009 roku, kiedy IAV linii świń zawierającej segmenty genów z potrójnie reasortowanej północnoamerykańskiej linii świń i euroazjatyckiej linii świń podobnych do ptaków spowodowało światową pandemię u ludzi. 12 Od tego czasu wirus pandemiczny (A (H1N1)pdm09) został ponownie zaasortowany z endemicznymi szczepami IAV świń13,14, a niektóre z tych nowo dobranych szczepów zostały przeniesione z powrotem na ludzi. 15 Częstotliwość zdarzeń związanych z reasortacją i pojawianiem się nowych szczepów IAV o potencjale pandemicznym sprawia, że konieczny jest aktywny nadzór nad krążącymi wirusami IAV u świń, zwłaszcza na granicy świnia-człowiek.
Interfejs świnia-człowiek jest ważny dla dwukierunkowej międzygatunkowej transmisji IAV. Przenoszenie wirusa z człowieka na świnię występujące w komercyjnej produkcji trzody chlewnej jest odpowiedzialne za dużą różnorodność IAV obecną w populacji trzody chlewnej. Targi rolnicze są największym miejscem mieszania się ludzi i trzody chlewnej w Stanach Zjednoczonych i są znanymi miejscami odzwierzęcego przenoszenia wirusa IAV. 15-21 W 2012 r., podczas wybuchu epidemii wariantu H3N2 IAV, 93% przypadków zgłosiło udział w targach rolniczych w dniach poprzedzających wystąpienie choroby. 15 Analiza genomiczna izolatów wirusa od świń wystawowych w porównaniu z izolatami ludzkimi potwierdziła transmisję odzwierzęcą. 21 Świnie wystawowe zakażone wirusem zakażenia często nie wykazują klinicznych objawów choroby,21-23 co wskazuje na potrzebę bezpośrednich badań diagnostycznych.
Pobieranie próbek od wyraźnie chorych świń samo w sobie nie pozwoli skutecznie zidentyfikować występowania IAV u świń i nie można na nim polegać w celu identyfikacji nowych szczepów IAV pojawiających się wśród świń. Aktywny nadzór jest absolutnie konieczny do wykrywania pojawiających się szczepów wirusa IAV u świń i oceny ich zagrożenia zarówno dla trzody chlewnej, jak i dla zdrowia publicznego. Większość działań związanych z nadzorem nad wirusami przenoszonymi drogą płciową jest dobrowolna, a zatem potrzebne są metody w minimalnym stopniu zakłócające. Trzy główne procedury pobierania próbek przedubojowych w przypadku IAV zakażającego świnie to: wymazy z nosa, płyny ustne i chusteczki do nosa. Aktualne zalecenia dotyczące pobierania próbek od poszczególnych świń w celu wykrycia IAV wymieniają wprowadzanie wymazów z końcówkami włókien syntetycznych do nozdrzy jako preferowaną metodę pobierania wydzieliny z nosa i komórek nabłonka. 24,25 Ponieważ świnie mogą próbować unikać tej procedury, zespół wyszkolonego personelu musi krępować świnie ręcznie lub za pomocą wnyków, w zależności od wielkości zwierzęcia. 26 Proces krępowania jest pracochłonny dla personelu i stresujący dla świń. Dodatkowo, świnie wystawowe są często zaangażowane w wiele konkursów na targach, więc postrzeganie dodatkowego stresu u zwierzęcia biorącego udział w zawodach może sprawić, że właściciele będą odporni na działania nadzoru.
Z prawdopodobieństwem wykrycia IAV od 80 do 100% w stadach zakażonych IAV, płyny ustne stały się popularną alternatywą dla wymazów z nosa do molekularnego wykrywania IAV w populacjach świń. 27,28 Ponadto płyny z jamy ustnej mogą zapewniać szersze okno wykrywania IAV niż wymazy z nosa po początkowym zakażeniu. Jednak izolacja IAV z płynów ustnych była problematyczna - tylko 50% prób izolacji wirusa kończyło się wyleczeniem IAV. 29
Używanie chusteczek do nosa zamiast wymazów z nosa podczas nadzoru IAV u świń pozwala przezwyciężyć ograniczenia opisane powyżej. Chusteczki do nosa nie wymagają użycia werbla krępującego i mogą być wykonywane bez stresowania zwierząt lub świadków zabiegu. Do pobierania chusteczek do nosa potrzebne jest minimalne przeszkolenie techniczne, które pozwala osobom niebędącym weterynarzami, w tym właścicielom trzody chlewnej, na pobieranie próbek kontrolnych. Chusteczki do nosa zostały wcześniej porównane z wymazami z nosa w celu wykrywania i izolacji wirusa grypy A30, a szczegółowy protokół tej nieinwazyjnej metody pobierania próbek opisano poniżej.

<table><tbody><tr><td>BBL Napar z mózgu serca</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>211059</td><td></td></tr><tr><td>Sól sodowa penicyliny G</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>021194537</td><td>1500 u/mg</td></tr><tr><td>siarczanu streptomycyny</td><td>AMRESCO LLC</td><td>0382</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór gentamycyny</td><td>Mediatech, Inc.</td><td>30-005-CR</td><td>50 mg/ml</td></tr><tr><td>Amfoterycyna B Roztwór</td><td>Fisher</td><td>S 24 25</td><td>250 ug/ml</td></tr><tr><td>Siarczan Kanamycyny</td><td>Teknova</td><td>K2105</td><td>5000 ug/ml</td></tr><tr><td>TPP Rapid Filtermax System</td><td>TPP Techno Plastic Products AG&nbsp;</td><td>99150</td><td></td></tr><tr><td>Butelki diagnostyczne Nalgen</td><td>Thermo Scientific</td><td>342002-9025</td><td>HDPE z białym zamknięciem PP</td></tr><tr><td>Gąbka z gazy Dermacea, 8-warstwowa 441211</td><td>Covidien</td><td></td><td>5,08 cm i razy; 5,08 cm (2 cale i razy; 2 cale)&nbsp;</td></tr><tr><td>Rękawice nitrylowe</td><td>Saftey Choice</td><td>19-170-010 (A-D)</td><td></td></tr></tbody></table>

chusteczki do nosa do wykrywania i izolacji wirusa grypy a od świń

Nasal Wipes for Influenza A Virus Detection and Isolation from Swine

Nadzór nad wirusami grypy A u świń jest krytyczny dla zdrowia ludzi i zwierząt, ponieważ wirus grypy A szybko ewoluuje w populacjach świń i ciągle pojawiają się nowe szczepy. Świnie mogą być zarażone różnymi liniami wirusa grypy A, co czyni je ważnymi gospodarzami dla pojawienia się i utrzymania nowych szczepów wirusa grypy A. Pobieranie próbek świń w różnych środowiskach, takich jak komercyjne fermy trzody chlewnej, targi rolnicze i targi żywych zwierząt, jest ważne, aby zapewnić kompleksowy obraz obecnie krążących szczepów IAV. Obecna technika pobierania próbek przedubojowych (tj. pobieranie wymazów z nosa) jest pracochłonna, ponieważ wymaga fizycznego przymusu świń. Chusteczki do nosa polegają na pocieraniu kawałka materiału po pysku świni przy minimalnym lub żadnym ograniczeniu zwierzęcia. Procedura wycierania nosa jest prosta do wykonania i nie wymaga personelu z profesjonalnym przeszkoleniem weterynaryjnym lub w zakresie obchodzenia się ze zwierzętami. Chociaż wymazy z nosa są nieco mniej czułe niż wymazy z nosa, wskaźniki wykrywania i izolacji wirusa są odpowiednie, aby chusteczki do nosa były realną alternatywą dla pobierania próbek od pojedynczych świń, gdy wymagane są metody pobierania próbek o niskim poziomie stresu. Protokół postępowania określa kroki potrzebne do pobrania żywej chusteczki do nosa od pojedynczej świni.

Prawidłowe zastosowanie tej metody pozwala uzyskać wyniki rRT-PCR, które – wraz z wykorzystaniem kontroli wewnętrznej podczas ekstrakcji RNA i rRT-PCR – wykazują, że próbki nie zawierały inhibitorów PCR pochodzących z zanieczyszczeń środowiskowych pobranych podczas próbkowania. Po inokulacji próbki dołki do izolacji wirusa powinny być wolne od widocznych zanieczyszczeń środowiskowych obecnych w próbce. Istnieje rozsądna zgodność między wynikami rRT-PCR a wynikami izolacji wirusa, przy czym należy pamiętać, że PCR często ...

Autorzy prezentują protokół zbierania chusteczek do nosa od świń w celu wykrycia i wyizolowania wirusa grypy A.

Chusteczki do nosa do wykrywania i izolacji wirusa grypy A od świń

Surveillance for influenza A viruses in swine is critical to human and animal health because influenza A virus rapidly evolves in swine populations and ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pobieranie wymazów z nozdrzy świń w celu nadzoru nad wirusem grypy A, co stanowi alternatywę dla wymazów z nosa wiążącą się z mniejszym stresem zwierząt. Metoda ta może usprawnić nadzór i dostarczyć informacji o szczepach wirusa grypy A krążących wśród trzody chlewnej, ponieważ jest łatwa do wykonania i nie wymaga specjalistycznego szkolenia.Główną zaletą tej techniki jest możliwość pobierania próbek do badań diagnostycznych od poszczególnych zwierząt przy minimalnym unieruchomieniu. Zastosowanie tej metody przyczynia się do zwiększenia uczestnictwa w programach nadzoru nad wirusem grypy A, ponieważ metoda o niskim poziomie stresu jest bardziej atrakcyjna dla właścicieli świń. Choć metoda ta została pierwotnie opracowana do stosowania u świń wystawowych, może być wykorzystywana w nadzorze wirusologicznym w komercyjnych gospodarstwach trzody chlewnej, w służbach rolnictwa oraz na targach zwierząt żywych.Aby rozpocząć, należy najpierw rozpuścić 37 g proszku brain heart infusion (BHI) w 900 ml wody oczyszczonej. Roztwór należy mieszać w temperaturze 70 °C do całkowitego rozpuszczenia proszku, a następnie wysterylizować bulion w autoklawie przez

nasal-wipes-for-influenza-a-virus-detection-and-isolation-from-swine

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Metoda ta opisuje zastosowanie systemu obrazowania opartego na barwnikach w podczerwieni do wykrywania H1N1 w płyku z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) zakażonych myszy z wysoką czułością. Metodykę tę można przeprowadzić na płytce 96- lub 384-dołkowej, wymaga ona objętości materiału badawczego &lt;10 μl i umożliwia jednoczesny screening wielu patogenów.

Metoda wysokoprzepustowego wykrywania wirusa grypy

Źródło: Lenhard, A. i in. Model myszy przedstawiający przejście Streptococcus pneumoniae z kolonizatora do patogena po współinfekcji wirusowej powtarza chorobę zaostrzoną przez wiek. J. Vis. Exp. (2022)Ten film pokazuje model współinfekcji myszy, w którym wirus grypy wywołuje przejście Streptococcus pneumoniae z kolonizatora do patogenu. Opisuje etapy związane z kolonizacją bakteryjną, infekcją wirusową i postępem choroby.

Model myszy do badania patogennej przejścia paciorkowca pneumoniae po współinfekcji wirusowej

Source: Wang, M., et al, Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice. J. Vis. Exp. (2020).This video demonstrates intranasal infection of a mouse with a pathogenic influenza virus to establish a respiratory tract infection. The procedure outlines the administration of the virus into the nasal cavity. The virus enters host cells, replicates, and activates the immune system.

Intranasal Infection of a Mouse with a Pathogenic Influenza Virus

Film demonstruje test do ilościowego oznaczania wirusów grypy A i B. Test ten wykorzystuje namnażanie endonukleazy za pomocą starterów specyficznych dla grypy i wykrywanie celów za pomocą sond molekularnych.

Test molekularny do ilościowego oznaczania wirusów grypy A i B

Opisujemy szybki, molekularny test na grypę A i B. Test grypy wykrywa każdy cel w ciągu 15 minut, stosując amplifikację izotermiczną za pomocą starterów specyficznych dla grypy, a następnie wykrywanie celu za pomocą molekularnych sond ostrzegawczych. Test na grypę A i B jest przyjazny dla użytkownika i wymaga minimalnego czasu na wykonanie.

Szybkie wykrywanie molekularne i różnicowanie wirusów grypy A i B

Wysokoprzepustowe testowanie patogenów opartych na DNA i RNA za pomocą nanoskalowego PCR jest opisane za pomocą syndromicznego panelu PCR na psach i koniach.

Wysokoprzepustowe wykrywanie patogenów układu oddechowego w próbkach zwierzęcych metodą nanoscale PCR

To badanie opisuje test mikroneutralizacji oparty na obrazowaniu, aby przeanalizować relacje antygenowe między wirusami. Protokół wykorzystuje skaner płaski i składa się z czterech etapów, w tym miareczkowania, miareczkowania, neutralizacji i kwantyfikacji neutralizacji. Test działa dobrze z obecnymi krążącymi wirusami grypy A(H1N1)pdm09, A(H3N2) i B.

Optymalizacja ilościowego testu mikroneutralizacji

Wirusy grypy typu A (IAV) są ważnymi ludzkimi patogenami układu oddechowego. Aby zrozumieć patogenność wirusów IAV i przeprowadzić badania przedkliniczne nowych metod szczepień, potrzebne są modele zwierzęce naśladujące ludzką fizjologię. W tym miejscu opisujemy techniki oceny patogenezy IAV, odpowiedzi humoralnych i skuteczności szczepionki przy użyciu mysiego modelu infekcji.

Badania wirusa grypy A w mysim modelu infekcji

Obecny protokół opisuje nowatorską metodę unikania zanieczyszczenia krwi mysim płynem do płukania nosa (NLF). Ponieważ metoda ta zapewnia pobranie NLF bez zanieczyszczenia krwi, pozwala na dokładniejsze wykrywanie składników immunologicznych i różnych patogenów układu oddechowego.

Pobieranie płynu do płukania nosa dla myszy bez zanieczyszczenia krwi

Protokół ten zawiera instrukcje dotyczące podawania IAV w ciągu nosa oraz dalszej analizy uszkodzeń płuc myszy i związanych z tym zmian transkrypcyjnych typów komórek płucnych.

Modelowanie dysplastycznej i funkcjonalnej naprawy płuc pęcherzyków płucnych po zakażeniu grypą

Poznaj metodę pobierania chusteczek nosowych od świń do wykrywania wirusa grypy A. Ta niskostresowa technika poprawia skuteczność nadzoru epidemiologicznego i dobrostan zwierząt w hodowli.

Chusteczki do nosa do wykrywania i izolacji wirusa grypy A od świń

Przeglądaj więcej filmów