Name: Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-04-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Poznaj metody echokardiografii i cewnikowania prawego serca w modelach tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni. Ta technika umożliwia kompleksową analizę funkcji prawej komory serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SR jest wspierany przez NIH K08HL114643, Gilead Research Scholars in Pulmonary Arterial Hypertension oraz Burroughs Wellcome Fund Career Award dla naukowców medycznych.

Wszystkie opisane procedury są zgodne z wytycznymi Duke University School of Medicine dotyczącymi opieki nad zwierzętami.
1. Przed rozpoczęciem procedury
Uwaga: Przed przystąpieniem do jakichkolwiek procedur na zwierzętach, upewnij się, że uzyskano odpowiednie pozwolenie instytucjonalne. Podobnie jak w przypadku wszystkich zabiegów, należy stosować odpowiednie leki przeciwbólowe, aby upewnić się, że zwierzę nie cierpi.
<ol>
	<li>Przepłukać cewniki sterylnym roztworem soli fizjologicznej (100 j./ml) w celu zapewnienia drożności. Zaznacz punkt od końca cewnika równy długości od serca do połowy szyi (około 4 cm dla szczurów i 2 cm dla myszy).</li>
	<li>Znieczul mysz lub szczura. Do wyboru są izofluran (indukcja 3-4%, leczenie podtrzymujące 1,5% zmieszane ze 100% tlenem), ketamina/ksylazyna (80-120/10 mg/kg) i pentobarbital (40-80 mg/kg)6.
	<ol>
		<li>Na przykład w przypadku ketaminy: ksylazyny (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP dla myszy i 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP dla szczurów) pojedyncza dawka wystarcza na 20-50 minut znieczulenia. W przypadku echokardiografii znieczulenie myszy lub szczura izofluranem (3-4% w przypadku indukcji i 1,5% w celu leczenia podtrzymującego). Oceń głębokość znieczulenia, ściskając gryzonia w obszarze operacyjnym, aby potwierdzić, że odruchy odstawienia są nieobecne. Stosuj maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. 
		Uwaga: W celu uzyskania wiarygodnych wyników przy prawidłowym stosowaniu i optymalizacji można stosować różne środki znieczulające (omówione w innym miejscu6). Preferujemy cewnikowanie przy użyciu ketaminy:ksylazyny. Przedawkowanie ketaminy/ksylazyny może znacznie zmniejszyć częstość akcji serca i czynność serca, dlatego tak ważne jest utrzymanie prawidłowej temperatury i kontroli oddechu. Aby utrzymać częstość akcji serca (> 400/min) u myszy, rutynowo wykonujemy obustronną wagotomię. Ilość ketaminy/ksylazyny w tym przypadku zwykle trwa 20-30 minut, co jest wystarczające do wykonania cewnikowania serca w otwartej lub zamkniętej klatce piersiowej, a następnie eutanazji zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj szczura/mysz do zabiegu chirurgicznego (ryc. 1).
	<ol>
		<li>Ogolić sierść od klatki piersiowej (aby umożliwić echokardiografię) i od okolicy operacyjnej, na prawej szyi.</li>
		<li>Wyszoruj ogolone obszary chirurgiczne okrężnym ruchem od środka na zewnątrz za pomocą betadyny, a następnie oczyść je wacikiem nasączonym 70% alkoholem.</li>
		<li>Umieść zwierzę na platformie chirurgicznej z podkładką rozgrzewającą pod spodem. Ustaw poziom ogrzewania, aby utrzymać temperaturę ciała 37-37.5 °C. Monitoruj temperaturę ciała za pomocą sondy doodbytniczej. Hipotermia może spowodować znaczną bradykardię, a hipertermia powoduje znaczną tachykardię.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Echokardiografia
Uwaga: Pełny opis echokardiografii gryzoni jest opisany gdzieindziej 7. W przypadku myszy, przed znieczuleniem, można uzyskać obrazy na przytomnym, ręcznie unieruchomionym zwierzęciu. W przypadku szczurów preferowane jest znieczulenie przed echokardiografią, ponieważ szczury są zbyt duże, aby można je było ręcznie krępować podczas czuwania).
<ol>
	<li>Widok przymostkowej osi długiej (PLAX).
	<ol>
		<li>Umieść zwierzę w pozycji leżącej na platformie lub przytrzymuj je ręcznie.</li>
		<li>Wybierz tryb B, aby wyświetlić obraz 2D na żywo.</li>
		<li>Ustaw przetwornik ultradźwiękowy z częstotliwością 40 MHz dla myszy lub 25 MHz dla szczurów do lewej linii przymostkowej, a następnie obróć przetwornik w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara o 30° ze wskaźnikiem sondy skierowanym w kierunku ogonowym (pozycja linii godziny od 5 do 11). Ustaw przetwornik pod lekkim kątem (kołysząc się wzdłuż krótkiej osi przetwornika w tej samej płaszczyźnie tomograficznej), aby uzyskać pełny widok komory niskiego napięcia na środku ekranu.</li>
		<li>Zlokalizuj i wyświetl te struktury anatomiczne (ryc. 2A): światło lewej komory (LV); Przegroda międzykomorowa (IVS); światło prawej komory (RV); Aorta wstępująca (AO); i lewe przedsionek (LA).</li>
		<li>Przełącz się na tryb M, gdy powyższe struktury zostaną wyraźnie zwizualizowane. Umieść linię wskaźnika w najszerszej części światła niskiego napięcia, używając AO jako punktu odniesienia, a także spraw, aby głębokość ostrości leżała w środku komory niskiego napięcia (rysunek 2B). Wykonaj podobne pomiary RV, zmieniając kątowanie przetwornika i uzyskując pomiary w trybie M.</li>
		<li>Użyj cine store, aby utworzyć pętlę wideo do nagrywania danych do pomiaru offline (wymiar komory niskiego napięcia, FS i grubość ścianki niskiego napięcia).</li>
		<li>Uzyskaj śledzenie dopplerowskie odpływu z aorty w trybie dopplerowskim PW, umieszczając kursor PW w aorcie i rejestrując (rysunek 2C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li> Widok przymostkowy w krótkiej osi (PSAX) na poziomie aorty.
	<ol>
		<li>Przełącz na tryb B.</li>
		<li>Obróć przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara od przymostkowego widoku długiej osi, aby uzyskać przymostkowy view krótkiej osi (rysunek 3). Przesuń przetwornik i ustaw go pod kątem w kierunku czaszki, aby zidentyfikować przekrój poprzeczny zastawki aortalnej.</li>
		<li>Zidentyfikuj drogę odpływu prawej komory (RVOT) jako strukturę w kształcie półksiężyca zlokalizowaną w prawym górnym rogu aorty, kontynuowaną przez płatki zastawki płucnej i tętnicę płucną.</li>
		<li>Trzymaj nieruchomo w tej samej pozycji ręcznie. Przełącz na tryb Dopplera PW. 
		Uwaga: Platforma stacji do trzymania gryzonia i sondy może być użyta do zminimalizowania ruchu i zmian w położeniu przetwornika.</li>
		<li>Umieść objętość próbki proksymalnie do poziomu zastawki płucnej pośrodku drogi odpływu prawej komory, a następnie ustaw kursor równolegle do kierunku przepływu krwi przez naczynie (ryc. 3B). 
		Uwaga: Ważne jest, aby dostosować kąt pobierania próbek do kierunku przepływu krwi lub użyć oprogramowania ultrasonograficznego w celu skorygowania zmiany kąta. Bez korekcji maksymalny kąt do naczynia wynosi 30°, co odpowiada ~15% niedoszacowaniu prędkości.</li>
		<li>Dostosuj skalę (prędkość przepływu krwi) zgodnie z potrzebami, aby uzyskać "dobrą" obwiednię Dopplera, która ma białe obwódki i ciemne wgłębienie w środku wskazujące na laminarny przepływ krwi (ryc. 3C). Zapisz śledzenie dopplerowskie. 
		Uwaga: "Zła" koperta dopplerowska nie mieści wystarczającej ilości białych obwódek i ciemnego wgłębienia.</li>
		<li>Jeśli cewnikowanie nie zostanie wykonane w tym momencie, pozwól gryzoniu dojść do siebie, jeśli zastosowano znieczulenie. Nie pozostawiaj gryzonia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka i nie zwracaj go do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje. Jeśli wykonywane jest cewnikowanie, przejdź do punktu 3.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Cewnikowanie prawego serca
<ol>
	<li> Podejście z zamkniętą klatką piersiową do pomiaru ciśnienia w kamperze
	<ol>
		<li>Instalacji:
		<ol>
			<li>Podłącz przetwornik ciśnienia do kanału wejściowego 1. W oprogramowaniu ustaw kanał 1 dla ciśnienia i kanał 2 dla tętna.</li>
			<li>Aby przeliczyć jednostki na mmHg, zapisz ślad linii podstawowej, wykonaj kalibrację ciśnienia ręcznie za pomocą manometru (jeśli używasz przetwornika ciśnienia krwi i rurki PE). Następnie wykonaj konwersję jednostek w kanale 1.</li>
			<li>Aby ustawić tętno, wyłącz wejście kanału 2. Wybierz pomiary cykliczne w obszarze kanał 2 i wybierz kanał 1 jako źródło i szybkość pomiaru.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Umieść mysz/szczura pod mikroskopem preparacyjnym z głębokością ostrości i powiększeniem 5x.</li>
		<li>Naciąć skórę od żuchwy do mostka (ryc. 1). Umieść parę retraktorów po każdej stronie nacięcia, aby całkowicie odsłonić obszar szyjki macicy.</li>
		<li>Tępo wypreparuj, aby oddzielić gruczoły ślinowe, aby odsłonić prawą zewnętrzną żyłę szyjną za pomocą cienkich kleszczyków z końcówką (ryc. 4A, B).</li>
		<li>Ostrożnie odizoluj prawą żyłę szyjną zewnętrzną od otaczającej tkanki łącznej.</li>
		<li>Umieść dwa kawałki jedwabnego szwu (4-0 dla szczurów; 6-0 dla myszy) pod prawą zewnętrzną żyłą szyjną, podwiąż żyłę dystalnie (jak najbliżej żuchwy), a następnie zawiąż luźny węzeł proksymalnie (ryc. 4C).</li>
		<li>Użyj nożyczek do tęczówki, aby zrobić małe "nacięcie" (nacięcie) proksymalnie do dystalnego węzła wiązanego.</li>
		<li>Przytrzymaj cewnik kleszczami i włóż cewnik do nacięcia żyły, a następnie zaciśnij węzeł proksymalny. 
		Uwaga: Zwykle używamy rurki polietylenowej (PE)-10 (rozmiar ~2 Fr) dla myszy i PE-50 (rozmiar ~3 Fr) dla szczurów, która jest podłączona do zwykłego przetwornika ciśnienia za pomocą igły 31 G lub 21 G i skalibrowana. Oznacz cewnik markerem na długości mniej więcej odpowiadającej umieszczeniu końcówki w prawej komorze. Jako alternatywę dla rurki PE można zastosować cewnik mikromanometryczny. Delikatne pociągnięcie za dystalny węzeł może pomóc we wprowadzeniu cewnika.</li>
		<li>Delikatnie wepchnij cewnik do prawego serca i monitoruj głębokość zaawansowania zgodnie z oznaczeniem. Monitoruj ślad ciśnienia w oprogramowaniu, aby zweryfikować położenie cewnika i zidentyfikować ciśnienie RV (Rysunek 5).</li>
		<li>Utrzymuj cewnik nieruchomo i zbieraj dane (przełącz nagrywanie danych obok przycisku Start) przez 2 minuty.</li>
		<li>Przystąpić do pobierania próbek (sekcja 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podejście otwarte do analizy pętli RV P-V. 
	Uwaga: Analiza pętli P-V prawej komory nie może być wykonana z dostępu zamkniętego w klatce piersiowej ze względu na sztywność cewnika przewodzącego, który nie przechodzi z SVC do RA. Dostępne na rynku cewniki konduktancyjne są przeznaczone do analizy pętli PV P-V.
	<ol>
		<li>W oprogramowaniu ustaw kanał 1 dla przewodności; Kanał 2 dla ciśnienia; i kanał 3 dla tętna.</li>
		<li>Zaintubuj szczury rurką teflonową o pojemności 16 g i podłącz rurkę do respiratora mechanicznego. Oblicz i ustaw parametry wentylacji dla myszy lub szczurów za pomocą następujących wzorów6: objętość oddechowa (V, t, ml) = 6,2 x M1,01 (M = masa zwierzęcia, kg); częstość oddechów (RR, min-1) = 53,5 x M-0,26 (Rysunek 6A).</li>
		<li>Rozprowadź 70% alkoholu na sierści, aby zmniejszyć rozprzestrzenianie się futra na pole operacyjne.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie poniżej wyrostka ksyloidalnego i obustronnie rozetnij skórę nożyczkami w kierunku boku.</li>
		<li>Przeciąć ścianę brzucha i otworzyć jamę brzuszną przez obustronne rozwarstwienie wzdłuż przepony.</li>
		<li>Otwórz membranę, aby odsłonić wierzchołek serca i obustronnie przetnij klatkę piersiową (ryc. 6A). Zapobiegaj parowaniu i wysuszaniu tkanek, rozpylając sól fizjologiczną do jamy klatki piersiowej i otrzewnej za pomocą strzykawki. 
		Uwaga: Zwykle używamy nożyczek preparacyjnych, aby otworzyć jamę brzuszną i klatkę piersiową. Krwawienie zwykle nie jest znaczące, ale jeśli wystąpi krwawienie, można zastosować elektrokoagulację.</li>
		<li>Ostrożnie odizoluj żyłę główną dolną (IVC) od otaczającej tkanki łącznej.</li>
		<li>Umieść kawałek jedwabnego szwu (4-0 dla szczurów; 6-0 dla myszy) wokół IVC, a następnie zawiąż luźny węzeł (lub przeciągnij szew przez rurkę teflonową o wadze 16 G) (ryc. 6B).</li>
		<li>Nakłuć wierzchołkową ścianę wolną od RV igłą o rozmiarze 27-30 równolegle do ściany wolnej od RV i usunąć igłę. Uważaj, aby nie wbić igły na więcej niż 4 mm. 
		Uwaga: Alternatywnie można użyć małego kawałka rurki PE-60 do wprowadzenia nakłucia cewnika konduktanckiego do wierzchołka RV.</li>
		<li>Wprowadzić końcówkę cewnika konduktanckiego przez ranę kłutą na wierzchołkowej ścianie wolnej od RV, aż wszystkie elektrody znajdą się wewnątrz komory (ryc. 6C).</li>
		<li>Monitoruj pętlę objętości ciśnienia w oprogramowaniu, a następnie dostosuj położenie cewnika, aby uzyskać pętle o spójnym kształcie, które nie wykazują znaczącej zmienności oddechowej (ryc. 7B, C).</li>
		<li>Nagrywaj bazowe pętle P-V (przełącz nagrywanie danych obok przycisku Start) przez co najmniej 10 sekund, aby uzyskać pewną liczbę pętli P-V.</li>
		<li>Pociągnij szew umieszczony wokół IVC, aby zmienić napięcia wstępne i nagrać pętle P-V. Analizuj dane w trybie off-line i wyznacz różne parametry funkcji skurczowej RV (rysunek 7D). Ta analiza została opisana wcześniej8. 
		Uwaga: IVC można alternatywnie zatkać kleszczami. Monitoruj ślad ciśnienia w układzie hydraulicznym, aby potwierdzić zmniejszenie napięcia wstępnego.</li>
		<li>Wykonaj kalibracje soli fizjologicznej i kuwety zgodnie z wcześniejszym opisem, aby umożliwić konwersję z jednostek przewodnościna jednostki objętości 6.</li>
		<li>Po zarejestrowaniu danych delikatnie wyciągnij cewnik i natychmiast umieść końcówkę cewnika w łaźni wodnej z solą fizjologiczną. Po zakończeniu wyczyść cewnik zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Pobieranie próbek serca i płuc
Uwaga: Ponieważ tutejsze procedury są opisane jako nieuleczalne, zwierzę musi zostać poddane eutanazji po cewnikowaniu prawego serca z zamkniętą lub otwartą klatką piersiową.
<ol>
	<li>Poddaj myszy eutanazji poprzez otwarcie klatki piersiowej (obustronna torakotomia), jeśli zastosowano podejście z zamkniętą klatką piersiową, wykrwawienie lub wyłączenie respiratora po przedawkowaniu środka znieczulającego. 
	Uwaga: Zwichnięcie szyjki macicy nie jest zalecane.</li>
	<li>Aby wykonać perfuzję napompowania płuc, podłącz rurkę do pompowania do statywu pierścieniowego ustawionego do napompowania płuc pod ciśnieniem 20 cmH2O (ale nie otwieraj jeszcze zaworu, aby napompować płuca).</li>
	<li>Dosadnie wypreparuj tchawicę z otaczających mięśni i tkanki łącznej.</li>
	<li>Umieść kawałek jedwabnego szwu (4-0 dla szczurów; 6-0 dla myszy) wokół tchawicy, a następnie zawiąż luźny węzeł.</li>
	<li>Delikatnie rozciągnij tchawicę, naciskając głowę i wykonaj nacięcie (70% obwodu) blisko żuchwy.</li>
	<li>Zachowaj delikatne rozciągnięcie i włóż kaniulę tchawicy (20 G dla myszy lub 16 G dla szczurów). Zabezpiecz kaniulę za pomocą szwu. Podłącz kaniulę do rurki do pompowania i zawiąż szew wokół kaniuli, aby zapobiec cofaniu się utrwalaczy.</li>
	<li>Przepłukać płuca PBS za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml, aby nakłuć ścianę wolną od RV i wstrzyknąć w kierunku tętnicy płucnej. Uderz w lewy przedsionek, gdy płuca zaczną blednąć.</li>
	<li>Zbierz serce, przecinając nasadę aorty.</li>
	<li>Zacisnąć prawy dolny płat płuca za pomocą hemostatu komara i przeciąć prawy dolny płat. Umieść kawałki w probówkach do mikrowirówek i zamroź błyskawicznie w ciekłym azocie.</li>
	<li>Napompuj płuco 10% buforowaną neutralną formaliną przez 5 minut i usuń kaniulę tchawicy, a następnie podwiąż tchawicę.</li>
	<li>Wyciąć płuco z klatki piersiowej i utrwalić za pomocą 10% buforowanej neutralnej formaliny. 
	Uwaga: Alternatywnie, nadmuchać płuca optymalnym środkiem tnącym (OCT, rozcieńczony 1:1 PBS) i zamrozić w nierozcieńczonym OCT w celu późniejszego przygotowania zamrożonych skrawków.</li>
	<li>Ostrożnie oddziel przedsionki od komór i odizoluj ścianę wolną od prawej komory, preparując wzdłuż przegrody międzykomorowej.</li>
	<li>Zważ RV i LV + przegrodę (LV+S), aby obliczyć wskaźnik Fultona (RV/LV+S)9, który określa ilościowo stopień przerostu RV. 
	Uwaga: Indeks Fultona różni się w różnych modelach PH. Szczur10: kontrola, 0,28 ±0,01; wywołane niedotlenieniem, 0,57 ±0,02; Leczone MCT, 0,51 ±0,03. Mysz C57BL6/J11: kontrola, 0,26 ±0,01; SuHx (14 dni), 0,40 ±0,02; SuHx (21 dni), 0,43 ±0,01; SuHx (28 dni), 0,44 ±0,03.</li>
	<li>Zamroź RV i LV+S w ciekłym azocie lub utrwal w 10% buforowanej neutralnej formalinie.</li>
</ol>

<ol><li>Gomez-Arroyo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+brief+overview+of+mouse+models+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+problems+and+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).</li>
<li>Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+group+1+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+experimental+pharmacology%22%5BJournal%5D)">Rodent models of group 1 pulmonary hypertension.</a> Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).</li>
<li>Voelkel, N. F., Tuder, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-induced+pulmonary+vascular+remodeling%3A+a+model+for+what+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease.</a> J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).</li>
<li>Gomez-Arroyo, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monocrotaline+model+of+pulmonary+hypertension+in+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).</li>
<li>Abe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+plexiform+lesions+in+experimental+severe+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 121, 2747-2754 (2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).</li>
<li>Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+Assessment+of+the+Right+Heart+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice.</a> J. Vis. Exp. (81), e50912(2013).</li>
<li>Abraham, D. M., Mao, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Pressure-Volume+Loop+Analyses+Using+Conductance+Catheters+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice.</a> J Vis Exp. , In revision (2015).</li>
<li>Vergadi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+macrophage+recruitment+and+alternative+activation+are+critical+for+the+later+development+of+hypoxia-induced+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension.</a> Circulation. 123, 1986-1995 (2011).</li>
<li>Mam, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+vasoconstriction+and+nitric+oxide-mediated+relaxation+in+pulmonary+arteries+of+hypoxia-+and+monocrotaline-induced+pulmonary+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats.</a> J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).</li>
<li>Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+right+ventricular+functional+and+structural+changes+in+a+mouse+model+of+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension.</a> Physiol Rep. 1, 00184(2013).</li>
<li>Thibault, H. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+assessment+of+murine+pulmonary+arterial+pressure%3A+validation+and+application+to+models+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension.</a> Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).</li>
<li>Abe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+treatment+with+a+Rho-kinase+inhibitor+improves+monocrotaline-induced+fatal+pulmonary+hypertension+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats.</a> Circ Res. 94, 385-393 (2004).</li>
<li>Ma, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((hypoxia+chamer+info--Calpain+mediates+pulmonary+vascular+remodeling+in+rodent+models+of+pulmonary+hypertension%2C+and+its+inhibition+attenuates+pathologic+features+of+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease.</a> J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).</li>
<li>de Man, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bisoprolol+delays+progression+towards+right+heart+failure+in+experimental+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension.</a> Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).</li>
<li>de Man, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulated+renin-angiotensin-aldosterone+system+contributes+to+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension.</a> Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).</li>
<li>Pritts, C. D., Pearl, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+for+patients+with+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Anaesthesiol%22%5BJournal%5D)">Anesthesia for patients with pulmonary hypertension.</a> Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).</li>
<li>Paulin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+miR-208-Mef2+Axis+Drives+the+Decompensation+of+Right+Ventricular+Function+in+Pulmonary+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension.</a> Circ Res. 116, 56-69 (2015).</li>
<li>Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+the+right+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of the right heart in mice.</a> J Vis Exp. , (2013).</li>
<li>Cheng, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+right+ventricular+structure+and+function+in+mouse+model+of+pulmonary+artery+constriction+by+transthoracic+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography.</a> J Vis Exp. , e51041(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przedstawione tutaj protokoły opisują kompleksową charakterystykę hemodynamiki i funkcji prawej komory w modelach nadciśnienia płucnego u gryzoni. Podczas gdy cewnikowanie prawego serca, jak opisano tutaj, jest zabiegiem terminalnym, śmiertelność związana z echokardiografią jest minimalna, co pozwala na badania przesiewowe i obserwację postępu choroby. Jednakże, podobnie jak pacjenci z PH, którzy mają znacznie zwiększoną śmiertelność po znieczuleniu17, z naszego doświadczenia wynika, że szczury z ciężkim PH ró...

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) jest chorobą układu krążenia płucnego związaną z infiltracją komórek zapalnych, proliferacją mięśni gładkich i apoptozą komórek śródbłonka. Zmiany te prowadzą do zaniku tętniczek płucnych, co w konsekwencji prowadzi do dysfunkcji prawej komory (RV) i niewydolności serca. Aby zrozumieć patofizjologię leżącą u podstaw niewydolności TNP i RV w PAH, opracowano szereg różnych modeli, w tym modele genetyczne i farmakologiczne, do badania tej choroby (przegląd w innym miejscu1,2).
Spośród tych modeli, najbardziej popularne to PAH wywołane hipoksją (Hx) u myszy oraz modele monokrotaliny (MCT) i SU5416-hipoksji (SuHx) u szczurów. W mysim modelu Hx myszy są narażone na 4 tygodnie niedotlenienia (normobarycznego lub hipobarycznego, odpowiadającego wysokości 18 000 stóp z FiO2 0,10), z wynikiem rozwoju proliferacji przyśrodkowej, zwiększonego ciśnienia skurczowego RV i rozwoju przerostu RV3. MCT w pojedynczej dawce 60 mg/kg powoduje uszkodzenie komórek śródbłonka płuc poprzez niejasny mechanizm, który następnie prowadzi do rozwoju PAH4. SU5416 jest inhibitorem receptorów czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGFR) 1 i 2 blokera, a leczenie pojedynczym wstrzyknięciem podskórnym 60 mg/kg, a następnie narażenie na przewlekłe niedotlenienie przez 3 tygodnie powoduje trwałe nadciśnienie płucne ze zmianami patologicznymi podobnymi do obserwowanych w chorobie ludzkiej, z powstawaniem zarostowych zmian naczyniowych5. W ostatnich latach opracowano kilka transgenicznych mysich modeli nadciśnienia płucnego. Należą do nich nokaut i mutacje receptora białka morfogenetycznego kości 2 (BMPR2), ponieważ mutacje genu BMPR2 występują zarówno w rodzinnych, jak i idiopatycznych formach WWA, nokaut oksygenazy hemowej-1 i nadekspresja IL-6 (przegląd gdzie indziej1,2).
Te różne modele PH gryzoni mają różne poziomy nadciśnienia płucnego, przerostu RV i niewydolności RV. Podczas gdy niedotlenienie i różne transgeniczne modele myszy skutkują znacznie łagodniejszym TNP niż którykolwiek z modeli szczurzych1, pozwala to na testowanie różnych mutacji genetycznych i związanych z nimi molekularnych szlaków sygnałowych. Model MCT powoduje ciężkie TNP, chociaż MCT wydaje się być toksyczny dla komórek śródbłonka w wielu tkankach4. Model SuHx charakteryzuje się zmianami naczyniowymi bardziej podobnymi do tych obserwowanych w idiopatycznym TNP u ludzi, chociaż wymaga zarówno manipulacji farmakologicznej, jak i ekspozycji na niedotlenienie. Co więcej, we wszystkich tych modelach może występować rozdźwięk między zmianami histopatologicznymi, ciśnieniem w płucach i funkcją RV związaną z rozwojem PAH. Jest to przeciwieństwo choroby człowieka, w której zwykle występuje proporcjonalny związek między zmianami histopatologicznymi, nasileniem nadciśnienia płucnego i stopniem niewydolności RV. W związku z tym wymagana jest kompleksowa charakterystyka tych modeli pH gryzoni i obejmuje ocenę funkcji RV (zwykle za pomocą echokardiografii), hemodynamiki (przez cewnikowanie serca) oraz histopatologię serca i płuc (od pobrania tkanek).
W tym protokole opisujemy podstawowe techniki używane do hemodynamicznej charakterystyki modeli PAH u szczura i myszy. Te ogólne techniki mogą być stosowane do każdego badania prawej komory i unaczynienia płuc i nie ograniczają się do modeli PAH. Wizualizacja RV za pomocą echokardiografii jest stosunkowo prosta u szczurów, ale jest trudniejsza u myszy ze względu na ich rozmiar i złożoną geometrię RV. Co więcej, niektóre substytuty stosowane do ilościowego określania funkcji RV, takie jak TAPSE, czas przyspieszenia tętnicy płucnej (PA) i nacięcie fali Dopplera PA, nie są dobrze zwalidowane u ludzi i tylko słabo korelują z oceną nadciśnienia płucnego i funkcji RV za pomocą hemodynamiki inwazyjnej. Określenie hemodynamiki RV najlepiej wykonać przy zamkniętej klatce piersiowej, aby utrzymać skutki ujemnego ciśnienia w klatce piersiowej z wdechem, chociaż otwarte cewnikowanie klatki piersiowej z cewnikiem impedancyjnym pozwala na określenie pętli ciśnienie-objętość (PV) i bardziej szczegółową charakterystykę hemodynamiczną. Podobnie jak w przypadku każdej procedury, zdobycie doświadczenia w zakresie procedur ma kluczowe znaczenie dla sukcesu eksperymentu.

<table><tbody><tr><td>System obrazowania Vevo 2100 (120V)&nbsp;</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp;</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Stacja obrazowania Vevo 2100&nbsp;</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mechaniczne przetworniki wysokiej częstotliwości</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp;</td><td>MS250, MS550D, MS400</td><td></td></tr><tr><td>Żel ultradźwiękowy Parker&nbsp;</td><td>Laboratoria Inc.&nbsp;</td><td>01-08</td><td></td></tr><tr><td>Aparatura PowerLab 4/35</td><td>Aparatura</td><td>ML765</td><td></td></tr><tr><td>Labchart 8</td><td>ADInstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia tętniczego z kranem i</td><td>ADInstruments</td><td>MLT1199</td> zestaw do kalibracji przetwornika ciśnienia MLA1052 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Tip Cewnik ciśnieniowy dla myszy</td><td>Millar</td><td>SPR-1000</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT111B (mysz) i FT211B (szczur)</td></tr><tr><td>Cewnik ciśnieniowy Mikro-Tip dla szczura</td><td>Millar</td><td>SPR-513</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT111B (mysz) i FT211B (szczur)</td></tr><tr><td>Millar Mikro-Tip&nbsp; ultraminiaturowy cewnik pętlowy PV dla myszy</td><td>Millar</td><td>PVR-1035</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT112 (mysz)</td></tr><tr><td>Ultraminiaturowy cewnik pętlowy PV Millar Mikro-Tip dla szczurów</td><td>Millar</td><td>SPR-869</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT112 (mysz)</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300&nbsp;</td><td>Millar</td><td>MPVS-300</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Jedwabny warkocz 100 jardów Szpula</td><td>Roboz Surgical</td><td>SUT-15-2</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Jedwabny warkocz 100 jardów Szpula</td><td>Roboz Surgical</td><td>SUT-14-1</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do irysu, delikatne, Integra Miltex</td><td>VWR</td><td>21909-248</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne VWR, ostra/końcówka</td><td>VWR</td><td>82027-588</td><td></td></tr><tr><td>VWR Delikatne nożyczki, 4 1/2"</td><td>VWR</td><td>82027-582</td><td></td></tr><tr><td>Dwugwiazdkowe hemostatyki, Excelta</td><td>VWR</td><td>63042-090</td><td></td></tr><tr><td>Formalina buforowana neutralnie</td><td>VWR</td><td>89370-094</td><td></td></tr><tr><td>Crotaline</td><td>Sigma</td><td>C2401</td><td></td></tr><tr><td>SU5416</td><td>Tocris Biosciences</td><td>3037</td><td></td></tr><tr><td>3,5X-45X Statyw wysięgnika Trójokularowy mikroskop stereoskopowy z zoomem&nbsp;</td><td>AmScope</td><td>SM-3BX</td><td></td></tr><tr><td>PE (rurki polietylenowe)-10</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE10 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>PE (rurki polietylenowe)-50</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE50 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>PE (rurki polietylenowe)-60</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE60 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>Stołowe urządzenie anestezjologiczne z izofluranem</td><td>Kent Scientific</td><td>ACV-1205S</td><td></td></tr><tr><td>Wielofunkcyjna platforma chirurgiczna Surgisuite</td> Zestaw retraktora <td>Kent Scientific</td><td>Surgisuite</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-5002</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna anestezjologii</td><td>VetEquip</td><td>941443</td><td></td></tr><tr><td>Anestezjologia Kanister z filtrem gazu</td><td>Kent Scientific</td><td>ACV-2001</td><td></td></tr><tr><td>Stożek nosa gryzoni</td><td>VetEquip</td><td>921431</td><td></td></tr></tbody></table>

charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) jest rzadką chorobą układu krążenia płuc, charakteryzującą się apoptozą komórek śródbłonka, proliferacją mięśni gładkich i zanikiem tętniczek płucnych. To z kolei prowadzi do niewydolności prawej komory (RV), ze znaczną zachorowalnością i śmiertelnością. Modele WWA u gryzoni u myszy i szczurów są ważne dla zrozumienia patofizjologii leżącej u podstaw tej rzadkiej choroby. Warto zauważyć, że różne modele TNP mogą być związane z różnymi stopniami nadciśnienia płucnego, przerostem RV i niewydolnością RV. Dlatego pełna charakterystyka hemodynamiczna myszy i szczurów z TNP ma kluczowe znaczenie dla określenia wpływu leków lub modyfikacji genetycznych na chorobę. 
Tutaj demonstrujemy standardowe procedury oceny funkcji prawej komory i hemodynamiki zarówno w szczurzych, jak i mysich modelach PAH. Echokardiografia jest przydatna w określaniu funkcji RV u szczurów, chociaż uzyskanie standardowych widoków prawej komory jest trudne u obudzonej myszy. Dostęp do cewnikowania prawego serca uzyskuje się przez żyłę szyjną wewnętrzną u myszy i szczurów z zamkniętą klatką piersiową. Ciśnienie można mierzyć za pomocą rurki polietylenowej z przetwornikiem ciśnienia płynu lub miniaturowym cewnikiem ciśnieniowym z mikromanometrem. Analizę pętli ciśnienie-objętość można przeprowadzić w otwartej klatce piersiowej. Po uzyskaniu hemodynamiki gryzoń jest poddawany eutanazji. Serce można wypreparować w celu oddzielenia ściany wolnej od RV od lewej komory (LV) i przegrody, co pozwala na ocenę przerostu RV za pomocą wskaźnika Fultona (RV/(LV+S)). Następnie w razie potrzeby można pobrać próbki z serca, płuc i innych tkanek.

Ponieważ cewnikowanie prawej komory serca u gryzoni jest zazwyczaj procedurą terminalną, która nie pozwala na podłużną obserwację, echokardiografia stanowi doskonałą nieinwazyjną alternatywę do badań przesiewowych i monitorowania stanu pacjentów12. O ile u ludzi z PAH skurczowe ciśnienie w tętnicy płucnej w echokardiografii wyznacza się zazwyczaj na podstawie niedomykalności zastawki trójdzielnej, co zazwyczaj jest łatwe do uzyskania w przekroju koniuszkowym, o tyle u gryzoni taki przekrój nie jest uzyskiwany ...

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) to choroba tętniczek płucnych, która prowadzi do ich zatarcia i rozwoju niewydolności prawej komory. Modele WWA u gryzoni mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia patofizjologii WWA. Tutaj pokazujemy charakterystykę hemodynamiczną, z cewnikowaniem prawego serca i echokardiografią, u myszy i szczura.

Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Ogólnym celem echokardiografii i cewnikowania prawej komory serca u gryzoni jest określenie funkcji prawej części serca w różnych modelach chorób serca i płuc. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w badaniach nad fizjologią układu sercowo-naczyniowego, takie jak: jaki wpływ mają manipulacje genetyczne lub działanie leków na rozwój nadciśnienia płucnego? Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia ona kompleksową analizę funkcji prawej części serca w tych modelach chorób serca i płuc.Aby uzyskać obraz długiej osi przymostkowej serca gryzonia, należy rozpocząć od umieszczenia znieczulonego zwierzęcia w pozycji na plecach. Potwierdź odpowiedni poziom sedacji za pomocą testu ucisku palca u stopy i nałóż maść weterynaryjną na oczy zwierzęcia. Następnie ogól klatkę piersiową i nałóż żel do USG.Wybierz tryb B (B-Mode), aby uzyskać dwuwymiarowy obraz na żywo. Następnie przyłóż przetwornik ultradźwiękowy o odpowiedniej częstotliwości do lewej linii przymostkowej. Obróć przetwornik przeciwnie do ruchu wskazówek zegara o 30 stopni, tak aby wskaźnik głowicy był skierowany w stronę ogonową.Następnie lekko przechyl głowicę, kołysząc instrumentem wzdłuż krótkiej osi głowicy w

hemodynamic-characterization-rodent-models-pulmonary-arterial

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Specyficzny i szybki protokół do jednoczesnego badania funkcji prawego serca, zapalenia płuc i odpowiedzi immunologicznej jest opisany jako narzędzie do nauki.  Filmy i rysunki opisują fizjologię i techniki mikrodysekcji w zorganizowanym podejściu zespołowym, które można dostosować do stosowania w małych i dużych badaniach.

Pomiary ciśnienia skurczowego prawej komory w połączeniu z pobieraniem próbek płuc i tkanek immunologicznych u myszy

Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy.  Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.

Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu stworzenie modelu tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego przepływem (PAH) u szczurów oraz procedury analizy głównych hemodynamicznych i histologicznych punktów końcowych w tym modelu.

Chirurgia zastawkowa, cewnikowanie prawego serca i morfometria naczyniowa w modelu szczurzym dla tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego przepływem

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół inwazyjnych pomiarów parametrów hemodynamicznych, w tym ciśnienia wrotnego, splanchnicznego przepływu krwi i hemodynamiki ogólnoustrojowej, aby scharakteryzować zespół nadciśnienia wrotnego u szczurów.

Inwazyjna charakterystyka hemodynamiczna zespołu wrotno-nadciśnieniowego u szczurów z marskością wątroby

Ten protokół opisuje indukcję nadciśnienia płucnego (PH) u myszy na podstawie ekspozycji na niedotlenienie i wstrzyknięcia antagonisty receptora VEGF. U zwierząt rozwija się PH i przerost prawej komory (RV) 3 tygodnie po rozpoczęciu protokołu. Przedstawiono również charakterystykę funkcjonalną i morfometryczną modelu.

Indukcja i charakterystyka nadciśnienia płucnego u myszy przy użyciu modelu hipoksji/SU5416

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia inwazyjnej oceny hemodynamicznej prawej komory i tętnicy płucnej u myszy przy użyciu metody chirurgicznej na otwartej klatce piersiowej.

Inwazyjna ocena hemodynamiczna układu prawej komory i tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego niedotlenieniem u myszy

Niniejszy protokół opisuje echokardiograficzną charakterystykę morfologii i funkcji prawej komory w szczurzym modelu tętniczego nadciśnienia płucnego.

Kompleksowa echokardiograficzna ocena funkcji prawej komory serca w szczurzym modelu tętniczego nadciśnienia płucnego

Ten protokół krok po kroku przeprowadza wielokrotne dożylne podawanie dawki bolusa i inwazyjne monitorowanie hemodynamiczne u myszy. Badacze mogą wykorzystać ten protokół do przyszłych badań przesiewowych związków terapeutycznych w kierunku nadciśnienia tętniczego płucnego.

Wielokrotne dożylne dawkowanie bolusa i inwazyjna ocena hemodynamiczna w modelu nadciśnienia tętniczego płucnej myszy wywołanego niedotlenieniem

Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.

Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego

Tutaj przedstawiono metodę wywoływania tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc (PF-PH) model szczurzy poprzez wstrzykiwanie bleomycyny do dróg oddechowych. Zapewniamy również podejście krok po kroku do walidacji tego modelu zwierzęcego.

Ustalenie i walidacja szczurzego modelu tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc

Prezentacja szczegółowych metod oceny funkcji prawej komory poprawi jakość i wiarygodność badań nad nadciśnieniem płucnym, oferując solidne ramy dla przyszłych badań i zwiększając odtwarzalność w różnych laboratoriach.

Ocena funkcji prawej komory w eksperymentalnych modelach tętniczego nadciśnienia płucnego

Poznaj metody echokardiografii i cewnikowania prawego serca w modelach tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni. Ta technika umożliwia kompleksową analizę funkcji prawej komory serca.

Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów