Name: Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-04-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Poznaj metody echokardiografii i cewnikowania prawego serca w modelach tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni. Ta technika umożliwia kompleksową analizę funkcji prawej komory serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SR jest wspierany przez NIH K08HL114643, Gilead Research Scholars in Pulmonary Arterial Hypertension oraz Burroughs Wellcome Fund Career Award dla naukowców medycznych.

Wszystkie opisane procedury są zgodne z wytycznymi Duke University School of Medicine dotyczącymi opieki nad zwierzętami.
1. Przed rozpoczęciem procedury
Uwaga: Przed przystąpieniem do jakichkolwiek procedur na zwierzętach, upewnij się, że uzyskano odpowiednie pozwolenie instytucjonalne. Podobnie jak w przypadku wszystkich zabiegów, należy stosować odpowiednie leki przeciwbólowe, aby upewnić się, że zwierzę nie cierpi.
<ol>
	<li>Przepłukać cewniki sterylnym roztworem soli fizjologicznej (100 j./ml) w celu zapewnienia drożności. Zaznacz punkt od końca cewnika równy długości od serca do połowy szyi (około 4 cm dla szczurów i 2 cm dla myszy).</li>
	<li>Znieczul mysz lub szczura. Do wyboru są izofluran (indukcja 3-4%, leczenie podtrzymujące 1,5% zmieszane ze 100% tlenem), ketamina/ksylazyna (80-120/10 mg/kg) i pentobarbital (40-80 mg/kg)6.
	<ol>
		<li>Na przykład w przypadku ketaminy: ksylazyny (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP dla myszy i 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP dla szczurów) pojedyncza dawka wystarcza na 20-50 minut znieczulenia. W przypadku echokardiografii znieczulenie myszy lub szczura izofluranem (3-4% w przypadku indukcji i 1,5% w celu leczenia podtrzymującego). Oceń głębokość znieczulenia, ściskając gryzonia w obszarze operacyjnym, aby potwierdzić, że odruchy odstawienia są nieobecne. Stosuj maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. 
		Uwaga: W celu uzyskania wiarygodnych wyników przy prawidłowym stosowaniu i optymalizacji można stosować różne środki znieczulające (omówione w innym miejscu6). Preferujemy cewnikowanie przy użyciu ketaminy:ksylazyny. Przedawkowanie ketaminy/ksylazyny może znacznie zmniejszyć częstość akcji serca i czynność serca, dlatego tak ważne jest utrzymanie prawidłowej temperatury i kontroli oddechu. Aby utrzymać częstość akcji serca (> 400/min) u myszy, rutynowo wykonujemy obustronną wagotomię. Ilość ketaminy/ksylazyny w tym przypadku zwykle trwa 20-30 minut, co jest wystarczające do wykonania cewnikowania serca w otwartej lub zamkniętej klatce piersiowej, a następnie eutanazji zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj szczura/mysz do zabiegu chirurgicznego (ryc. 1).
	<ol>
		<li>Ogolić sierść od klatki piersiowej (aby umożliwić echokardiografię) i od okolicy operacyjnej, na prawej szyi.</li>
		<li>Wyszoruj ogolone obszary chirurgiczne okrężnym ruchem od środka na zewnątrz za pomocą betadyny, a następnie oczyść je wacikiem nasączonym 70% alkoholem.</li>
		<li>Umieść zwierzę na platformie chirurgicznej z podkładką rozgrzewającą pod spodem. Ustaw poziom ogrzewania, aby utrzymać temperaturę ciała 37-37.5 °C. Monitoruj temperaturę ciała za pomocą sondy doodbytniczej. Hipotermia może spowodować znaczną bradykardię, a hipertermia powoduje znaczną tachykardię.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Echokardiografia
Uwaga: Pełny opis echokardiografii gryzoni jest opisany gdzieindziej 7. W przypadku myszy, przed znieczuleniem, można uzyskać obrazy na przytomnym, ręcznie unieruchomionym zwierzęciu. W przypadku szczurów preferowane jest znieczulenie przed echokardiografią, ponieważ szczury są zbyt duże, aby można je było ręcznie krępować podczas czuwania).
<ol>
	<li>Widok przymostkowej osi długiej (PLAX).
	<ol>
		<li>Umieść zwierzę w pozycji leżącej na platformie lub przytrzymuj je ręcznie.</li>
		<li>Wybierz tryb B, aby wyświetlić obraz 2D na żywo.</li>
		<li>Ustaw przetwornik ultradźwiękowy z częstotliwością 40 MHz dla myszy lub 25 MHz dla szczurów do lewej linii przymostkowej, a następnie obróć przetwornik w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara o 30° ze wskaźnikiem sondy skierowanym w kierunku ogonowym (pozycja linii godziny od 5 do 11). Ustaw przetwornik pod lekkim kątem (kołysząc się wzdłuż krótkiej osi przetwornika w tej samej płaszczyźnie tomograficznej), aby uzyskać pełny widok komory niskiego napięcia na środku ekranu.</li>
		<li>Zlokalizuj i wyświetl te struktury anatomiczne (ryc. 2A): światło lewej komory (LV); Przegroda międzykomorowa (IVS); światło prawej komory (RV); Aorta wstępująca (AO); i lewe przedsionek (LA).</li>
		<li>Przełącz się na tryb M, gdy powyższe struktury zostaną wyraźnie zwizualizowane. Umieść linię wskaźnika w najszerszej części światła niskiego napięcia, używając AO jako punktu odniesienia, a także spraw, aby głębokość ostrości leżała w środku komory niskiego napięcia (rysunek 2B). Wykonaj podobne pomiary RV, zmieniając kątowanie przetwornika i uzyskując pomiary w trybie M.</li>
		<li>Użyj cine store, aby utworzyć pętlę wideo do nagrywania danych do pomiaru offline (wymiar komory niskiego napięcia, FS i grubość ścianki niskiego napięcia).</li>
		<li>Uzyskaj śledzenie dopplerowskie odpływu z aorty w trybie dopplerowskim PW, umieszczając kursor PW w aorcie i rejestrując (rysunek 2C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li> Widok przymostkowy w krótkiej osi (PSAX) na poziomie aorty.
	<ol>
		<li>Przełącz na tryb B.</li>
		<li>Obróć przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara od przymostkowego widoku długiej osi, aby uzyskać przymostkowy view krótkiej osi (rysunek 3). Przesuń przetwornik i ustaw go pod kątem w kierunku czaszki, aby zidentyfikować przekrój poprzeczny zastawki aortalnej.</li>
		<li>Zidentyfikuj drogę odpływu prawej komory (RVOT) jako strukturę w kształcie półksiężyca zlokalizowaną w prawym górnym rogu aorty, kontynuowaną przez płatki zastawki płucnej i tętnicę płucną.</li>
		<li>Trzymaj nieruchomo w tej samej pozycji ręcznie. Przełącz na tryb Dopplera PW. 
		Uwaga: Platforma stacji do trzymania gryzonia i sondy może być użyta do zminimalizowania ruchu i zmian w położeniu przetwornika.</li>
		<li>Umieść objętość próbki proksymalnie do poziomu zastawki płucnej pośrodku drogi odpływu prawej komory, a następnie ustaw kursor równolegle do kierunku przepływu krwi przez naczynie (ryc. 3B). 
		Uwaga: Ważne jest, aby dostosować kąt pobierania próbek do kierunku przepływu krwi lub użyć oprogramowania ultrasonograficznego w celu skorygowania zmiany kąta. Bez korekcji maksymalny kąt do naczynia wynosi 30°, co odpowiada ~15% niedoszacowaniu prędkości.</li>
		<li>Dostosuj skalę (prędkość przepływu krwi) zgodnie z potrzebami, aby uzyskać "dobrą" obwiednię Dopplera, która ma białe obwódki i ciemne wgłębienie w środku wskazujące na laminarny przepływ krwi (ryc. 3C). Zapisz śledzenie dopplerowskie. 
		Uwaga: "Zła" koperta dopplerowska nie mieści wystarczającej ilości białych obwódek i ciemnego wgłębienia.</li>
		<li>Jeśli cewnikowanie nie zostanie wykonane w tym momencie, pozwól gryzoniu dojść do siebie, jeśli zastosowano znieczulenie. Nie pozostawiaj gryzonia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka i nie zwracaj go do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje. Jeśli wykonywane jest cewnikowanie, przejdź do punktu 3.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Cewnikowanie prawego serca
<ol>
	<li> Podejście z zamkniętą klatką piersiową do pomiaru ciśnienia w kamperze
	<ol>
		<li>Instalacji:
		<ol>
			<li>Podłącz przetwornik ciśnienia do kanału wejściowego 1. W oprogramowaniu ustaw kanał 1 dla ciśnienia i kanał 2 dla tętna.</li>
			<li>Aby przeliczyć jednostki na mmHg, zapisz ślad linii podstawowej, wykonaj kalibrację ciśnienia ręcznie za pomocą manometru (jeśli używasz przetwornika ciśnienia krwi i rurki PE). Następnie wykonaj konwersję jednostek w kanale 1.</li>
			<li>Aby ustawić tętno, wyłącz wejście kanału 2. Wybierz pomiary cykliczne w obszarze kanał 2 i wybierz kanał 1 jako źródło i szybkość pomiaru.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Umieść mysz/szczura pod mikroskopem preparacyjnym z głębokością ostrości i powiększeniem 5x.</li>
		<li>Naciąć skórę od żuchwy do mostka (ryc. 1). Umieść parę retraktorów po każdej stronie nacięcia, aby całkowicie odsłonić obszar szyjki macicy.</li>
		<li>Tępo wypreparuj, aby oddzielić gruczoły ślinowe, aby odsłonić prawą zewnętrzną żyłę szyjną za pomocą cienkich kleszczyków z końcówką (ryc. 4A, B).</li>
		<li>Ostrożnie odizoluj prawą żyłę szyjną zewnętrzną od otaczającej tkanki łącznej.</li>
		<li>Umieść dwa kawałki jedwabnego szwu (4-0 dla szczurów; 6-0 dla myszy) pod prawą zewnętrzną żyłą szyjną, podwiąż żyłę dystalnie (jak najbliżej żuchwy), a następnie zawiąż luźny węzeł proksymalnie (ryc. 4C).</li>
		<li>Użyj nożyczek do tęczówki, aby zrobić małe "nacięcie" (nacięcie) proksymalnie do dystalnego węzła wiązanego.</li>
		<li>Przytrzymaj cewnik kleszczami i włóż cewnik do nacięcia żyły, a następnie zaciśnij węzeł proksymalny. 
		Uwaga: Zwykle używamy rurki polietylenowej (PE)-10 (rozmiar ~2 Fr) dla myszy i PE-50 (rozmiar ~3 Fr) dla szczurów, która jest podłączona do zwykłego przetwornika ciśnienia za pomocą igły 31 G lub 21 G i skalibrowana. Oznacz cewnik markerem na długości mniej więcej odpowiadającej umieszczeniu końcówki w prawej komorze. Jako alternatywę dla rurki PE można zastosować cewnik mikromanometryczny. Delikatne pociągnięcie za dystalny węzeł może pomóc we wprowadzeniu cewnika.</li>
		<li>Delikatnie wepchnij cewnik do prawego serca i monitoruj głębokość zaawansowania zgodnie z oznaczeniem. Monitoruj ślad ciśnienia w oprogramowaniu, aby zweryfikować położenie cewnika i zidentyfikować ciśnienie RV (Rysunek 5).</li>
		<li>Utrzymuj cewnik nieruchomo i zbieraj dane (przełącz nagrywanie danych obok przycisku Start) przez 2 minuty.</li>
		<li>Przystąpić do pobierania próbek (sekcja 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podejście otwarte do analizy pętli RV P-V. 
	Uwaga: Analiza pętli P-V prawej komory nie może być wykonana z dostępu zamkniętego w klatce piersiowej ze względu na sztywność cewnika przewodzącego, który nie przechodzi z SVC do RA. Dostępne na rynku cewniki konduktancyjne są przeznaczone do analizy pętli PV P-V.
	<ol>
		<li>W oprogramowaniu ustaw kanał 1 dla przewodności; Kanał 2 dla ciśnienia; i kanał 3 dla tętna.</li>
		<li>Zaintubuj szczury rurką teflonową o pojemności 16 g i podłącz rurkę do respiratora mechanicznego. Oblicz i ustaw parametry wentylacji dla myszy lub szczurów za pomocą następujących wzorów6: objętość oddechowa (V, t, ml) = 6,2 x M1,01 (M = masa zwierzęcia, kg); częstość oddechów (RR, min-1) = 53,5 x M-0,26 (Rysunek 6A).</li>
		<li>Rozprowadź 70% alkoholu na sierści, aby zmniejszyć rozprzestrzenianie się futra na pole operacyjne.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie poniżej wyrostka ksyloidalnego i obustronnie rozetnij skórę nożyczkami w kierunku boku.</li>
		<li>Przeciąć ścianę brzucha i otworzyć jamę brzuszną przez obustronne rozwarstwienie wzdłuż przepony.</li>
		<li>Otwórz membranę, aby odsłonić wierzchołek serca i obustronnie przetnij klatkę piersiową (ryc. 6A). Zapobiegaj parowaniu i wysuszaniu tkanek, rozpylając sól fizjologiczną do jamy klatki piersiowej i otrzewnej za pomocą strzykawki. 
		Uwaga: Zwykle używamy nożyczek preparacyjnych, aby otworzyć jamę brzuszną i klatkę piersiową. Krwawienie zwykle nie jest znaczące, ale jeśli wystąpi krwawienie, można zastosować elektrokoagulację.</li>
		<li>Ostrożnie odizoluj żyłę główną dolną (IVC) od otaczającej tkanki łącznej.</li>
		<li>Umieść kawałek jedwabnego szwu (4-0 dla szczurów; 6-0 dla myszy) wokół IVC, a następnie zawiąż luźny węzeł (lub przeciągnij szew przez rurkę teflonową o wadze 16 G) (ryc. 6B).</li>
		<li>Nakłuć wierzchołkową ścianę wolną od RV igłą o rozmiarze 27-30 równolegle do ściany wolnej od RV i usunąć igłę. Uważaj, aby nie wbić igły na więcej niż 4 mm. 
		Uwaga: Alternatywnie można użyć małego kawałka rurki PE-60 do wprowadzenia nakłucia cewnika konduktanckiego do wierzchołka RV.</li>
		<li>Wprowadzić końcówkę cewnika konduktanckiego przez ranę kłutą na wierzchołkowej ścianie wolnej od RV, aż wszystkie elektrody znajdą się wewnątrz komory (ryc. 6C).</li>
		<li>Monitoruj pętlę objętości ciśnienia w oprogramowaniu, a następnie dostosuj położenie cewnika, aby uzyskać pętle o spójnym kształcie, które nie wykazują znaczącej zmienności oddechowej (ryc. 7B, C).</li>
		<li>Nagrywaj bazowe pętle P-V (przełącz nagrywanie danych obok przycisku Start) przez co najmniej 10 sekund, aby uzyskać pewną liczbę pętli P-V.</li>
		<li>Pociągnij szew umieszczony wokół IVC, aby zmienić napięcia wstępne i nagrać pętle P-V. Analizuj dane w trybie off-line i wyznacz różne parametry funkcji skurczowej RV (rysunek 7D). Ta analiza została opisana wcześniej8. 
		Uwaga: IVC można alternatywnie zatkać kleszczami. Monitoruj ślad ciśnienia w układzie hydraulicznym, aby potwierdzić zmniejszenie napięcia wstępnego.</li>
		<li>Wykonaj kalibracje soli fizjologicznej i kuwety zgodnie z wcześniejszym opisem, aby umożliwić konwersję z jednostek przewodnościna jednostki objętości 6.</li>
		<li>Po zarejestrowaniu danych delikatnie wyciągnij cewnik i natychmiast umieść końcówkę cewnika w łaźni wodnej z solą fizjologiczną. Po zakończeniu wyczyść cewnik zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Pobieranie próbek serca i płuc
Uwaga: Ponieważ tutejsze procedury są opisane jako nieuleczalne, zwierzę musi zostać poddane eutanazji po cewnikowaniu prawego serca z zamkniętą lub otwartą klatką piersiową.
<ol>
	<li>Poddaj myszy eutanazji poprzez otwarcie klatki piersiowej (obustronna torakotomia), jeśli zastosowano podejście z zamkniętą klatką piersiową, wykrwawienie lub wyłączenie respiratora po przedawkowaniu środka znieczulającego. 
	Uwaga: Zwichnięcie szyjki macicy nie jest zalecane.</li>
	<li>Aby wykonać perfuzję napompowania płuc, podłącz rurkę do pompowania do statywu pierścieniowego ustawionego do napompowania płuc pod ciśnieniem 20 cmH2O (ale nie otwieraj jeszcze zaworu, aby napompować płuca).</li>
	<li>Dosadnie wypreparuj tchawicę z otaczających mięśni i tkanki łącznej.</li>
	<li>Umieść kawałek jedwabnego szwu (4-0 dla szczurów; 6-0 dla myszy) wokół tchawicy, a następnie zawiąż luźny węzeł.</li>
	<li>Delikatnie rozciągnij tchawicę, naciskając głowę i wykonaj nacięcie (70% obwodu) blisko żuchwy.</li>
	<li>Zachowaj delikatne rozciągnięcie i włóż kaniulę tchawicy (20 G dla myszy lub 16 G dla szczurów). Zabezpiecz kaniulę za pomocą szwu. Podłącz kaniulę do rurki do pompowania i zawiąż szew wokół kaniuli, aby zapobiec cofaniu się utrwalaczy.</li>
	<li>Przepłukać płuca PBS za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml, aby nakłuć ścianę wolną od RV i wstrzyknąć w kierunku tętnicy płucnej. Uderz w lewy przedsionek, gdy płuca zaczną blednąć.</li>
	<li>Zbierz serce, przecinając nasadę aorty.</li>
	<li>Zacisnąć prawy dolny płat płuca za pomocą hemostatu komara i przeciąć prawy dolny płat. Umieść kawałki w probówkach do mikrowirówek i zamroź błyskawicznie w ciekłym azocie.</li>
	<li>Napompuj płuco 10% buforowaną neutralną formaliną przez 5 minut i usuń kaniulę tchawicy, a następnie podwiąż tchawicę.</li>
	<li>Wyciąć płuco z klatki piersiowej i utrwalić za pomocą 10% buforowanej neutralnej formaliny. 
	Uwaga: Alternatywnie, nadmuchać płuca optymalnym środkiem tnącym (OCT, rozcieńczony 1:1 PBS) i zamrozić w nierozcieńczonym OCT w celu późniejszego przygotowania zamrożonych skrawków.</li>
	<li>Ostrożnie oddziel przedsionki od komór i odizoluj ścianę wolną od prawej komory, preparując wzdłuż przegrody międzykomorowej.</li>
	<li>Zważ RV i LV + przegrodę (LV+S), aby obliczyć wskaźnik Fultona (RV/LV+S)9, który określa ilościowo stopień przerostu RV. 
	Uwaga: Indeks Fultona różni się w różnych modelach PH. Szczur10: kontrola, 0,28 ±0,01; wywołane niedotlenieniem, 0,57 ±0,02; Leczone MCT, 0,51 ±0,03. Mysz C57BL6/J11: kontrola, 0,26 ±0,01; SuHx (14 dni), 0,40 ±0,02; SuHx (21 dni), 0,43 ±0,01; SuHx (28 dni), 0,44 ±0,03.</li>
	<li>Zamroź RV i LV+S w ciekłym azocie lub utrwal w 10% buforowanej neutralnej formalinie.</li>
</ol>

<ol><li>Gomez-Arroyo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+brief+overview+of+mouse+models+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+problems+and+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 977-991 (2012).</li>
<li>Ryan, J. J., Marsboom, G., Archer, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+group+1+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+experimental+pharmacology%22%5BJournal%5D)">Rodent models of group 1 pulmonary hypertension.</a> Handbook of experimental pharmacology. 218, 105-149 (2013).</li>
<li>Voelkel, N. F., Tuder, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-induced+pulmonary+vascular+remodeling%3A+a+model+for+what+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: a model for what human disease.</a> J Clin Invest. 106, 733-738 (2000).</li>
<li>Gomez-Arroyo, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monocrotaline+model+of+pulmonary+hypertension+in+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 363-369 (2012).</li>
<li>Abe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+plexiform+lesions+in+experimental+severe+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Formation of plexiform lesions in experimental severe pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 121, 2747-2754 (2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).</li>
<li>Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+Assessment+of+the+Right+Heart+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice.</a> J. Vis. Exp. (81), e50912(2013).</li>
<li>Abraham, D. M., Mao, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Pressure-Volume+Loop+Analyses+Using+Conductance+Catheters+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Cardiac Pressure-Volume Loop Analyses Using Conductance Catheters in Mice.</a> J Vis Exp. , In revision (2015).</li>
<li>Vergadi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+macrophage+recruitment+and+alternative+activation+are+critical+for+the+later+development+of+hypoxia-induced+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early macrophage recruitment and alternative activation are critical for the later development of hypoxia-induced pulmonary hypertension.</a> Circulation. 123, 1986-1995 (2011).</li>
<li>Mam, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+vasoconstriction+and+nitric+oxide-mediated+relaxation+in+pulmonary+arteries+of+hypoxia-+and+monocrotaline-induced+pulmonary+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Impaired vasoconstriction and nitric oxide-mediated relaxation in pulmonary arteries of hypoxia- and monocrotaline-induced pulmonary hypertensive rats.</a> J Pharmacol Exp Ther. 332, 455-462 (2010).</li>
<li>Wang, Z., Schreier, D. A., Hacker, T. A., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+right+ventricular+functional+and+structural+changes+in+a+mouse+model+of+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Progressive right ventricular functional and structural changes in a mouse model of pulmonary arterial hypertension.</a> Physiol Rep. 1, 00184(2013).</li>
<li>Thibault, H. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+assessment+of+murine+pulmonary+arterial+pressure%3A+validation+and+application+to+models+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension.</a> Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).</li>
<li>Abe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+treatment+with+a+Rho-kinase+inhibitor+improves+monocrotaline-induced+fatal+pulmonary+hypertension+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Long-term treatment with a Rho-kinase inhibitor improves monocrotaline-induced fatal pulmonary hypertension in rats.</a> Circ Res. 94, 385-393 (2004).</li>
<li>Ma, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((hypoxia+chamer+info--Calpain+mediates+pulmonary+vascular+remodeling+in+rodent+models+of+pulmonary+hypertension%2C+and+its+inhibition+attenuates+pathologic+features+of+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">hypoxia chamer info--Calpain mediates pulmonary vascular remodeling in rodent models of pulmonary hypertension, and its inhibition attenuates pathologic features of disease.</a> J Clin Invest. 121, 4548-4566 (2011).</li>
<li>de Man, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bisoprolol+delays+progression+towards+right+heart+failure+in+experimental+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Bisoprolol delays progression towards right heart failure in experimental pulmonary hypertension.</a> Circ Heart Fail. 5, 97-105 (2012).</li>
<li>de Man, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulated+renin-angiotensin-aldosterone+system+contributes+to+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Dysregulated renin-angiotensin-aldosterone system contributes to pulmonary arterial hypertension.</a> Am J Respir Crit Care Med. 186, 780-789 (2012).</li>
<li>Pritts, C. D., Pearl, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+for+patients+with+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Anaesthesiol%22%5BJournal%5D)">Anesthesia for patients with pulmonary hypertension.</a> Curr Opin Anaesthesiol. 23, 411-416 (2010).</li>
<li>Paulin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+miR-208-Mef2+Axis+Drives+the+Decompensation+of+Right+Ventricular+Function+in+Pulmonary+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">A miR-208-Mef2 Axis Drives the Decompensation of Right Ventricular Function in Pulmonary Hypertension.</a> Circ Res. 116, 56-69 (2015).</li>
<li>Brittain, E., Penner, N. L., West, J., Hemnes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+the+right+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of the right heart in mice.</a> J Vis Exp. , (2013).</li>
<li>Cheng, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+right+ventricular+structure+and+function+in+mouse+model+of+pulmonary+artery+constriction+by+transthoracic+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography.</a> J Vis Exp. , e51041(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przedstawione tutaj protokoły opisują kompleksową charakterystykę hemodynamiki i funkcji prawej komory w modelach nadciśnienia płucnego u gryzoni. Podczas gdy cewnikowanie prawego serca, jak opisano tutaj, jest zabiegiem terminalnym, śmiertelność związana z echokardiografią jest minimalna, co pozwala na badania przesiewowe i obserwację postępu choroby. Jednakże, podobnie jak pacjenci z PH, którzy mają znacznie zwiększoną śmiertelność po znieczuleniu17, z naszego doświadczenia wynika, że szczury z ciężkim PH ró...

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) jest chorobą układu krążenia płucnego związaną z infiltracją komórek zapalnych, proliferacją mięśni gładkich i apoptozą komórek śródbłonka. Zmiany te prowadzą do zaniku tętniczek płucnych, co w konsekwencji prowadzi do dysfunkcji prawej komory (RV) i niewydolności serca. Aby zrozumieć patofizjologię leżącą u podstaw niewydolności TNP i RV w PAH, opracowano szereg różnych modeli, w tym modele genetyczne i farmakologiczne, do badania tej choroby (przegląd w innym miejscu1,2).
Spośród tych modeli, najbardziej popularne to PAH wywołane hipoksją (Hx) u myszy oraz modele monokrotaliny (MCT) i SU5416-hipoksji (SuHx) u szczurów. W mysim modelu Hx myszy są narażone na 4 tygodnie niedotlenienia (normobarycznego lub hipobarycznego, odpowiadającego wysokości 18 000 stóp z FiO2 0,10), z wynikiem rozwoju proliferacji przyśrodkowej, zwiększonego ciśnienia skurczowego RV i rozwoju przerostu RV3. MCT w pojedynczej dawce 60 mg/kg powoduje uszkodzenie komórek śródbłonka płuc poprzez niejasny mechanizm, który następnie prowadzi do rozwoju PAH4. SU5416 jest inhibitorem receptorów czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGFR) 1 i 2 blokera, a leczenie pojedynczym wstrzyknięciem podskórnym 60 mg/kg, a następnie narażenie na przewlekłe niedotlenienie przez 3 tygodnie powoduje trwałe nadciśnienie płucne ze zmianami patologicznymi podobnymi do obserwowanych w chorobie ludzkiej, z powstawaniem zarostowych zmian naczyniowych5. W ostatnich latach opracowano kilka transgenicznych mysich modeli nadciśnienia płucnego. Należą do nich nokaut i mutacje receptora białka morfogenetycznego kości 2 (BMPR2), ponieważ mutacje genu BMPR2 występują zarówno w rodzinnych, jak i idiopatycznych formach WWA, nokaut oksygenazy hemowej-1 i nadekspresja IL-6 (przegląd gdzie indziej1,2).
Te różne modele PH gryzoni mają różne poziomy nadciśnienia płucnego, przerostu RV i niewydolności RV. Podczas gdy niedotlenienie i różne transgeniczne modele myszy skutkują znacznie łagodniejszym TNP niż którykolwiek z modeli szczurzych1, pozwala to na testowanie różnych mutacji genetycznych i związanych z nimi molekularnych szlaków sygnałowych. Model MCT powoduje ciężkie TNP, chociaż MCT wydaje się być toksyczny dla komórek śródbłonka w wielu tkankach4. Model SuHx charakteryzuje się zmianami naczyniowymi bardziej podobnymi do tych obserwowanych w idiopatycznym TNP u ludzi, chociaż wymaga zarówno manipulacji farmakologicznej, jak i ekspozycji na niedotlenienie. Co więcej, we wszystkich tych modelach może występować rozdźwięk między zmianami histopatologicznymi, ciśnieniem w płucach i funkcją RV związaną z rozwojem PAH. Jest to przeciwieństwo choroby człowieka, w której zwykle występuje proporcjonalny związek między zmianami histopatologicznymi, nasileniem nadciśnienia płucnego i stopniem niewydolności RV. W związku z tym wymagana jest kompleksowa charakterystyka tych modeli pH gryzoni i obejmuje ocenę funkcji RV (zwykle za pomocą echokardiografii), hemodynamiki (przez cewnikowanie serca) oraz histopatologię serca i płuc (od pobrania tkanek).
W tym protokole opisujemy podstawowe techniki używane do hemodynamicznej charakterystyki modeli PAH u szczura i myszy. Te ogólne techniki mogą być stosowane do każdego badania prawej komory i unaczynienia płuc i nie ograniczają się do modeli PAH. Wizualizacja RV za pomocą echokardiografii jest stosunkowo prosta u szczurów, ale jest trudniejsza u myszy ze względu na ich rozmiar i złożoną geometrię RV. Co więcej, niektóre substytuty stosowane do ilościowego określania funkcji RV, takie jak TAPSE, czas przyspieszenia tętnicy płucnej (PA) i nacięcie fali Dopplera PA, nie są dobrze zwalidowane u ludzi i tylko słabo korelują z oceną nadciśnienia płucnego i funkcji RV za pomocą hemodynamiki inwazyjnej. Określenie hemodynamiki RV najlepiej wykonać przy zamkniętej klatce piersiowej, aby utrzymać skutki ujemnego ciśnienia w klatce piersiowej z wdechem, chociaż otwarte cewnikowanie klatki piersiowej z cewnikiem impedancyjnym pozwala na określenie pętli ciśnienie-objętość (PV) i bardziej szczegółową charakterystykę hemodynamiczną. Podobnie jak w przypadku każdej procedury, zdobycie doświadczenia w zakresie procedur ma kluczowe znaczenie dla sukcesu eksperymentu.

<table><tbody><tr><td>System obrazowania Vevo 2100 (120V)&nbsp;</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp;</td><td>VS-11945</td><td></td></tr><tr><td>Stacja obrazowania Vevo 2100&nbsp;</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mechaniczne przetworniki wysokiej częstotliwości</td><td>VisualSonics, inc.&nbsp;</td><td>MS250, MS550D, MS400</td><td></td></tr><tr><td>Żel ultradźwiękowy Parker&nbsp;</td><td>Laboratoria Inc.&nbsp;</td><td>01-08</td><td></td></tr><tr><td>Aparatura PowerLab 4/35</td><td>Aparatura</td><td>ML765</td><td></td></tr><tr><td>Labchart 8</td><td>ADInstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia tętniczego z kranem i</td><td>ADInstruments</td><td>MLT1199</td> zestaw do kalibracji przetwornika ciśnienia MLA1052 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Tip Cewnik ciśnieniowy dla myszy</td><td>Millar</td><td>SPR-1000</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT111B (mysz) i FT211B (szczur)</td></tr><tr><td>Cewnik ciśnieniowy Mikro-Tip dla szczura</td><td>Millar</td><td>SPR-513</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT111B (mysz) i FT211B (szczur)</td></tr><tr><td>Millar Mikro-Tip&nbsp; ultraminiaturowy cewnik pętlowy PV dla myszy</td><td>Millar</td><td>PVR-1035</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT112 (mysz)</td></tr><tr><td>Ultraminiaturowy cewnik pętlowy PV Millar Mikro-Tip dla szczurów</td><td>Millar</td><td>SPR-869</td><td>Alternatywny cewnik dostępny w Scisense FT112 (mysz)</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300&nbsp;</td><td>Millar</td><td>MPVS-300</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Jedwabny warkocz 100 jardów Szpula</td><td>Roboz Surgical</td><td>SUT-15-2</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Jedwabny warkocz 100 jardów Szpula</td><td>Roboz Surgical</td><td>SUT-14-1</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do irysu, delikatne, Integra Miltex</td><td>VWR</td><td>21909-248</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne VWR, ostra/końcówka</td><td>VWR</td><td>82027-588</td><td></td></tr><tr><td>VWR Delikatne nożyczki, 4 1/2"</td><td>VWR</td><td>82027-582</td><td></td></tr><tr><td>Dwugwiazdkowe hemostatyki, Excelta</td><td>VWR</td><td>63042-090</td><td></td></tr><tr><td>Formalina buforowana neutralnie</td><td>VWR</td><td>89370-094</td><td></td></tr><tr><td>Crotaline</td><td>Sigma</td><td>C2401</td><td></td></tr><tr><td>SU5416</td><td>Tocris Biosciences</td><td>3037</td><td></td></tr><tr><td>3,5X-45X Statyw wysięgnika Trójokularowy mikroskop stereoskopowy z zoomem&nbsp;</td><td>AmScope</td><td>SM-3BX</td><td></td></tr><tr><td>PE (rurki polietylenowe)-10</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE10 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>PE (rurki polietylenowe)-50</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE50 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>PE (rurki polietylenowe)-60</td><td>Braintree Scientific Inc</td><td>PE60 36 FT</td><td></td></tr><tr><td>Stołowe urządzenie anestezjologiczne z izofluranem</td><td>Kent Scientific</td><td>ACV-1205S</td><td></td></tr><tr><td>Wielofunkcyjna platforma chirurgiczna Surgisuite</td> Zestaw retraktora <td>Kent Scientific</td><td>Surgisuite</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-5002</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna anestezjologii</td><td>VetEquip</td><td>941443</td><td></td></tr><tr><td>Anestezjologia Kanister z filtrem gazu</td><td>Kent Scientific</td><td>ACV-2001</td><td></td></tr><tr><td>Stożek nosa gryzoni</td><td>VetEquip</td><td>921431</td><td></td></tr></tbody></table>

charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) jest rzadką chorobą układu krążenia płuc, charakteryzującą się apoptozą komórek śródbłonka, proliferacją mięśni gładkich i zanikiem tętniczek płucnych. To z kolei prowadzi do niewydolności prawej komory (RV), ze znaczną zachorowalnością i śmiertelnością. Modele WWA u gryzoni u myszy i szczurów są ważne dla zrozumienia patofizjologii leżącej u podstaw tej rzadkiej choroby. Warto zauważyć, że różne modele TNP mogą być związane z różnymi stopniami nadciśnienia płucnego, przerostem RV i niewydolnością RV. Dlatego pełna charakterystyka hemodynamiczna myszy i szczurów z TNP ma kluczowe znaczenie dla określenia wpływu leków lub modyfikacji genetycznych na chorobę. 
Tutaj demonstrujemy standardowe procedury oceny funkcji prawej komory i hemodynamiki zarówno w szczurzych, jak i mysich modelach PAH. Echokardiografia jest przydatna w określaniu funkcji RV u szczurów, chociaż uzyskanie standardowych widoków prawej komory jest trudne u obudzonej myszy. Dostęp do cewnikowania prawego serca uzyskuje się przez żyłę szyjną wewnętrzną u myszy i szczurów z zamkniętą klatką piersiową. Ciśnienie można mierzyć za pomocą rurki polietylenowej z przetwornikiem ciśnienia płynu lub miniaturowym cewnikiem ciśnieniowym z mikromanometrem. Analizę pętli ciśnienie-objętość można przeprowadzić w otwartej klatce piersiowej. Po uzyskaniu hemodynamiki gryzoń jest poddawany eutanazji. Serce można wypreparować w celu oddzielenia ściany wolnej od RV od lewej komory (LV) i przegrody, co pozwala na ocenę przerostu RV za pomocą wskaźnika Fultona (RV/(LV+S)). Następnie w razie potrzeby można pobrać próbki z serca, płuc i innych tkanek.

Ponieważ cewnikowanie prawej komory serca u gryzoni jest zazwyczaj procedurą terminalną, która nie pozwala na podłużną obserwację, echokardiografia stanowi doskonałą nieinwazyjną alternatywę do badań przesiewowych i monitorowania stanu pacjentów12. O ile u ludzi z PAH skurczowe ciśnienie w tętnicy płucnej w echokardiografii wyznacza się zazwyczaj na podstawie niedomykalności zastawki trójdzielnej, co zazwyczaj jest łatwe do uzyskania w przekroju koniuszkowym, o tyle u gryzoni taki przekrój nie jest uzyskiwany ...

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) to choroba tętniczek płucnych, która prowadzi do ich zatarcia i rozwoju niewydolności prawej komory. Modele WWA u gryzoni mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia patofizjologii WWA. Tutaj pokazujemy charakterystykę hemodynamiczną, z cewnikowaniem prawego serca i echokardiografią, u myszy i szczura.

Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Ogólnym celem echokardiografii i cewnikowania prawej komory serca u gryzoni jest określenie funkcji prawej części serca w różnych modelach chorób serca i płuc. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w badaniach nad fizjologią układu sercowo-naczyniowego, takie jak: jaki wpływ mają manipulacje genetyczne lub działanie leków na rozwój nadciśnienia płucnego? Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia ona kompleksową analizę funkcji prawej części serca w tych modelach chorób serca i płuc.Aby uzyskać obraz długiej osi przymostkowej serca gryzonia, należy rozpocząć od umieszczenia znieczulonego zwierzęcia w pozycji na plecach. Potwierdź odpowiedni poziom sedacji za pomocą testu ucisku palca u stopy i nałóż maść weterynaryjną na oczy zwierzęcia. Następnie ogól klatkę piersiową i nałóż żel do USG.Wybierz tryb B (B-Mode), aby uzyskać dwuwymiarowy obraz na żywo. Następnie przyłóż przetwornik ultradźwiękowy o odpowiedniej częstotliwości do lewej linii przymostkowej. Obróć przetwornik przeciwnie do ruchu wskazówek zegara o 30 stopni, tak aby wskaźnik głowicy był skierowany w stronę ogonową.Następnie lekko przechyl głowicę, kołysząc instrumentem wzdłuż krótkiej osi głowicy w tej samej płaszczyźnie tomograficznej, aby uzyskać pełny obraz komory lewej w centrum ekranu. Zlokalizuj i obejrzyj światło komory lewej, przegrodę międzykomorową, światło komory prawej, aortę wstępującą oraz przedsionek lewy. Aby uzyskać obraz w osi krótkiej przyściannej na poziomie aorty w trybie B, obróć głowicę o 90 stopni i skieruj ją w stronę czaszki, aby zidentyfikować przekrój poprzeczny zastawki aortalnej.Następnie, utrzymując przetwornik nieruchomo w tej samej pozycji, przełącz urządzenie w tryb dopplera falowego (Pulse Wave Doppler). Następnie ustaw objętość próbkowania proksymalnie względem poziomu zastawki płucnej, w centrum drogi odpływu prawej komory, i ustaw kursor równolegle do kierunku przepływu krwi w naczyniu. Dostosuj skalę wzdłuż kierunku przepływu krwi w razie potrzeby, aby uzyskać wyraźną obwiednię dopplerowską, czyli obraz z białymi krawędziami i ciemnym wnętrzem, co wskazuje na laminarny przepływ krwi, a następnie zarejestruj zapis dopplerowski.Aby przeprowadzić cewnikowanie prawej komory serca przy zamkniętej klatce piersiowej, należy umieścić znieczulonego gryzonia pod mikroskopem sekcyjnym i wykonać nacięcie skóry od żuchwy do mostka. Po obu stronach nacięcia należy umieścić rozieracze, aby w pełni odsłonić obszar szyjny. Następnie należy oddzielić gruczoły ślinowe poprzez tępe rozczepianie tkanek, a następnie użyć pęsety z tępą końcówką, aby odsłonić prawą żyłę szyjną zewnętrzną.Ostrożnie wyizoluj prawą żyłę jugularną zewnętrzną z otaczającej tkanki łącznej i umieść dwa odcinki szwu jedwabnego pod prawą żyłą jugularną zewnętrzną. Podwiąż żyłę dystalnie, jak najbliżej żuchwy, a proksymalnie zawiąż luźny węzeł. Za pomocą nożyczek irydowych wykonaj niewielkie nacięcie w żyle jugularnej zewnętrznej proksymalnie w stosunku do związanego węzła dystalnego.Następnie zaznacz na cewniku długość odpowiadającą w przybliżeniu dystansowi od zewnętrznej żyły szyjnej do serca. Następnie, za pomocą pęsety, wprowadź cewnik do nacięcia i zaciśnij węzeł proksymalny. Delikatnie przesuń cewnik do prawej komory serca, monitorując głębokość wprowadzenia zgodnie z zaznaczeniem na cewniku i weryfikując położenie cewnika in situ na podstawie zapisu ciśnienia na monitorze komputera.Po zidentyfikowaniu zapisu ciśnienia w prawej komorze, ustabilizuj cewnik w celu rozpoczęcia zbierania danych. Aby uzyskać pętle ciśnienia i objętości prawej komory, następnie przeprowadź intubację gryzonia. Następnie wykonaj nacięcie poniżej wyrostka mieczykowatego i obustronnie rozsunij skórę nożyczkami w kierunku boku.Aby otworzyć jamę brzuszną przez ścianę brzucha, wykonaj obustronne rozcięcie ściany brzucha pod przeponą. Następnie otwórz przeponę, aby odsłonić szczyt serca, i obustronnie przetnij klatkę piersiową. Ostrożnie odizoluj żyłę główną dolną od otaczającej tkanki łącznej i umieść sterylną gazę nasączoną solą fizjologiczną nad jamą brzuszną oraz w miejscach intubacji.Następnie, używając krótkiego odcinka rurki PE 60, przeprowadź miejsce wkłucia cewnika do pomiaru przewodnictwa do wierzchołka prawej komory i wprowadź końcówkę cewnika przez punkt nakłucia, aż wszystkie elektrody znajdą się wewnątrz komory. Następnie monitoruj pętlę ciśnienie-objętość w oprogramowaniu, korygując położenie cewnika w razie potrzeby, aby uzyskać pętle o spójnym kształcie, które nie wykazują znaczących zmienności oddechowych. Aby uzyskać rodzinę pętlą ciśnienie-objętość, delikatnie uciśnij dolną część żyły głównej, aby zmniejszyć napełnienie prawej komory.Na podstawie tych danych można następnie obliczyć szereg parametrów hemodynamicznych. Aby przeprowadzić perfuzję płuca z nadmuchiwaniem, najpierw podłączyć przewody do nadmuchiwania do statywu. Następnie tępym sposobem odseparować tchawicę od otaczających ją mięśni i tkanki łącznej, a wokół tchawicy zawiązać kawałek nici jedwabnej.Następnie zawiąż luźny węzeł na szwie, naciśnij głowę, aby delikatnie rozciągnąć tchawicę, i przetnij 70% obwodu tchawicy blisko żuchwy. Utrzymując rozciągnięcie tchawicy, wprowadź kaniulę tchawiczą i zabezpiecz kaniulę szwem. Podłącz kaniulę do drenu do nadmuchiwania, następnie nakłuj wolną ścianę prawej komory strzykawką 10 ml wypełnioną PBS i przepłucz płuca, wstrzykując płyn w kierunku tętnicy płucnej.Gdy płuca zaczną blednąć, wykonaj jedno nacięcie w lewym przedsionku. Następnie przetnij początek aorty, aby pobrać serce. Na koniec wypełnij płuca 10% buforowanym neutralnym formaliną przez pięć minut i usuń kaniulę tchawiczą.Następnie należy podwiązać tchawicę, wyciąć płuca z klatki piersiowej i utrwalić tkankę płucną w świeżym 10% neutralnym buforowanym formalinie. U gryzoni można łatwo uzyskać obraz w przekroju krótkiej osi przymostkowej na poziomie aorty, co umożliwia rejestrację i pomiar zapisów dopplerowskich tętnicy płucnej, których kształt wiąże się ze stopniem nadciśnienia płucnego. Podczas cewnikowania prawej komory serca u myszy poddanej przewlekłej hipoksji przy zamkniętej klatce piersiowej, ciśnienie skurczowe prawej komory wzrasta do 45 mmHg, co jest zgodne ze znacznym nadciśnieniem płucnym.Podczas cewnikowania prawej komory serca u normalnej szczura przy otwartej klatce piersiowej, ciśnienie skurczowe prawej komory utrzymuje się na znacznie niższym poziomie 27 mmHg. Procedura może zostać całkowicie zakończona w ciągu kilku minut, pod warunkiem opanowania techniki i jej prawidłowego wykonania. Podczas przeprowadzania tego zabiegu należy pamiętać o zapewnieniu odpowiedniego znieczulenia gryzonia oraz wyeliminowaniu istotnych źródeł krwawienia lub wysychania tkanek, które mogłyby doprowadzić do hiperwolemii.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak przeprowadzić kompleksową charakterystykę hemodynamiczną prawej komory serca. Praktyka jest kluczowa dla opanowania tych technik.

hemodynamic-characterization-rodent-models-pulmonary-arterial

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Specyficzny i szybki protokół do jednoczesnego badania funkcji prawego serca, zapalenia płuc i odpowiedzi immunologicznej jest opisany jako narzędzie do nauki.  Filmy i rysunki opisują fizjologię i techniki mikrodysekcji w zorganizowanym podejściu zespołowym, które można dostosować do stosowania w małych i dużych badaniach.

Pomiary ciśnienia skurczowego prawej komory w połączeniu z pobieraniem próbek płuc i tkanek immunologicznych u myszy

Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy.  Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.

Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu stworzenie modelu tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego przepływem (PAH) u szczurów oraz procedury analizy głównych hemodynamicznych i histologicznych punktów końcowych w tym modelu.

Chirurgia zastawkowa, cewnikowanie prawego serca i morfometria naczyniowa w modelu szczurzym dla tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego przepływem

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół inwazyjnych pomiarów parametrów hemodynamicznych, w tym ciśnienia wrotnego, splanchnicznego przepływu krwi i hemodynamiki ogólnoustrojowej, aby scharakteryzować zespół nadciśnienia wrotnego u szczurów.

Inwazyjna charakterystyka hemodynamiczna zespołu wrotno-nadciśnieniowego u szczurów z marskością wątroby

Ten protokół opisuje indukcję nadciśnienia płucnego (PH) u myszy na podstawie ekspozycji na niedotlenienie i wstrzyknięcia antagonisty receptora VEGF. U zwierząt rozwija się PH i przerost prawej komory (RV) 3 tygodnie po rozpoczęciu protokołu. Przedstawiono również charakterystykę funkcjonalną i morfometryczną modelu.

Indukcja i charakterystyka nadciśnienia płucnego u myszy przy użyciu modelu hipoksji/SU5416

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia inwazyjnej oceny hemodynamicznej prawej komory i tętnicy płucnej u myszy przy użyciu metody chirurgicznej na otwartej klatce piersiowej.

Inwazyjna ocena hemodynamiczna układu prawej komory i tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego niedotlenieniem u myszy

Niniejszy protokół opisuje echokardiograficzną charakterystykę morfologii i funkcji prawej komory w szczurzym modelu tętniczego nadciśnienia płucnego.

Kompleksowa echokardiograficzna ocena funkcji prawej komory serca w szczurzym modelu tętniczego nadciśnienia płucnego

Ten protokół krok po kroku przeprowadza wielokrotne dożylne podawanie dawki bolusa i inwazyjne monitorowanie hemodynamiczne u myszy. Badacze mogą wykorzystać ten protokół do przyszłych badań przesiewowych związków terapeutycznych w kierunku nadciśnienia tętniczego płucnego.

Wielokrotne dożylne dawkowanie bolusa i inwazyjna ocena hemodynamiczna w modelu nadciśnienia tętniczego płucnej myszy wywołanego niedotlenieniem

Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.

Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego

Tutaj przedstawiono metodę wywoływania tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc (PF-PH) model szczurzy poprzez wstrzykiwanie bleomycyny do dróg oddechowych. Zapewniamy również podejście krok po kroku do walidacji tego modelu zwierzęcego.

Ustalenie i walidacja szczurzego modelu tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc

Prezentacja szczegółowych metod oceny funkcji prawej komory poprawi jakość i wiarygodność badań nad nadciśnieniem płucnym, oferując solidne ramy dla przyszłych badań i zwiększając odtwarzalność w różnych laboratoriach.

Ocena funkcji prawej komory w eksperymentalnych modelach tętniczego nadciśnienia płucnego

Poznaj metody echokardiografii i cewnikowania prawego serca w modelach tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni. Ta technika umożliwia kompleksową analizę funkcji prawej komory serca.

Charakterystyka hemodynamiczna modeli tętniczego nadciśnienia płucnego u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów