Name: Kwantyfikacja zachowania kierowanego zapachem w wysokiej rozdzielczości u Drosophila melanogaster przy użyciu paradygmatu Flywalk (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
Description: Poznaj metodę Flywalk do kwantyfikacji zachowań kierowanych zapachem u Drosophila melanogaster. To zautomatyzowane śledzenie w wysokiej rozdzielczości pozwala badać mechanizmy węchu owadów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Danielowi Veitowi za pomoc techniczną i Pedro Gouveia z Electricidade Em Pò (electricidadeempo.net) za dostosowanie oprogramowania śledzącego do naszych wymagań. Dziękujemy również Tomowi Retzke za wsparcie podczas kręcenia filmu. Badanie to było wspierane przez Towarzystwo Maxa Plancka.

Szczegóły budowy i techniczne Flywalk zostały opisane gdzieindziej 26 (w przypadku jakichkolwiek problemów z ustanowieniem tej konfiguracji, więcej informacji można uzyskać od MK). W tym miejscu skupiamy się na szczegółowych instrukcjach dotyczących obchodzenia się z paradygmatem, które pomogą uzyskać wiarygodne wyniki.
1. Obsługa muchy
<ol>
	<li>Tył leci w kulturach o niskiej i średniej gęstości na pożywcespożywczej 27 w reżimie 12 godzin: 12 godzin światło: ciemność w temperaturze 23-25 °C i wilgotności względnej 70%. W tym celu pozwól 20-30 nowo pojawiającym się dorosłym muchom rozmnażać się w dużej fiolce z jedzeniem przez 1 tydzień, a następnie odrzuć dorosłe muchy i poczekaj na pojawienie się potomstwa.</li>
	<li>Zbierz 30-40 nowo wynurzonych (w wieku <24 godziny) dorosłych much i leżakuj je w nowej fiolce zawierającej pożywkę27 przez 3-5 dni.</li>
	<li>Dwadzieścia cztery godziny przed rozpoczęciem eksperymentu behawioralnego: Przenieś wszystkie 30-40 wcześniej zebranych much w wieku 3-5 d (patrz 2.2) do nowej fiolki zawierającej wilgotną gumową zatyczkę piankową lub wilgotną bibułkę za pomocą aspiratora. 
	UWAGA: Nie znieczulać much za pomocą CO2 .</li>
</ol>
2. Przygotowanie konfiguracji Flywalk 
<ol>
	<li>Używaj butelek o pojemności 250 ml jako nawilżaczy. Napełnij nawilżacze 100 ml wody destylowanej.</li>
	<li>Przygotować fiolki z zapachami.
	<ol>
		<li>Przygotować 500 μl 10-3 rozcieńczeń czystego zapachu octanu etylu, maślanu etylu, octanu izopentylu i 2,3-butanodionu w rozpuszczalniku oleju mineralnym.</li>
		<li>Podłącz dwa kulowe zawory zwrotne na każdą fiolkę zapachu. Należy pamiętać, że zawory zwrotne pozwalają tylko na jednokierunkowy przepływ powietrza. Dlatego zawory zwrotne należy podłączyć w taki sposób, aby powietrze mogło dostać się do fiolki z jednej strony i pozostawić ją po drugiej stronie.</li>
		<li>Zdjąć pokrywkę probówki reakcyjnej PCR o pojemności 200 μl. Pobrać pipetę 100 μl każdego rozcieńczenia zapachu do oddzielnej probówki reakcyjnej i umieścić probówki w oddzielnych fiolkach o zapachu. Przygotuj również jedną fiolkę zapachową zawierającą tylko rozpuszczalnik olej mineralny.</li>
		<li>Szczelnie zamknij fiolki z zapachem, zamykając je za pomocą zatyczek ze stali nierdzewnej i gumowych uszczelek.</li>
		<li>Podłącz 5 fiolek zapachowych (4 zawierające zapachy i 1 zawierającą olej mineralny) do systemu dostarczania zapachów. Upewnij się, że łączysz je we właściwym kierunku przepływu. Niewłaściwe połączenie nie tylko zagrozi planowanemu eksperymentowi, ale może również zanieczyścić system dostarczania. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sprawdź, czy nie ma wycieków, uszczelniając wylot komory mieszania urządzenia stymulacyjnego. Upewnij się, że wszystkie przepływy powietrza przed urządzeniem stymulacyjnym stopniowo spadają teraz do zera. Jeśli nie, sprawdź, czy nie ma wycieków, które można teraz zidentyfikować po syczącym dźwięku powietrza opuszczającego system.</li>
	<li>Ostrożnie przenieś 15 pojedynczych much do 15 pojedynczych szklanych probówek za pomocą aspiratora i zamknij szklane rurki po obu stronach za pomocą odpowiednich adapterów. 
	Uwaga: Ponieważ system musi być hermetycznie zamknięty, aby eksperymenty zakończyły się sukcesem, upewnij się, że adaptery ściśle przylegają do szklanych rurek i pamiętaj, że szklane rurki mogą pęknąć na tym etapie. Uważaj, aby uniknąć obrażeń, nosząc rękawice i okulary ochronne.</li>
	<li>Podłącz szklane rurki do zestawu Flywalk i od tego momentu odczekaj co najmniej 15 minut przed rozpoczęciem eksperymentu, aby muchy mogły przyzwyczaić się do nowego środowiska.</li>
	<li>Po podłączeniu szklanych rurek: sprawdzić odczyt przepływomierzy cyfrowych znajdujących się za nimi na komputerze 1, jeśli 16 przepływów powietrza po szklanych rurkach sumuje się do przepływu powietrza wchodzącego do systemu. Sprawdź również na komputerze 1, czy wilgotność wynosi od 60% do 80%.</li>
	<li>Zaprojektuj protokół bodźca kontrolujący sekwencję i czas bodźców zapachowych prezentowanych muchom. Aby uzyskać np. opisane dane, należy przedstawić 4 zapachy i kontrolę (olej mineralny) pojedynczo oraz wszystkie możliwe trójskładnikowe i ćwiartkowe mieszaniny zapachów jednocześnie po 40 razy każdy. Ustaw czas trwania impulsu na 500 ms w odstępie między bodźcami wynoszącym 90 sekund i losowo zlosuj sekwencję bodźców.</li>
	<li>Włączyć źródło światła (klaster LED; λ = 630). Upewnij się, że zapewnisz wystarczającą ilość światła do wydajnego śledzenia bez zwiększania temperatury wewnątrz szklanych rurek.</li>
	<li>Ustaw obszar zainteresowania systemu śledzenia, przeciągając ramkę w poprzek monitorowanego obszaru w taki sposób, aby uwzględnić wszystkie 15 szklanych rurek i wykluczyć około 5 mm krawędzi rurek.</li>
	<li>Ustaw 14 równoległych linii separacji między poszczególnymi rurkami w systemie śledzenia, zmieniając ich pozycje Y w odpowiednim skrypcie, aby umożliwić identyfikację poszczególnych much przez cały czas trwania eksperymentu. Upewnij się, że ustawiasz je w taki sposób, aby zawsze była jedna szklana rurka między dwiema takimi liniami oddzielającymi, ponieważ tylko jedna mucha będzie śledzona między dowolnym zestawem dwóch linii.</li>
	<li>Upewnij się, że ustawiłeś parametry kamery w taki sposób, aby muchy były niezawodnie śledzone w szklanych rurkach. Jeśli muchy zostaną zgubione na krawędziach obszaru zainteresowania, zwiększ jasność lub wzmocnienie oprogramowania śledzącego. Unikaj drgań mechanicznych układu śledzącego. Śledź za pomocą komercyjnego oprogramowania zgodnie z protokołem producenta.</li>
	<li>Rozpocznij eksperyment od uruchomienia protokołu bodźca. Rejestruj współrzędne XY much z prędkością 20 kl./s (klatek na sekundę) i loguj się w połączeniu ze stanem zaworu zapachowego w plikach tekstowych.</li>
</ol>
3. Analiza danych
UWAGA: Następujące kroki w analizie danych są zautomatyzowane za pomocą specjalnie napisanych procedur zaprogramowanych w R. Ponieważ kroki te mają kluczowe znaczenie dla uzyskania miarodajnych wyników, analiza zostanie jednak przedstawiona w sposób krok po kroku. Surowe dane do analizy to pliki .csv zawierające zsynchronizowane informacje o stanie zaworu zapachowego, liczbie impulsów w eksperymencie i 15 pozycjach x lotu w cm na wspólnej osi czasu dla jednego cyklu stymulacji zapachu. Niestandardowy kod do analizy danych może być dostarczony na żądanie.
<ol>
	<li>Otwórz plik .csv, znajdź punkt czasowy otwarcia zaworu oznaczony zmianą w kolumnie reprezentującej stan zaworu.</li>
	<li>Obliczać funkcję liniową położenia zapachu formularza 
	f(t) = s*t + i 
	Gdzie T jest czasem w cyklu stymulacji, S jest prędkością wiatru (tutaj 20 cm/s), a przecięcie I można obliczyć na podstawie punktu czasowego, w którym zapach dostaje się do rur w pozycji 0 (otwarcie zaworu plus opóźnienie).</li>
	<li>Znajdź punkt czasowy, w którym pozycja x zapachu i muchy przecina się dla każdej muchy i ustaw ten punkt czasu na 0. Uwaga: W ten sposób pozycje muchy są dostosowane do indywidualnego spotkania z zapachem.</li>
	<li>Wyklucz muchy siedzące na samych obrzeżach obszaru zainteresowania.</li>
	<li>Oblicz prędkość na podstawie pozycji X, dzieląc przemieszczenie wzdłuż osi x przez przedział czasu (100 ms) i powtórz procedurę dla każdego cyklu stymulacji.</li>
	<li>Aby uzyskać przebiegi czasowe prędkości, jak pokazano na rysunku 2E, należy obliczyć średnią prędkość i przebieg w czasie dla każdej muchy i zapachu, a na tej podstawie średni przebieg w czasie dla danego zapachu.</li>
	<li>Aby uzyskać przemieszczenie netto, jak pokazano na rysunku 3C, należy obliczyć przemieszczenie netto w ciągu 4 sekund po impulsie zapachu dla każdego zdarzenia śledzenia, a następnie średnie przemieszczenie netto na muchę i zapach.</li>
</ol>
4. Procedura czyszczenia
<ol>
	<li>Czyste szklane rurki
	<ol>
		<li>Usuń muchy i adaptery ze szklanych rurek i namocz szklane rurki w detergencie.</li>
		<li>Opłucz szklane rurki pod bieżącą wodą destylowaną i wysusz je sprężonym powietrzem.</li>
		<li>Podgrzewać szklane rurki w temperaturze 200 °C przez 8 godzin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>System dostarczania czystych zapachów
	<ol>
		<li>Usuń wszystkie fiolki i rurki zapachowe z centralnej komory mieszania.</li>
		<li>Wyjmij adaptery przewodów z komory mieszania.</li>
		<li>Wyczyść komorę mieszania, przepłukując ją laboratoryjnym roztworem czyszczącym i rozpuszczalnikami (np. etanolem, acetonem). Wykonaj te czynności pod maską laboratoryjną.</li>
		<li>Osuszyć komorę mieszania za pomocą sprężonego powietrza i podgrzewać ją w temperaturze 200 °C przez 8 godzin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyczyść fiolki zapachowe i zawory zwrotne
	<ol>
		<li>Wyjmij stalową zatyczkę (wyrzuć gumową uszczelkę) i zawory zwrotne z fiolek zapachowych i zanurz wszystkie elementy w laboratoryjnym roztworze czyszczącym.</li>
		<li>Poddaj je sonizacji składników w kąpieli ultradźwiękowej i przepłucz je wodą destylowaną.</li>
		<li>Wyczyść wszystkie elementy z wyjątkiem zaworów zwrotnych etanolem i acetonem. Wykonaj te czynności pod maską laboratoryjną.</li>
		<li>Wysuszyć elementy za pomocą sprężonego powietrza i podgrzewać je w temperaturze 200 °C przez 8 godzin.</li>
		<li>Wyczyść zawory zwrotne od wewnątrz, przepłukując je etanolem i acetonem za pomocą strzykawki (należy wziąć pod uwagę kierunek przepływu). Wykonaj te czynności pod kapturem laboratoryjnym, nosząc okulary laboratoryjne. Ponieważ aceton atakuje części gumowe, należy natychmiast osuszyć zawory zwrotne, przepłukując je sprężonym powietrzem.</li>
		<li>Usuń resztki zapachów, pulsując powietrzem przez zawory zwrotne przez kilka dni. Na tym etapie czyszczenia należy użyć inkubatora w temperaturze 60 °C i 1 sekundy włączenia powietrza / 1 sekundy wyłączenia powietrza.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Murlis, J., Elkinton, J. S., Cardé, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+plumes+and+how+insects+use+them%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Odor plumes and how insects use them.</a> Annu. Rev. Entomol. 37, 505-532 (1992).</li>
<li>Kennedy, J. S., Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pheromone-regulated+anemotaxis+in+flying+moths%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Pheromone-regulated anemotaxis in flying moths.</a> Science. 184 (4140), 999-1001 (1974).</li>
<li>Budick, S. A., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Free-flight+responses+of+Drosophila+melanogaster+to+attractive+odors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Free-flight responses of Drosophila melanogaster to attractive odors.</a> J. Exp. Biol. 209 (15), 3001-3017 (2006).</li>
<li>Buehlmann, C., Graham, P., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Desert+ants+locate+food+by+combining+high+sensitivity+to+food+odors+with+extensive+crosswind+runs%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Desert ants locate food by combining high sensitivity to food odors with extensive crosswind runs.</a> Curr. Biol. 24 (9), 960-964 (2014).</li>
<li>Van Breugel, F., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plume-tracking+behavior+of+flying+Drosophila+emerges+from+a+set+of+distinct+sensory-motor+reflexes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Plume-tracking behavior of flying Drosophila emerges from a set of distinct sensory-motor reflexes.</a> Curr. Biol. 24 (3), 274-286 (2014).</li>
<li>Schuckel, J., Meisner, S., Torkkeli, P. H., French, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+properties+of+Drosophila+olfactory+electroantennograms%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Dynamic properties of Drosophila olfactory electroantennograms.</a> J. Comp. Physiol. A. 194 (5), 483-489 (2008).</li>
<li>Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+encoding+of+rapidly+fluctuating+odors%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neural encoding of rapidly fluctuating odors.</a> Neuron. 61 (4), 570-586 (2009).</li>
<li>Nagel, K. I., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biophysical+mechanisms+underlying+olfactory+receptor+neuron+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Biophysical mechanisms underlying olfactory receptor neuron dynamics.</a> Nat. Neurosci. 14 (2), 208-216 (2011).</li>
<li>Martelli, C., Carlson, J. R., Emonet, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intensity+invariant+dynamics+and+odor-specific+latencies+in+olfactory+receptor+neuron+response%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Intensity invariant dynamics and odor-specific latencies in olfactory receptor neuron response.</a> J. Neurosci. 33 (15), 6285-6297 (2013).</li>
<li>Szyszka, P., Gerkin, R. C., Galizia, C. G., Smith, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+odor+transduction+and+pulse+tracking+by+insect+olfactory+receptor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">High-speed odor transduction and pulse tracking by insect olfactory receptor neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (47), 16925-16930 (2014).</li>
<li>Nagel, K. I., Hong, E. J., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+and+circuit+mechanisms+promoting+broadband+transmission+of+olfactory+stimulus+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic and circuit mechanisms promoting broadband transmission of olfactory stimulus dynamics.</a> Nat. Neurosci. 18 (1), 56-65 (2014).</li>
<li>Larsson, M. C., Domingos, A. I., Jones, W. D., Chiappe, M. E., Amrein, H., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Or83b+encodes+a+broadly+expressed+odorant+receptor+essential+for+Drosophila+olfaction%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Or83b encodes a broadly expressed odorant receptor essential for Drosophila olfaction.</a> Neuron. 43 (5), 703-714 (2004).</li>
<li>Knaden, M., Strutz, A., Ahsan, J., Sachse, S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+representation+of+odorant+valence+in+an+insect+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Spatial representation of odorant valence in an insect brain.</a> Cell Rep. 1 (4), 392-399 (2012).</li>
<li>Zaninovich, O. A., Kim, S. M., Root, C. R., Green, D. S., Ko, K. I., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single-fly+assay+for+foraging+behavior+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A single-fly assay for foraging behavior in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (81), e50801(2013).</li>
<li>Farhan, A., Gulati, J., Groβe-Wilde, E., Vogel, H., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+CCHamide+1+receptor+modulates+sensory+perception+and+olfactory+behavior+in+starved+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">The CCHamide 1 receptor modulates sensory perception and olfactory behavior in starved Drosophila.</a> Sci. Rep. 3 (2765), 1-6 (2013).</li>
<li>Flügge, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geruchliche+Raumorientierung+von+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Z.+Vgl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Geruchliche Raumorientierung von Drosophila melanogaster.</a> Z. Vgl. Physiol. 20 (4), 462-500 (1934).</li>
<li>Borst, A., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osmotropotaxis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Osmotropotaxis in Drosophila melanogaster.</a> J. Comp. Physiol. A. 147 (4), 479-484 (1982).</li>
<li>Louis, M., Huber, T., Benton, R., Sakmar, T. P., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+olfactory+sensory+input+enhances+chemotaxis+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Bilateral olfactory sensory input enhances chemotaxis behavior.</a> Nat. Neurosci. 11 (2), 187-199 (2008).</li>
<li>Gomez-Marin, A., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+sampling+and+decision+making+in+Drosophila+chemotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Active sampling and decision making in Drosophila chemotaxis.</a> Nat. Commun. 2 (441), 1-10 (2011).</li>
<li>Gaudry, Q., Hong, E. J., Kain, J., de Bivort, B. L., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymmetric+neurotransmitter+release+enables+rapid+odour+lateralization+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Asymmetric neurotransmitter release enables rapid odour lateralization in Drosophila.</a> Nature. 493 (7432), 42442-42448 (2013).</li>
<li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71 (3), 708-712 (1974).</li>
<li>Ramdya, P., Lichocki, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanosensory+interactions+drive+collective+behaviour+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mechanosensory interactions drive collective behaviour in Drosophila.</a> Nature. 519 (7542), 233-236 (2014).</li>
<li>Bhandawat, V., Maimon, G., Dickinson, M. H., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+modulation+of+flight+in+Drosophila+is+sensitive%2C+selective+and+rapid%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Olfactory modulation of flight in Drosophila is sensitive, selective and rapid.</a> J. Exp. Biol. 213 (21), 3625-3635 (2010).</li>
<li>Duistermars, B. J., Chow, D. M., Frye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flies+require+bilateral+sensory+input+to+track+odor+gradients+in+flight%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Flies require bilateral sensory input to track odor gradients in flight.</a> Curr. Biol. 19 (15), 1301-1307 (2009).</li>
<li>Claridge-Chang, A., Roorda, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Writing+memories+with+light-addressable+reinforcement+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Writing memories with light-addressable reinforcement circuitry.</a> Cell. 139 (2), 405-415 (2009).</li>
<li>Steck, K., Veit, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+behavioral+paradigm+for+Drosophila+olfaction+-+The+Flywalk%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">A high-throughput behavioral paradigm for Drosophila olfaction - The Flywalk.</a> Sci. Rep. 2 (361), 1-9 (2012).</li>
<li>Lewis, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+standard+food+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Drosoph.+Inf.+Serv%22%5BJournal%5D)">A new standard food medium.</a> Drosoph. Inf. Serv. 34, 117-118 (1960).</li>
<li>Lebestky, T., Chang, J. S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+different+forms+of+arousal+in+Drosophila+are+oppositely+regulated+by+the+dopamine+D1+receptor+ortholog+DopR+via+distinct+neural+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Two different forms of arousal in Drosophila are oppositely regulated by the dopamine D1 receptor ortholog DopR via distinct neural circuits.</a> Neuron. 64, 522-536 (2009).</li>
<li>Thoma, M., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+valence+is+conserved+in+binary+odor+mixtures+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Compound valence is conserved in binary odor mixtures in Drosophila melanogaster.</a> J. Exp. Biol. 217 (20), 3645-3655 (2014).</li>
<li>Olsson, S. B., Kuebler, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+multicomponent+stimulus+device+for+use+in+olfactory+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Meth%22%5BJournal%5D)">A novel multicomponent stimulus device for use in olfactory experiments.</a> J. Neurosci. Meth. 195 (1), 1-9 (2011).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Chociaż na pierwszy rzut oka system Flywalk wydaje się dość wyrafinowany, po skonfigurowaniu i uruchomieniu jest łatwy w użyciu i daje bardzo solidne wyniki. Aby podkreślić spójność wyników uzyskanych za pomocą testu biologicznego, można powiedzieć, że przedstawione tutaj reprezentatywne wyniki zostały uzyskane prawie 2 lata po niektórych wynikach pokazanych w poprzednim badaniu29 ze zmodyfikowaną konfiguracją przy użyciu nowego oprogramowania śledzącego i źródła światła. Niemniej jednak odpowiedzi atraktantow...

Nadrzędnym celem wszelkich badań neuroetologicznych jest ustalenie związku przyczynowego między stanami aktywności pojedynczych neuronów lub obwodów neuronalnych a zachowaniem organizmu. Aby osiągnąć ten cel, aktywność neuronalna i zachowanie powinny być monitorowane w identycznych warunkach bodźca, a te warunki bodźca powinny być idealnie podobne do tych, które wyewoluował badany układ nerwowy, aby nadać sens. Szczególnie jeśli chodzi o behawioralne testy biologiczne, wymagania te historycznie okazały się dość wymagające w neuroetologii węchowej Drosophila melanogaster.
Po uwolnieniu ze źródła, pióropusze zapachu szybko rozpadają się na cienkie włókna, a głównym czynnikiem wpływającym na rozkład zapachujest dyfuzja turbulentna spowodowana ruchem powietrza1. W rezultacie owad poruszający się w kierunku źródła zapachu doświadcza przerywanej stymulacji za pomocą pakietów zapachowych przeplatanych zmiennymi odstępami czystego powietrza. Wykazano, że zarówno owady chodzące, jak i latające - w tym Drosophila - wykorzystują ten przerywany reżim stymulacji do nawigacji poprzez gwałtowne działanie wiatru po napotkaniu pióropusza i głównie poruszanie się przy wietrze bocznym przy braku zapachów 2-5. Podczas gdy procedury stymulacji w eksperymentach fizjologicznych w dużej mierze naśladują te, których owad może doświadczyć w swoim naturalnym środowisku, dostarczając pojedynczych zaciągnięć zapachów przeplatanych przedłużonymi okresami czystego powietrza lub dynamicznych sekwencji stymulacji 6-11, wiele behawioralnych testów biologicznych stosowanych w neuroetologii Drosophila, takich jak test pułapkowy, areny na otwartym polu lub labirynt T, opiera się na gradientach zapachu12-15. Ponieważ jednak gradienty zapachów z definicji są zmienne pod względem stężenia w zależności od odległości od źródła zapachu, określonego zachowania nie można przypisać precyzyjnemu stężeniu zapachu przy użyciu tych paradygmatów. Ponadto nachylenie gradientu zapachu zależy krytycznie od właściwości fizykochemicznych nawaniacza. Gradient wysoce lotnego związku będzie płytszy niż ten utworzony przez mniej lotny związek, a zatem również trudniejszy do śledzenia dla organizmu polegającego na pomiarze różnic stężeń w przestrzeni jako jedynym środku nawigacji16-20, co może prowadzić do błędnej interpretacji preferencji węchowych, szczególnie w testach wyboru. Efekt ten jest również bardzo szkodliwy podczas badania zachowania wobec mieszanin zapachowych, ponieważ prowadzi do różnych proporcji składników mieszanki w każdym punkcie przestrzeni, a zatem ponownie wyklucza wyraźną korelację między fizjologią a zachowaniem.
Podczas gdy muchy octowe mają tendencję do gromadzenia się na fermentujących owocach, są samotne w swojej nawigacji w kierunku źródeł pożywienia i miejsc składania jaj. Niemniej jednak, zamiast testować poszczególne zwierzęta, wiele paradygmatów behawioralnych stosowanych w neuroetologii Drosophila bada zachowanie kohort much sterowane zapachem, a atrakcyjność jest oceniana jako odsetek much wybierających zapach zamiast bodźca kontrolnego. Te eksperymenty kohortowe w znacznym stopniu przyczyniły się do zrozumienia neuroetologii much, a wiele obserwacji poczynionych przy ich użyciu można potwierdzić w eksperymentach na pojedynczych muchach. Zaobserwowano jednak, że muchy mogą wzajemnie wpływać na decyzje21 , a w skrajnych przypadkach ocena zapachu może przejść od obojętności do unikania w zależności od gęstości zaludnienia22. Ponadto wyniki tego rodzaju eksperymentów często dostarczają tylko punktu końcowego sekwencji decyzji behawioralnych, a nie obserwują, co mucha robi, gdy to robi, co byłoby pożądane przy próbie skorelowania zachowania z aktywnością neuronalną. Te eksperymenty kohortowe o raczej niskiej rozdzielczości są skontrastowane z metodami pojedynczych lotów o wysokiej rozdzielczości, takimi jak areny lotów na uwięzi i bieżnie, które pozwalają na bezpośrednią obserwację reakcji behawioralnych w momencie prezentacji bodźca20,23,24. Niemniej jednak eksperymenty kohortowe są nadal popularne, ponieważ są bardzo wydajne i zapewniają solidne wyniki nawet przy porównywalnie niskich rozmiarach prób, ponieważ zmienność międzyosobnicza i międzypróbna jest częściowo uśredniana ze względu na obserwację populacji w dłuższych okresach czasu. Podczas gdy lot na uwięzi i bieżnia prawdopodobnie stanowią złoty standard w zakresie prezentacji bodźców i rozdzielczości czasowej, używane areny są przeznaczone dla pojedynczych zwierząt i dlatego uzyskanie wielkości próby niezbędnej do analizy statystycznej jest czasochłonne. Ostatnio opracowano kilka innych podejść, które umożliwiają efektywne pozyskiwanie danych behawioralnych o wysokiej rozdzielczości w połączeniu z dobrze zdefiniowanym reżimem bodźców. Obejmują one nienadzorowane śledzenie 3D wielu much octowych w tunelu aerodynamicznym w połączeniu z dokładnym modelem 3D pióropusza zapachu5, śledzenie wielu pojedynczych much w komorach wyboru zasilanych strumieniami powietrza z obu stron25 oraz paradygmat Flywalk26.
W Flywalk, 15 pojedynczych much znajduje się w małych szklanych rurkach i jest stale monitorowanych przez kamerę nad głową w warunkach czerwonego światła. Zapachy są dodawane do ciągłego strumienia powietrza o prędkości 20 cm/s i przemieszczają się przez szklane rurki ze stałą prędkością. Strumień powietrza jest nawilżany poprzez przepuszczenie go przez butelki o pojemności 250 ml zawierające wodę destylowaną (nawilżacze) przed wejściem do systemu dostarczania zapachów. Pozycje much są rejestrowane w kwadratowym obszarze zainteresowania (ROI) obejmującym większość długości rurek zapachowych (ale z wyłączeniem zewnętrznych krawędzi rurek (około 5 mm z każdej strony), gdzie muchy nie mogą poruszać się dalej z wiatrem lub z wiatrem) w czasie prezentacji zapachu (Rysunek 1A, B). Tożsamości much są utrzymywane na stałym poziomie przez system śledzenia przez cały czas trwania eksperymentu na podstawie ich pozycji Y (tj. limitów szklanej rurki). Stymulacja zapachu odbywa się za pomocą wieloskładnikowego urządzenia stymulacyjnego, które pozwala na prezentację do 8 pojedynczych zapachów i wszystkich możliwych ich mieszanin26,29 (ryc. 1B). Przebieg eksperymentu jest kontrolowany przez komputer regulujący system dostarczania zapachów oraz zbierający informacje o temperaturze i wilgotności (komputer 1, rysunek 1C). Komputer ten steruje również rejestratorem danych (rozpocznij/zatrzymaj nagrywanie) na drugim komputerze, który w sposób ciągły śledzi pozycje lotu z prędkością 20 klatek na sekundę (komputer 2). Pozycje much, stan zaworu zapachowego (tj. punkt czasowy otwarcia zaworu), identyfikator zapachu, temperatura i wilgotność wokół cykli stymulacji zapachu są rejestrowane na komputerze 2. W ten sposób informacje o zapachu i pozycji muchy są synchronizowane i eksportowane jako pliki .csv, które mogą być dalej przetwarzane i analizowane za pomocą niestandardowych procedur analizy. Ponieważ cały system jest sterowany komputerowo, podczas sesji eksperymentalnej nie jest konieczna interwencja człowieka.

<table><tbody><tr><td>Konfiguracja Flywalk</td><td>Niestandardowe</td><td></td><td>szczegóły dostępne na żądanie</td></tr><tr><td>urządzenie stymulujące</td><td>Niestandardowe</td><td></td><td>szczegóły dostępne na żądanie</td></tr><tr><td>Klaster LED</td><td>Niestandardowe</td><td></td><td>szczegóły dostępne na żądanie</td></tr><tr><td>Kamera internetowa HD Pro C920</td><td>Logitech, Lozanna, Szwajcaria</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Komputery</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flywalk Ponownie załadowane oprogramowanie v1.0</td><td>Electricidade Em P&oacute; (electricidadeempo.net)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Labview 11.0</td><td>National Instruments, Austin, Teksas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standardowy pokarm dla much</td><td>Niestandardowe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>standardowe fiolki na muchy</td><td>Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standardowe fiolki na muchy</td><td>Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>aspirator</td><td>Niestandardowe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>olej mineralny</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>zapachy</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 &micro; l Probówki reakcyjne PCR</td><td>Biozym Scientific GmbH, Oldendorf, Niemcy</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

kwantyfikacja zachowania kierowanego zapachem w wysokiej rozdzielczości u drosophila melanogaster przy użyciu paradygmatu flywalk

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

W swoim naturalnym środowisku, owady, takie jak mucha octowa Drosophila melanogaster, są bombardowane ogromną ilością chemicznie odrębnych substancji zapachowych. Aby jeszcze bardziej skomplikować sprawę, zapachy wykrywane przez układ nerwowy owadów zwykle nie są pojedynczymi związkami, ale mieszaninami, których skład i proporcje stężeń są różne. Prowadzi to do niemal nieskończonej ilości różnych bodźców węchowych, które muszą być oceniane przez układ nerwowy.
Aby zrozumieć, które aspekty bodźca zapachowego determinują jego ocenę przez muchę, pożądane jest efektywne zbadanie zachowania kierowanego zapachem w stosunku do wielu zapachów i mieszanin zapachowych. Aby bezpośrednio skorelować zachowanie z aktywnością neuronalną, zachowanie powinno być określone ilościowo w porównywalnych ramach czasowych i w identycznych warunkach bodźca, jak w eksperymentach neurofizjologicznych. Jednak wiele obecnie stosowanych testów biologicznych węchu w neuroetologii Drosophila jest raczej wyspecjalizowanych albo w kierunku wydajności, albo w kierunku rozdzielczości.
Flywalk, zautomatyzowany system dostarczania i śledzenia zapachów, wypełnia lukę między wydajnością a rozdzielczością. Pozwala to na dokładne określenie, kiedy pakiet zapachowy stymulował swobodnie chodzącą muchę, a także na określenie dynamicznej reakcji behawioralnej zwierzęcia.

Ponieważ muchom pozwolono na swobodne rozmieszczenie się w szklanych probówkach pomiędzy impulsami zapachowymi, a impuls zapachowy przemieszcza się przez probówki ze stałą prędkością, muchy napotykają zapach w różnym czasie, w zależności od ich pozycji x w momencie stymulacji. W rezultacie początek trajektorii pod wiatr wywołanych 500 msec impulsem atrakcyjnego rozcieńczenia 10-3 octanu etylu jest opóźniony o około 1 sec dla much znajdujących się na końcu pod wiatr w porównaniu do much siedzących bliżej końca ...

Automatyczny system śledzenia Flywalk jest używany do wysokorozdzielczego oznaczania ilościowego zachowania kierowanego zapachem u Drosophila melanogaster.

Kwantyfikacja zachowania kierowanego zapachem w wysokiej rozdzielczości u Drosophila melanogaster przy użyciu paradygmatu Flywalk

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Ogólnym celem niniejszego bioanalizy behawioralnej jest zbadanie zachowań sterowanych zapachami u muszek octowych. Fly Walk to system wysokoprzepustowy, który w sposób automatyczny śledzi i analizuje odpowiedzi behawioralne wielu pojedynczych muszek na bodźce węchowe. Ta nowa technika może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu węchu owadów.Na przykład, jaka jest równowaga hedoniczna zapachu lub jaki wpływ na tę równowagę ma dodanie kolejnych substancji zapachowych? Główną zaletą tego eksperymentu jest możliwość badania zachowań kierowanych węchem z wysoką rozdzielczością czasową, a jako bodźce zapachowe wykorzystujemy substancje zbliżone do tych, z którymi owady spotykają się w naturze lub których używamy podczas rejestracji elektrofizjologicznych. Zazwyczaj osoby próbujące zastosować tę metodę mogą napotkać trudności, ponieważ wymaga ona systemu całkowicie szczelnego; należy zatem dokładnie wiedzieć, którędy przepływa powietrze i mieć pewność, że nie ma żadnych nieszczelności, przez które powietrze mogłoby opuścić układ. W przypadku tych eksperymentów ważne jest hodowanie much w cyklu światło-ciemność 12:12, w kulturach o niskiej lub średniej gęstości, zawierających standardowe podłoże pożywkowe.Podczas przygotowań należy utrzymywać temperaturę pokojową między 23 a 25 °C, a wilgotność względna powinna wynosić około 70%. W dużych fiolkach hodowlanych utrzymywano od 20 do 30 osobników dorosłych przez tydzień, a następnie zbierano grupy od 30 do 40 potomstwa obu płci w celu utworzenia kohorty eksperymentalnej. Gdy kohorta osiągnęła wiek od dwóch do czterech dni, przeniesiono ją do nowej fiolki zawierającej wilgotny korek z pianki lub wilgotny papier chłonny.Pozostaw muchy w tej fiolce do głodówki na 24 godziny przed testem. Jest niezwykle ważne, aby podczas tego przenoszenia muchy nie były znieczulone. W tej konfiguracji butelki o pojemności 250 mililitrów służą jako nawilżacze.Napełnij każdą butelkę 100 mililitrami wody destylowanej. Następnie przygotuj roztwory robocze każdego zapachu o objętości pół mililitra jako rozcieńczenie 1:1000 czystych zapachów w oleju mineralnym. W podobny sposób przygotuj jedną probówkę PCR zawierającą wyłącznie olej mineralny, która będzie służyć jako kontrola negatywna.Teraz należy przygotować system podawania zapachów dla każdego z odorantów. W eksperymencie do każdej fiolki z zapachem należy podłączyć dwa zawory kulowe.Należy upewnić się, że fiolki z zapachami zostały podłączone w prawidłowym kierunku przepływu. Błędne podłączenie nie tylko zakłóci planowany eksperyment, ale może również doprowadzić do zanieczyszczenia systemu doprowadzającego. Następnie należy sprawdzić system pod kątem nieszczelności.Najpierw należy uszczelnić wylot komory mieszania. Następnie należy sprawdzić, czy cały przepływ powietrza przed urządzeniem stymulującym spadł do zera. W przypadku wystąpienia nieszczelności w układzie, należy spróbować je zlokalizować słuchowo.Zazwyczaj można je rozwiązać poprzez wymianę uszczelek gumowych w kluczowych połączeniach lub wymianę rurek teflonowych. W pierwszym kroku tej procedury istnieje ryzyko stłuczenia szkła, dlatego należy założyć odzież ochronną. Ostrożnie przenieść 15 pojedynczych much testowych do indywidualnych probówek szklanych za pomocą aspiratora, a następnie zamknąć probówki szklane z obu stron za pomocą odpowiednich adapterów; muszą one przylegać bardzo szczelnie.Następnie podłącz napełnione szklane rurki do zestawu do chodzenia much. Po podłączeniu wszystkich rurek pozwól muchom na habituację do nowego środowiska przez co najmniej 15 minut przed rozpoczęciem eksperymentu. Teraz włącz źródło światła.Należy zapewnić odpowiednią ilość światła dla efektywnego śledzenia, nie powodując jednocześnie wzrostu temperatury wewnątrz szklanych rurek. W tym momencie wszystkie fiolki zapachowe muszą zostać połączone, aby stworzyć układ zamknięty. Okres habituacji opiera się na szczelnym układzie zamkniętym, dzięki czemu przepływ powietrza przez rurki ma taką samą prędkość, jak podczas okresów testowych.Sprawdź przepływ powietrza w komputerze, podłączając go do cyfrowych przepływomierzy. Suma przepływów powietrza opuszczających system powinna być równa przepływowi powietrza wchodzącego do systemu. W przeciwnym razie występuje wyciek.Wyciek wpłynie na przepływ powietrza we wszystkich rurkach, jednak rurką problematyczną jest zazwyczaj ta, w której odnotowano największy spadek przepływu powietrza. Jeśli zidentyfikowany zostanie nowy wyciek, jest on zazwyczaj spowodowany pęknięciem szklanej rurki wewnątrz adaptera lub obecnością odłamków szkła z poprzednich eksperymentów wewnątrz adapterów. Podczas tego procesu należy upewnić się, że wilgotność powietrza opuszczającego system wynosi od 60 do 80%. Po aklimatyzacji much w rurkach można rozpocząć eksperyment.W zasadzie w ten sposób można zaprezentować dowolną sekwencję zapachów. Najlepsze wyniki można uzyskać poprzez randomizację bodźców i oddzielenie ich od siebie przerwą wynoszącą co najmniej 90 sekund. Łącznie.Każdy zapach należy podać 40 razy w impulsach trwających 500 ms. Następnie należy wyznaczyć obszar zainteresowania (region of interest), przeciągając ramkę nad obszarem podlegającym monitorowaniu. W ramce powinny znaleźć się wszystkie 15 szklanych probówek, z wyłączeniem ostatnich pięciu mm końców probówek.Kolejnym krokiem jest wyłączenie oprogramowania do śledzenia i wprowadzenie modyfikacji w skrypcie. Pozwoli to na zmianę położenia osi Y dla 14 równoległych linii oddzielających poszczególne probówki. Po ponownym uruchomieniu oprogramowania do śledzenia między dowolnymi dwiema liniami powinna znajdować się tylko jedna mucha.Następnie należy upewnić się, że parametry kamery są ustawione w sposób zapewniający niezawodne śledzenie much w całej długości szklanych rurek. Jeśli muchy giną z pola widzenia na krawędziach obszaru zainteresowania, należy zwiększyć jasność lub wzmocnienie w oprogramowaniu do śledzenia. Po pełnym przygotowaniu systemu można rozpocząć protokół stymulacji.Rejestruj pozycje much z częstotliwością 20 klatek na sekundę i zapisuj te współrzędne wraz ze statusem zaworu zapachowego w plikach tekstowych. Ponieważ eksperyment jest bardzo wrażliwy na zapachy, wymagane jest regularne czyszczenie szklanych rurek poprzez namaczanie ich w detergencie, a następnie płukanie pod bieżącą wodą destylowaną. Po płukaniu osusz rurki sprężonym powietrzem, a następnie wygrzej je w temperaturze 200 °C przez osiem godzin.Aby wyczyścić system podawania zapachów, najpierw należy wyjąć wszystkie fiolki z zapachami oraz rurki z centralnej komory mieszania. Następnie należy zdjąć adaptery rurek z komory mieszania. Opróżnioną komorę mieszania należy oczyścić, płucząc ją rozpuszczalnikiem pod wyciągiem, w taki sam sposób jak rurki.Wysuszyć komorę mieszającą za pomocą sprężonego powietrza i nagrzać w temperaturze 200 °C przez osiem godzin. Aby oczyścić fiolki zapachowe i zawory, należy wyjąć stalowe korki, usunąć uszczelki gumowe oraz wyjąć zawory zwrotne, a następnie namoczyć zawory zwrotne i pozostałe elementy w etanolu oraz acetonie. Następnie poddać namoczone elementy działaniu myjki ultradźwiękowej przez 30 minut przy maksymalnym ustawieniu i wypłukać je wodą destylowaną.Podobnie jak wcześniej, do suszenia należy użyć sprężonego powietrza i nagrzać komponenty do 200 °C przez osiem godzin. Przepłucz je etanolem zamiast acetonu w kierunku przepływu powietrza, ponieważ aceton uszkadza elementy gumowe; każdy przepłukany zawór zwrotny należy niezwłocznie osuszyć sprężonym powietrzem, aby usunąć z nich wszelkie pozostałe zapachy. Przez kilka dni należy przepuszczać przez nie powietrze impulsowo, umieszczając zawory w inkubatorze w temperaturze 60 °C przy przepływie powietrza włączanym i wyłączanym w jednosekundowych odstępach.15 głodnych samic much poddano działaniu maślanu etylu. Żółty pasek reprezentuje impuls zapachowy. Niebieskie kwadraty przedstawiają ruch pod wiatr w odstępach czasu wynoszących 100 milisekund.Odpowiednio czerwone kwadraty przedstawiają ruch z wiatrem. Te same muchy wykazały również ruch pod wiatr w odpowiedzi na stymulację octanem izopentylu, octanem etylu lub 2,3-butanonem, uśrednioną dla populacji. Reakcja much na octan etylu charakteryzowała się gwałtownym początkiem, wysoką amplitudą i krótkim czasem trwania.Z kolei reakcja na 2,3-butanodion charakteryzowała się późniejszym średnim czasem rozpoczęcia, niższą amplitudą i dłuższym czasem trwania. Ostatecznie dane dla każdego zapachu zostały rozwiązane w ten sposób, a następnie poddane dalszej analizie, która wykazała, że wszystkie cztery zapachy wywołały większe przemieszczenie pod wiatr w ciągu czterech sekund niż rozpuszczalnik. Ponadto, poprzez otwarcie fiolek z substancjami zapachowymi, muchy zostały synchronicznie narażone na wszystkie możliwe mieszaniny.Po stymulacji much czterema poszczególnymi zapachami, stymulacje mieszaninami tych czterech zapachów okazały się co najmniej tak atrakcyjne, jak najbardziej atrakcyjny pojedynczy związek wchodzący w skład mieszaniny. Po opanowaniu techniki eksperyment można przeprowadzić w ciągu jednej godziny; następnie trwa on osiem godzin, a już 30 minut później można zwizualizować pierwsze wyniki. Dzięki temu metoda ta pozwala na uzyskanie danych od wielu much w krótkim czasie z wysoką rozdzielczością czasową.Należy jednak zachować ostrożność. Eksperyment ten wymaga dokładnego czyszczenia pomiędzy poszczególnymi próbami. Jeśli system nadal jest zanieczyszczony mrówkami z poprzedniego eksperymentu, wyniki dotyczące ruchu much będą bezużyteczne.Oczywiście można również testować muchy zmodyfikowane genetycznie, co pozwala na zbadanie wpływu poszczególnych obwodów neuronalnych lub ich frakcji na zachowanie kierowane przez zapach (OD). Opracowanie tej nowej techniki utorowało nam drogę do prowadzenia badań w tym obszarze, obejmujących frakcjonowanie owadów, aby zrozumieć kodowanie tych zapachów w mózgu owada. Co istotne, zastosowanie tego samego rodzaju stymulacji zarówno w testach zachowania podczas chodzenia much, jak i w eksperymentach fizjologicznych, oznacza, że możemy rzetelnie porównać te dwa różne paradygmaty eksperymentalne.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć jasne wyobrażenie o tym, jak przygotować tor dla much, a także być w stanie zorganizować ten eksperyment w swoim laboratorium i wkrótce rozpocząć własne badania wysokoprzepustowe nad infekcjami owadów. Należy jednak pamiętać, że praca ze szkłem laboratoryjnym i odczynnikami chemicznymi może być niezwykle niebezpieczna, dlatego zawsze należy nosić fartuch laboratoryjny, gogle oraz rękawiczki.

high-resolution-quantification-odor-guided-behavior-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym artykule wideo opisujemy nową metodę umożliwiającą tworzenie gradientów substancji zapachowych o stabilnych i kontrolowalnych geometriach. Krótko ilustrujemy, w jaki sposób gradienty te mogą być wykorzystane do wykrywania wad węchu (całkowitej i częściowej anosmii) oraz do badania bardziej subtelnych cech zachowań chemotaktycznych.

Wysokorozdzielczy pomiar zachowań sterowanych węchem u larw Drosophila

Badanie złożonych zachowań lokomocyjnych u Drosophila melanogaster zależy od możliwości ilościowego określenia zmian w ruchu danej muchy. Niniejszy artykuł demonstruje, jak przeprowadzić ten proces przy użyciu wysokorozdzielczego systemu śledzenia.

Wysokorozdzielcze śledzenie wideo lokomocji u dorosłych osobników Drosophila melanogaster

W niniejszym materiale opisujemy sposób optymalizacji pozyskanego obrazu wideo dla aparatury do magnetycznego więzienia węchowego (OMT). Przedstawiamy również dwa przykładowe protokoły eksperymentalne służące do badania fuzji wzrokowo-węchowej.

Wizualnie zapośredniczone śledzenie zapachu podczas lotu u Drosophila

Opisujemy uznaną technikę pomiaru i analizy odpowiedzi wapniowych wywołanych zapachami w płacie antennym żywych Drosophila melanogaster.

Obrazowanie wapniowe odpowiedzi wywołanych zapachami w płacie antennym Drosophila

Ten film opisuje, jak śledzić swobodnie chodzące muchy, aby ocenić ich ogólną zdolność poruszania się. Prezentowany protokół demonstruje konfigurację testu i analizę danych za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo.

Śledzenie swobodnie chodzących much: metoda oceny lokomocji u Drosophila

Muszki owocowe mają złożony system węchowy, potrafią rozróżniać setki substancji zapachowych i używać swojego węchu do kierowania decyzjami behawioralnymi. Ten film opisuje czterokierunkowy test olfaktometryczny, metodę badania węchowych reakcji behawioralnych u much. Prezentowany klip protokołu pokazuje, jak radzić sobie z muchami testowymi i jakie są krytyczne kroki podczas wykonywania testu.

Czterokierunkowy test olfaktometryczny: metoda oceny reakcji zapachowych u Drosophila

W tym artykule wideo opisujemy zautomatyzowany test do pomiaru wpływu głodu lub sytości na zależne od węchu zachowanie związane z poszukiwaniem pokarmu u dorosłej muszki owocowej Drosophila melanogaster.

Test pojedynczej muchy na zachowania żerowe u Drosophila

Przedstawiamy test wyboru, który ma na celu ujawnienie wpływu odorantów na zachowanie Drosophila za pomocą testu Y-labirynt.

Testowanie węchu Drosophila za pomocą testu Y-maze

Opisujemy tutaj konfigurację behawioralną i metodę analizy danych do oceny reakcji węchowych do 100 muszek octowych (Drosophila melanogaster). System ten może być stosowany z pojedynczymi lub wieloma bodźcami węchowymi i może być przystosowany do optogenetycznej aktywacji lub wyciszania podzbiorów neuronów.

Zachowania węchowe oceniane za pomocą komputerowego śledzenia Drosophila w czterokwadrantowym olfaktometrze

Zaburzenie ze spektrum autyzmu (ASD) wiąże się z zaburzeniami zachowań społecznych i komunikacyjnych oraz pojawieniem się powtarzających się zachowań. W celu zbadania wzajemnych relacji między genami ASD a deficytami behawioralnymi w modelu Drosophila, w tym artykule opisano pięć paradygmatów behawioralnych do oceny odstępów społecznych, agresji, zalotów, pielęgnacji i zachowań habituacyjnych.

Paradygmaty oceny behawioralnej w modelu zaburzenia ze spektrum autyzmu Drosophila

Poznaj metodę Flywalk do kwantyfikacji zachowań kierowanych zapachem u Drosophila melanogaster. To zautomatyzowane śledzenie w wysokiej rozdzielczości pozwala badać mechanizmy węchu owadów.

Kwantyfikacja zachowania kierowanego zapachem w wysokiej rozdzielczości u Drosophila melanogaster przy użyciu paradygmatu Flywalk (Wideo) | JoVE Journal

Kwantyfikacja zachowania kierowanego zapachem w wysokiej rozdzielczości u Drosophila melanogaster przy użyciu paradygmatu Flywalk

Przeglądaj więcej filmów