Name: Emulsje typu woda w oleju: nowy system łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z pigmentami hydrofobowymi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 26 s
Description: Poznaj metodę emulsji woda-w-olej do łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z hydrofobowymi pigmentami. Technika umożliwia badanie interakcji białko-chlorofil bez konieczności tagowania.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

DN dziękuje za wsparcie ze strony projektów UE 7PR PEPDIODE (GA 256672) i REGPOT-2012-2013-1(GA 316157), oraz osobistego grantu badawczego (No. 268/10) z Izraelskiej Fundacji Naukowej. Dziękujemy prof. Shmuelowi Rubinsteinowi, School of Engineering and Applied Sciences, Harvard University, Cambridge, MA, USA za wykonanie zdjęć z mikroskopii konfokalnej.

1. Przygotowanie roztworów magazynowych
<ol>
	<li>ETAP KRYTYCZNY: Wykonaj wszystkie etapy przygotowania chlorofilu w kapturze chemicznym, w zielonym świetle (520 nm) lub w ciemności, aby zminimalizować fotouszkodzenia. Zawsze dodawaj azot lub argon przed zamrożeniem pigmentów do przechowywania. Upewnij się, że wszystkie rozpuszczalniki są klasy analitycznej.</li>
	<li>Zważyć około 5 mg liofilizowanych komórek Spirulina platensis lub innych komórek cyjanobakterii zawierających tylko Chl a w błonach tylakoidów i rozdrobnić za pomocą moździerza i tłuczka.</li>
	<li>Rozdrobnione komórki załadować na szklaną kolumnę i przemyć około 50-100 ml 100% acetonu w celu usunięcia karotenoidów. Wyrzuć eluowaną frakcję pomarańczowo-zieloną. 
	Uwaga: Jeśli frakcja pomarańczowa nie zostanie wymyta 100 ml acetonu, kontynuuj mycie komórek acetonem, aż zielona frakcja zacznie się wymywać.</li>
	<li>Zamień aceton na 100% metanol i zbierz zieloną frakcję zawierającą Chl a. Objętość eluowanej frakcji może wahać się w granicach 50-100 ml. Na początku eluowana frakcja ma ciemnozielony kolor, który pod koniec elucji zmienia się w bladozielony. Gdy kolor eluowanej frakcji zmieni się w bladozielony, zatrzymaj elucję.</li>
	<li>Odparować metanol za pomocą wyparki obrotowej, aż ekstrakt całkowicie wyschnie. Nie podgrzewaj roztworu; upewnić się, że temperatura łaźni wodnej parownika nie przekracza 30 °C. 
	Uwaga: Czas parowania zależy od objętości odparowywanej frakcji metanolu i może wynosić od 10 do 60 minut. Ważne jest, aby całkowicie wysuszyć ekstrakt.</li>
	<li>Rozpuść pigmenty z wysuszonego ekstraktu w niewielkiej objętości eteru dietylowego (około 5-10 ml) i przefiltruj przez watę. Upewnij się, że pigmenty są całkowicie rozpuszczone w eterze przed filtrowaniem.</li>
	<li>Odparować eter dietylowy aż do całkowitego wyschnięcia pigmentów (10-30 min). 
	Uwaga: Suche pigmenty można oczyścić i przechowywać w azocie lub argonie w temperaturze -20 °C, w ciemności do czasu dalszej obróbki.</li>
	<li>Suche pigmenty należy rozpuścić w jak najmniejszej objętości 100% metanolu (około 1 ml), nawet jeśli nie wszystko jest całkowicie zawieszone. Dodać 4 ml acetonu do roztworu i delikatnie strzepnąć szklankę, aby całkowicie rozpuścić pigmenty.</li>
	<li>Za pomocą pipety Pasteura delikatnie załadować próbkę na kolumnę sefarozy DEAE zrównoważoną w 100% acetonie.</li>
	<li>Elute karotenoidy (pomarańczowo-żółte pasmo) 100% acetonem. Następnie eluować Chl a (zielony pasek) mieszaniną acetonu i metanolu 3:1 v/v. 
	Uwaga: Objętość acetonu i mieszaniny acetonu/metanolu jest w przybliżeniu równoważna objętości sefarozy DEAE załadowanej na kolumnę.</li>
	<li>Sprawdzić czystość Chl a za pomocą chromatografii cienkowarstwowej przy użyciu mieszaniny 68:25:5:2 dichlorometan/n-heksan/izopropanol/metanol (v/v) jako eluent 17.</li>
	<li>Odparować rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej, aż Chl a całkowicie wyschnie (10-60 min). 
	Uwaga: Suchy Chl a można przedmuchnąć azotem lub argonem i przechowywać w atmosferze argonu w temperaturze -20 °C w ciemności.</li>
	<li>Przygotować Chl roztwór podstawowy, ponownie rozpuszczając suchy Chl a w 2-4 ml 100% etanolu. 
	Uwaga: Współczynnik ekstynkcji Chl a przy 663 nm wynosi 74 400 cm-1 M-1 (83,3 cm-1 (mg/ml)-1) w etanolu. Typowy roztwór podstawowy powinien mieć OD 1,860, co odpowiada stężeniu 25 mM (23 mg/ml). Dodanie 20 μl tego bulionu do emulsji zawierającej 5 ml fazy organicznej i 1 mg WSCP w 1 ml fazy wodnej daje mieszaninę z 10-krotnym nadmiarem molowym Chl a w porównaniu z WSCP.</li>
</ol>
2. Przygotowanie fazy organicznej emulsji
Uwaga: Faza organiczna emulsji składa się z oleju mineralnego zawierającego 4,5% (v/v) Span 80 i 0,4% (v/v) Tween 80.
<ol>
	<li>Odważ w probówce o pojemności 50 ml 0,2 g Tween 80, 1,8 g Span 80 i 38 g oleju mineralnego. Dobrze wymieszaj wszystkie składniki i ostudź na lodzie. 
	Uwaga: Faza organiczna może być przechowywana w temperaturze 4 °C do jednego tygodnia.</li>
</ol>
3. Przygotowanie fazy wodnej emulsji
Uwaga: Faza wodna emulsji może składać się albo z oczyszczonego WSCP, albo z surowego ekstraktu bakterii z nadekspresją WSCP.
<ol>
	<li>Przygotowanie fazy wodnej zawierającej oczyszczony WSCP.
	<ol>
		<li>Hodować bakterie E.coli BL21 zawierające plazmid WSCP 12 w 1 l pożywki LB w temperaturze 37 °C do OD 0,3-0,6.</li>
		<li>Indukuj ekspresję białka przez dodanie 1 mM IPTG. Po indukcji rozmnażaj bakterie w temperaturze 30 °C przez 12-16 godzin.</li>
		<li>Zbierać bakterie przez odwirowanie w temperaturze 5 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Rozpuść osad w buforze wiążącym i poddaj sonikacji na lodzie (30 sekund włączenia, 15 sekund wyłączenia, pięć razy). Użyć 10 ml buforu do osadu otrzymanego z odwirowania 250 ml pożywki LB z komórkami z nadekspresją białka. 
		Uwaga: W zależności od metody oczyszczania, bufor wiążący może składać się ze 100 mM buforu fosforanowego o pH 7,2 lub 50 mM Tris, pH 7,5, 500 mM NaCl, 5 mM EDTA.</li>
		<li>Odwirowywać lizat komórkowy w temperaturze 12 000 x g przez 30 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Oczyść WSCP metodą chromatografii powinowactwa. W zależności od znacznika połączonego z WSCP, należy oczyścić rekombinowane białka przy użyciu odpowiedniego dostępnego na rynku systemu chromatografii powinowactwa do oczyszczania białek zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
		<li>Do przygotowania emulsji należy użyć oczyszczonego WSCP w 50 mM buforze fosforanowym o pH 7,8. Upewnić się, że końcowa ilość białka użytego do rozpuszczenia wynosi 0,5-1,0 mg na 1 ml buforu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie fazy wodnej zawierającej surowy lizat bakteryjny za pomocą WSCP.
	<ol>
		<li>Hodować komórki E.coli BL21 zawierające WSCP wykazujące ekspresję plazmidu w 250 ml pożywki LB w temperaturze 37 °C do OD 0,3-0,6.</li>
		<li>Indukuj ekspresję białka za pomocą 1 mM IPTG i hoduj bakterie przez noc w temperaturze 30 °C.</li>
		<li>Komórki bakteryjne zbierać przez odwirowanie w temperaturze 5 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Rozpuścić osad w 1-2 ml 50 mM buforu fosforanu sodu o pH 7,8, dokonać sonikacji (30 sekund włączenia, 15 sekund wyłączenia, trzy razy) i odwirować przy 12 000 x g przez 30 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Przygotować fazę wodną emulsji, mieszając 0,125 ml supernatantu z 0,875 ml 50 mM buforu fosforanowego o pH 7.8.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Montaż WSCP z Chl a w emulsji
<ol>
	<li>Przenieść 5 ml mieszaniny oleju i środka powierzchniowo czynnego do szklanej fiolki i ostudzić na lodzie. Przed pipetowaniem należy sprawdzić, czy wszystkie składniki fazy organicznej są dokładnie wymieszane i czy nie ma separacji faz między środkami powierzchniowo czynnymi a olejem mineralnym.</li>
	<li>Dodać 1 ml lodowatej fazy wodnej przygotowanej zgodnie z sekcją 3 do 5 ml fazy organicznej.</li>
	<li>Mieszać obie fazy za pomocą homogenizatora tkankowego przez 2 minuty przy 9 500 obr./min na lodzie.</li>
	<li>KROK KRYTYCZNY: Od tego etapu wykonuj wszystkie dalsze kroki w zielonym świetle (520 nm), aby zminimalizować fotouszkodzenia. Dodać 20 μl z 25 mM Chl roztworu podstawowego (patrz sekcja 1.13) do emulsji. Rozproszyć przez strzepnięcie i odwrócenie szklanej fiolki. Upewnij się, że Chl jest równomiernie rozprowadzony w emulsji.</li>
	<li>Inkubuj emulsję przez 1-2 godziny na lodzie w ciemności.</li>
	<li>W celu rozbicia emulsji i oddzielenia kropelek wody od fazy organicznej, należy przenieść emulsję do plastikowych probówek o pojemności 1,5 ml i odwirować przy 14 000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. 
	Uwaga: Jeśli montaż się powiedzie, dolna faza wodna powinna mieć zielony kolor.</li>
	<li>Wylej górną fazę olejową i dodaj 1 ml oleju mineralnego. Dobrze wymieszaj olej mineralny z granulowaną emulsją przez wir lub dokładnie obracając rurkę. Odwirowywać próbkę o wymiarach 14 000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Powtarzać ten krok, aż do uzyskania przezroczystego menisku oddzielającego fazę wodną i olejową bez żadnej emulsji pośredniej.</li>
	<li>Wykonaj ten krok w okapie chemicznym. Po wyraźnym oddzieleniu fazy wodnej i oleju mineralnego usunąć olej mineralny i dodać 1 ml nasyconego wodą eteru dietylowego. Wirować i wirować próbkę przy 14 000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Powtórz ten krok dwukrotnie.</li>
	<li>Po drugim odwirowaniu usuń eter dietylowy i pozostaw otwarte probówki na 5-20 minut w okapie.</li>
	<li>Na koniec załadować fazę wodną zawierającą kompleks WSCP/Chl do kolumny odsalającej i wymyć buforem odpowiednim do dalszych eksperymentów. 
	Uwaga: Białko jest stabilne w fosforanowych i Tris w szerokim zakresie pH (6,0-7,5). Próbka może być przechowywana w temperaturze 4 °C, chroniona przed światłem przez okres do jednego miesiąca.</li>
</ol>

<ol><li>Bryant, D. A., Frigaard, N. -U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prokaryotic+photosynthesis+and+phototrophy+illuminated%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Prokaryotic photosynthesis and phototrophy illuminated.</a> Trends Microbiol. 14, 488-496 (2006).</li>
<li>Tronrud, D. E., Wen, J. Z., Gay, L., Blankenship, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+structural+basis+for+the+difference+in+absorbance+spectra+for+the+FMO+antenna+protein+from+various+green+sulfur+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Photosynth.+Res%22%5BJournal%5D)">The structural basis for the difference in absorbance spectra for the FMO antenna protein from various green sulfur bacteria.</a> Photosynth. Res. 100, 79-87 (2009).</li>
<li>Schulte, T., Johanning, S., Hofmann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+and+function+of+native+and+refolded+peridinin-chlorophyll-proteins+from+dinoflagellates%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Structure and function of native and refolded peridinin-chlorophyll-proteins from dinoflagellates.</a> Eur. J. Cell Biol. 89, 990-997 (2010).</li>
<li>Renger, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water+soluble+chlorophyll+binding+protein+of+higher+plants%3A+a+most+suitable+model+system+for+basic+analyses+of+pigment-pigment+and+pigment-protein+interactions+in+chlorophyll+protein+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Water soluble chlorophyll binding protein of higher plants: a most suitable model system for basic analyses of pigment-pigment and pigment-protein interactions in chlorophyll protein complexes.</a> J. Plant Physiol. 168, 1462-1472 (2011).</li>
<li>Satoh, H., Uchida, A., Nakayama, K., Okada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water-soluble+chlorophyll+protein+in+Brassicaceae+plants+is+a+stress-induced+chlorophyll-binding+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Water-soluble chlorophyll protein in Brassicaceae plants is a stress-induced chlorophyll-binding protein.</a> Plant Cell Physiol. 42, 906-911 (2001).</li>
<li>Bektas, I., Fellenberg, C., Paulsen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water-soluble+chlorophyll+protein+%28WSCP%29+of+Arabidopsis+is+expressed+in+the+gynoecium+and+developing+silique%5BTitle%5D)+AND+%22Planta%22%5BJournal%5D)">Water-soluble chlorophyll protein (WSCP) of Arabidopsis is expressed in the gynoecium and developing silique.</a> Planta. 236, 251-259 (2012).</li>
<li>Damaraju, S., Schlede, S., Eckhardt, U., Lokstein, H., Grimm, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functions+of+the+water+soluble+chlorophyll-binding+protein+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Functions of the water soluble chlorophyll-binding protein in plants.</a> J. Plant Physiol. 168, 1444-1451 (2011).</li>
<li>Horigome, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+mechanism+and+photoprotective+function+of+water-soluble+chlorophyll-binding+protein%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Structural mechanism and photoprotective function of water-soluble chlorophyll-binding protein.</a> J. Biol. Chem. 282, 6525-6531 (2007).</li>
<li>Reinbothe, C., Satoh, H., Alcaraz, J. -P., Reinbothe, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Role+of+Water-Soluble+Chlorophyll+Proteins+in+the+Transitory+Storage+of+Chorophyllide%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">A Novel Role of Water-Soluble Chlorophyll Proteins in the Transitory Storage of Chorophyllide.</a> Plant Physiol. 134, 1355-1365 (2004).</li>
<li>Satoh, H., Nakayama, K., Okada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+cloning+and+functional+expression+of+a+water-soluble+chlorophyll+protein%2C+a+putative+carrier+of+chlorophyll+molecules+in+cauliflower%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Molecular cloning and functional expression of a water-soluble chlorophyll protein, a putative carrier of chlorophyll molecules in cauliflower.</a> J. Biol. Chem. 273, 30568-30575 (1998).</li>
<li>Schmidt, K., Fufezan, C., Krieger-Liszkay, A., Satoh, H., Paulsen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recombinant+water-soluble+chlorophyll+protein+from+Brassica+oleracea+var.+Botrys+binds+various+chlorophyll+derivatives%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Recombinant water-soluble chlorophyll protein from Brassica oleracea var. Botrys binds various chlorophyll derivatives.</a> Biochemistry. 42, 7427-7433 (2003).</li>
<li>Takahashi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+cloning%2C+characterization+and+analysis+of+the+intracellular+localization+of+a+water-soluble+Chl-binding+protein+from+Brussels+sprouts+%28Brassica+oleracea+var.+gemmifera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Molecular cloning, characterization and analysis of the intracellular localization of a water-soluble Chl-binding protein from Brussels sprouts (Brassica oleracea var. gemmifera).</a> Plant Cell Physiol. 53, 879-891 (2012).</li>
<li>Takahashi, S., Ono, M., Uchida, A., Nakayama, K., Satoh, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+cloning+and+functional+expression+of+a+water-soluble+chlorophyll-binding+protein+from+Japanese+wild+radish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Molecular cloning and functional expression of a water-soluble chlorophyll-binding protein from Japanese wild radish.</a> J. Plant Physiol. 170, 406-412 (2013).</li>
<li>Boex-Fontvieille, E., Rustgi, S., von Wettstein, D., Reinbothe, S., Reinbothe, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water-soluble+chlorophyll+protein+is+involved+in+herbivore+resistance+activation+during+greening+of+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Water-soluble chlorophyll protein is involved in herbivore resistance activation during greening of Arabidopsis thaliana.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112, 7303-7308 (2015).</li>
<li>Hughes, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magneto-optic+spectroscopy+of+a+protein+tetramer+binding+two+exciton-coupled+chlorophylls%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Magneto-optic spectroscopy of a protein tetramer binding two exciton-coupled chlorophylls.</a> J. Am. Chem. Soc. 128, 3649-3658 (2006).</li>
<li>Bednarczyk, D., Takahashi, S., Satoh, H., Noy, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assembly+of+water-soluble+chlorophyll-binding+proteins+with+native+hydrophobic+chlorophylls+in+water-in-oil+emulsions%5BTitle%5D)+AND+%22BBA+-+Bioenergetics%22%5BJournal%5D)">Assembly of water-soluble chlorophyll-binding proteins with native hydrophobic chlorophylls in water-in-oil emulsions.</a> BBA - Bioenergetics. 1847, 307-313 (2015).</li>
<li>Fiedor, L., Rosenbach-Belkin, V., Scherz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+stereospecific+interaction+between+chlorophylls+and+chlorophyllase.+Possible+implication+for+chlorophyll+biosynthesis+and+degradation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">The stereospecific interaction between chlorophylls and chlorophyllase. Possible implication for chlorophyll biosynthesis and degradation.</a> J. Biol. Chem. 267, 22043-22047 (1992).</li>
<li>Kamimura, Y., Mori, T., Yamasaki, T., Katoh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+properties+and+a+possible+function+of+a+water-soluble+chlorophyll+a%2Fb-protein+from+brussels+sprouts%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Isolation, properties and a possible function of a water-soluble chlorophyll a/b-protein from brussels sprouts.</a> Plant Cell Physiol. 38, 133-138 (1997).</li>
<li>Murata, T., Itoh, R., Yakushiji, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystallization+of+water-soluble+chlorophyll-proteins+from+Lepidium+virginicum%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Crystallization of water-soluble chlorophyll-proteins from Lepidium virginicum.</a> Biochim. Biophys. Acta. 593, 167-170 (1980).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Naszym celem było opracowanie nowego ogólnego systemu łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z pigmentami hydrofobowymi. Pokazano tutaj, że nowy system rekonstytucji oparty na emulsji W/O jest ogólnym podejściem, które sprawdziło się w przypadku składania apoprotein WSCP z brukselki, kalafiora, chrzanu japońskiego i pieprzu Virginia rekombinowanych w E. coli. Przedstawiono wyniki po rozpuszczeniu 1 mg WSCP z 10-krotnym nadmiarem molowym Chl a. Możliwe jest jednak również stosowanie...

Hydrofobowe pigmenty, takie jak chlorofile (Chls), bakteriochlorofile (BChls) i karotenoidy, są głównymi kofaktorami w centrach reakcji fotosyntezy i białkach zbierających światło, które przeprowadzają transport elektronów oraz wychwytywanie i transfer energii świetlnej. Centra reakcji i większość kompleksów zbierających światło wiążące Chl to białka transbłonowe. Białko Fenna-Matthews-Olson (FMO) nietlenowych fotosyntetycznych bakterii zielonosiarkowych 1,2 oraz białko perydyniny-Chl (PCP) bruzdnic3 są wyjątkowymi przykładami rozpuszczalnych w wodzie białek zbierających światło. Rozpuszczalne w wodzie białka wiążące chlorofil (WSCP) roślin Brassicaceae, Polygonaceae, Chenopodiaceae i Amaranthaceae 4,5 są kolejnym unikalnym przykładem, jednak w przeciwieństwie do FMO i PCP, nie biorą one udziału w zbieraniu światła ani w żadnej z pierwotnych reakcji fotosyntezy, a ich dokładne funkcje fizjologiczne są jeszcze niejasne 5-8. Ich wysokie powinowactwo do wiązania Chl doprowadziło do sugerowania funkcji jako przejściowych nośników Chls i pochodnych Chl 9,10. Alternatywnie postawiono hipotezę, że WSCP odgrywa rolę w wymiataniu Chls w uszkodzonych komórkach i chroni przed uszkodzeniem fotooksydacyjnym wywołanym przez Chl 7,11-13. Niedawno zasugerowano, że WSCP działa jako inhibitor proteazy i odgrywa rolę podczas odporności roślinożerców, a także reguluje śmierć komórek podczas rozwoju kwiatów 14. WSCP dzielą się na dwie główne klasy w zależności od ich właściwości fotofizycznych. Pierwsza klasa (klasa I, np. z albumu Chenopodium) może ulegać fotokonwersji po oświetleniu. WSCP klasy II z roślin kapustnych, które nie są poddawane fotokonwersji 5,10, są dalej dzielone na klasę IIa (np. z Brassica oleracea, Raphanus sativus) i IIb (np. z Lepidium virginicum). Strukturę WSCP klasy IIb z Lepidium virginicum rozwiązano metodą krystalografii rentgenowskiej z rozdzielczością 2,0 A 8. Ujawnia symetryczny homotetramer, w którym podjednostki białkowe tworzą hydrofobowy rdzeń. Każda podjednostka wiąże pojedynczy Chl, co powoduje ścisły układ czterech ciasno upakowanych Chl w rdzeniu. Ten prosty układ wszystkich Chl sprawia, że WSCP są potencjalnie użytecznym systemem modelowym do badania wiązania i składania kompleksów Chl-białko oraz wpływu sąsiednich Chls i środowisk białkowych na właściwości spektralne i elektroniczne poszczególnych Chl. Co więcej, może dostarczyć szablonów do konstruowania sztucznych białek wiążących Chl, które mogą być wykorzystane w modułach zbierających światło w sztucznych urządzeniach do fotosyntezy.
Rygorystyczne badania rodzimych WSCP nie są wykonalne, ponieważ kompleksy oczyszczone z roślin zawsze zawierają niejednorodną mieszaninę tetramerów z różnymi kombinacjami Chl a i Chl b 9. W związku z tym wymagana jest metoda łączenia rekombinowanych ekspresji WSCP z Chls in vitro. Jest to wyzwaniem ze względu na znikomą rozpuszczalność Chls w wodzie, co uniemożliwia złożenie kompleksu in vitro poprzez proste zmieszanie rozpuszczalnych w wodzie apoprotein z pigmentami w roztworach wodnych. Wykazano składanie in vitro przez zmieszanie apoprotein z błonami tylakoidów 15, ale metoda ta jest ograniczona do natywnych Chls obecnych w tylakoidach. Schmidt i wsp. doniesiono o połączeniu kilku pochodnych Chl i BChl z WSCP z kalafiora (CaWSCP) poprzez rekombinacyjną ekspresję białka znakowanego histydyną w E. coli, unieruchamiając je na kolumnie powinowactwa do Ni i wprowadzając pochodne Chl rozpuszczone w detergentach 11. Zgłoszono również pomyślne odtworzenie rekombinowanych WSCP z A. thaliana 6 oraz brukselki (BoWSCP), dzikiej rzodkwi japońskiej (RshWSCP) i pieprzu wirginijskiego (LvWSCP) za pomocą podobnej metody.
Tutaj prezentujemy nowatorską, ogólną, prostą metodę łączenia Chls z WSCP, która nie wymaga znakowania ani immobilizacji białek. Polega ona na przygotowaniu emulsji z ich wodnych roztworów rozpuszczalnych w wodzie apoprotein w oleju mineralnym. Białka są zatem zamknięte w mikrokropelkach typu woda w oleju (W/O) o bardzo wysokim stosunku powierzchni do objętości 16. Kofaktory hydrofobowe są następnie rozpuszczane w oleju i są łatwo wprowadzane do kropelek z fazy olejowej. Opisano zastosowanie metody składania kilku wariantów apoprotein WSCP rekombinowanych wyrażanych w E. coli z Chl a. Pokazujemy składanie z surowego lizatu bakterii z nadekspresją WSCP, które mogą być wykorzystane jako system przesiewowy do opracowania nowych białek wiążących Chl.

<table><tbody><tr><td>Olej mineralny</td><td>Sigma</td><td>M5904</td><td></td></tr><tr><td>Span80</td><td>Sigma</td><td>85548</td><td></td></tr><tr><td>Tween80</td><td>Sigma</td><td>P8074</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Scale Mini Profinity eXact Cartridges</td><td>Bio Rad</td><td>10011164</td><td>Chromatografia powinowactwa do oczyszczania WSCP z natywną sekwencją.</td></tr><tr><td>Jego kolumna Pułapka HF</td><td>GE Healthcare Life Science</td><td>17-5248-02</td><td>Chromatografia powinowactwa do oczyszczania WSCP z His-tag</td></tr><tr><td>DEAE Sepharose Fast Flow</td><td>GE Healthcare Life Science</td><td>17-0709-01</td><td>Pożywka chromatograficzna do oczyszczania chlorofilu</td></tr></tbody></table>

emulsje typu woda w oleju: nowy system łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z pigmentami hydrofobowymi

Water in Oil Emulsions: A New System for Assembling Water-soluble Chlorophyll-binding Proteins with Hydrophobic Pigments

Chlorofile (Chls) i bakteriochlorofile (BChls) są głównymi kofaktorami, które przeprowadzają fotosyntetyczne zbieranie światła i transport elektronów. Ich funkcjonalność zależy krytycznie od ich specyficznej organizacji w dużych i skomplikowanych wielopodjednostkowych kompleksach białek transbłonowych. Aby zrozumieć na poziomie molekularnym, w jaki sposób kompleksy te ułatwiają konwersję energii słonecznej, konieczne jest zrozumienie interakcji białko-pigment i pigment-pigment oraz ich wpływu na dynamikę wzbudzoną. Jednym ze sposobów uzyskania takiego zrozumienia jest konstruowanie i badanie kompleksów Chls z prostymi, rozpuszczalnymi w wodzie rekombinowanymi białkami. Jednak włączenie lipofilowych Chls i BChl do białek rozpuszczalnych w wodzie jest trudne. Co więcej, nie istnieje ogólna metoda, którą można by zastosować do łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek z pigmentami hydrofobowymi. Demonstrujemy tutaj prosty i wysokoprzepustowy system oparty na emulsjach typu woda w oleju, który umożliwia łączenie rozpuszczalnych w wodzie białek z hydrofobowymi Chls. Nowa metoda została zwalidowana poprzez połączenie rekombinowanych wersji rozpuszczalnego w wodzie białka wiążącego chlorofil roślin Brassicaceae (WSCP) z Chl a. Pokazujemy udane składanie Chl a przy użyciu surowych lizatów WSCP eksprymujących komórkę E. coli, które mogą być wykorzystane do opracowania genetycznego systemu przesiewowego dla nowych rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących Chl oraz do badań interakcji i procesów składania Chl-białko.

Rekombinowane apobiałka WSCP zostały zmontowane z Chl a w emulsjach W/O zgodnie z protokołem opisanym w poprzedniej sekcji. Protokół wdrożono przy użyciu faz wodnych zawierających albo czyste WSCPs, albo lizaty komórek E.coli nadekspresujących WSCP (Rycina 1). Protokół jest prosty, szybki i nie wymaga żadnego specjalistycznego sprzętu poza homogenizatorem tkankowym.
Widma absorbancji i CD kompl...

Ten manuskrypt opisuje prostą i wysokoprzepustową metodę łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek z hydrofobowymi pigmentami, która opiera się na emulsjach typu woda w oleju. Wykazano skuteczność metody w łączeniu natywnych chlorofili z czterema wariantami rekombinowanych rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil (WSCP) roślin kapustnych ulegających ekspresji w E. coli.

Emulsje typu woda w oleju: nowy system łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z pigmentami hydrofobowymi

Chlorophylls (Chls) and bacteriochlorophylls (BChls) are the primary cofactors that carry out photosynthetic light harvesting and electron transport. ...

Ogólnym celem tej techniki jest umożliwienie włączenia nierozpuszczalnych w wodzie chlorofili do miejsc wiążących białek rozpuszczalnych w wodzie. Metoda ta pozwala na składanie chlorofili z białkami rekombinowanymi, co umożliwia rygorystyczne badania oddziaływań chlorofil-białko i otwiera nowe możliwości konstruowania nowatorskich kompleksów chlorofil-białko. Główną zaletą tej techniki jest to, że nie wymaga ona znakowania ani unieruchamiania białek.W związku z tym metoda ta doskonale nadaje się do testów przesiewowych. Procedurę zaprezentuje Dominica Bednarczyk, post-doc w mojej grupie badawczej. Podczas przygotowywania następujących roztworów zapasowych należy przeprowadzić wszystkie etapy przygotowania chlorofilu w dygestorium pod zielonym światłem lub w ciemności, aby zminimalizować uszkodzenia spowodowane działaniem światła.Przed zamrożeniem pigmentów do przechowywania zawsze należy dodać azot lub argon oraz upewnić się, że wszystkie rozpuszczalniki są klasy analitycznej. Na początek odważ około pięciu gramów liofilizowanych komórek Spirulina platensis lub innych komórek cyjanobakterii zawierających w błonach tylakoidów wyłącznie chlorofil a lub chlorofil-a i rozetrzyj je za pomocą moździerza z tłuczkiem. Krytycznym krokiem podczas ekstrakcji chlorofilu jest upewnienie się, że komórki cyjanobakterii zostały dokładnie liofilizowane oraz zapewnienie całkowitego usunięcia wody z DEAE-Sepharose poprzez kilkukrotne przemycie acetonem.Załaduj rozkruszone komórki na kolumnę szklaną i przemyj tkankę około 50-100 mililitrami 100% acetonu w celu usunięcia karotenoidów. Po przemyciu odrzuć eluowaną frakcję o barwie pomarańczowo-zielonej. Rzeczywisty kolor może być pomarańczowo-zielony lub zielony, w zależności od kultury cyjanobakterii i warunków wzrostu.Zastąp aceton 100% metanolem i zbierz zieloną frakcję zawierającą chlorofil a. Gdy kolor eluowanej frakcji zmieni się z ciemnozielonego na jasnozielony, przerwij elucję. Następnie, używając rotacyjnego odparowacza z kąpielą wodną, której temperatura nie przekracza 30°C, odparuj metanol, aż ekstrakt będzie całkowicie suchy, a następnie użyj małej objętości eteru etylowego, aby całkowicie rozpuścić pigmenty z wysuszonych ekstraktów i przefiltruj roztwór przez watę bawełnianą, używając dodatkowej małej objętości eteru do wypłukania pigmentów z waty.Odparuj eter dietylowy do całkowitego wysuszenia pigmentów. Jeśli proces zostaje zatrzymany na tym etapie, przechowuj suche pigmenty w atmosferze azotu lub argonu w temperaturze 20°C w ciemności do czasu dalszej obróbki. Aby kontynuować przygotowanie chlorofilu a, rozpuść częściowo suche pigmenty w jak najmniejszej objętości 100% acetonu, następnie dodaj 4 ml acetonu do zawiesiny i zakręć kolbą, aby całkowicie rozpuścić pigmenty.Używając pipety Pasteura, ostrożnie nanieś próbkę na kolumnę DEAE-Sepharose wyrównoważoną w 100% acetonie, a następnie wypłucz karotenoidy za pomocą 100% acetonu. Następnie użyj mieszaniny acetonu i metanolu w stosunku objętościowym 3:1, aby wypłukać chlorofil a. Podczas elucji można użyć latarki do krótkotrwałego oświetlenia kolumny, aby zaobserwować rzeczywiste kolory pigmentów.Za pomocą chromatografii cienkowarstwowej należy zweryfikować czystość chlorofilu a, stosując mieszaninę dichlorometanu, heksanu, izopropanolu i metanolu w stosunku objętościowym 68:25:5:2 do elucji próbki. Następnie, przy użyciu wirówki rotacyjnej, odparować rozpuszczalnik do całkowitego wysuszenia chlorofilu a. Aby przygotować roztwór zapasowy chlorofilu a, należy ponownie rozpuścić suchy chlorofil a w 2-4 mililitrach 100% metanolu.Aby przygotować fazę organiczną emulsji, w probówce o pojemności 50 ml odważyć 0,2 g Tween 80, 1,8 g Span 80 oraz 38 g oleju mineralnego. Dokładnie wymieszać składniki i umieścić roztwór w lodzie w celu schłodzenia. Aby przygotować fazę wodną zawierającą oczyszczone rozpuszczalne w wodzie białko wiążące chlorofil (WSCP), hodować bakterie E.coli BL21 zawierające gen WSCP w 1 l pożywki LB w temperaturze 37 °C do osiągnięcia OD600 w zakresie od 0,3 do 0,6.Dodaj 1 mM IPTG, aby zindukować ekspresję białek, i hoduj bakterie w temperaturze 30 °C przez 12–16 godzin, a następnie zebrać bakterie poprzez wirowanie przy 5000 G i 4 °C przez 10 minut. Rozpuść osad w buforze odpowiednim do chromatografii powinowactwa, przenieś zawiesinę bakteryjną do mniejszych probówek i poddaj sonikacji na lodzie. Po odwirowaniu lizatu, oczyść rekombinowane białka WSCP z odpowiednim tagiem, używając właściwego, dostępnego komercyjnie systemu chromatografii powinowactwa do oczyszczania białek zgodnie z instrukcjami producenta.Przygotuj fazę wodną emulsji, zmieniając bufor na bufor fosforanowy 50 mM o pH 7,8 i dostosowując stężenie oczyszczonego WSCP do poziomu od 0,5 do 1 mg/ml. Aby przygotować fazę wodną zawierającą surowy lizat bakteryjny z WSCP, wyhoduj komórki E.coli BL21 zawierające plazmid wykazujący ekspresję WSCP w 250 ml LB w temperaturze 37°C do fazy logarytmicznej. Dodaj 1 mM IPTG, aby indukować ekspresję białka, i hoduj bakterie przez noc w temperaturze 30°C.Następnego dnia, po zebraniu komórek bakteryjnych, należy użyć 1-2 mililitrów 50 milimolarnego buforu fosforanowego sodu o pH 7,8 w celu rozpuszczenia osadu. Następnie, po sonikacji, należy odwirować lizat przy 12 000 G i 4 stopniach Celsjusza przez 30 minut. Fazę wodną emulsji przygotowuje się poprzez zmieszanie 0,125 mililitra supernatantu z 0,875 mililitra 50 milimolarnego buforu fosforanowego sodu o pH 7,8.Aby złożyć WSCP z chlorofilem a w emulsji, przenieś 5 mililitrów dokładnie wymieszanej mieszaniny olej-surfaktant do szklanej fiolki i schłodź na lodzie. Dodaj 1 mililitr świeżo przygotowanej, lodowatej fazy wodnej i użyj homogenizatora tkankowego przy 9 500 RPM na lodzie przez dwie minuty, aby wymieszać obie fazy. Od tego momentu, wykonując wszystkie kolejne kroki w zielonym świetle w celu zminimalizowania fotouszkodzeń, dodaj 20 mikrolitrów 25 milimolowej roztworu zapasu chlorofilu a do emulsji.Rozmieśz zawartość, potrząsając i odwracając szklaną fiolkę, aby upewnić się, że chlorofil a jest równomiernie rozłożony w emulsji, a następnie inkubuj na lodzie w ciemności przez 1-2 godziny. Krytycznym krokiem podczas przygotowywania emulsji jest schłodzenie zarówno fazy wodnej, jak i fazy organicznej przed ich zmieszaniem. Następnie, aby rozbić emulsję i oddzielić kropelki wody od fazy organicznej, przenieś emulsję do plastikowych probówek o pojemności 1,5 ml i wiruj przy 14 000 G w temperaturze pokojowej przez pięć minut.Usunąć górną fazę olejową i dodać 1 mililitr oleju mineralnego do fazy dolnej, a następnie dokładnie wymieszać poprzez wirowanie w wibratorze (vortex) lub odwracanie probówki. Po odwirowaniu próbki usunąć górną fazę olejową i powtarzać dodawanie oleju mineralnego oraz wirowanie do momentu uzyskania wyraźnego menisku oddzielającego fazę wodną od fazy oleju mineralnego, bez obecności emulsji pośredniej. Następnie do fazy wodnej dodać 1 mililitr nasyconego wodą eteru dietylowego.Następnie, po wymieszaniu próbki w wirówce typu vortex, odwiruj ją z prędkością 14 000 G przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Po trzecim wirowaniu, w dygestorium, usuń eter dietylowy i pozostaw otwarte probówki na 5-20 minut. Na koniec nałóż fazę wodną zawierającą kompleks WSCP-chlorofil a na kolumnę odsalającą i eluuj buforem odpowiednim dla przyszłych eksperymentów.Próbkę przechowywać w temperaturze 4 stopni Celsjusza, w ciemności, przez maksymalnie jeden miesiąc. Zgodnie z protokołem opisanym w tym filmie, rekombinowane apoproteiny WSCP zostały zmontowane z chlorofilem a w emulsjach wodno-olejowych. Przedstawiono tutaj widma absorbancji i CD kompleksów chlorofilu a z czterema wariantami rekombinowanego WSCP.Wyniki są podobne pod względem położenia pasm końcowych do wcześniej raportowanych widm odpowiednich kompleksów natywnych. Rysunek ten przedstawia poprawny montaż WSCP z chlorofilem a w lizatach z komórek wykazujących ekspresję WSCP, co objawia się zielonym kolorem fazy wodnej. Wynik ten demonstruje potencjał emulsji wodno-olejowych jako systemu szybkiego przesiewowego badania poprawnego montażu WSCP z chlorofilami.Jak wykazano w niniejszym materiale, krople lizatów zawierających WSCP charakteryzują się wyraźną fluorescencją chlorofilu a w obrazach z mikroskopu konfokalnego. Sugeruje to, że poprawny montaż kompleksów WSCP-chlorofil może być wykrywany bezpośrednio w kroplach wody, co może stanowić podstawę dla systemów przesiewowych opartych na emulsjach wodno-olejowych. Po opanowaniu metody, w przypadku jej prawidłowego przeprowadzenia, procedura ta może zająć pięć godzin.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że pracę z chlorofilami należy przeprowadzać szybko, unikając ich wystawienia na działanie światła i tlenu. Po opracowaniu technika ta umożliwiła nam przygotowanie szerokiej gamy rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil, które są wykorzystywane do badania wpływu otoczenia białkowego na właściwości elektrolityczne i widmowe chlorofili. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak ekstrahować i oczyszczać chlorofile z cyjanobakterii oraz jak wbudowywać je w białka rozpuszczalne w wodzie, wykorzystując emulsje wodno-olejowe.Należy pamiętać, że praca z rozpuszczalnikami organicznymi, takimi jak eter, metanol czy aceton, może być szkodliwa i podczas wykonywania tej procedury zawsze należy zachować środki ostrożności, takie jak praca w dygestorium.

water-oil-emulsions-new-system-for-assembling-water-soluble

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Ten protokół szczegółowo opisuje odtwarzanie kompleksów zbierających światło in vitro. Te integralne białka błonowe koordynują chlorofile i karotenoidy i są odpowiedzialne za zbieranie światła w roślinach wyższych i zielonych algach.

In vitro Rekonstytucja kompleksów roślin i zielonych alg zbierających światło

Organiczne cząsteczki barwnika i nanocząstki nanocząsteczkowe pokryte kwasem oleinowym nie są rozpuszczalne w wodzie. Protokół ten opisuje metodę "plug and play", która umożliwia przenoszenie cząsteczek barwnika organicznego i przekształcanie cząstek w górę z ich początkowego rozpuszczalnika hydrofobowego do wody.

Metoda "plug and play" do tworzenia dyspergowalnych w wodzie nanozespołów zawierających amfifilowy polimer, barwniki organiczne i nanocząstki przekształcające się w górę

Ten artykuł opisuje praktyczne metody przygotowania hydrożeli w foliach wolnostojących i impregnowanych membranach oraz charakteryzuje ich właściwości fizyczne, w tym właściwości transportu wody.

Synteza hydrożeli o właściwościach przeciwporostowych jako membran do oczyszczania wody

Ten protokół opisuje klinicznie stosowany sposób rozpuszczania związków hydrofobowych w środowisku wodnym przy użyciu kombinacji samoorganizujących się roztworów peptydów i aminokwasów. Nasza metoda rozwiązuje główne ograniczenie terapii hydrofobowych, w których brakuje bezpiecznych, skutecznych środków rozpuszczalności i metod dostarczania do warunków klinicznych.

Rozpuszczalność związków hydrofobowych w roztworze wodnym z wykorzystaniem kombinacji samoorganizującego się peptydu i aminokwasu

Tutaj prezentujemy dwa ultraszybkie protokoły do rekonstytucji białek błonowych w fuzogenne proteoliposomy oraz fuzji takich proteoliposomów z docelowymi dwuwarstwami lipidowymi w celu bezdetergentowego dostarczania tych białek błonowych do dwuwarstwy pofuzyjnej. Połączenie tych podejść umożliwia szybki i łatwy w obsłudze montaż złożonych, wieloskładnikowych systemów membranowych.

Ultraszybka rekonstytucja białek błonowych w dwuwarstwach lipidowych bez użycia fusogenicznych proteoliposomów naładowanych komplementarnie.

Tutaj prezentujemy protokół izolacji białek wiążących chlorofil a/c (FCP) z okrzemek i włączenia ich do liposomów o naturalnym składzie lipidowym w celu zbadania transferu energii wzbudzenia po zmianie składu jonów.

Izolowanie i włączanie anten zbierających światło z okrzemki Cyclotella Meneghiniana w liposomach z lipidami tylakoidowymi

Na styku rozpuszczalników organicznych i wodnych, dostosowane do potrzeb amfifilowe białka podobne do elastyny łączą się w złożone struktury supramolekularne, takie jak pęcherzyki, włókna i koacerwaty wywołane parametrami środowiskowymi. Opisane protokoły montażu pozwalają uzyskać kompartmenty oparte na błonach białkowych (PMBC) o przestrajalnych właściwościach, umożliwiające enkapsulację różnych ładunków.

Ukierunkowane składanie białek podobnych do elastyny w zdefiniowane struktury supramolekularne i enkapsulacja ładunku in vitro

Przedstawiamy protokół wytwarzania hybrydowej błony lipidowej na granicy woda/powietrze poprzez domieszkowanie dwuwarstwy lipidowej cząsteczkami miedzi (II) 2,9,16,23-tetra-tert-butyl-29H,31H-ftalocyjaniny (CuPc). Powstała hybrydowa błona lipidowa ma strukturę warstwową lipid/CuPc/lipid. Protokół ten może być również stosowany do tworzenia innych funkcjonalnych nanomateriałów.

Samoorganizacja hybrydowych błon lipidowych domieszkowanych hydrofobowymi cząsteczkami organicznymi na granicy faz woda/powietrze

Oleje używane do dostarczania leków mogą zaburzać profil lipidowy pacjentów, co jest niepożądane w chorobach sercowo-naczyniowych. Oleje bogate w kwasy tłuszczowe omega-3 są zdrową alternatywą dla konwencjonalnych olejów i mają ogromny potencjał dla samoemulgowanych systemów dostarczania leków.

Samo-nanoemulgacja zdrowych olejów w celu zwiększenia rozpuszczalności leków lipofilowych

Obecny protokół opisuje montaż liposomów wspomagany oktanolem (OLA), technikę mikroprzepływową do generowania biokompatybilnych liposomów. OLA wytwarza monorozproszone liposomy o rozmiarach mikronów z wydajną enkapsulacją, co pozwala na natychmiastowe eksperymentowanie na chipie. Przewiduje się, że protokół ten będzie szczególnie przydatny w biologii syntetycznej i badaniach nad komórkami syntetycznymi.

Wbudowany zespół liposomów wspomagany oktanolem do bioinżynierii

Ten protokół opisuje system Cell-Free Protein Synthesis (CFPS) używany do budowy syntetycznych komórek. Przedstawiono w nim kluczowe etapy z reprezentatywnymi wynikami w różnych mikrokompartmentach. Protokół ma na celu ustanowienie najlepszych praktyk dla różnych laboratoriów w społeczności komórek syntetycznych, przyspieszając postęp w rozwoju komórek syntetycznych.

Bezkomórkowy system syntezy białek do budowy komórek syntetycznych

Poznaj metodę emulsji woda-w-olej do łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z hydrofobowymi pigmentami. Technika umożliwia badanie interakcji białko-chlorofil bez konieczności tagowania.

Emulsje typu woda w oleju: nowy system łączenia rozpuszczalnych w wodzie białek wiążących chlorofil z pigmentami hydrofobowymi

Przeglądaj więcej filmów