Name: Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 15 s
Description: Naucz się ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy przy użyciu techniki mankietowej bez szwów. Ta metoda upraszcza mikronaczyniowe zespolenia i zwiększa wskaźnik powodzenia w badaniach immunologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Armię, Marynarkę Wojenną, NIH, Siły Powietrzne, VA i Sprawy Zdrowia, aby wesprzeć wysiłki AFIRM II, na podstawie Nagrody nr W81XWH-13-2-0053. U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014 jest biurem przyznającym i zarządzającym akwizycją. Opinie, interpretacje, wnioski i zalecenia są opiniami autora i niekoniecznie są zatwierdzone przez Departament Obrony.
Autorzy chcieliby podziękować Jessice Izzi, D.V.M., Caroline Garrett, D.V.M. i Julie Watson, D.V.M. za ich doskonałe wsparcie weterynaryjne podczas tego badania.

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych Narodowego Instytutu Zdrowia (NIH) i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa (JHUACUC). Poszczególne procedury zostały wykonane zgodnie z zatwierdzonym protokołem ACUC MO13M108. 
1. Operacja dawcy
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy podać środek przeciwbólowy w odpowiednim punkcie czasowym dla każdego preparatu farmakologicznego. Zgodnie z zatwierdzonym protokołem pielęgnacji i stosowania dla zwierząt, należy podać podskórnie 0,1 mg/kg masy ciała buprenorfiny na 1 godzinę przed nacięciem skóry.</li>
	<li>Uspokoić dawcę izofluranem podawanym przez komorę podłączoną do parownika izofluranu w stężeniu 4%; utrzymywać sedację i znieczulenie na poziomie 2% przez stożek nosowy. Wykonaj odbicie wycofania szczypania palców u stóp, aby monitorować głębokość znieczulenia przed rozpoczęciem zabiegu.</li>
	<li>Nosić maski, jednorazowe fartuchy izolacyjne i rękawiczki.</li>
	<li>Ogolić obszar operacyjny, w szczególności kończynę tylną i pachwinę, i przygotować 10% Powidon - Jod.</li>
	<li>Użyj sterylnej serwety polowej, narzędzi sterylizowanych w autoklawie i mikroskopu o dużym powiększeniu (40X).</li>
	<li>Wykonaj nacięcie skóry pachwiny za pomocą nożyczek proksymalnie do połowy uda i obwodowo połącz nacięcie, aby oddzielić tylną kończynę od reszty ciała myszy.</li>
	<li>Zidentyfikuj i wypreparuj tętnicę udową, żyłę i nerw. Oddziel wszystkie trzy struktury za pomocą kleszczy i mikronożyczek.</li>
	<li>Po wypreparowaniu szypułki naczyniowej podziel naczynia na poziomie więzadła pachwinowego za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Następnie kontynuuj dzielenie poszczególnych grup mięśni brzusznych (gracilis i przyśrodkowe uda) oraz grzbietowych 20 proksymalnie na poziomie połowy uda, aby oddzielić przeszczep od zwierzęcia dawcy za pomocą nożyczek.</li>
	<li>Przeciąć kość udową i przeciąć w środku trzonu kości udowej za pomocą nożyczek.</li>
	<li>Poddać zwierzę eutanazji przez przedawkowanie izofluranu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy. Potwierdź ustanie bicia serca i oddychania.</li>
	<li>Przepłukać kończynę 2 ml zimnego (4 °C) soli fizjologicznej w postaci heparyny (30 I.E.) za pomocą igły płuczącej o sile 33 G umieszczonej na strzykawce (patrz Tabela Materiałów).</li>
	<li>Umieść jeden mankiet poliimidowy odpowiednio na żyle udowej i tętnicy.</li>
	<li>Zawiń szczepionkę w mokrą bawełnianą gazę, umieść na szalce Petriego i przechowuj w temperaturze 4 °C do momentu włożenia.</li>
</ol>
2. Operacja odbiorcy
<ol>
	<li>Usunięcie kończyny tylnej
	<ol>
		<li>Przed zabiegiem należy podać środek przeciwbólowy w odpowiednim punkcie czasowym dla każdego preparatu farmakologicznego. Zgodnie z zatwierdzonym protokołem opieki i stosowania zwierząt, należy zastosować 0,1 mg/kg masy ciała buprenorfiny SC na 1 godzinę przed nacięciem skóry.</li>
		<li>Uspokoić dawcę izofluranem podawanym przez komorę podłączoną do parownika izofluranu w stężeniu 4%; utrzymywać sedację i znieczulenie na poziomie 2% przez stożek nosowy. Wykonaj odbicie wycofania szczypania palców u stóp, aby monitorować głębokość znieczulenia przed rozpoczęciem zabiegu.</li>
		<li>Użyj maści weterynaryjnej na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
		<li>Ogolić obszar operacyjny, w szczególności kończynę tylną i pachwinę, a następnie przygotować się z 10% Powidonem - jodem.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie skóry pachwiny za pomocą nożyczek proksymalnie do połowy uda i obwodowo połącz nacięcie, aby oddzielić tylną kończynę od reszty ciała myszy.</li>
		<li>Zidentyfikuj i wypreparuj tętnicę udową, żyłę i nerw oraz oddziel wszystkie trzy struktury za pomocą kleszczy i mikronożyczek.</li>
		<li>Po wypreparowaniu szypułki naczyniowej zaciśnij naczynia udowe na poziomie więzadła pachwinowego.</li>
		<li>Przeciąć naczynia dystalnie na poziomie powierzchownej tętnicy nadbrzusza.</li>
		<li>Następnie kontynuuj dzielenie poszczególnych grup mięśni brzusznych (gracilis i przyśrodkowych ud) oraz grzbietowych 20 proksymalnie na poziomie połowy uda, aby oddzielić rodzimą tylną kończynę od zwierząt biorców za pomocą nożyczek.</li>
		<li>Przeciąć kość udową w środku trzonu kości udowej za pomocą nożyczek.</li>
		<li>Kauteryzuj wcześniej przecięte mięśnie ud, aby zapobiec krwawieniu z miejsca rozwarstwienia, a tym samym utracie krwi biorcy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Implantacji
	<ol>
		<li>Zminimalizuj utratę płynów, przepłukując pole operacyjne ciepłą solą fizjologiczną (37 °C) i wstrzykując 0,3 ml ciepłej soli fizjologicznej przed i po operacji.</li>
		<li>Umieścić przeszczep w sposób, który odzwierciedla dokładne położenie anatomiczne rodzimej kończyny tylnej, wyrównując kość udową biorcy i przeszczep, a następnie połączyć je za pomocą igły rdzeniowej 20 G jako pręta śródszpikowego.</li>
		<li>Połączyć brzuszne i grzbietowe grupy mięśni za pomocą wchłanialnego materiału do szycia (6-0 Polysorb).</li>
		<li>Połączyć naczynia udowe za pomocą techniki mankietu bez szwu; szczegółowo naciągnąć naczynie po stronie biorczej na mankiety wcześniej zamontowane na końcach naczynia przeszczepu. Użyj nylonowego szwu 10-0 i wykonaj opaskę obwodową, aby przymocować naczynie biorcze do mankietu.</li>
		<li>Następnie zwolnij zaciski. Na tym etapie sprawdź wzrokowo rotację mankietu i optymalne ustawienie, aby zapobiec nieprawidłowemu obracaniu się i załamywaniu naczyń.</li>
		<li>Wykonaj skrupulatną hemostazę za pomocą elektrokoagulacji, ze szczególnym uwzględnieniem interfejsu biorcy mięśnia i końców kostnych.</li>
		<li>Zamknij skórę za pomocą niewchłanialnych szwów nylonowych (6-0 Ethilon).</li>
		<li>Ustal warunki normotermiczne, pozwalając zwierzęciu dojść do siebie w klatce pod lampą grzewczą. Kontynuuj regularne monitorowanie przez co najmniej 4 godziny przed powrotem do obiektu mieszkalnego.</li>
		<li>Zapewnij znieczulenie pooperacyjne z buprenorfiną w dawce 0,1 mg/kg podskórnie co 6-8 godzin przez 3 dni.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Khalifian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+transplantation%3A+the+first+9+years%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Facial transplantation: the first 9 years.</a> Lancet. , (2014).</li>
<li>Petruzzo, P., Dubernard, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+International+Registry+on+Hand+and+Composite+Tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Transpl%22%5BJournal%5D)">The International Registry on Hand and Composite Tissue allotransplantation.</a> Clin. Transpl. , 247-253 (2011).</li>
<li>Shores, J. T., Brandacher, G., Lee, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hand+and+Upper+Extremity+Transplantation%3A+An+Update+of+Outcomes+in+the+Worldwide+Experience%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Hand and Upper Extremity Transplantation: An Update of Outcomes in the Worldwide Experience.</a> Plast. Reconstr. Surg. , (2014).</li>
<li>Levi, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+abdominal+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the abdominal wall.</a> Lancet. 361, 2173-2176 (2003).</li>
<li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22N.Engl.J.+Med%22%5BJournal%5D)">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> N.Engl.J. Med. 344, 1676-1679 (2001).</li>
<li>Rose, K. G., Sesterhenn, K., Wustrow, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+allotransplantation+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Tracheal allotransplantation in man.</a> Lancet. 1, 433(1979).</li>
<li>Hofmann, G. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allogeneic+vascularized+transplantation+of+human+femoral+diaphyses+and+total+knee+joints--first+clinical+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Allogeneic vascularized transplantation of human femoral diaphyses and total knee joints--first clinical experiences.</a> Transplant. Proc. 30, 2754-2761 (1998).</li>
<li>Hu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preliminary+report+of+penile+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Urol%22%5BJournal%5D)">A preliminary report of penile transplantation.</a> Eur. Urol. 50, 851-853 (2006).</li>
<li>Brannstrom, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Livebirth+after+uterus+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Livebirth after uterus transplantation.</a> Lancet. , (2014).</li>
<li>Sarhane, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnosing+skin+rejection+in+vascularized+composite+allotransplantation%3A+advances+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Diagnosing skin rejection in vascularized composite allotransplantation: advances and challenges.</a> Clin. Transplant. 28, 277-285 (2014).</li>
<li>Schneeberger, S., Khalifian, S., Brandacher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunosuppression+and+monitoring+of+rejection+in+hand+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Tech.+Hand+Up.+Extrem.+Surg%22%5BJournal%5D)">Immunosuppression and monitoring of rejection in hand transplantation.</a> Tech. Hand Up. Extrem. Surg. 17, 208-214 (2013).</li>
<li>Lee, W. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relative+antigenicity+of+components+of+a+vascularized+limb+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Relative antigenicity of components of a vascularized limb allograft.</a> Plast. Reconstr. Surg. 87, 401-411 (1991).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemiface+allotransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Hemiface allotransplantation in the mouse.</a> Plast. Reconstr. Surg. 129, 867-870 (2012).</li>
<li>Ibrahim, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+heterotopic+swine+hind+limb+transplant+model+for+translational+vascularized+composite+allotransplantation+%28VCA%29+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research.</a> J Vis Exp. , (2013).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> J Vis Exp. , (2014).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+hind+limb+transplantation%3A+a+new+composite+tissue+allotransplantation+model+using+nonsuture+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery.</a> Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).</li>
<li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141, 682-689 (2007).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+heterotopic+arterialized+liver+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse.</a> J. Surg. Res. 93, 97-100 (2000).</li>
<li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse limb transplantation model.</a> Microsurgery. 19, 209-213 (1999).</li>
<li>Schneeberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper-extremity+transplantation+using+a+cell-based+protocol+to+minimize+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Upper-extremity transplantation using a cell-based protocol to minimize immunosuppression.</a> Ann. Surg. 257, 345-351 (2013).</li>
<li>Azari, K., Brandacher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite allotransplantation.</a> Curr Opin Organ Transplant. 18, 631-632 (2013).</li>
<li>Pomahac, B., Gobble, R. M., Schneeberger, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+and+hand+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Perspect.+Med%22%5BJournal%5D)">Facial and hand allotransplantation.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, (2014).</li>
<li>Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+and+limits+of+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Perspect.+Med%22%5BJournal%5D)">Lessons and limits of mouse models.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Med. 3, a015495(2013).</li>
<li>Lin, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neck+as+a+preferred+recipient+site+for+vascularized+composite+allotransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Plast.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse.</a> Plast. Reconstr. Surg. 133, 133e-141e (2014).</li>
<li>Shapiro, R. I., Cerra, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+reimplantation+and+transplantation+of+a+complex+organ%3A+the+rat+hind+limb%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb.</a> J. Surg. Res. 24, 501-506 (1978).</li>
<li>Leto Barone, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+gracilis+myocutaneous+free+flap+in+swine%3A+an+advantageous+preclinical+model+for+vascularized+composite+allograft+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">The gracilis myocutaneous free flap in swine: an advantageous preclinical model for vascularized composite allograft transplantation research.</a> Microsurgery. 33, 51-55 (2013).</li>
<li>Mathes, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preclinical+canine+model+for+composite+tissue+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">A preclinical canine model for composite tissue transplantation.</a> J. Reconstr. Microsurg. 26, 201-207 (2010).</li>
<li>Barth, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+survival+of+composite+facial+allografts+in+non-human+primates+associated+with+posttransplant+lymphoproliferative+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Prolonged survival of composite facial allografts in non-human primates associated with posttransplant lymphoproliferative disorder.</a> Transplantation. 88, 1242-1250 (2009).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Res+C+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Res C Embryo Today. 96, 39-50 (2012).</li>
<li>Foster, R. D., Liu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hindlimb+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hindlimb transplantation in the mouse.</a> J. Reconstr. Microsurg. 19, 49(2002).</li>
<li>Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Mouse+Model+for+Heterotopic+Limb+and+Composite-Tissue+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Development of a Mouse Model for Heterotopic Limb and Composite-Tissue Transplantation.</a> J. Reconstr. Microsurg. 17, 267-274 (2001).</li>
<li>Zhang, F., Shi, D. Y., Kryger, Z., Moon, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse limb transplantation model.</a> Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).</li>
<li>Schneeberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atypical+acute+rejection+after+hand+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Atypical acute rejection after hand transplantation.</a> Am. J. Transplant. 8, 688-696 (2008).</li>
<li>Mathes, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+mixed+hematopoietic+chimerism+permits+tolerance+of+vascularized+composite+allografts+across+a+full+major+histocompatibility+mismatch+in+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Int%22%5BJournal%5D)">Stable mixed hematopoietic chimerism permits tolerance of vascularized composite allografts across a full major histocompatibility mismatch in swine.</a> Transpl. Int. 27, 1086-1096 (2014).</li>
<li>Yamada, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+CTLA4Ig+for+induction+of+mixed+chimerism+and+renal+allograft+tolerance+in+nonhuman+primates%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Use of CTLA4Ig for induction of mixed chimerism and renal allograft tolerance in nonhuman primates.</a> Am. J. Transplant. 14, 2704-2712 (2014).</li>
<li>Sachs, D. H., Kawai, T., Sykes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+tolerance+through+mixed+chimerism%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb.+Perspect.+Med%22%5BJournal%5D)">Induction of tolerance through mixed chimerism.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, a015529(2014).</li>
<li>Kawai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> N. Engl. J. Med. 358, 353-361 (2008).</li>
<li>Kawai, T., Sachs, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tolerance+induction%3A+hematopoietic+chimerism%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Organ+Transplant%22%5BJournal%5D)">Tolerance induction: hematopoietic chimerism.</a> Curr Opin Organ Transplant. 18, 402-407 (2013).</li>
<li>Kawai, T., Sachs, D. H., Sykes, M., Cosimi, A. .B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> N. Engl. J. Med. 368, 1850-1852 (2013).</li>
<li>Leventhal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimerism+and+tolerance+without+GVHD+or+engraftment+syndrome+in+HLA-mismatched+combined+kidney+and+hematopoietic+stem+cell+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Transl.+Med%22%5BJournal%5D)">Chimerism and tolerance without GVHD or engraftment syndrome in HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation.</a> Sci. Transl. Med. 4, 124-128 (2012).</li>
<li>Cendales, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Banff+2007+working+classification+of+skin-containing+composite+tissue+allograft+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">The Banff 2007 working classification of skin-containing composite tissue allograft pathology.</a> Am. J. Transplant. 8, 1396-1400 (2008).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnego interesu finansowego.

Allotransplantacja unaczyniona, taka jak przeszczep kończyny górnej i twarzy w celu rekonstrukcji wyniszczających ubytków tkanki, rozwinęła się jako ważna opcja leczenia dla pacjentów, którzy nie są przystosowani do konwencjonalnych procedur rekonstrukcyjnych. Postęp techniczny w dziedzinie mikrochirurgii rekonstrukcyjnej, a także ogromne doświadczenie w stosowaniu silnych terapii immunosupresyjnych i immunomodulujących w transplantacji narządów litych, umożliwiają obecnie długoterminowe przeżycie przeszczepu allogeniczn...

Późne lata dziewięćdziesiąte zwiastowały pionierskie dni transplantacji rekonstrukcyjnej, z pierwszym udanym przeszczepem ręki przeprowadzonym we Francji w 1998 roku. Od tego czasu zastosowanie VCA do rekonstrukcji wyniszczających ubytków tkanek jest z powodzeniem stosowane u szerokiego spektrum pacjentów. Do tej pory na świecie liczy się 76 biorców 112 kończyn górnych, a także 31 twarzy 1-3. Ponadto wykonano kilka innych rodzajów VCA, takich jak ściana brzucha 4, krtań 5, tchawica 6, unaczynione stawy 7, a nawet penis 8. Co więcej, niedawno odnotowano przypadki urodzenia żywego dziecka po przeszczepieniu macicy 9. To rosnące doświadczenie świata wskazuje na to, w jaki sposób przeszczep rekonstrukcyjny stał się ważną opcją terapeutyczną dla pacjentów cierpiących na poważne funkcjonalne ubytki tkanki, których nie można naprawić za pomocą konwencjonalnej chirurgii i leczenia rekonstrukcyjnego i odtwórczego. 
Podczas gdy pomysł zastąpienia "podobnego podobnym" wywołał entuzjazm kliniczny, początkowy sceptycyzm nadal przeważa w odniesieniu do skutków ubocznych konwencjonalnej immunosupresji w wysokich dawkach, wymaganych do utrzymania alloprzeszczepów i ich funkcji 10,11. Jednak, jak wykazano w przełomowej pracy Lee i wsp., te kompozytowe przeszczepy są mniej podatne na odrzucenie niż ich poszczególne składniki, a ponadto niektóre składniki tkanki, takie jak unaczyniony przedział kostny, podsyciły optymizm, ponieważ mogą wywierać unikalne efekty immunologiczne na równowagę akceptacji i odrzucenia immunologicznego 12. 
Nasza grupa była pionierem kilku mikrochirurgicznych modeli zwierzęcych do przeszczepów narządów litych, a także unaczynionej allotransplantacji kompozytowej 13-19. W tym miejscu opisujemy nowatorski zabieg chirurgiczny wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do wykonania super zespolenia mikronaczyniowego w ortotopowym modelu przeszczepu kończyn tylnych myszy. Ten model przeszczepu stanowi użyteczne narzędzie do badania mechanizmów akceptacji i odrzucania immunologicznego, a także roli poszczególnych składników tkanki, takich jak unaczyniony przedział szpiku kostnego, w kierunku indukcji tolerancji w immunologicznie wszechstronnym środowisku gatunków myszy. Dodatkowo, ortotopowe umiejscowienie kończyny otwiera możliwości regeneracji nerwów i badań funkcjonalnych, które są niezwykle ważne dla ustalenia VCA.

<table><tbody><tr><td>Szew, szew nylonowy 6-0</td><td>MWI</td><td>31849</td><td></td></tr>, szew <tr><td>6-0 Polysorb</td><td>MWI</td><td>72667</td><td></td>, rurka</tr><tr>poliamidowa<td>10-0 Nylon</td><td>Aero Surgical</td><td>TK-107038</td><td></td></tr><tr><td>, rozmiar 25</td><td>Vention Medical</td><td>141-0023</td><td></td></tr><tr><td>rurka poliimidowa, rozmiar 27</td><td>Vention Medical</td><td>141-0015</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski mikronaczyniowe (pojedyncze)</td><td>Synovis</td><td>00396</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski mikronaczyniowe (podwójne)</td><td>Synovis</td><td>00414</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>Synovis</td><td>SAS-18</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokleszcze</td><td>Synovis</td><td>FRS-15 RM-8</td><td></td></tr><tr><td>Mikrorozszerzacze</td><td>Synovis</td><td>FRS-15 RM-8D.1</td><td></td></tr><tr><td>Mikroigłownik</td><td>Synovis</td><td>C-14</td><td></td></tr><tr><td>Aplikator Micro-Clamp</td><td>Synovis</td><td>CAF-4</td><td></td></tr><tr><td>Igła do mikropłukania</td><td>Hamilton</td><td></td><td>10MM, 30&deg;, 33G</td></tr><tr><td>Lactated Ringers Solution</td><td>Fisher Scientific NC9968051</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>Wymagany numer DEA; Pozyskiwany z apteki szpitalnej.</td></tr><tr><td>Enrofloksacyna; Baytril</td><td>Bayer Health Care</td><td>186599</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td></td><td></td><td>Pozyskiwana z apteki szpitalnej</td></tr></tbody></table>

ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

Systemy modeli zwierzęcych in vivo, a w szczególności modele mysie, przekształciły się w potężne i wszechstronne narzędzia naukowe niezbędne do prowadzenia podstawowych i translacyjnych badań w dziedzinie medycyny transplantacyjnej. Dostępna jest szeroka gama odczynników, w tym przeciwciała mono- i poliklonalne zarówno do zastosowań diagnostycznych, jak i interwencyjnych. Ponadto ogromna liczba genotypowanych, wsobnych, transgenicznych i nokautujących szczepów pozwala na szczegółowe badanie indywidualnego wkładu składników humoralnych i komórkowych w złożone wzajemne oddziaływanie odpowiedzi immunologicznej i sprawia, że mysz jest złotym standardem w badaniach immunologicznych. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) wyznacza nową dziedzinę transplantacji przy użyciu alloprzeszczepów w celu zastąpienia "podobnego podobnym" u pacjentów cierpiących na urazową lub wrodzoną utratę tkanki. Ten chirurgiczny protokół metodologiczny pokazuje zastosowanie techniki mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego w ortotopowym modelu przeszczepu kończyn tylnych myszy. Model ten pozwala w szczególności na porównanie ustalonych paradygmatów przeszczepiania narządów litych z nową formą przeszczepów składającą się z różnych składników tkankowych. Wyjątkowo, model ten pozwala na przeszczepienie żywotnego unaczynionego przedziału i niszy szpiku kostnego, które mogą wywierać korzystny wpływ na równowagę akceptacji i odrzucenia układu odpornościowego. Technika ta stanowi narzędzie do badania rozpoznawania alloantygenów oraz odrzucania i akceptacji przeszczepu allogenicznego, a także umożliwia prowadzenie badań nad funkcjonalną regeneracją nerwów w celu dalszego rozwoju tej nowej dziedziny transplantacji.

Przeprowadzenie unaczynionego alloprzeszczepu złożonego w modelu mysim z wykorzystaniem techniki bezszwowego mankietu pozwala na osiągnięcie doskonałego i długotrwałego przeżycia przeszczepu oraz zwierzęcia, co pokazano na Rysunku 1. Co więcej, stanowi to niezawodną metodę uzyskiwania powtarzalnych wyników stopniowego odrzucania alloprzeszczepu w unaczynionej allotransplantacji złożonej, co dokumentują obrazy przedstawione na Rysunku 2. Histologia H&amp;E...

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Ogólnym celem tego filmu instruktażowego jest przedstawienie mysiego modelu ortotopowego przeszczepu kończyny tylnej z wykorzystaniem techniki mankietowej bezszwowej do supermikronaczyniowej anastomozy. Modele zwierzęce mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia i leczenia chorób ludzi i utorowały drogę do tego, aby transplantologia rekonstrukcyjna stała się rzeczywistością kliniczną w ciągu ostatnich dwóch dekad. Ten konkretny model może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące patofizjologii odpowiedzi alloimmunologicznej specyficznej dla unaczynionych allograftów złożonych.Główną zaletą tej techniki jest to, że metoda mankietu bezszwowego znacznie zmniejsza stopień skomplikowania i zwiększa wskaźnik sukcesu tej procedury supermikronaczyniowej. Po potwierdzeniu odpowiedniego poziomu sedacji poprzez ucisk palca u nogi, należy ogolić kończynę tylną oraz pachwinę zwierzęcia dawcy. Następnie skórę należy zdezynfekować 10% jodopowidonomem i umieścić mysz pod mikroskopem stereoskopowym.Za pomocą nożyczek rozpocznij pobieranie kończyny dawcy, wykonując nacięcie skóry w pachwinie, proksymalnie względem obszaru połowy uda. Połącz nacięcia okrężnie, aby oddzielić kończynę tylną od reszty ciała. Zidentyfikuj i wypreparuj tętnicę, żyłę oraz nerw udowy.Następnie za pomocą pęsety i mikronożyczek oddziel trzy struktury. Aby zapewnić sukces procedury, niezbędne jest zastosowanie techniki „no touch”, która zapobiega mikrourazom ściany naczynia. Po wypreparowaniu szypuły naczyniowej należy użyć mikronożyczek, aby przeciąć naczynia na wysokości więzadła pachwinowego.Kontynuuj rozdzielanie poszczególnych grup mięśni brzusznych i grzbietowych mniej więcej w połowie uda, aby oddzielić przeszczep od zwierzęcia dawcy. Następnie przetnij kość udową, wykonując cięcie w połowie trzonu kości udowej. Za pomocą strzykawki z igłą o rozmiarze 33 G przepłucz pobraną kończynę 2 ml soli fizjologicznej w temperaturze 4 °C z dodatkiem heparyny.Następnie załóż poszczególne mankiety polimidowe na żyłę i tętnicę udową. Przeszczep należy przechowywać w mokrej gazie bawełnianej w szalce Petriego w temperaturze 4 °C do momentu wszczepienia. Montaż pesis na mankietach polimidowych jest najważniejszym etapem całej procedury.Ponieważ błędna technika szycia może upośledzić przepływ krwi, a niewłaściwy ucisk tkanek może odsłonić niektóre tkanki antybiotykowe, zwiększając prawdopodobieństwo powstania zakrzepicy. Aby usunąć tylną kończynę biorcy, wstrzyknij 0,3 ML ciepłej soli fizjologicznej do jamy otrzewnej. Wykonaj nacięcie okalające wokół tylnej kończyny, a następnie zidentyfikuj i wypreparuj tętnicę udową, żyłę oraz nerw udowy, zgodnie z wcześniejszą demonstracją.Po wypreparowaniu szypuły naczyniowej należy zacisnąć naczynia udowe na wysokości więzadła pachwinowego. Następnie naczynia należy przeciąć dystalnie na wysokości tętnicy nadbrzusznej powierzchownej. Kontynuuj rozdzielanie poszczególnych grup mięśni brzusznych i grzbietowych mniej więcej w połowie uda, aby oddzielić natywną kończynę tylną od zwierzęcia biorcy.Następnie przetnij kość udową w połowie trzonu kości udowej. Używając igły spinalnej 20G jako pręta śródszpikowego, wyrównaj kości udowe biorcy i przeszczepu w naturalnej pozycji kończyny tylnej. Połącz kości udowe dawcy i biorcy.Użyj wchłanialnego materiału szewnego, aby zbliżyć brzuszne i grzbietowe grupy mięśniowe. Precyzyjne i szybkie wykonanie tego wyrównania zapobiega przedłużonej utracie krwi z jamistości kostnej. Aby połączyć naczynia udowe, naciągnij stronę naczynia biorcy na mankiety poliimidowe.Następnie należy użyć szwu nylonowego 10-0, aby przymocować naczynie biorcy do mankietu za pomocą wiązania okrężnego. Po ustabilizowaniu naczynia należy zwolnić zaciski i wizualnie sprawdzić, czy mankiety nie są obrócone.Wizualnie zweryfikuj homeostazę i użyj elektrokoagulacji, aby zatamować wszelkie źródła krwawienia. Następnie zamknij skórę za pomocą niewchłanialnych szwów nylonowych. Monitoruj zwierzę do czasu jego pełnego powrotu do zdrowia.Przeprowadzenie unaczynionego przeszczepu złożonego od innego osobnika tego samego gatunku w modelu mysim z wykorzystaniem tej techniki bezszwowej z użyciem mankietu ułatwia osiągnięcie doskonałego i długotrwałego przeżycia przeszczepu oraz zwierzęcia. Ponadto technika ta stanowi niezawodną metodę uzyskiwania powtarzalnych wyników stopniowego odrzucania alloprzeszczepu oraz modelu unaczynionego przeszczepu złożonego, co zostało udokumentowane na zdjęciach. Co więcej, analiza histologiczna tkanek pobranych od zwierząt w fazie odrzucania dodatkowo podkreśla powtarzalną dynamikę odrzucania alloprzeszczepu w tym modelu mysim.Po opanowaniu, technika ta może zostać wykonana w czasie od 90 do 120 minut, pod warunkiem właściwego przeprowadzenia procedury. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby zwrócić szczególną uwagę na obchodzenie się z tkanką i unikać jakiegokolwiek krwawienia. Po dopracowaniu technika ta może utorować drogę badaczom w dziedzinie transplantologii rekonstrukcyjnej.Aby zgłębić podstawowe pytania mechanistyczne dotyczące alloimmunologii unaczynionych przeszczepów złożonych. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat wykonywania wszystkich krytycznych etapów ortotopowego przeszczepu kończyny tylnej u myszy.

orthotopic-hind-limb-transplantation-in-the-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

W niniejszej pracy opisujemy procedurę ortotopowego przeszczepienia kończyny tylnej szczura, która wydaje się być złotym standardem modelu in vivo w badaniach nad allotransplantacją tkanek złożonych.

Ortotopowe przeszczepianie kończyny tylnej u szczurów

Opisujemy technikę, w której fragment aorty brzusznej myszy jest przeszczepiany ortotopowo tuż poniżej tętnic nerkowych u biorcy allogenicznego lub syngenicznego. Technika ta może być przydatna w badaniach, w których za korzystne uznaje się przeszczepienie dużych tętnic o jednolitym rozmiarze.

Ortotopowy przeszczep aorty u myszy do badań nad chorobami naczyniowymi

Technika jest demonstrowana dla procedury mikrochirurgicznej do heterotopowego przeszczepu serca u myszy, w tym uproszczone metody pobierania dawców i zespolenia naczyń biorców.

Zmodyfikowana metoda heterotopowego przeszczepu serca myszy

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Ten protokół przedstawia solidny, powtarzalny model unaczynionego kompozytowego allotransplantu (VCA) nastawiony na jednoczesne badanie immunologii i funkcjonalnego odzyskiwania. Czas zainwestowany w skrupulatną technikę przeszczepu ortotopowego prawej kończyny tylnej w połowie uda z ręcznie szytymi zespoleniami naczyniowymi i koaaptacją neuronalną daje możliwość badania funkcjonalnej regeneracji.

Kolejny krok: ortotopowy model przeszczepu kończyn tylnych z koaaptacją neuronalną w celu maksymalizacji powrotu do sprawności u szczura

Ten artykuł przedstawia częściowy protokół heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego u szczurów i jego potencjalne wyniki w obserwacji średnioterminowej.

Częściowy heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych u szczurów

W tym protokole omawiamy implementację modelu udanego ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy. Dodatkowo omówiono adiuwanty do dalszej analizy drożności przeszczepu allogenicznego po udanym OLT u myszy, w szczególności z wykorzystaniem skanów tomografii mikrokomputerowej (microCT).

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Przedstawiamy powtarzalny model myszy heterotopowej allotransplantacji naczyń tylnych kończyn do szyi, unaczynionej allotransplantacji. Ten protokół supermikrochirurgiczny, obejmujący anastomozę naczyń o średnicy 0,3-0,5 mm, integruje naprowadzanie z włókna nylonowego oraz mankietowanie żylne. Stanowi wiarygodną platformę do badań translacyjnych nad tolerancją, uszkodzeniem niedokrwienia i reperfuzją oraz mechanizmami immunologicznymi w naczyniowej allotransplantacji złożonej.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Naucz się ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy przy użyciu techniki mankietowej bez szwów. Ta metoda upraszcza mikronaczyniowe zespolenia i zwiększa wskaźnik powodzenia w badaniach immunologicznych.

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Przeglądaj więcej filmów