April 2nd, 2016
Eksperymentalne potwierdzenie aktywności wzmacniacza najlepiej podejść poprzez analizę utraty funkcji. Przedstawiono tutaj skuteczny protokół, który wykorzystuje delecję za pośrednictwem CRISPR/Cas9 do badania specyficznej dla alleli regulacji transkrypcji genów w komórkach F1 ES, które zawierają genom hybrydowy (Mus musculus129 x Mus castaneus).
Ogólnym celem tej procedury jest wykorzystanie delecji za pośrednictwem allelu CRISPR/Cas9 do zbadania regulacji transkrypcji genów w embrionalnych komórkach macierzystych myszy. Główną zaletą tej techniki, która wykorzystuje genom hybrydowy do generowania i analizowania delecji monoallelicznych. Zamiast tego eliminuje potrzebę analizowania wzmocnionych delecji monoallelicznych, które mogą nie być żywotne.
Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie genomiki funkcjonalnej. Na przykład, który gen reguluje konkretny wzmacniacz i jak bardzo ten gen jest zależny od dowolnego wzmacniacza dla swojej aktywności. Ta metoda może zapewnić wgląd w pluripotencję komórek macierzystych, ale może być również stosowana w innych systemach.
Na przykład może pomóc nam zrozumieć, w jaki sposób komórki macierzyste zmieniają swój los, stając się neuronami, komórkami krwi lub mięśniami. Po zaprojektowaniu, skonstruowaniu i potwierdzeniu sekwencji przewodnika RNA lub gRNA, które ma być użyte, przygotuj się do transfekcji plazmidów wolnych od endotoksyn do komórek ES. Za pomocą wirówki osadzać od jednego razy dziesięć do szóstego embrionalnych komórek macierzystych F1 powstałych przez skrzyżowanie Mus musculus 129 z Mus castaneus w probówce o pojemności 1,5 mililitra w ilości 300 razy g'przez pięć minut.
Po odwirowaniu wyrzucić supernatant i dodać 100 mikrolitrów buforu do sporządzania zawiesiny dostarczonego przez producenta zestawu. W celu delecji docelowego regionu DNA dodaj po pięć mikrogramów plazmidów P Cas9, GFP, 5-prime i 3-prime gRNA. Za pomocą pipety delikatnie wymieszaj.
Unikaj wprowadzania jakichkolwiek bąbelków. Następnie za pomocą elektronicznej końcówki pipety mikroporatora zassać 100 mikrolitrów mieszanki do elektroporacji, uważając, aby nie wprowadzić powietrza do końcówki. Następnie podłącz pipetę do urządzenia do transfekcji.
Wybierz odpowiedni protokół i naciśnij start. Podczas gdy elektroporacja jest uruchomiona, obserwuj końcówkę. Przy prawidłowym ustawieniu z elektrody rurkowej powinny wydostać się drobne pęcherzyki.
Iskra wskazuje na obecność pęcherzyka powietrza i będzie zakłócać transfekcję. W takim przypadku elektroporację należy powtórzyć z nową partią ogniw. Po elektroporacji wyrzuć transfekowane komórki do dziesięciocentymetrowego naczynia pokrytego żelatyną, zawierającego dziesięć mililitrów pożywki z ogniw ES.
Inkubuj transfekowane komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza, 5% dwutlenku węgla. Po 48 godzinach użyj cytometru przepływowego, aby posortować i wyizolować dziewięć odlanych komórek ES z dodatnim wynikiem GFP. Następnie podaj od 1 do 1,5 razy 10 do czwartej komórki dodatniej GFP w 10-centymetrowym, pokrytym żelatyną naczyniu zawierającym 10 mililitrów pożywki z komórek ES.
Posiew o tak niskiej gęstości ułatwi pobieranie pojedynczych kolonii komórek ES. Cztery do pięciu dni później użyj mikroskopu, aby zidentyfikować pojedyncze, kuliste, pojedyncze kolonie komórek ES. Za pomocą pipety przenieś każdą kolonię do jednego dołka 96-dołkowej płytki wstępnie potraktowanej żelatyną i zawierającej 30 mikrolitrów tripsom.
Gdy wszystkie kolonie zostaną zebrane i zdysocjowane na pożywkę, hoduj komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza w inkubatorze dwutlenku węgla, aż większość studzienek będzie zlewać się w ponad 70%. Zwykle trwa to około dwóch dni. Gdy komórki są gotowe do podziału, usuń pożywkę i dodaj 30 mikrolitrów tripsom.
Inkubuj komórki przez pięć minut. Następnie do każdej studzienki dodaj 180 mikrolitrów pożywki komórkowej ES, aby zneutralizować tripsom. Pipetować w górę i w dół, aby uzyskać zawiesinę pojedynczej komórki.
Z każdej studzienki przenieś 70 mikrolitrów na każdą z trzech pokrytych żelatyną 96-dołkowych płytek zawierających 130 mikrolitrów pożywki z komórek ES w każdym dołku. Inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Gdy płytki osiągną zbieżność od 70 do 85%, użyj ich do przeprowadzenia genotypowania i analizy ekspresji każdego klonu, zgodnie z opisem w kolejnych sekcjach.
Zamrażać zapasy komórek zgodnie z opisem w dokumencie towarzyszącym. W tym przypadku zostaną zaprojektowane cztery zestawy starterów, które przesiewają klony pod kątem pożądanego usunięcia. Należą do nich: startery wewnętrzne, startery zewnętrzne i startery flankujące gRNA zarówno dla miejsc docelowych gRNA 5-prime, jak i 3-prime.
Zacznij od odwiedzenia pokazanej tutaj strony internetowej, aby uzyskać polimorfizm pojedynczego nukleotydu lub ślad snipa odpowiadający genotypom 129 i Cas. Spowoduje to przekierowanie do strony internetowej Mitchell Lab CRISPR. Tam kliknij na podany link.
Strona będzie przekierowywać do przeglądarki genomu UCSC zawierającej ścieżkę wyświetlającą wycinki między genomami 129 i Cas w zespole genomu myszy MM-9. Następnie wprowadź współrzędne regionu, który ma zostać usunięty. i kliknij idź"Powiększ region około 500 par zasad w środku żądanego usunięcia zawierającego więcej niż trzy wycinki.
Konstrukcja podkładu specyficznego dla alleli może być skomplikowana, jeśli nożyce są rzadkie. Jeśli nie jest możliwe zaprojektowanie bezwzględnych starterów specyficznych dla alleli, można użyć umiarkowanych starterów specyficznych dla alleli. Pamiętaj tylko, aby porównać wartości CT między usuniętymi i nieusuniętymi klonami podczas analizy wyników qPCR.
Teraz kliknij Widok"w górnym panelu. Z menu rozwijanego wybierz DNA. Pojawi się strona Pobierz DNA w oknie.
W opcjach formatowania sekwencji wybierz wszystkie wielkie litery, a następnie kliknij Pobierz DNA"aby wyświetlić sekwencję docelową we wszystkich formatach wielkich liter. Skopiuj tę sekwencję i wklej ją do pliku dokumentu programu Word. Następnie porównaj sekwencję ze ścieżką 129 odlanych wycinków i zaznacz pozycje wycinków i zaznacz 129 wycinków małymi literami.
Po zakończeniu pracy z sekwencją 129 skopiuj ją, aby utworzyć dwie sekwencje w formacie dnia szybkiego. Jeden dla 129 i jeden dla Cas. W sekwencji rzutowania zastąp właściwą podstawę w każdej pozycji wycinka, oznaczając wycinek małymi literami.
Następnie oznacz sekwencję odpowiadającym jej genomem, 129 lub Cas. Następnie w przeglądarce wpisz adres dla Primer3Plus. W odpowiednim obszarze wklej wycinek podstawiony sekwencją 129.
Użyj ustawień domyślnych, aby zaprojektować podkłady. Aby zaprojektować wewnętrzne startery specyficzne dla alleli, kliknij menu rozwijane po prawej stronie Zadanie" i wybierz Lista starterów "i kliknij Wybierz startery. Otworzy się nowa strona wyświetlająca listę starterów do przodu i do tyłu.
Zaznacz pole wyboru, aby wybrać starter do przodu lub do tyłu, który ma snip oznaczony małymi literami na końcu 3-prime lub w obrębie czterech podstaw od 3-prime end. Zwróć uwagę, że startery, które mają wycinek na końcu 3-prime, wykazują zwiększoną swoistość alleli podczas qPCR. Kliknij Wyślij do Primer3 Manager"u dołu ekranu.
Otworzy się nowa strona wyświetlająca wybrany podkład. Aby wybrać drugi elementarz, wróć do strony z listą podkładów i kliknij przycisk Wstecz, aby powrócić do strony głównej. Z menu rozwijanego zadania wybierz opcję Wykrywanie.
Strona główna zostanie odświeżona, a na dole pojawi się pole sekwencji startera po lewej i prawej stronie. Wklej pierwszą sekwencję startera w odpowiednim polu. Następnie przejdź do zakładki Ustawienia ogólne znajdującej się obok zakładki Główne i zmień ustawienie zakresu rozmiarów produktów na 80 do 200 par zasad.
Kliknij Wybierz startery"Otworzy się strona wyświetlająca pięć możliwych par starterów dla pierwszej sekwencji starterów. Wybierz zestaw podkładów z listy par starterów, zaznaczając pola po lewej stronie starterów i kliknij Wyślij do Primer3 Manager"u dołu ekranu. Będzie to 129 wewnętrznych starterów specyficznych dla alleli.
Powtórz te kroki, aby zaprojektować startery dla allelu odlewanego. Następnie zastosuj tę technikę do projektowania starterów specyficznych dla alleli zewnętrznych i starterów niespecyficznych dla alleli. Na koniec należy przetestować startery pod kątem swoistości alleli za pomocą qPCR, jak opisano w dokumencie towarzyszącym.
Wyodrębnij genomowe DNA z przygotowanej wcześniej płytki 96-dołkowej. Krótko odwirować płytkę, aby osadzić kondensację na dnie studzienki. To DNA posłuży jako szablon do badań przesiewowych w kierunku usunięcia.
Następnie na 384-dołkowej płytce należy wstępnie przeformować qPCR i zduplikować dla każdego klonu. Zastosować dwuetapowy PCR, a następnie analizę krzywej topnienia z detekcją. Po przebiegu najpierw sprawdź każdy allel pod kątem amplifikacji za pomocą wewnętrznych starterów specyficznych dla alleli.
Brak amplifikacji jednego allelu lub różnic w wartościach CT większych niż pięć cykli między allelami sugeruje, że klony te mają heterozygotyczną delecję. Brak amplifikacji obu alleli sugeruje, że są one nosicielami homozygotycznej delecji. Następnie sprawdź każdy allel pod kątem amplifikacji za pomocą zewnętrznych starterów specyficznych dla alleli.
Jeśli usunięcie docelowe jest większe niż jeden KB, amplifikacja za pomocą zewnętrznych starterów nastąpi tylko wtedy, gdy usunięcie jest obecne. Wartość CT od 22 do 28 potwierdza usunięcie. W przypadku docelowych delecji mniejszych niż jeden KB potwierdź rozmiar amplikonu za pomocą eletroforezy.
96-dołkową płytkę klonów delecyjnych przebadano metodą qPCR przy użyciu specyficznych dla alleli starterów wewnętrznych. Szare paski reprezentują startery specyficzne dla Cas, a czarne paski reprezentują wzmocnienie ze starterów specyficznych dla 129. Niska wartość CT lub brak amplifikacji z wewnętrznymi starterami wskazuje na usunięcie celu.
Klony z delecją na jednym lub obu allelach są następnie badane za pomocą zewnętrznych starterów. W przypadku starterów zewnętrznych amplifikacja potwierdza usunięcie. Klony z delecją monoalleliczną są badane przesiewowo przy użyciu starterów flankujących regiony docelowe gRNA, aby potwierdzić brak insercji lub delecji, zwanych indelami, na nieusuniętym allelu.
W późniejszej analizie ekspresji stosuje się tylko klony monoalleliczne bez dużych indeli w miejscach docelowych allelu nieusuniętego. Poniżej przedstawiono reprezentatywne wyniki z klonów 129 lub Cas SCR usuniętych. SCR jest niedawno opisanym wzmacniaczem specyficznym dla Sox2 w komórkach ES.
Czerwone paski reprezentują ekspresję allelu Sox2 Cas, a niebieskie paski reprezentują amplifikację allelu Sox2 129. Jak widać na tym rysunku, delecja SCR na allelu 129 lub Cas zmniejszyła ekspresję Sox2 w CIS. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wygenerować dużą delecję za pomocą technologii CRISPR i użyć starterów specyficznych dla alleli do genotypowania usuniętych klonów.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Ten artykuł przedstawia protokół wykorzystania delecji pośredniczonej przez CRISPR/Cas9 do badania allele-specyficznej regulacji transkrypcji genów w mysich zarodkowych komórkach macierzystych. Technika wykorzystuje hybrydowe genomy, aby ułatwić analizę monoalelicznych delecji, dostarczając wglądu w regulację genów.
This protocol enables precise interrogation of enhancer function through allele-specific CRISPR/Cas9 deletion in hybrid mouse embryonic stem cells, addressing a key challenge in target validation: linking distal regulatory elements to gene expression. By leveraging natural SNPs between Mus musculus 129 and Mus castaneus alleles, the approach supports mechanistic de-risking of transcriptional regulators without confounding homozygous lethality, providing predictive confidence in enhancer-gene relationships early in discovery.
The method fits within the discovery biology to lead identification continuum by providing functional validation of non-coding regulatory elements prior to therapeutic targeting, with outputs directly informing target prioritization and de-risking decisions.