Name: Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-25T19:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 45 s
Description: Naucz się procedury rejestracji poligraficznej EEG i EMG u myszy do oceny stanu czuwania i snu. Ta metoda pozwala korelować zachowanie z fizjologią aktywności neuronów korowych u zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Dr. Larry'emu D. Frye'owi za pomoc redakcyjną przy tym manuskrypcie. Praca ta była wspierana przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki Granty na Rzecz Badań Naukowych 24300129 (do M.L.), 25890005 (do Y.O.) i 26640025 (do Y.T.), National Agriculture and Food Research Organization (do Y.U.), World Premier International Research Center Initiative (WPI) z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii (do Y.O., Y.T., Y.U. i M.L.) oraz Rada ds. Żywienia Nestlé, Japonia (do M.L.).

Oświadczenie etyczne: Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet Eksperymentów na Zwierzętach na Uniwersytecie w Tsukuba.
1. Przygotowanie elektrod i do zapisów EEG/EMG
<ol>
	<li>Przygotować elektrodę rejestrującą EEG/EMG zgodnie z następującą procedurą. 
	Uwaga: Elektroda jest jednorazowa i może być używana tylko dla 1 zwierzęcia. Dokładnie zaplanuj konfigurację okablowania dla wszystkich złączy. Umieść znaczniki na złączach, aby uzyskać prawidłową orientację.
	<ol>
		<li>każdy pin 4-pinowego złącza header do 2-centymetrowego drutu ze stali nierdzewnej. Krótko mówiąc, przytrzymaj jeden koniec drutu do kołka, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-kołek i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie wpada do złącza. Uważaj, aby nie przyłożyć zbyt dużo ciepła do szpilki; W przeciwnym razie plastik wokół kołków stopi się.</li>
		<li>wolny koniec każdego z 2 przewodów przymocowanych do listwy kołkowej do łba ze stali nierdzewnej o średnicy 1.0 mm. Krótko mówiąc, przytrzymaj wolny koniec drutu do gwintu poniżej łba, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-śruba i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie spływa do złącza. 2 przewody ze służą jako elektrody rejestrujące EEG, podczas gdy 2 przewody bez służą jako elektrody rejestrujące EMG.</li>
		<li>Użyj nożyczek, aby zdjąć 1 mm izolacji na końcu elektrod EMG, aby zwiększyć jakość sygnału EMG.</li>
		<li>Całkowicie pokryj wszystkie przylutowane piny klejem epoksydowym za pomocą cienkiego drewnianego patyczka lub wykałaczki, aby zredukować szum elektryczny podczas zapisów EEG/EMG.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj do połączenia elektrody z pierścieniem ślizgowym, jak opisano poniżej. Ten może być ponownie użyty.
	<ol>
		<li>każdy pin 4-pinowego złącza FFC/FPC za pomocą przewodu płaskiego o długości 30 cm. Krótko mówiąc, przytrzymaj odizolowany koniec drutu do kołka, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-kołek i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie spływa do złącza. 
		Uwaga: Wybierz długość płaskiego, która jest odpowiednia do wysokości klatki dla zwierząt doświadczalnych używanej do zapisów EEG/EMG.</li>
		<li>gniazda zaciskane do końcówki przewodów na drugim końcu płaskiego. Krótko mówiąc, przyłóż gniazdo zaciskane do odizolowanego, wolnego końca drutu, umieść gorącą lutownicę na złączu drut-gniazdo i stopij trochę lutu, aby upewnić się, że wystarczająca ilość lutu płynnie wpada do złącza.</li>
		<li>Włóż każde gniazdo zaciskane do 4-pozycyjnej obudowy zaciskanej.</li>
		<li>Całkowicie przykryj gniazda zaciskane klejem epoksydowym za pomocą cienkiego drewnianego patyczka lub wykałaczki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Implantacja elektrod w głowie myszy (czas trwania: ok. 20 min)
<ol>
	<li>Przed zabiegiem wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w gorącym sterylizatorze kulkowym. Znieczulić samca myszy (10-20 tygodni, 20-30 g) wstrzyknięciem dootrzewnowym pentobarbitalu (50 mg/kg). Po sprawdzeniu, czy mysz jest głęboko znieczulona przez uszczypnięcie palca u nogi, ogol włosy na głowie i szyi maszynką do strzyżenia.</li>
	<li>Przesuń mysz do ramki stereotaktycznej i zamocuj głowę między 2 nausznikami. Nałóż wazelinę na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Oczyść ogoloną skórę alkoholem i przetnij ją wzdłuż linii środkowej skalpelem, aby odsłonić czaszkę. Przytnij skórę, aby pole operacyjne było otwarte.</li>
	<li>Za pomocą frezu z węglików spiekanych (rozmiar wiertła: średnica 0,8 mm) wywierć 2 otwory w czaszce, jeden nad czołowym obszarem kory mózgowej (1 mm przed bregmą, 1,5 mm bocznie do linii środkowej), a drugi nad obszarem ciemieniowym (1 mm przed lambdą, 1,5 mm od linii bocznej do środkowej) prawej półkuli, zgodnie ze współrzędnymi stereotaksycznymi Paxinosa i Franklina. 23</li>
	<li>Za pomocą śrubokręta jubilerskiego umieść rejestrujące EEG ze stali nierdzewnej w otworach i wykonaj 2 - 2,5 obrotu dla każdej, aby ustawić znieczulenie zewnątrzoponowe nad korą. 
	Uwaga: Nie wkładaj zbyt głęboko, aby zapobiec uszkodzeniu tkanki mózgowej. Sprawdź, czy są mocno dokręcone do czaszki. Jest to ważne, aby mieć stabilny sygnał EEG przez długi okres wielu zapisów (zwykle ponad 1 miesiąc). Wiggly wytwarzają artefakty EEG i mogą odpaść przed końcem harmonogramu eksperymentu.</li>
	<li>Przymocuj zespół elektrod (patrz rozdział 1.1, kołki skierowane do góry) za pomocą natychmiastowego kleju do czaszki i przykryj cementem dentystycznym. Wykonaj obustronnie małe otwory kleszczami w mięśniach czworobocznych (szyi) i włóż do otworów druty ze stali nierdzewnej, które służą jako elektrody EMG. Zszyj skórę jedwabną nicią (o średnicy 0,1 mm), aby uniknąć odsłonięcia mięśnia.</li>
	<li>Wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej. Ampicylinę (100 mg/kg) i meloksykam (1 mg/kg) należy podawać dootrzewnowo myszy, aby uniknąć zakażenia bakteryjnego i zmniejszyć ból pooperacyjny. Trzymaj mysz na poduszce grzewczej i monitoruj ją, aż odzyska wystarczającą świadomość, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Podczas rekonwalescencji należy trzymać mysz indywidualnie, aby uniknąć usunięcia elektrod przez inne zwierzęta, a meloksykam (1 mg/kg) należy podawać dootrzewnowo w pierwszym dniu po zabiegu.</li>
</ol>
3. Rejestrowanie i pozyskiwanie danych EEG/EMG
<ol>
	<li>Po 1-tygodniowym okresie rekonwalescencji umieść każdą mysz indywidualnie w eksperymentalnej klatce umieszczonej w dźwiękoszczelnej komorze nagraniowej. Utrzymuj temperaturę otoczenia 23 ± 1 °C i automatycznie kontroluj cykle 12-godzinnego światła/12-godzinnej ciemności (światło włączone o godzinie 08:00, intensywność oświetlenia ~ 100 luksów).</li>
	<li>Podłącz zespół elektrod EEG/EMG na głowie myszy do nagrywającego. Upewnij się, że nagrywający jest podłączony do pierścienia ślizgowego (który jest zaprojektowany tak, aby ruchy myszy nie były ograniczane przez skręcanie) i wzmacniacza sygnału EEG/EMG. Filtr sygnałów EEG/EMG (EEG, 0,5-64 Hz; EMG, 16-64 Hz), digitalizować z częstotliwością próbkowania 128 Hz za pomocą przetwornika analogowo-cyfrowego (A/D) i na koniec nagrywać na komputerze z uruchomionym oprogramowaniem do rejestracji EEG/EMG (Tabela "Materiały", 4. wpis od dołu).</li>
	<li>Przyzwyczaj mysz do 2-3 dni w komorze nagrywającej. Jeśli zapis EEG/EMG obejmuje dootrzewnowe podawanie leków, należy delikatnie obchodzić się z myszą w każdym dniu habituacji w momencie podawania leku.</li>
	<li>Następnie uruchom oprogramowanie do rejestracji EEG/EMG (Tabela "Materiały", 4 wpis od dołu).
	<ol>
		<li>Wybierz zakładkę "Informacje o pliku danych" i kliknij pole obok nazwy pliku. Wprowadź nazwę pliku i kliknij "Zapisz".</li>
		<li>Wybierz zakładkę "Warunek zapisu" i wybierz wszystkie kanały EEG/EMG, które będą rejestrowane.</li>
		<li>Wybierz częstotliwość próbkowania (128 Hz) w zakładce "Warunek nagrywania".</li>
		<li>Sprawdź, czy wybrane kanały są poprawnie wyświetlane w zakładce "Informacje o kanale".</li>
		<li>Wybierz zakładkę "Ustawienia timera" i kliknij "Monitor", aby wyświetlić EEG i EMG.</li>
		<li>Sprawdź, czy sygnały EEG/EMG są wyświetlane prawidłowo.</li>
		<li>Wybierz zakładkę "Ustawienia timera" i ustaw czas rozpoczęcia i zakończenia nagrania w obszarze "Główny timer".</li>
		<li>Kliknij "Monitor" w zakładce "Ustawienia timera", aby rozpocząć nagrywanie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rejestruj sygnały EEG/EMG poniżej wartości wyjściowej (tj. zachowania podczas snu/czuwania swobodnie zachowującej się myszy) i różnych warunków leczenia (np. podawania kofeiny lub leczenia pozorowanego) przez kilka dni. Poddać mysz eutanazji za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia pentobarbitalu (200 mg/kg) po ostatnim dniu eksperymentalnym.</li>
</ol>
4. Ocena stanu zachowania na podstawie danych EEG/EMG
<ol>
	<li>Uruchom oprogramowanie do analizy EEG/EMG (Tabela "Materiały", 4 wpis od dołu). Otwórz surowe dane EEG/EMG (plik .kcd) utworzone w kroku 3. Kliknij zakładkę "Uśpienie" i wybierz Czas epoki. Wybierz 10 sek.</li>
	<li>Kliknij zakładkę "Sen" i wybierz "Multi-screening", aby automatycznie ocenić wszystkie 10-sekundowe epoki w 3 etapach (tj. sen NREM i REM oraz czuwanie) na podstawie amplitud EEG i EMG oraz analizy spektralnej mocy EEG. 3</li>
	<li>Kliknij "Warunek FFT dla EEG".</li>
	<li>Ustaw parametry spektralnej analizy mocy [256 punktów odniesienia (odpowiadających 2 sekundom EEG), funkcja okna Hanninga i średnia 5 widm na epokę]. 3 Kliknij "OK".</li>
	<li>Kliknij "Rozpocznij sprawdzanie", aby rozpocząć automatyczne sprawdzanie. Otwórz ocenione dane (plik .raf).</li>
	<li>Należy sprawdzić wyniki automatycznej kontroli przesiewowej i, w razie potrzeby, skorygować je ręcznie w oparciu o standardowe kryteria (zob. reprezentatywne wyniki, rysunek 1B i tabela 1). 2, 3 Krótko kliknij, przytrzymaj lewy przycisk myszy na nieprawidłowo ocenionej epoce i przeciągnij kursor po ciągu nieprawidłowo ocenionych epok. Zwolnij lewy przycisk myszy i wybierz prawidłowy stan zachowania w wyskakującym okienku. 
	Uwaga: Zdarza się, że epoki na przemianie między dwoma czujnymi państwami są trudne do jednoznacznego przyporządkowania do jednego stanu. W takich przypadkach epoka powinna być oceniana do stanu pozornego i te same kryteria powinny być stosowane do podobnych epok w całym eksperymencie, aby zapewnić odtwarzalność danych.</li>
</ol>

<ol><li>Berger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%C3%9Cber+das+Elektrenkephalogramm+des+Menschen%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Psych%22%5BJournal%5D)">Über das Elektrenkephalogramm des Menschen.</a> Arch. Psych. 87 (1), 527-570 (1929).</li>
<li>Tobler, I., Deboer, T., Fischer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+and+sleep+regulation+in+normal+and+prion+protein-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sleep and sleep regulation in normal and prion protein-deficient mice.</a> J. Neurosci. 17 (5), 1869-1879 (1997).</li>
<li>Kohtoh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Algorithm+for+sleep+scoring+in+experimental+animals+based+on+fast+Fourier+transform+power+spectrum+analysis+of+the+electroencephalogram%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep+Biol.+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Algorithm for sleep scoring in experimental animals based on fast Fourier transform power spectrum analysis of the electroencephalogram.</a> Sleep Biol. Rhythm. 6 (3), 163-171 (2008).</li>
<li>Rosenbaum, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRosenbaum%2C+E+%22Warum+m%C3%BCssen+wir+schlafen%3F+%3A+eine+neue+Theorie+des+Schlafes%22">Warum müssen wir schlafen? : eine neue Theorie des Schlafes</a>. , August Hirschwald. (1892).</li>
<li>Kubota, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kuniomi+Ishimori+and+the+first+discovery+of+sleep-inducing+substances+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Res%22%5BJournal%5D)">Kuniomi Ishimori and the first discovery of sleep-inducing substances in the brain.</a> Neurosci. Res. 6 (6), 497-518 (1989).</li>
<li>Ishimori, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((True+cause+of+sleep%3A+a+hypnogenic+substance+as+evidenced+in+the+brain+of+sleep-deprived+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Tokyo+Igakkai+Zasshi%22%5BJournal%5D)">True cause of sleep: a hypnogenic substance as evidenced in the brain of sleep-deprived animals.</a> Tokyo Igakkai Zasshi. 23, 429-457 (1909).</li>
<li>Legendre, R., Pieron, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recherches+sur+le+besoin+de+sommeil+cons%C3%A9cutif+%C3%A0+une+veille+prolong%C3%A9e%5BTitle%5D)+AND+%22Z.+Allegem.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Recherches sur le besoin de sommeil consécutif à une veille prolongée.</a> Z. Allegem. Physiol. 14, 235-262 (1913).</li>
<li>Inoué, S., Honda, K., Komoda, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+as+neuronal+detoxification+and+restitution%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Sleep as neuronal detoxification and restitution.</a> Behav. Brain. Res. 69 (1-2), 91-96 (1995).</li>
<li>Urade, Y., Hayaishi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prostaglandin+D2+and+sleep%2Fwake+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep+Med.+Rev%22%5BJournal%5D)">Prostaglandin D2 and sleep/wake regulation.</a> Sleep Med. Rev. 15 (6), 411-418 (2011).</li>
<li>Ueno, R., Ishikawa, Y., Nakayama, T., Hayaishi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prostaglandin+D2+induces+sleep+when+microinjected+into+the+preoptic+area+of+conscious+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.+Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Prostaglandin D2 induces sleep when microinjected into the preoptic area of conscious rats.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 109 (2), 576-582 (1982).</li>
<li>Krueger, J. M., Walter, J., Dinarello, C. A., Wolff, S. M., Chedid, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-promoting+effects+of+endogenous+pyrogen+%28interleukin-1%29%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Sleep-promoting effects of endogenous pyrogen (interleukin-1).</a> Am. J. Physiol. 246 (6 Pt 2), R994-R999 (1984).</li>
<li>Porkka-Heiskanen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine%3A+a+mediator+of+the+sleep-inducing+effects+of+prolonged+wakefulness%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Adenosine: a mediator of the sleep-inducing effects of prolonged wakefulness.</a> Science. 276 (5316), 1265-1268 (1997).</li>
<li>Garcia-Garcia, F., Acosta-Pena, E., Venebra-Munoz, A., Murillo-Rodriguez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-inducing+factors%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neurol.+Disord.+Drug.+Targets%22%5BJournal%5D)">Sleep-inducing factors.</a> CNS Neurol. Disord. Drug. Targets. 8 (4), 235-244 (2009).</li>
<li>Huitron-Resendiz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urotensin+II+modulates+rapid+eye+movement+sleep+through+activation+of+brainstem+cholinergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Urotensin II modulates rapid eye movement sleep through activation of brainstem cholinergic neurons.</a> J. Neurosci. 25 (23), 5465-5474 (2005).</li>
<li>Wilkins, R. H., Brody, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Encephalitis+lethargica%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Encephalitis lethargica.</a> Arch. Neurol. 18 (3), 324-328 (1968).</li>
<li>von Economo, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Die+encephalitis+lethargica%5BTitle%5D)+AND+%22Wien.+Klin.+Wochenschr%22%5BJournal%5D)">Die encephalitis lethargica.</a> Wien. Klin. Wochenschr. 30, 581-585 (1917).</li>
<li>Moruzzi, G., Magoun, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+stem+reticular+formation+and+activation+of+the+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr.+Clin.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Brain stem reticular formation and activation of the EEG.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 455-473 (1949).</li>
<li>Saper, C. B., Fuller, P. M., Pedersen, N. P., Lu, J., Scammell, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+state+switching%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Sleep state switching.</a> Neuron. 68 (6), 1023-1042 (2010).</li>
<li>Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJones%2C+BE+%22Progress+in+Brain+Research%22">Progress in Brain Research</a>. Krnjevic , K., L, D. escarries, S, M. ircea 145, Elsevier. 157-169 (2004).</li>
<li>Saper, C. B., Scammell, T. E., Lu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothalamic+regulation+of+sleep+and+circadian+rhythms%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Hypothalamic regulation of sleep and circadian rhythms.</a> Nature. 437 (7063), 1257-1263 (2005).</li>
<li>Fort, P., Bassetti, C. L., Luppi, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alternating+vigilance+states%3A+new+insights+regarding+neuronal+networks+and+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Alternating vigilance states: new insights regarding neuronal networks and mechanisms.</a> Eur. J. Neurosci. 29 (9), 1741-1753 (2009).</li>
<li>Lu, J., Sherman, D., Devor, M., Saper, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+putative+flip-flop+switch+for+control+of+REM+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A putative flip-flop switch for control of REM sleep.</a> Nature. 441 (7093), 589-594 (2006).</li>
<li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Academic. (2001).</li>
<li>Lazarus, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arousal+effect+of+caffeine+depends+on+adenosine+A2A+receptors+in+the+shell+of+the+nucleus+accumbens%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Arousal effect of caffeine depends on adenosine A2A receptors in the shell of the nucleus accumbens.</a> J. Neurosci. 31 (27), 10067-10075 (2011).</li>
<li>Huang, Z. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine+A2A%2C+but+not+A1%2C+receptors+mediate+the+arousal+effect+of+caffeine%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Adenosine A2A, but not A1, receptors mediate the arousal effect of caffeine.</a> Nat. Neurosci. 8 (7), 858-859 (2005).</li>
<li>Qu, W. M., Huang, Z. L., Xu, X. H., Matsumoto, N., Urade, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopaminergic+D1+and+D2+receptors+are+essential+for+the+arousal+effect+of+modafinil%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Dopaminergic D1 and D2 receptors are essential for the arousal effect of modafinil.</a> J. Neurosci. 28 (34), 8462-8469 (2008).</li>
<li>Huang, Z. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arousal+effect+of+orexin+A+depends+on+activation+of+the+histaminergic+system%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Arousal effect of orexin A depends on activation of the histaminergic system.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (17), 9965-9970 (2001).</li>
<li>Xu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+mimicking+human+first+night+effect+for+the+evaluation+of+hypnotics%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol.+Biochem.+Behav%22%5BJournal%5D)">A mouse model mimicking human first night effect for the evaluation of hypnotics.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 116, 129-136 (2014).</li>
<li>Cho, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+polyphenol+phlorotannins+promote+non-rapid+eye+movement+sleep+in+mice+via+the+benzodiazepine+site+of+the+GABAA+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacol%22%5BJournal%5D)">Marine polyphenol phlorotannins promote non-rapid eye movement sleep in mice via the benzodiazepine site of the GABAA receptor.</a> Psychopharmacol. 231 (14), 2825-2837 (2014).</li>
<li>Liu, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Piromelatine+exerts+antinociceptive+effect+via+melatonin%2C+opioid%2C+and+5HT1A+receptors+and+hypnotic+effect+via+melatonin+receptors+in+a+mouse+model+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacol%22%5BJournal%5D)">Piromelatine exerts antinociceptive effect via melatonin, opioid, and 5HT1A receptors and hypnotic effect via melatonin receptors in a mouse model of neuropathic pain.</a> Psychopharmacol. 231 (20), 3973-3985 (2014).</li>
<li>Qu, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipocalin-type+prostaglandin+D+synthase+produces+prostaglandin+D2+involved+in+regulation+of+physiological+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Lipocalin-type prostaglandin D synthase produces prostaglandin D2 involved in regulation of physiological sleep.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (47), 17949-17954 (2006).</li>
</ol>

Autorzy, Yujiro Tauguchi i Sayaka Kohtoh, są pracownikami firmy Kissei Comtech Co., Ltd, która opracowuje oprogramowanie SleepSign do pozyskiwania i automatycznego oceniania danych EEG/EMG wykorzystywanych w tym artykule.

Protokół ten opisuje konfigurację do zapisów EEG/EMG, która umożliwia ocenę snu i czuwania w warunkach niskiego poziomu hałasu, opłacalnych i wysokoprzepustowych. Ze względu na niewielkie rozmiary głowicy elektrody EEG/EMG, system ten może być łączony z innymi implantami do eksperymentów wewnątrzmózgowych, w tym optogenetyki (implantacja światłowodów) lub, w połączeniu z jednoczesną implantacją kaniuli, mikroinfuzji leków do mózgu myszy. 31 Ponadto konstrukcja zespołu głowicy elektrody w odniesieniu do wielopi...

Postęp techniczny często przyspieszał skoki kwantowe w zrozumieniu procesów neurobiologicznych. Na przykład odkrycie Hansa Bergera w 1929 roku, że potencjały elektryczne rejestrowane przez ludzką skórę głowy przybierają postać fal sinusoidalnych, których częstotliwość jest bezpośrednio związana z poziomem czuwania badanego, doprowadziło do szybkiego postępu w zrozumieniu regulacji snu i czuwania, zarówno u zwierząt, jak i ludzi. 1 Do dnia dzisiejszego elektroenceflogram (EEG), w połączeniu z elektromiogramem (EMG), tj. aktywnością elektryczną wytwarzaną przez mięśnie szkieletowe, stanowi "szkielet" danych prawie każdej oceny eksperymentalnej i klinicznej, która ma na celu skorelowanie zachowania i fizjologii z aktywnością neuronów korowych u zachowujących się zwierząt, w tym ludzi. W większości podstawowych laboratoriów badań snu te zapisy EEG są wykonywane przy użyciu systemu opartego na (ryc. 1), w którym uzyskane dane są poddawane off-line analizie wzorców i widma [np. przy zastosowaniu algorytmu szybkiej transformaty Fouriera (FFT)] w celu określenia stanu czujności nagrywanego pacjenta. 2, 3 Sen składa się ze snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) i snu bez fazy REM (NREM). Sen REM charakteryzuje się szybkim EEG o niskim napięciu, przypadkowymi ruchami gałek ocznych i atonią mięśniową, stanem, w którym mięśnie są skutecznie sparaliżowane. Sen REM jest również znany jako sen paradoksalny, ponieważ aktywność mózgu przypomina stan czuwania, podczas gdy ciało jest w dużej mierze odłączone od mózgu i wydaje się być w głębokim śnie. Natomiast neurony ruchowe są stymulowane podczas snu NREM, ale nie ma ruchu gałek ocznych. Sen człowieka NREM można podzielić na 4 etapy, przy czym etap 4 nazywany jest snem głębokim lub snem wolnofalowym i jest identyfikowany przez duże, wolne fale mózgowe o aktywności delta między 0,5 a 4 Hz w EEG. Z drugiej strony, podział między fazami snu NREM u mniejszych zwierząt, takich jak szczury i myszy, nie został ustalony, głównie dlatego, że nie mają one długich, skonsolidowanych okresów snu, jak to obserwuje się u ludzi.
Na przestrzeni lat, na podstawie interpretacji EEG, zaproponowano kilka modeli regulacji snu i czuwania, zarówno opartych na obwodzie, jak i humoralnym. Neuronalne i komórkowe podstawy potrzeby snu lub, alternatywnie, "popędu snu", pozostają nierozwiązane, ale zostały skonceptualizowane jako ciśnienie homeostatyczne, które narasta w okresie czuwania i jest rozpraszane przez sen. Jedna z teorii głosi, że endogenne czynniki somnogenne gromadzą się podczas czuwania i że ich stopniowa akumulacja jest podstawą ciśnienia homeostatycznego snu. Podczas gdy pierwsza formalna hipoteza, że sen jest regulowany przez czynniki humoralne, została przypisana pracy Rosenbauma opublikowanej w 1892roku4, to Ishimori5, 6 i Pieron7 niezależnie i ponad 100 lat temu wykazali istnienie substancji chemicznych wspomagających sen. Obaj naukowcy zasugerowali, a nawet udowodnili, że substancje hipnogenne lub "hipnotoksyny" są obecne w płynie mózgowo-rdzeniowym (CSF) psów pozbawionych snu. 8 W ciągu ostatniego stulecia zidentyfikowano kilka dodatkowych przypuszczalnych substancji hipnogennych zaangażowanych w proces homeostazy snu (przegląd, patrz odnośnik 9), w tym cytokiny prostaglandyny (PG) D2,10, adenozynę12, anandamid13 i peptyd urotensyny II. 14
Eksperymentalne prace Economo15, 16, Moruzzi i Magoun17 oraz innych na początku i w połowieXX wieku przyniosły odkrycia, które zainspirowały oparte na obwodach teorie snu i czuwania i, do pewnego stopnia, przyćmiły dominującą wówczas humoralną teorię snu. Do tej pory zaproponowano kilka "modeli obwodów", z których każdy opierał się na danych o różnej jakości i ilości (do wglądu, patrz odnośnik 18). Jeden z modeli, na przykład, sugeruje, że sen wolnofalowy jest generowany przez adenozynę hamowanie uwalniania acetylocholiny z neuronów cholinergicznych w podstawnej przodomózgowiu, obszarze składającym się głównie z jądra kończyny poziomej pasma ukośnego Broki i istoty inominata. 19 Inny popularny model regulacji snu i czuwania opisuje mechanizm przełącznika typu flip-flop na podstawie wzajemnie hamujących interakcji między neuronami wywołującymi sen w brzuszno-bocznym obszarze przedwzrokowym a neuronami wywołującymi czuwanie w podwzgórzu i pniu mózgu. 18, 20, 21 Co więcej, w przypadku przełączania się w i wyłączanie snu REM, zaproponowano podobną wzajemnie hamującą interakcję dla obszarów w pniu mózgu, tj. brzusznej szarości okołowodociągowej, bocznej nakrywki mostu i jądra podbocznego. 22 Łącznie modele te okazały się cennymi heurystykami i dostarczyły ważnych ram interpretacyjnych dla badań nad snem; Jednak jeszcze pełniejsze zrozumienie mechanizmów molekularnych i obwodów regulujących cykl snu i czuwania będzie wymagało pełniejszej wiedzy na temat jego składników. Opisany poniżej system rejestracji poligraficznej powinien pomóc w osiągnięciu tego celu.

<table><tbody><tr><td>4-pinowe złącze</td><td>Hirose</td><td>A3B-4PA-2DSA(71)</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin</td><td>Meiji Seika</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik analogowo-cyfrowy</td><td>Contec</td><td>AD16-16U(PCIEV)</td><td></td></tr><tr><td>Kofeina</td><td>Sigma</td><td>C0750</td><td></td></tr><tr><td>Frez z węglika spiekanego</td><td>Minitor</td><td>B1055</td><td></td></tr><tr><td>Obudowa zaciskana</td><td>Hirose</td><td>DF11-4DS-2C</td><td></td></tr><tr><td>Gniazdo zaciskane</td><td>Hirose</td><td>DF11-30SC</td><td></td></tr><tr><td>Cement dentystyczny (Toughron Rebase)</td><td>Miki Produkt</td><td></td><td></td>chemiczny</tr><tr><td>Klej epoksydowy</td><td>Konishi</td><td>#16351</td><td></td></tr><tr><td>Złącze FFC/FPC</td><td>Honda Tsushin Kogyo</td><td>FFC-10BMEP1(B)</td><td></td></tr><tr><td>płaski</td><td>Hitachi Cable</td><td>20528-ST LF</td><td></td></tr><tr><td>Klej błyskawiczny (Aron Alpha A)</td><td>Toagosei</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>Kyoritsu Seiyaku</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz sygnału</td><td>Biotex</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Komora do rejestracji snu</td><td>APL</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie SleepSign</td><td>Kissei Comtec</td><td>N/A</td><td>do zapisu/analizy</td></tr> <tr><td>EEG/EMGPierścień ślizgowy</td><td>Biotex</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Śruba ze stali nierdzewnej</td><td>Yamazaki</td><td>N/A</td><td>&phi; 1.0 i razy; 2.0</td></tr><tr><td>Drut ze stali nierdzewnej</td><td>Drut Cooner</td><td>AS633</td><td></td></tr></tbody></table>

procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Zapis elektroencefalogramu zewnątrzoponowego (EEG) i elektromiogramu (EMG) u małych zwierząt, takich jak myszy i szczury, był kluczowy dla badania homeodynamiki i obwodów regulacji snu i czuwania. W wielu laboratoriach do monitorowania EEG i EMG u swobodnie zachowujących się myszy stosuje się przewodowy system rejestracji snu w połączeniu z oprogramowaniem komputerowym do automatycznej oceny stanów czujności na podstawie analizy widma mocy danych EEG. Opis tego systemu jest szczegółowo opisany w niniejszym dokumencie. Stalowe są wszczepiane w obszar kory czołowej i obszar ciemieniowy 1 półkuli w celu monitorowania sygnałów EEG. Ponadto aktywność EMG jest monitorowana poprzez obustronne ułożenie drutów w obu mięśniach szyi. Nieszybkie ruchy gałek ocznych (Non-REM; NREM) sen charakteryzuje się dużymi, powolnymi falami mózgowymi o aktywności delta poniżej 4 Hz w EEG, podczas gdy przejście od aktywności delta o niskiej częstotliwości do szybkiego EEG o niskim napięciu w zakresie theta od 6 do 10 Hz można zaobserwować przy przejściu ze snu NREM do REM. Natomiast czuwanie jest identyfikowane przez fale mózgowe o niskim lub średnim napięciu w zapisie EEG i znaczną aktywność EMG.

Rycina 1B przedstawia przykłady zapisu EEG myszy w różnych stanach czuwania. Jak pokazano w Tabeli 1, epoki są klasyfikowane jako sen NREM, jeżeli EEG wykazuje duże, wolne fale mózgowe z rytmem delta poniżej 4 Hz, a EMG wykazuje sygnał słaby lub jego brak. Epoki są klasyfikowane jako sen REM, jeżeli EEG wykazuje szybkie fale mózgowe o niskim napięciu w zakresie theta między 6 a 10 Hz, a EMG wykazuje niską amplitudę. Pozostałe epoki należy zaklasyfikować j...

Zapis elektroencefalogramu (EEG) i elektromiogramu (EMG) u swobodnie zachowujących się myszy jest kluczowym krokiem do skorelowania zachowania i fizjologii ze snem i czuwaniem. Opisany w niniejszym dokumencie protokół eksperymentalny zapewnia przewodowy system do pozyskiwania zapisów EEG i EMG u myszy.

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

Ogólnym celem tej procedury rejestracji poligraficznej jest określenie stanu czujności myszy i zmierzenie czasu spędzonego w stanie czuwania, snu z szybkimi ruchami gałek ocznych lub snu bez szybkich ruchów gałek ocznych. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w prawie każdej dziedzinie neuronauki, która stara się skorelować zachowanie i fizjologię z aktywnością neuronów korowych u zachowujących się zwierząt. Główną zaletą tej techniki jest to, że może rejestrować wiele węzłów, elektroencefalogram i elektromiogram oraz może być łączona z innymi implantami mózgu, takimi jak włókna światłowodowe i kaniule infuzyjne.Wizualna demonstracja tej metody jest bardzo ważna, ponieważ implantacja elektrody musi być wykonana prawidłowo, a jakość elektrody jest niezwykle krytyczna dla oceny stanów fizycznych. Procedurę zademonstruje Yohko Takata, doktor habilitowany z mojego laboratorium. Przed rozpoczęciem wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w sterylizatorze z gorącymi kulkami.Gdy potwierdzisz, że mysz jest znieczulona przez uszczypnięcie palca u nogi, zgol włosy na głowie i szyi. Następnie przymocuj dom do ramy stereotaktycznej i przymocuj głowę między dwoma nausznikami. Następnie nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.Kontynuuj oczyszczanie ogolonej skóry peelingami na bazie alkoholu i jodu. Następnie przetnij wzdłuż linii środkowej skalpelem, aby odsłonić czaszkę i przymocuj skórę z boku za pomocą klipsów, aby utrzymać otwarte pole operacyjne. Za pomocą frezu z węglików spiekanych z wiertłem 0,8 milimetra wykonaj dwa otwory.Umieść jeden otwór nad czołową częścią kory mózgowej. Umieść drugi otwór nad obszarem ciemieniowym prawej półkuli. Następnie za pomocą śrubokręta jubilerskiego wkręć w otwory rejestrujące EEG ze stali nierdzewnej.Wkręć za pomocą zaledwie dwóch do dwóch i pół obrotu, aby uzyskać znieczulenie zewnątrzoponowe nad korą. nie powinny się poruszać po włożeniu. To bardzo ważne.Teraz przymocuj zespół elektrod kołkami do góry do czaszki. Elektrody muszą być przymocowane prosto. Użyj bawełnianego wacika, aby zabezpieczyć pozycję elektrody i przyklej elektrodę za pomocą cyjanoakrylanu, a następnie cementu dentystycznego.Następnie wykonaj małe otwory w mięśniu czworobocznym i włóż do nich elektrodę EMG. Następnie zszyj skórę jedwabną nicią o średnicy 0,1 milimetra. Teraz wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej i umieść ją na poduszce grzewczej.Podać myszy dootrzewnowe wstrzyknięcia ampicyliny i meloksykamu i monitorować mysz aż do odzyskania pozycji mostkowej. Następnie trzymaj mysz w spokoju. Tydzień po wszczepieniu elektrod przenieś mysz do eksperymentalnej klatki w dźwiękoszczelnej komorze nagraniowej.Przymocuj zespół elektrody EEG/EMG w myszy do nagrywającego podłączonego do pierścienia ślizgowego. Podłącz konwertera AD do filtra sygnału EEG/EMG amplifier podłączony do pierścienia ślizgowego. Użyj konwertera AD, aby przekonwertować sygnał na sygnał cyfrowy 128 Hz, a na koniec nagrać sygnał do komputera.Przyzwyczaj mysz do dwóch do trzech dni w komorze nagraniowej. Jeśli zapis EEG/EMG obejmuje podawanie leków, delikatnie dotykaj myszy każdego dnia, tak jak w tych, w których podawano lek. Następnie uruchom oprogramowanie do rejestracji EEG/EMG.Aby rozpocząć, kliknij kartę Informacje o pliku danych i kliknij pole obok nazwy pliku. Wprowadź nazwę pliku i kliknij przycisk Zapisz. Następnie z zakładki Warunek zapisu wybierz wszystkie kanały EEG/EMG, które mają być rejestrowane.Wybierz również opcję Częstotliwość próbkowania na tej karcie. Teraz w zakładce Informacje o kanale sprawdź, czy wybrane kanały są wyświetlane poprawnie. Po potwierdzeniu rozpocznij nagrywanie, wybierając najpierw zakładkę Ustawienia timera.Następnie kliknij monitor, aby wyświetlić EEG i EMG. Jeśli sygnały są wyświetlane poprawnie, ustaw czas rozpoczęcia i zakończenia nagrania w obszarze Zegar główny. Następnie kliknij przycisk Monitor, aby rozpocząć nagrywanie.Teraz rejestruj sygnały w warunkach wyjściowych i różnych warunkach leczenia przez kilka dni. Po zakończeniu eksperymentu poddaj mysz eutanazji pentobarbitalem. Uruchom oprogramowanie do analizy EEG/EMG.Otwórz surowe dane EEG/EMG, które są plikiem KCD. Kliknij kartę Uśpienie i ustaw czas epoki na 10 sekund. Następnie wybierz Multi-screening, aby automatycznie ocenić wszystkie dziesięć drugich epok w trzech etapach na podstawie amplitud EEG i EMG oraz na podstawie analizy widma mocy EEG.Następnie kliknij na zakładkę Warunek FFT dla EEG. Tam ustaw parametry do analizy spektralnej mocy. Użyj 256 punktów odniesienia odpowiadających co dwie sekundy EEG, użyj funkcji okna hamminga i użyj średnio pięciu widm na epokę.Następnie kliknij przycisk OK.Teraz kliknij przycisk Rozpocznij klasyfikowanie, aby rozpocząć automatyczne sprawdzanie. Następnie otwórz zapisane dane, które są zapisane w formacie pliku RAF i sprawdź wyniki automatycznego sprawdzania. W razie potrzeby popraw wyniki, jeśli nie spełniają standardowych kryteriów.Aby dokonać korekty, kliknij i przytrzymaj lewy przycisk myszy na nieprawidłowo punktowanej epoce i przeciągnij kursor po ciągu błędnie punktowanych epok. Zwolnij lewy przycisk myszy i wybierz prawidłowy stan zachowania w wyskakującym okienku. W warunkach wyjściowych myszy wykazywały wyraźny rytm dobowy snu i czuwania zgodny z ich nocnym charakterem.Podczas 12-godzinnego okresu świetlnego myszy spędzały średnio 6,7 godziny snu NREM i 0,9 godziny snu REM. Natomiast podczas 12-godzinnego okresu ciemności dominowała czuwanie. Zarejestrowano również inne pomiary.Obejmowały one rozkład epok snu, ich średni czas trwania i przejścia fazowe dla każdego stanu czujności. Widma mocy EEG dla snu NREM i REM wykazują silną gęstość mocy EEG w zakresie częstotliwości od 0,5 do czterech herców dla snu NREM w porównaniu z gęstością mocy od sześciu do 10 herców dla snu REM. Aby ocenić wpływ kofeiny na sen, myszy C57 Black 6 podawano nośnikiem jednego dnia i kofeiną następnego dnia.Dootrzewnowe zastrzyki kofeiny podawano na początku cyklu świetlnego. Zgodnie z oczekiwaniami, nagranie ujawniło, że kofeina zwiększyła ilość czuwania u myszy. Trzykrotne zwiększenie stanu czuwania nastąpiło przez trzy godziny po wstrzyknięciu.Po opanowaniu zabieg implantacji elektrody można wykonać w mniej niż 20 minut. Ocena i korekta danych EEG przez okres 24 godzin może być wykonana w około 30 minut. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak skonfigurować zapis elektroencefalogramu i elektromiogramu u myszy oraz jak ocenić, czy i jak długo zwierzę nie śpi lub śpi.

polygraphic-recording-procedure-for-measuring-sleep-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Kodani, S., et.al. Manipulacja optogenetyczna obwodów neuronalnych podczas monitorowania stanów snu/czuwania u myszy. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film pokazuje optogenetyczną manipulację obwodami neuronalnymi zaangażowanymi w przejście ze snu do czuwania u myszy. Zabieg polega na chirurgicznym wszczepieniu światłowodu i elektrod do mózgu i mięśni, aby umożliwić stymulację światłem i zapis elektrofizjologiczny. Dostarczając światło w celu aktywacji światłoczułych kanałów kationowych w...

Manipulacja optogenetyczna obwodów neuronowych w celu przejścia ze snu do czuwania u myszy

Ten film demonstruje protokół wszczepienia elektrody elektroencefalogramu (EEG) i elektromiogramu (EMG) znieczulonej myszy. Proces polega na zabezpieczeniu myszy na stereotaktycznej ramie, wykonaniu nacięcia w linii środkowej czaszki, wywierceniu otworów na elektrody i zamocowaniu zespołu elektrod do nagrywania sygnału. Po powrocie do zdrowia zachowanie myszy podczas snu i czuwania jest analizowane przy użyciu zarejestrowanych sygnałów.

Analiza zachowań związanych ze snem u myszy za pomocą elektroencefalogramu i zapisów elektromiogramu

Ten artykuł demonstruje skuteczność akupunktury, modeli epilepsji i analizy snu u gryzoni. Opisano procedurę akupunktury i identyfikację punktów akupunkturowych. Pilokarpina lub pentylenotetrazol (PTZ) jest stosowany w celu wywołania padaczki. Do analizy snu wykorzystuje się elektrokortykogram (ECoG), elektromiogram (EMG), temperaturę mózgu i zapisy aktywności lokomotorycznej.

Manipulacja elektrokortykogramem padaczkowym (ECoG) i snem u szczurów i myszy za pomocą akupunktury

Tutaj prezentujemy eksperymentalne i analityczne procedury opisujące dynamikę czasową zmiennych neuronalnych i sercowych snu nie-REM u myszy, które modulują reakcję snu na bodźce akustyczne.

Kwantyfikacja dynamiki mocy widmowej i tętna w podczerwieni u śpiących myszy

Opisujemy wysokoprzepustową metodę pomiaru snu za pomocą monitorowania w domowej klatce opartej na aktywności. Ta metoda ma przewagę nad tradycyjnymi metodami opartymi na EEG. Jest dobrze zwalidowany do określania całkowitego czasu trwania snu i może być potężnym narzędziem do monitorowania snu w modelach chorób ludzkich u gryzoni.

Nieinwazyjne, wysokoprzepustowe określanie czasu trwania snu u gryzoni

Zmiany w neuroaktywnych metabolitach szlaku kinureniny (KP) są związane z chorobami psychicznymi. Badanie funkcjonalnych wyników zmienionego szlaku kynureniny metabolizmu in vivo u gryzoni może pomóc w wyjaśnieniu nowych podejść terapeutycznych. Obecny protokół łączy podejścia biochemiczne i behawioralne w celu zbadania wpływu ostrej prowokacji kinureniną u szczurów.

Pomiar kinuryniny i kwasu kynureninowego metodą wysokosprawnej chromatografii cieczowej: powiązanie biochemii z funkcjami poznawczymi i snem u szczurów

Tutaj opisujemy metody optogenetycznej manipulacji poszczególnych typów neuronów podczas monitorowania stanów snu/czuwania u myszy, przedstawiając jako przykład naszą niedawną pracę nad jądrem łożyska prążka końcowego.

Manipulacja optogenetyczna obwodów nerwowych podczas monitorowania stanów snu/czuwania u myszy

Ten protokół dostarcza otwarty program MATLAB, który generuje spektrogramy wielostożkowe dla danych elektroencefalograficznych.

Komputerowy program do spektrogramu wielostożkowego do danych elektroencefalograficznych

Obecny protokół przedstawia metodę konfiguracji opłacalnego urządzenia opartego na platformie rocker, używanego do wywoływania deprywacji snu u myszy. Okazało się, że urządzenie to skutecznie powoduje zakłócenia we wzorcach snu potwierdzonych przez elektroencefalogram (EEG), a także wywołuje zmiany metaboliczne i molekularne związane z brakiem snu.

Ustanowienie urządzenia do deprywacji snu u myszy

Prezentujemy pakiet oprogramowania z graficznym interfejsem użytkownika dla badaczy bez doświadczenia w kodowaniu, aby ocenić fazy snu u myszy za pomocą prostego pobrania i obsługi.

IntelliSleepScorer, pakiet oprogramowania z graficznym interfejsem użytkownika do automatycznego oceniania fazy snu myszy

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Naucz się procedury rejestracji poligraficznej EEG i EMG u myszy do oceny stanu czuwania i snu. Ta metoda pozwala korelować zachowanie z fizjologią aktywności neuronów korowych u zwierząt.

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Przeglądaj więcej filmów