Name: Przeztętnicze podawanie wirusów onkolitycznych w lokoregionalnej terapii ortotopowego HCC u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-04-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Poznaj metodę tętniczej podaży wirusów onkolitycznych w leczeniu lokalno-ogólnym HCC u szczurów. Technika umożliwia dostarczenie wysokich mian wirusa bezpośrednio do zmian nowotworowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest wspierana przez podprojekty SFB 824 C6 i C7 (DFG Sonderforschungsbereich 824), Niemiecka Fundacja Badawcza, Bonn, Niemcy.

Uwaga: Następujące kroki zostały wykonane zgodnie z wytycznymi naszej instytucji i samorządu lokalnego Bawarii, Niemcy. Wszelkie próby odtworzenia tego protokołu muszą być podejmowane zgodnie z lokalnymi wytycznymi dotyczącymi humanitarnego traktowania zwierząt, podyktowanymi przez lokalną komisję ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania. Na przykład wiele instytutów wymaga noszenia sterylnych rękawiczek podczas operacji na gryzoniach. Ponadto praca z wirusami musi być wykonywana zgodnie z lokalnymi przepisami, z dbałością o bezpieczeństwo osobiste i środowiskowe. Należy zadbać o prawidłową utylizację skażonych odpadów oraz oczyszczenie narzędzi i miejsca pracy (tj. poprzez autoklawowanie i czyszczenie odpowiednim przeciwwirusowym środkiem dezynfekującym zgodnie z instrukcjami producenta).
1. Przygotowania przed rozpoczęciem operacji
<ol>
	<li>Sterylizuj narzędzia chirurgiczne (np. przez autoklawowanie).</li>
	<li>Rozcieńczyć wirusa do odpowiedniego stężenia, które będzie się różnić w zależności od toksyczności konkretnego używanego wirusa i wrażliwości szczepu szczura. 
	Uwaga: Na przykład, używając wirusa pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej u samców szczurów Buffalo, zazwyczaj wstrzykujemy 107 pfu w objętości 1 ml, co jest maksymalną tolerowaną dawką w tym modelu.
	<ol>
		<li>Wstępnie napełnić wirusa (techniką aseptyczną) w strzykawkach o pojemności 1 ml i założyć igły 30 G, uważając, aby usunąć powietrze ze strzykawki i igły.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj salę operacyjną ze wszystkimi wymaganymi materiałami i sprzętem, a następnie spryskaj obszar etanolem w celu dezynfekcji. Napełnij mały pojemnik sterylnym roztworem soli fizjologicznej (0,9% NaCl) do nawilżania wacików z gazy i aplikatorów z bawełnianą końcówką.</li>
</ol>
2. Przygotowanie Szczura
<ol>
	<li>Podać lek przeciwbólowy (zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji ds. opieki nad zwierzętami i jego stosowania) w odpowiedniej dawce 30 minut przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego. Na przykład należy podać dużą dawkę metamizolu (100-200 mg/kg).</li>
	<li>Znieczulić szczura za pomocą znieczulenia wziewnego (izofluran) lub do wstrzykiwań (tj. mieszaniny medetomidyny (0,15 mg / kg), midazolamu (2 mg / kg) i fentanylu (0,005 mg / kg), znanego również jako MMF). Podawać izolfluran przez parownik w stężeniu 1-3% i w razie potrzeby dostosować, aby utrzymać prawidłowy oddech i tętno.
	<ol>
		<li>Zanim przejdziesz dalej, upewnij się, że szczur jest w pełni uspokojony i nie jest w stanie odczuwać bólu, ściskając opuszkę stopy i obserwując reakcję.</li>
		<li>Zastosuj weterynaryjną maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ogol obszar brzucha od mostka w dół do tuż nad narządami płciowymi za pomocą małej weterynaryjnej maszynki do strzyżenia włosów. Zadbaj o dokładne golenie, nie uszkadzając skóry.</li>
	<li>Przymocuj szczura do łóżka chirurgicznego za pomocą taśmy na kończynach przednich i tylnych, a w przypadku znieczulenia wziewnego umieść pysk w stożku nosowym o odpowiedniej wielkości. Umieść poduszkę grzewczą pod szczurem, aby utrzymać temperaturę ciała. Zdezynfekuj okolice brzucha za pomocą chirurgicznego środka dezynfekującego, a następnie spłucz nasączeniem alkoholem i nałóż farbę antyseptyczną. </li>
</ol>
3. Laparotomia
<ol>
	<li>Używając małego zakrzywionego skalpela, takiego jak #15, wykonaj małe pionowe nacięcie w warstwie skóry bezpośrednio wzdłuż linii środkowej. Przedłuż nacięcie aż do wyrostka ksylfoidalnego. Następnie naciąć warstwę mięśniową, delikatnie podnosząc ją parą kleszczy Adson, aby wykonać nacięcie skalpela, a następnie przedłuż nacięcie aż do wyrostka ksyloidalnego za pomocą nożyczek chirurgicznych. Należy uważać, aby nie przebić narządów jamy brzusznej ani nie uszkodzić małych naczyń po obu stronach wyrostka ksyloidalnego.</li>
	<li>Umieść retraktor w poprzek brzucha, aby rozłożyć mięśnie i skórę oraz odsłonić cały obszar brzucha.</li>
	<li>Zwilż dwa waciki z gazy o wymiarach 7,5 x 7,5 cm2 sterylną solą fizjologiczną i rozprowadź jeden na górze otworu chirurgicznego, a drugi na dole, jak pokazano na rysunku 2A.</li>
</ol>
4. Izolacja tętnicy wątrobowej
<ol>
	<li>Za pomocą dwóch zwilżonych bawełnianych wacików zwilżonych sterylną solą fizjologiczną delikatnie wyjmij jelita i jelito ślepe z jamy brzusznej i umieść je na dolnym waciku z gazy. Złóż gazę, aby narządy były wilgotne i nie przeszkadzały.</li>
	<li>Za pomocą dwóch zwilżonych bawełnianych wacików z aplikatorem delikatnie podnieś lewy boczny płat wątroby, który będzie najbardziej dominującym płatem widocznym na tym etapie. Odwróć płatek do góry i za pomocą małych nożyczek sprężynowych przetnij włóknistą błonę na spodniej stronie płata, pozwalając płatkowi całkowicie odchylić się do góry i spocząć na wcześniej umieszczonym waciku z gazy. Złóż wacik z gazy na płatku, aby utrzymać go na miejscu.</li>
	<li>Kontynuuj z następnym płatem (przednim jądrem ogoniastym), który jest teraz najbardziej wysuniętym płatem przednim w polu widzenia. Za pomocą mikroskopu preparacyjnego i cienkich kleszczy przeciąć cienką błonę otaczającą płat, aby ją uwolnić i umożliwić swobodne odchylenie do góry. Umieść płat pod wacikiem z gazy razem z lewym płatem bocznym.</li>
	<li>Obserwuj tylny płat ogoniastego, który będzie teraz widoczny. Powtórz krok 4.3, aby całkowicie rozciąć tylny płat ogoniastego płata ogoniastego i odwrócić go do góry i do wnętrza gazy razem z poprzednio umieszczonymi płatami wątroby.</li>
	<li>Tuż pod pierwotnym położeniem płata ogoniastego znajdź wspólną tętnicę wątrobową, która będzie teraz widoczna i łatwo rozpoznawalna dzięki silnej pulsacji. Podążając za tętnicą w anatomiczną prawo, obserwuj gruby błoniasty materiał zasłaniający przed wzrokiem tętnicę żołądkowo-dwunastniczą i właściwą tętnicę wątrobową. Za pomocą cienkich kleszczy podnieś ten materiał i delikatnie go rozerwij, uważając, aby w tym obszarze nie było żadnych małych naczyń. Użyj bawełnianych wacików z aplikatorem, aby zatrzymać krwawienie, które może wystąpić.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj gałęzie tętnic, które będą wyraźnie widoczne za pomocą mikroskopu preparacyjnego, gdy błony zostaną prawidłowo wypreparowane.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą dwóch cienkich, atraumatycznych kleszczyków ostrożnie wypreparuj wspólną tętnicę wątrobową, tętnicę żołądkowo-dwunastniczą i właściwą tętnicę wątrobową tak, aby zostały uwolnione od otaczających błon (ryc. 2B).</li>
</ol>
5. Przygotowanie tętnicy do wstrzyknięcia
<ol>
	<li>Przełóż szew 7-0 Prolene pod tętnicą żołądkowo-dwunastniczą i użyj uchwytu na mikroigłę, aby zawiązać stałą ligaturę na dystalnym końcu, tuż nad rozwidleniem (patrz rysunek 1 w celu prawidłowego umieszczenia). Pozostawić około 2 cali materiału szwowego na końcach i zacisnąć je za pomocą uchwytu na igłę, aby pociągnąć nauczoną tętnicę, jak na rysunku 2C.</li>
	<li>Umieść mały zacisk na wspólnej tętnicy wątrobowej, aby tymczasowo zablokować przepływ krwi (Rysunek 2C). 
	Uwaga: Jest to ważne, aby zapobiec masywnemu krwawieniu po usunięciu igły z tętnicy. Co więcej, zablokowanie przepływu krwi tętniczej pozwoli na wolniejsze podawanie wirusa i lepszą wydajność transdukcji.
	<ol>
		<li>Ważne: Działaj szybko, aby ograniczyć czas zatrzymania przepływu krwi - wykonaj wstrzyknięcie, a następnie podwiązanie tętnicy w ciągu 5 minut od zaciśnięcia tętnicy wątrobowej wspólnej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeśli to możliwe, zwiększ powiększenie pod mikroskopem preparacyjnym, tak aby tętnica żołądkowo-dwunastnicza była ostra i wydawała się wystarczająco duża, aby dokładnie wprowadzić igłę 30 G. Umieścić igłę strzykawki do wstrzykiwań w świetle tętnicy żołądkowo-dwunastniczej i powoli naciskać na tłok. 
	Uwaga: Prawidłowe umieszczenie igły spowoduje, że wstrzyknięty roztwór będzie przepływał bezpośrednio przez właściwą tętnicę wątrobową w kierunku wątroby.
	<ol>
		<li>Wstrzyknięcie należy wykonywać bardzo powoli, aby zmaksymalizować wydajność transdukcji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po podaniu całej objętości wstrzyknięcia, powoli wycofać igłę z tętnicy. 
	Uwaga: Nie powinno być krwawienia z miejsca wstrzyknięcia. W przypadku, gdy dojdzie do krwawienia, oznacza to, że zacisk nie jest prawidłowo umieszczony i należy go szybko wyregulować.</li>
</ol>
6. Zamknięcie
<ol>
	<li>Przełóż drugi szew 7-0 Prolene pod tętnicą żołądkowo-dwunastniczą i zawiąż drugą stałą ligaturę powyżej miejsca wstrzyknięcia.</li>
	<li>Usuń zacisk ze wspólnej tętnicy wątrobowej. Upewnij się, że przepływ krwi przez właściwą tętnicę wątrobową w kierunku wątroby został przywrócony.
	<ol>
		<li>Odetnij luźne końce ligatur.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Upewnij się, że nie ma krwawienia przed powrotem jelit i wątroby do jamy brzusznej. Zadbaj o to, aby wyrostek robaczkowy powrócił w swojej pierwotnej orientacji.</li>
	<li>Zszyj mięsień i skórę w oddzielnych warstwach za pomocą materiału do szycia 4-0 vicryl z zakrzywioną igłą. Umieść ciągłe szwy w odległości około 1 mm od siebie i mocno pociągnij.
	<ol>
		<li>Podczas fazy szycia należy podać lek przeciwbólowy, taki jak buprenorfina (0,05 mg/kg).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń szczura ze znieczulenia. Jeśli zastosowano izofluran, szczur powinien odzyskać przytomność w ciągu kilku minut. Jeśli MMF został użyty jako znieczulenie do wstrzykiwań, należy je zantagonizować za pomocą podskórnego wstrzyknięcia Atipamezolu (0,75 mg/kg), Flumazenilu (0,2 mg/kg) i Naloksonu (9,12 mg/kg), które odwrócą skutki znieczulenia i pozwolą zwierzętom odzyskać przytomność w ciągu 20 minut. Utrzymuj szczury w cieple za pomocą lampy grzewczej na podczerwień podczas początkowej fazy budzenia.
	<ol>
		<li>Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.</li>
		<li>Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Monitoruj szczury po operacji pod kątem patologicznych objawów niepokoju i kontynuuj stosowanie leków przeciwbólowych zgodnie z wymaganiami lokalnego komitetu ds. opieki i wykorzystania zwierząt. Na przykład buprenorfina może być podawana w dawce 0,05 mg/kg mc. co 12 godzin.</li>
</ol>

<ol><li>Murray, C. J., Lopez, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence-based+health+policy+-+lessons+from+the+Global+Burden+of+Disease+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Evidence-based health policy - lessons from the Global Burden of Disease Study.</a> Science. 274, 740-743 (1996).</li>
<li>Parkin, D. M., Bray, F., Ferlay, J., Pisani, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+world+cancer+burden%3A+Globocan+2000%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Estimating the world cancer burden: Globocan 2000.</a> Int J Cancer. 94, 153-156 (2001).</li>
<li>Bruix, J., Sala, M., Llovet, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemoembolization+for+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Chemoembolization for hepatocellular carcinoma.</a> Gastroenterology. 127, 179-188 (2004).</li>
<li>Miraglia, R., Pietrosi, G., Maruzzelli, L., Petridis, I., Caruso, S., Marrone, G., Mamone, G., Vizzini, G., Luca, A., Gridelli, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+transcatheter+embolization%2Fchemoembolization+%28TAE%2FTACE%29+for+the+treatment+of+single+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Efficacy of transcatheter embolization/chemoembolization (TAE/TACE) for the treatment of single hepatocellular carcinoma.</a> World J Gastroenterol. 13, 2952-2955 (2007).</li>
<li>Breedis, C., Young, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+blood+supply+of+neoplasms+in+the+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">The blood supply of neoplasms in the liver.</a> Am J Pathol. 30, 969-977 (1954).</li>
<li>Nakashima, T., Kojiro, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathologic+characteristics+of+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Liver+Dis%22%5BJournal%5D)">Pathologic characteristics of hepatocellular carcinoma.</a> Semin Liver Dis. 6, 259-266 (1986).</li>
<li>Heo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Randomized+dose-finding+clinical+trial+of+oncolytic+immunotherapeutic+vaccinia+JX-594+in+liver+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Randomized dose-finding clinical trial of oncolytic immunotherapeutic vaccinia JX-594 in liver cancer.</a> Nat Med. 19, 329-336 (2013).</li>
<li>Altomonte, J., Marozin, S., Schmid, R. M., Ebert, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+newcastle+disease+virus+as+an+improved+oncolytic+agent+against+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Engineered newcastle disease virus as an improved oncolytic agent against hepatocellular carcinoma.</a> Mol Ther. 18, 275-284 (2010).</li>
<li>Shinozaki, K., Ebert, O., Kournioti, C., Tai, Y. S., Woo, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oncolysis+of+multifocal+hepatocellular+carcinoma+in+the+rat+liver+by+hepatic+artery+infusion+of+vesicular+stomatitis+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Oncolysis of multifocal hepatocellular carcinoma in the rat liver by hepatic artery infusion of vesicular stomatitis virus.</a> Mol Ther. 9, 368-376 (2004).</li>
<li>Shinozaki, K., Ebert, O., Woo, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eradication+of+advanced+hepatocellular+carcinoma+in+rats+via+repeated+hepatic+arterial+infusions+of+recombinant+VSV%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Eradication of advanced hepatocellular carcinoma in rats via repeated hepatic arterial infusions of recombinant VSV.</a> Hepatology. 41, 196-203 (2005).</li>
<li>Altomonte, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synergistic+antitumor+effects+of+transarterial+viroembolization+for+multifocal+hepatocellular+carcinoma+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Synergistic antitumor effects of transarterial viroembolization for multifocal hepatocellular carcinoma in rats.</a> Hepatology. 48, 1864-1873 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Chociaż bezpośrednie wstrzyknięcie do guza jest niewątpliwie najprostszą metodą pozwalającą na skuteczną transdukcję guza w pojedynczym guzku nowotworowym, wlew tętniczy wątrobowy stanowi idealną drogę podawania w celu uzyskania wieloogniskowego, ortotopowego HCC. Metoda ta okazała się zarówno bezpieczna, jak i skuteczna w leczeniu HCC u szczurów z wirusami onkolitycznymi u szczurów kompetentnych immunologicznie. Ponadto, ponieważ pacjenci z HCC są rutynowo leczeni przez przeztętnicze stosowanie chemoembolizacji, opisa...

Rak wątrobowokomórkowy (HCC) jest piątym najczęściej występującym nowotworem na świecie i trzecią najczęstszą przyczyną zgonów związanych z rakiem, co czyni go poważnym problemem zdrowotnym1,2. U pacjentów, którzy nie kwalifikują się do resekcji guza lub oczekujących na przeszczepienie wątroby, jako standardową opiekę paliatywną stosuje się terapię lokoregionalną obejmującą embolizację przeztętniczą (TAE) lub chemoembolizację przeztętniczą (TACE)3,4. Terapie te wykorzystują unikalną cechę podwójnego dopływu krwi do wątroby, dzięki której guzy są zasilane prawie wyłącznie przez przepływ krwi tętniczej w wątrobie, podczas gdy otaczająca wątroba otrzymuje większość dopływu krwi z żyły wrotnej5,6.
Ze względu na bardzo ograniczoną skuteczność uznanych terapii HCC, wirusy onkolityczne okazały się obiecującymi alternatywnymi terapiami. JX-594, niedawno przemianowany na Pexa-Vec, jest wektorem krowianki z delecją kinazy tymidyny, uzbrojonym w czynnik stymulujący tworzenie kolonii granulocytów i makrofagów (GM-CSF), który zakończył II fazę badania klinicznego dla HCC7. Niedawno rekombinowany wektor wirusa pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej (VSV) wykazujący ekspresję ludzkiego interferonu-beta wszedł w fazę I badania klinicznego nad HCC opornym na sorafenib (NCT01628640). W miarę jak wirusy onkolityczne zbliżają się do uzyskania zgody na kliniczne zastosowanie HCC u pacjentów, oczywista staje się potrzeba znalezienia skutecznej drogi podawania ukierunkowanej na chorobę wieloogniskową. Podczas gdy dostarczanie ogólnoustrojowe jest w dużej mierze nieskuteczne ze względu na nieefektywną transdukcję guza, aplikacje donowotworowe mogą ograniczyć skuteczność terapii do wstrzykniętego guza, pozostawiając niewstrzykiwane mikroskopijne zmiany podatne na postęp choroby.
Ustaliliśmy metodę izolowania tętnicy wątrobowej u szczurów w celu podania terapii wirusem onkolitycznym w sposób lokoregionalny w celu ukierunkowania na ortotopowe HCC. Wykazaliśmy, że ta droga podania powoduje bezpieczną i skuteczną transdukcję wieloogniskowych guzków HCC, co skutkuje znacznym wydłużeniem przeżycia u szczurów kompetentnych immunologicznie8-10. Tutaj opisujemy metodę uzyskiwania dostępu, preparowania i wstrzykiwania do tętnicy wątrobowej u szczurów. Schemat procedury przedstawiono na rysunku 1 (poprzednio opublikowanym9)

<table><tbody><tr><td>Maszynki do strzyżenia weterynaryjnego</td><td>Aesculap</td><td>GT415</td><td>Mały, bezprzewodowy trymer idealny do usuwania sierści z obszaru operacyjnego</td></tr><tr><td>Stereoskop</td><td>Zeiss</td><td>Stemi SV6</td><td></td></tr><tr><td>30 G Igły</td><td>Braun</td><td>4656300</td><td>30 G x &frac12; "</td></tr><tr><td>Strzykawki 1 ml</td><td>Braun</td><td>9161406V</td><td>Strzykawka tuberkulinowa</td></tr><tr><td>Jednorazowy skalpel</td><td>Pióro</td><td>2975#15</td>#<td>15 ostrze&nbsp;</td></tr><tr><td>Standardowe nożyczki chirurgiczne</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-13&nbsp;</td><td>Ostre/, do otwierania skóry i mięśni</td></tr><tr><td>Kleszcz Adson</td><td>Fine Science Tools</td><td>1101-12</td><td>Z zębami, do chwytania skóry i mięśni</td></tr><tr><td>Retraktor Alm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td>Z zębami, do otwierania jamy brzusznej podczas operacji</td></tr><tr><td>Waciki z gazy</td><td>Lohmann & Rauscher</td><td>18504</td><td>7,5 cm x 7,5 cm, przed użyciem należy go sterylizować w autoklawie</td></tr><tr><td>Waciki do aplikatorów z bawełnianą końcówką</td><td>Lohmann & Rauscher</td><td>11970</td><td>Sterylne</td></tr><tr><td>Foreceps z cienką końcówką</td><td>Fine Science Tools</td><td>11063-07</td><td>0,4 mm, końcówka kątowa, do preparowania tętnicy wątrobowej</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td>Do delikatnego cięcia</td></tr><tr><td>Uchwyt na mikroigły</td><td>Fine Science Tools</td><td>12076-12</td><td>Do podwiązywania tętnicy żołądkowo-dwunastniczej</td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę</td><td>Fine Science Tools</td><td>12005-15</td><td>Szczęki z węglika wolframu</td></tr><tr><td>7-0 Nici prolenowe</td><td>Ethicon</td><td>8648H</td><td>Szew polipropylenowy z zakrzywioną igłą, do podwiązania tętnicy żołądkowo-dwunastniczej</td></tr><tr><td>4-0 Nici Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>V3040H</td><td>Z dołączoną zakrzywioną igłą</td></tr><tr><td>Lampa grzewcza na podczerwień</td><td>Beurer</td><td>IL11</td><td>Do utrzymania temperatury ciała po operacji</td></tr></tbody></table>

przeztętnicze podawanie wirusów onkolitycznych w lokoregionalnej terapii ortotopowego hcc u szczurów

Transarterial Administration of Oncolytic Viruses for Locoregional Therapy of Orthotopic HCC in Rats

Rak wątrobowokomórkowy (HCC) jest chorobą o ograniczonych możliwościach leczenia i złym rokowaniu. W ostatnich latach wirusoterapie onkolityczne okazały się potencjalnie potężnymi narzędziami do walki z nowotworami złośliwymi. Ze względu na unikalne podwójne ukrwienie wątroby, możliwe jest miejscowe stosowanie terapii w ortotopowych guzach wątroby, które są zasilane głównie przez tętniczy przepływ krwi. Wcześniej wykazaliśmy, że dostarczanie wirusów onkolitycznych do tętnic wątrobowych skutkuje bezpieczną i skuteczną skutecznością transdukcji wieloogniskowych zmian HCC, co skutkuje znacznym wydłużeniem przeżycia u szczurów kompetentnych immunologicznie. Procedura ta ściśle naśladuje zastosowanie embolizacji przeztętniczej u pacjentów, która jest standardową opieką paliatywną zapewnianą wielu pacjentom z HCC. Możliwość podawania terapii nowotworowych przez tętnicę wątrobową u szczurów pozwala na wysoce zaawansowany model przedkliniczny do oceny opracowywanych nowych wektorów wirusowych. Tutaj opisujemy szczegółowy protokół mikrodysekcji tętnicy wątrobowej do infuzji wektorów wirusa onkolitycznego w leczeniu ortotopowego HCC.

Z doświadczeniem można osiągnąć niemal 100% wskaźnik sukcesu (oznaczający, że tętnica została pomyślnie wypreparowana i poddana iniekcji, a zwierzę przeżyło operację). Jednakże stan zdrowia szczura przed zabiegiem (stopień obciążenia guzem, podstawowa funkcja wątroby itp.) będzie oczywiście odgrywał rolę w wyniku interwencji chirurgicznej. Po operacji u szczurów można spodziewać się przejściowej utraty masy ciała oraz niewielkiego, przejściowego wzrostu poziomu enzymów wątrobowyc...

Wirusoterapie onkolityczne są w trakcie opracowywania jako nowe terapie w leczeniu raka wątrobowokomórkowego (HCC). W tym artykule opisano metodę lokoregionalnej terapii HCC poprzez wątrobowe podawanie wirusa onkolitycznego do tętnic.

Przeztętnicze podawanie wirusów onkolitycznych w lokoregionalnej terapii ortotopowego HCC u szczurów

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a disease with limited treatment options and poor prognosis.  In recent years, oncolytic virotherapies have proven ...

Ogólnym celem tej interwencji chirurgicznej jest podanie miejscowej terapii wirusem onkolitycznym drogą tętnicy wątrobowej do ortotopowych zmian raka wątrobowokomórkowego (HCC). Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie wirusów onkolitycznych, takie jak: jaka jest skuteczność terapii stosowanej miejscowo w leczeniu ortotopowego HCC? Główną zaletą tej techniki jest możliwość dostarczenia wysokich mian wirusa onkolitycznego do wielu zmian HCC.Ograniczenie podawania wewnątrznowotworowego lub systemowego. Technika ta naśladuje zastosowanie chemoembolizacji przezcewnikowej. Jest to standard opieki nad wieloma pacjentami z HCC, co pozwala na doskonałą translację danych przedklinicznych.Przed rozpoczęciem zabiegu należy założyć odpowiednie środki ochrony osobistej oraz zdezynfekować obszar operacyjny i sprzęt 70% ethanol. Rozcieńczyć wirusa do odpowiedniego stężenia, uwzględniając toksyczność wirusa oraz podatność szczepu szczura, który jest wykorzystywany. Następnie należy napełnić strzykawki o pojemności jednego mililitra rozcieńczonym wirusem i wyposażyć je w igły 30 Gauge, dbając o usunięcie wszystkich pęcherzyków powietrza.Potwierdź, że szczur jest w pełni zsedowany, sprawdzając brak reakcji na uciśnięcie poduszki stopy. Za pomocą małego, zakrzywionego skalpela wykonaj niewielkie, pionowe nacięcie skóry bezpośrednio wzdłuż linii środkowej i rozszerz otwór aż do wyrostka xifoidego. Następnie w ten sam sposób przetnij warstwę mięśniową, uważając, aby nie przebić organów jamy brzusznej.Umieść rozwieracz w poprzek brzucha, aby rozsunąć mięśnie i skórę, odsłaniając cały obszar brzuszny. Następnie zwilż dwa gaziki o wymiarach 7,5 na 7,5 centymetra solą fizjologiczną i rozłóż jeden gazik u góry otworu chirurgicznego, a drugi u dołu. Aby wyizolować tętnicę wątrobową, użyj najpierw dwóch zwilżonych patyczków z watą, aby delikatnie przenieść jelita i kątnicę z jamy brzusznej na dolny gazik, składając gazik nad organami, aby utrzymać ich wilgotność.Następnie delikatnie unieś i odwróć lewy płat boczny wątroby na górną gazę i za pomocą małych nożyczek sprężynowych przetnij błonę włóknistą znajdującą się na spodniej stronie płata. Złóż gazę nad płatem, aby go unieruchomić. Następnie, używając mikroskopu sekcyjnego i precyzyjnej pęsety, wypreparuj cienką błonę otaczającą wewnętrzny płat ogonowy i odwróć ten płat na górną gazę.Umieść wewnętrzny płat ogonowy pod złożeniem gazy wraz z lewym płatem bocznym, a następnie w ten sam sposób odprepuj tylny płat ogonowy. Po umieszczeniu tylnego płata ogonowego pod gazą, zlokalizuj wspólną tętnicę wątrobową, rozpoznając ją po silnych pulsacjach. Podążając za tętnicą w kierunku anatomicznej prawej strony, użyj cienkich pęsety, aby usunąć grubą tkankę błoniastą przesłaniającą tętnice żołądkowo-dwunastniczą i właściwą tętnicę wątrobową.Zatrzymaj wszelkie krwawienie za pomocą aplikatora bawełnianego. Następnie użyj dwóch cienkich pęset atraumatycznych, aby ostrożnie odseparować wspólną tętnicę wątrobową, tętnicę żołądkowo-dwunastniczą oraz właściwą tętnicę wątrobową od otaczających je błon. Aby wstrzyknąć preparat do tętnicy wątrobowej, najpierw przeprowadź szew z prolenu 7-0 pod tętnicą żołądkowo-dwunastniczą, a następnie za pomocą mikroigłotrzymacza zawiąż trwałą ligaturę na dystalnym końcu tętnicy tuż nad rozwidleniem, pozostawiając około dwóch cali nici po obu stronach.Następnie załóż mały zacisk na wspólną tętnicę wątrobową, aby tymczasowo zablokować przepływ krwi. W ciągu pięciu minut od założenia zacisku zwiększ powiększenie, aż tętnica żołądkowo-dwunastnicza zostanie wyraźnie wyostrzona i będzie wydawać się wystarczająco duża, aby precyzyjnie wprowadzić igłę. Następnie wprowadź igłę strzykawki do wtryskiwania do światła tętnicy żołądkowo-dwunastniczej i powoli naciśnij tłok, aby zmaksymalizować wydajność transdukcji.Po podaniu całej objętości wstrzykniętej substancji, powoli wycofaj igłę z tętnicy, a następnie przeprowadź drugą szwę z prolenu 7-0 pod tętnicą żołądkowo-dwunastniczą. Zawiąż drugą trwałą ligaturę powyżej miejsca wstrzyknięcia i zdejmij zacisk z tętnicy wątrobowej wspólnej. Potwierdź przywrócenie przepływu krwi przez tętnicę wątrobową właściwą w kierunku wątroby, a następnie odetnij wolne końce ligatur.Należy potwierdzić brak krwawienia wewnętrznego. Następnie wprowadzić wyewagowane tkanki z powrotem do jamy brzusznej. Używając nici vicryl 4-0 i zakrzywionej igły, zaszyć mięśnie oraz skórę w osobnych warstwach, stosując szwy ciągłe w odstępach około jednego milimetra.Następnie monitoruj zwierzę do czasu jego pełnego powrotu do zdrowia. Kinetyka replikacji wirusa wewnątrz guza zależy od rodzaju wirusa. Na przykład replikacja wirusa zapalenia jamy ustnej u zwierząt (vesicular stomatitis virus) osiąga szczyt w ciągu jednego dnia od iniekcji.Z licznymi ogniskami wirusowymi, obecnymi wyłącznie w obrębie guzków raka hepatokomórkowego u zwierząt poddanych iniekcji. W przeciwieństwie do tego, wirus choroby Nowcastle'a wykazuje przedłużoną kinetykę replikacji wirusowej, z maksymalnymi mianami wirusa w piątym dniu po iniekcji. Ze względu na inherentną swoistość wirusów względem nowotworu, patogen jest szybko eliminowany z otaczającej go prawidłowej tkanki wątroby.Dodatkowo, analiza morfometryczna losowo wybranych guzków nowotworowych traktowanych wektorem wirusa zapalenia jam ustnych (vesicular stomatitis virus) wykazuje, że wydajność transdukcji guza nie koreluje z jego wielkością. Podanie przeztętnicze wewnątrzwątrobowe biodegradowalnych mikrosfer skrobiowych równocześnie z roztworem wirusa prowadzi do niemal całkowitej embolizacji guzków nowotworowych, wywierając przy tym minimalny wpływ na ukrwienie prawidłowej tkanki wątroby. Potwierdzają to przedstawione obrazy z dynamicznego rezonansu magnetycznego z kontrastem, uzyskane przy użyciu środka kontrastowego na bazie gadolinu.Po opanowaniu ta technika może zostać wykonana w 20 minut, pod warunkiem prawidłowego przeprowadzenia procedury. Podczas wykonywania tego zabiegu ważne jest, aby wszystko przygotować przed podaniem znieczulenia, co pozwoli zminimalizować czas trwania interwencji. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak przeprowadzić dyssekcję tętnicy wątrobowej i przygotować ją do wstrzyknięcia roztworów wirusa onkolitycznego w ramach terapii lokoregjonalnej HCC.Należy pamiętać, że praca z wirusami może być niezwykle niebezpieczna, dlatego podczas wykonywania tej procedury należy zawsze przestrzegać środków ostrożności, takich jak noszenie osobistej odzieży ochronnej oraz odpowiednia dezynfekcja obszaru roboczego i narzędzi.

transarterial-administration-oncolytic-viruses-for-locoregional

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym artykule opisujemy identyfikację serotypu 3 wirusa towarzyszącego adenowirusom (AAV3) jako najskuteczniejszego wektora do celowania w ludzkie komórki raka wątroby.<br...

Wysokoefektywna transdukcja komórek raka wątroby za pomocą wektorów rekombinowanego wirusa adeno-zależnego serotypu 3

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Film demonstruje lokoregionalne dostarczanie wirusów onkolitycznych poprzez wstrzyknięcie do tętnicy wątrobowej jako podejście terapeutyczne w przypadku raka wątrobowokomórkowego. Wirusy te selektywnie replikują się w komórkach nowotworowych, indukując lizę komórek i uwalniając antygeny związane z komórkami nowotworowymi. Proces ten wyzwala immunogenną śmierć komórki, indukując odpowiedź przeciwnowotworową.

Celowanie w nowotwory wątroby za pomocą wirusów onkolitycznych za pośrednictwem tętnicy wątrobowej

Pomocniczy przeszczep wątroby zapewnia tymczasowe wsparcie w ostrej niewydolności wątroby, aż do regeneracji niewydolnej wątroby. Heterotopowy pomocniczy przeszczep wątroby (HALT) z tętnicą żyły wrotnej (PVA) zapewnia wystarczającą czynność wątroby. Opracowaliśmy analogiczną technikę na szczurach, aby zbadać wpływ tętnicy żyły wrotnej na morfologię i funkcję przeszczepu.

Heterotopowe pomocnicze przeszczepienie wątroby szczura z tętnicą żyły wrotnej o regulowanym przepływie w ostrej niewydolności wątroby

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Celem tego artykułu jest dostarczenie podstaw do rozwoju i wykorzystania modelu raka wątroby VX2 dla królika.

Opracowanie i angiograficzne zastosowanie króliczego modelu VX2 w raku wątroby

Tutaj opisujemy rozwój klinicznie istotnego mysiego modelu raka wątroby, podsumowującego typowe cechy immunologiczne raka wątrobowokomórkowego (HCC).

Onkogenny, indukowany hepatocytami, ortotopowy mysi model raka wątrobowokomórkowego powstającego w warunkach zapalenia i zwłóknienia wątroby

Wstrzyknięcie organoidów raka jelita grubego (CRC) do żyły wrotnej powoduje przerzuty do wątroby bogate w zręb. Ten mysi model przerzutów do wątroby CRC stanowi użyteczne narzędzie do badania interakcji guz-zręb i opracowywania nowych terapii ukierunkowanych na zręb, takich jak terapie genowe za pośrednictwem wirusa związanego z adenowirusem.

Wstrzyknięcie do żyły wrotnej organoidów raka jelita grubego w celu zbadania zrębu z przerzutami do wątroby

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia ortotopowych ksenoprzeszczepów raka wątrobowokomórkowego z podwiązaniem tętnicy wątrobowej i bez niej oraz wykonywania nieinwazyjnego obrazowania hipoksji guza za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) przy użyciu [18F]Fluoromisonidazolu ([18F]FMISO) i [18F]Fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG).

Nieinwazyjne obrazowanie PET/MR w ortotopowym mysim modelu raka wątrobowokomórkowego

Wirusy onkolityczne stanowią obiecującą metodę terapeutyczną w leczeniu nowotworów. Zdolność do oceny podatności na zakażenie żywych próbek tkanek pobranych od pacjentów przed rozpoczęciem leczenia jest unikalną zaletą tego podejścia terapeutycznego. Niniejszy protokół opisuje sposób przygotowania tkanek do zakażenia ex vivo wirusem onkolitycznym oraz późniejszą kwantyfikację wirusa.

Ex Vivo zakażanie żywej tkanki wirusami onkolitycznymi

Poznaj metodę tętniczej podaży wirusów onkolitycznych w leczeniu lokalno-ogólnym HCC u szczurów. Technika umożliwia dostarczenie wysokich mian wirusa bezpośrednio do zmian nowotworowych.

Przeztętnicze podawanie wirusów onkolitycznych w lokoregionalnej terapii ortotopowego HCC u szczurów

Przeglądaj więcej filmów