Name: Przezskórna ocena czynności nerek u świadomych gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
Description: Poznaj przezskórną metodę pomiaru szybkości filtracji kłębuszkowej u gryzoni bez pobierania krwi. Technika FITC-sinistrin umożliwia natychmiastową analizę czynności nerek w badaniach nefrologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

ZHP było wspierane przez projekt Marie-Curie: NephroTools.

Niezbędne eksperymenty do opracowania protokołu zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi przepisami i zostały zatwierdzone przez lokalny komitet nauk etycznych (Regierungspräsidium Karlsruhe).
1. Przygotowanie roztworu do wstrzykiwań FITC-sinistrin
<ol>
	<li>Rozpuścić FITC-sinistrynę w soli fizjologicznej, aby przygotować roztwór podstawowy. Zalecana dawka u myszy wynosi 7,5 mg/100 g masy ciała (m.c.), natomiast u szczurów preferowana jest 5 mg/100 g m.c. FITC-sinistrin. W przypadku myszy należy przygotować roztwór podstawowy FITC-sinistrin o stężeniu 15 mg/ml, natomiast w przypadku szczurów przygotować roztwór o stężeniu 40 mg/ml. 
	nuta: Roztwór podstawowy FITC-sinistrin można przygotować z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze -20 °C, chroniąc przed światłem.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Aklimatyzować zwierzęta przez co najmniej tydzień przed ich wprowadzeniem do jakiegokolwiek eksperymentu.</li>
	<li>Znieczulać zwierzę za pomocą 5% izofluranu przy przepływie 5 l/minO2 przez 2 min.</li>
	<li>Upewnij się, że zwierzę jest odpowiednio znieczulone, obserwując jego oddech, który staje się wolniejszy i głębszy, i zweryfikuj brak reakcji z brakiem reakcji palca.</li>
	<li>Gdy zwierzę zaśnie, zmniejsz znieczulenie do 2,5% izofluranu przy szybkości podawania 2 l/min O2 i weź BW.</li>
	<li>Usuń sierść z boku grzbietu zwierzęcia za pomocą golarki elektrycznej. Ogol obszar nieco większy niż obszar, który będzie zajmowany przez dwustronny plaster samoprzylepny o wymiarach 3 cm x 6 cm.</li>
	<li>Następnie nałóż krem do depilacji na krótki czas (2-3 min), aby usunąć pozostałą sierść.</li>
	<li>Dokładnie umyj obszar, aż krem zostanie całkowicie usunięty, ponieważ sam krem może być fluorescencyjny. 
	nuta: Unikaj drapania skóry zwierzęcia, ponieważ może to spowodować podrażnienie/obrzęk. Jeśli depilowany obszar wykazuje pigmentację na skórze, ogol większy obszar, aż zostanie znalezione niepigmentowane miejsce na część optyczną urządzenia. Zaleca się golenie z 24-godzinnym wyprzedzeniem, aby zminimalizować ekspozycję na znieczulenie.</li>
</ol>
3. Przygotowanie urządzenia
<ol>
	<li>Umieść przyrząd optyczny do pomiaru czynności nerek po jednej stronie dwustronnego plastra samoprzylepnego, umieszczając część optyczną nad przezroczystym okienkiem (ryc. 1), pozostawiając przeciwną część z folią ochronną. 
	nuta: Podczas pracy z małymi gryzoniami zmniejsz rozmiar łaty, jak pokazano na rysunku 2.</li>
	<li>Przymocuj do baterii kawałek dwustronnej łatki samoprzylepnej o odpowiednim rozmiarze, jak pokazano na rysunku 3.</li>
</ol>
4. Utrwalenie urządzenia na zwierzęciu
<ol>
	<li>Należy obliczyć odpowiednią objętość wstrzyknięcia w zależności od masy ciała zwierzęcia.</li>
	<li>Znieczulić zwierzę izofluranem, jak wskazano wcześniej w punktach 2.1-2.3.</li>
	<li>Wytnij kawałek rurkowego elastycznego bandaża z gazy o długości około 1 cm dłuższej niż szerokość dwustronnego plastra samoprzylepnego, który ma być użyty.</li>
	<li>Naciągnij bandaż z elastycznej gazy na głowę zwierzęcia i umieść go na grzbiecie, pozostawiając ogolony obszar odkryty. 
	nuta: Alternatywnie przymocuj urządzenie za pomocą samej taśmy samoprzylepnej, ale należy pamiętać o nadmiernym nacisku na urządzenie.</li>
	<li>Podłącz baterię do urządzenia, podłączając złącze baterii do odpowiedniego portu w urządzeniu. Następnie usuń folię ochronną z kawałka plastra i zamontuj baterię na górnej powierzchni urządzenia (Rysunek 4A). Upewnij się, że bateria jest prawidłowo podłączona, sprawdzając, czy urządzenie zaczyna migać. 
	nuta: U szczurów baterię można również przymocować bezpośrednio na plastrze samoprzylepnym, obok urządzenia (Rysunek 4B).</li>
	<li>Zdejmij osłonę ochronną z plastra z urządzeniem operacyjnym i umieść ją na ogolonym obszarze na grzbiecie zwierzęcia, trzymając jego krawędzie, aż zostanie prawidłowo zamocowana.</li>
	<li>Przykryj urządzenie rurkowym bandażem z elastycznej gazy, przyklejając go do klejącej powierzchni plastra (Rysunek 5).</li>
	<li>Prawidłowo rozciągnij bandaż rurkowy na brzuchu zwierzęcia, upewniając się, że kończyny mogą się swobodnie poruszać.</li>
	<li>Aby uzyskać lepsze mocowanie i ochronę urządzenia, nałóż pasek taśmy klejącej zgodnie z kształtem urządzenia i zakrywający przewody akumulatora.</li>
	<li>Mierz tło przez 1 do 3 minut, bez wywierania nacisku na urządzenie</li>
</ol>
5. Procedura podawania i pomiaru FITC-sinistrin
<ol>
	<li>Jeśli to konieczne, przed wstrzyknięciem należy rozgrzać ogon zwierzęcia ciepłą wodą lub płytą grzewczą o kontrolowanej temperaturze.</li>
	<li>Wstrzyknąć przez żyłę ogonową odpowiednią objętość roztworu podstawowego FITC-sinistrin. Objętość wstrzyknięcia zależy od masy ciała zwierzęcia i dlatego musi być obliczona dla każdej osoby, biorąc pod uwagę pożądaną dawkę i stężenie roztworu podstawowego, o których mowa w punkcie 1.1.</li>
	<li>Upewnij się, że cały roztwór FITC-sinistrin jest podawany dożylnie, a nie podskórnie. 
	nuta: Alternatywnie, FITC-sinistrin może być podawany za pomocą wstępnie wszczepionego cewnika dożylnego wyprowadzanego na kark u gryzoni lub przez wstrzyknięcie wstecz oczodołowe u myszy</li>.
	<li>Ostrożnie umieść zwierzę z powrotem w klatce domowej, unikając silnych ruchów i jakiegokolwiek nacisku na urządzenie, ponieważ wprowadziłoby to artefakty ruchowe.</li>
	<li>Umieść klatkę domową w spokojnym miejscu, aby uniknąć przeszkadzania zwierzęciu.</li>
	<li>Wykonuj pomiar przez co najmniej 1 godzinę w przypadku pracy z myszami i 2 godziny w przypadku korzystania ze szczurów. W tym czasie urządzenie optyczne będzie mierzyć przez skórę fluorescencję emitowaną przez FITC-sinistrin. 
	nuta: W okresie rejestracji zwierzę musi być trzymane samotnie. Ponadto należy usunąć dopływ wody, a także wystające konstrukcje, takie jak druciane pokrywy, aby uniknąć uszkodzenia urządzenia elektronicznego i artefaktów ruchu w wyniku uderzeń o przedmioty.</li>
</ol>
6. Usuwanie urządzenia
<ol>
	<li>Po upływie okresu rejestracji należy wyjąć urządzenie bez znieczulenia, jednak w razie potrzeby znieczulić zwierzę krótko pod 5% izofluranem przy szybkości podawania 5 l/minO2 w ciągu 2 minut.</li>
	<li>Ostrożnie najpierw zdejmij taśmę klejącą, a następnie bandaż rurkowy.</li>
	<li>Delikatnie odczep dwustronny plaster samoprzylepny od skóry i umieść zwierzę z powrotem w normalnej klatce domowej.</li>
</ol>
7. Odczyt danych
<ol>
	<li>Odłącz akumulator od urządzenia i usuń łatkę samoprzylepną. 
	nuta: Dane są przechowywane w urządzeniu do momentu rozpoczęcia nowego pomiaru. Po podłączeniu baterii zapisane dane są nadpisywane nowymi nagraniami. Dlatego nie podłączaj ponownie baterii przed pobraniem danych z urządzenia. Istnieje 10-sekundowy okres karencji przeznaczony na przypadkowe ponowne włączenie baterii.</li>
	<li>Podłącz urządzenie do komputera za pomocą micro USB i pobierz dane za pomocą dostarczonego oprogramowania. Plik wyjściowy to plik .csv, który można otwierać i modyfikować za pomocą programu do obsługi arkuszy kalkulacyjnych.</li>
	<li>Otwórz plik danych z odpowiednim oprogramowaniem dla urządzenia optycznego i wygeneruj krzywą kinetyki eliminacji za pomocą protokołów oprogramowania.</li>
	<li>Przeanalizuj krzywą, postępując zgodnie z instrukcjami dostarczonymi z urządzeniem optycznym. Krótko, w celu oceny danych, należy ustawić sygnał tła zmierzony przed podaniem FITC-sinistrin i zaznaczyć początek fazy wykładniczego wydalania markera, która zwykle występuje 15 minut i 45 minut po wstrzyknięciu bolusa, odpowiednio u myszy i szczurów. 
	nuta: Oprogramowanie automatycznie wyświetli okres półtrwania FITC-sinistryny (t1/2) wraz z wartością R2, określoną przez model 1-komorowy. t1/2 można wykorzystać do obliczenia GFR przy użyciu współczynnika konwersji9,10.</li>
</ol>

<ol><li>Stevens, L. A., Levey, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measured+GFR+as+a+confirmatory+test+for+estimated+GFR%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Measured GFR as a confirmatory test for estimated GFR.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 2305-2313 (2009).</li>
<li>Katayama, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calculation+of+glomerular+filtration+rate+in+conscious+rats+by+the+use+of+a+bolus+injection+of+iodixanol+and+a+single+blood+sample%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Calculation of glomerular filtration rate in conscious rats by the use of a bolus injection of iodixanol and a single blood sample.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 61, 59-64 (2010).</li>
<li>Reinhardt, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+immunoassay+technology+%28FIT%29%2C+a+new+approach+for+measuring+physiological+functions%3A+application+of+FIT+to+measure+glomerular+filtration+rate+%28GFR%29%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Functional immunoassay technology (FIT), a new approach for measuring physiological functions: application of FIT to measure glomerular filtration rate (GFR).</a> Am J Physiol Renal Physiol. 295, F1583-F1588 (2008).</li>
<li>Rieg, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+method+for+measurement+of+glomerular+filtration+rate+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A high-throughput method for measurement of glomerular filtration rate in conscious mice.</a> J Vis Exp. , e50330(2013).</li>
<li>Yu, W., Sandoval, R. M., Molitoris, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+determination+of+renal+filtration+function+using+an+optical+ratiometric+imaging+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Rapid determination of renal filtration function using an optical ratiometric imaging approach.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 292, F1873-F1880 (2007).</li>
<li>Wang, E., Sandoval, R. M., Campos, S. B., Molitoris, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+diagnosis+and+quantification+of+acute+kidney+injury+using+fluorescent+ratio-metric+determination+of+glomerular+filtration+rate+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Rapid diagnosis and quantification of acute kidney injury using fluorescent ratio-metric determination of glomerular filtration rate in the rat.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 299, F1048-F1055 (2010).</li>
<li>Colson, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+choice+of+the+anesthetic+influence+renal+function+during+infrarenal+aortic+surgery%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth+Analg%22%5BJournal%5D)">Does choice of the anesthetic influence renal function during infrarenal aortic surgery?</a> Anesth Analg. 74, 481-485 (1992).</li>
<li>Fusellier, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+three+anesthetic+protocols+on+glomerular+filtration+rate+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Influence of three anesthetic protocols on glomerular filtration rate in dogs.</a> Am J Vet Res. 68, 807-811 (2007).</li>
<li>Schreiber, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcutaneous+measurement+of+renal+function+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 303, F783-F788 (2012).</li>
<li>Schock-Kusch, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcutaneous+measurement+of+glomerular+filtration+rate+using+FITC-sinistrin+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrol+Dial+Transplant%22%5BJournal%5D)">Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats.</a> Nephrol Dial Transplant. 24, 2997-3001 (2009).</li>
<li>Schock-Kusch, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcutaneous+assessment+of+renal+function+in+conscious+rats+with+a+device+for+measuring+FITC-sinistrin+disappearance+curves%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves.</a> Kidney Int. 79, 1254-1258 (2011).</li>
<li>Steinbach, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pilot+study+to+assess+the+feasibility+of+transcutaneous+glomerular+filtration+rate+measurement+using+fluorescence-labelled+sinistrin+in+dogs+and+cats%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats.</a> PLoS One. 9, e111734(2014).</li>
<li>Schock-Kusch, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliability+of+transcutaneous+measurement+of+renal+function+in+various+strains+of+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Reliability of transcutaneous measurement of renal function in various strains of conscious mice.</a> PLoS One. 8, e71519(2013).</li>
<li>Cowley, A. W. Jr, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progression+of+glomerular+filtration+rate+reduction+determined+in+conscious+Dahl+salt-sensitive+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Progression of glomerular filtration rate reduction determined in conscious Dahl salt-sensitive hypertensive rats.</a> Hypertension. 62, 85-90 (2013).</li>
<li>Giani, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+angiotensin-converting+enzyme+is+essential+for+the+hypertension+induced+by+nitric+oxide+synthesis+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Renal angiotensin-converting enzyme is essential for the hypertension induced by nitric oxide synthesis inhibition.</a> J Am Soc Nephrol. 25, 2752-2763 (2014).</li>
<li>Sadick, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+non-invasive+GFR-estimation+methods+in+rat+models+of+polycystic+kidney+disease%3A+3.0+Tesla+dynamic+contrast-enhanced+MRI+and+optical+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrol+Dial+Transplant%22%5BJournal%5D)">Two non-invasive GFR-estimation methods in rat models of polycystic kidney disease: 3.0 Tesla dynamic contrast-enhanced MRI and optical imaging.</a> Nephrol Dial Transplant. 26, 3101-3108 (2011).</li>
<li>Trudu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+noncoding+UMOD+gene+variants+induce+salt-sensitive+hypertension+and+kidney+damage+by+increasing+uromodulin+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Common noncoding UMOD gene variants induce salt-sensitive hypertension and kidney damage by increasing uromodulin expression.</a> Nat Med. 19, 1655-1660 (2013).</li>
<li>Zollner, F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+measurement+of+kidney+function+by+dynamic+contrast+enhanced+MRI+and+FITC-sinistrin+clearance+in+rats+at+3+tesla%3A+initial+results%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Simultaneous measurement of kidney function by dynamic contrast enhanced MRI and FITC-sinistrin clearance in rats at 3 tesla: initial results.</a> PLoS One. 8, e79992(2013).</li>
</ol>

NG posiada patent na produkcję FITC-sinistrin.

W niniejszej pracy opisano procedurę określania funkcji nerek u przytomnych gryzoni przy użyciu zminiaturyzowanego urządzenia i egzogennego markera nerkowego FITC-sinistrin. Jak wspomniano wcześniej, metoda ta ma kilka zalet w porównaniu z tradycyjnymi procedurami usuwania moczu i osocza. Jednym z nich jest niezależność od pobierania próbek krwi i moczu, co prowadzi do dużych oszczędności w zakresie materiałów eksploatacyjnych, czasu i oczywiście stresu zwierząt.
Jak pokazano w Tabeli 2, egzogenny marker nerkowy FITC-sinistrin i pomiar kinetyki jej eliminacji przez skórę pozwalają na zbadanie wpływu patologii nerek na czynność nerek 9,10,14-18. Seryjne pobieranie próbek krwi niezbędnych do oceny klirensu osocza lub biomarkerów choroby nerek jest stresujące dla zwierzęcia, uciążliwe i czasochłonne dla badaczy. W związku z tym sekwencyjne pomiary w obrębie tego samego zwierzęcia były ograniczone ze względu na dobrostan zwierząt i względy metodologiczne. Udowodniona odtwarzalność pomiaru przezskórnegou zwierząt 13 sprawia, że jest to idealna metoda wykrywania zmian w funkcji nerek spowodowanych postępem choroby lub starzeniem się. Z tego samego powodu niezwykle przydatne może być również badanie skuteczności podejść terapeutycznych.
Dwa kluczowe kroki dla pomyślnego zastosowania tej technologii to zamocowanie urządzenia optycznego na zwierzęciu i prawidłowe podanie markera. Urządzenie musi być odpowiednio zamocowane, aby uniknąć artefaktów ruchu. W tym celu kluczowe znaczenie ma zapobieganie przyczepianiu i odklejaniu się dwustronnego plastra samoprzylepnego, ponieważ może to prowadzić do utraty jego właściwości adhezyjnych i ostatecznie do niewłaściwego mocowania na zwierzęciu. Jak wspomniano w protokole, unieruchomienie i ochrona urządzenia optycznego poprzez zakrycie go taśmą klejącą jest skutecznym podejściem zapewniającym odpowiednie mocowanie. Podczas wykonywania wstrzyknięcia bolusa FITC-sinistrin bardzo ważne jest, aby podać całą substancję dożylnie, a nie podskórnie. Uwolnienie markera w tkance podskórnej można łatwo zidentyfikować za pomocą żółtego pierścienia otaczającego ogon zwierzęcia, wytwarzanego przez własny kolor FITC-sinistrin. Wstrzyknięcie podskórne zwykle objawia się bardziej płaską krzywą i wydłużonym czasem wydalania markera. Ewentualne ograniczenie tej metody jest bardziej związane z zastosowanym markerem niż z technologią jako taką. W przypadku wystąpienia obrzęku skóry zwierzęcia nie zaleca się przezskórnej oceny czynności nerek, ponieważ istnieje dodatkowy przedział, który może zmienić dynamikę wydalania FITC-sinistrin. Podobnie, pigmentowana skóra może ograniczać stosowanie tej techniki ze względu na nakładające się widma wzbudzenia i emisji FITC-sinistryny i melaniny. Jednak u zwierząt z pigmentacją skóry w postaci plam problem rozwiązuje się, umieszczając część optyczną urządzenia w niepigmentowanym obszarze.
Możliwe jest modyfikowanie różnych aspektów przezskórnej oceny czynności nerek w celu dostosowania procedury do różnych gatunków zwierząt i/lub podejść. Na przykład, zalecana dawka FITC-sinistrin lub długość pomiaru mogą być dostosowane w zależności od celu eksperymentu, a także dla różnych gatunków lub modeli zwierzęcych. Ta zdolność adaptacyjna metody została już potwierdzona przez jej udane zastosowanie u różnych gatunków gryzoni i kilku rodzajów szczepów o różnym stanie zdrowotnym. Ponadto przezskórna ocena czynności nerek została niedawno zwalidowana u psów i kotów12 z doskonałymi wynikami. Ze względu na niewątpliwe różnice między tymi zwierzętami a gryzoniami, w badaniu tym określono odpowiednią dawkę FITC-sinistrin zarówno dla psów, jak i kotów, a także przeprowadzono znacznie dłuższy czas pomiaru, 4 godziny zamiast 1 lub 2 godzin stosowanych u gryzoni.
Podsumowując, zastosowanie tej techniki może pomóc nam uzyskać dokładniejszy wgląd w nefrologię, w tym lepiej zrozumieć postęp choroby nerek i efekty terapii. Charakterystyka przezskórnej oceny czynności nerek sprawia, że jest to odpowiednia technika do zastosowania w przyszłych dziedzinach klinicznych stosowanych u ludzi i zwierząt, i powinna być uważana za obiecującą technologię, która zastąpi tradycyjne podejścia.

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest najlepszym parametrem do oceny ogólnej funkcji nerek. Złoty standard do oznaczania GFR opiera się na klirensie egzogennych markerów nerkowych z moczem lub osoczem, takich jak inulina1. Procedury te są jednak czasochłonne i skomplikowane, wymagają seryjnego pobierania próbek krwi i/lub moczu oraz późniejszych testów laboratoryjnych w celu ich analizy. Ponadto metody te są inwazyjne i stresujące dla zwierząt, ograniczając liczbę i częstotliwość, z jaką pomiary mogą być powtarzane. Opracowano szereg alternatywnych podejść w celu uproszczenia klasycznych procedur określania GFR, ale nadal opierają się one na pobieraniu próbek moczu i osocza2-4 i/lub wymagają głębokiego znieczulenia5,6, o którym wiadomo, że wpływa na hemodynamikę i funkcję nerek7,8. Produkty końcowe metabolizmu, takie jak kreatynina, są również szeroko stosowane do oceny czynności nerek. Wiadomo jednak, że dokładność tych endogennych markerów nie jest optymalna, a ponadto do ich analizy niezbędne jest również pobieranie próbek moczu lub krwi.
Tutaj opisujemy przezskórną metodologię oceny funkcji nerek u przytomnych zwierząt. Ta metoda jest prostsza i szybsza niż tradycyjne metody, a także tylko minimalnie inwazyjna. Dzięki tej technice, przy użyciu zminiaturyzowanego urządzenia optycznego i egzogennego markera nerkowego izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC)-sinistryny, możliwe jest określenie czynności nerek niemal w czasie rzeczywistym bez konieczności pobierania próbek osocza lub moczu oraz bez chirurgicznego cewnikowania w celu podania substancji. Ze względu na te cechy metoda nadaje się do wykonywania pomiarów sekwencyjnych u tego samego zwierzęcia.
FITC-sinistrin jest markerem nerkowym swobodnie filtrowanym przez kłębuszki nerkowy, bez reabsorpcji i wydzielania kanalikowego. Część optyczna zminiaturyzowanego urządzenia składa się z dwóch diod elektroluminescencyjnych (LED), które wzbudzają podawany marker oraz fotodiody wykrywającej fluorescencję emitowaną przez skórę. Zarejestrowane dane są przechowywane w pamięci wewnętrznej zintegrowanej z urządzeniem i mogą być wykorzystane do wygenerowania krzywej kinetyki eliminacji FITC-sinistrin. Zasilanie zapewnia mały akumulator litowy. Bardziej szczegółowe informacje na temat urządzenia i jego poszczególnych elementów można znaleźć w Schreiber i wsp. 9. Urządzenie można łatwo zamontować na ciele zwierzęcia za pomocą dwustronnej łatki samoprzylepnej z przezroczystym okienkiem dla elementów optycznych. Wyniki są łatwo dostępne po zakończeniu okresu nagrywania.
Dzięki przedstawionej tutaj metodzie i protokołowi, wprowadzamy obiecującą technologię, która mogłaby zastąpić obecny złoty standard do określania GFR, nie tylko w badaniach, ale także w dziedzinie klinicznej.

<table><tbody><tr><td>Urządzenie NIC-Kidney</td><td>Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH</td><td></td><td>Oprogramowanie, akumulatory i ładowarki są dostarczane wraz z urządzeniem/urządzeniami. Zamówienia należy składać za pośrednictwem info@mapdiagnostics.com</td></tr><tr><td>FITC-sinistrin</td><td>Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH</td><td></td><td>Zamówienia należy składać za pośrednictwem info@mapdiagnostics.com</td></tr><tr><td>Dwustronna łatka samoprzylepna</td><td>Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH</td><td></td><td>Zamówienia należy składać za pomocą</td></tr><tr><td>golarki elektrycznej info@mapdiagnostics.com Isis Rodent</td><td>Braun Aesculap&nbsp;</td><td>GT420</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott GmbH&nbsp;</td><td></td><td></td>PZN4831850</tr><tr><td>Taśma klejąca Leukosilk</td><td>BSN medical</td><td>102200</td><td></td></tr><tr><td>Rurkowy bandaż z elastycznej gazy&nbsp;</td><td>MaiMed Medical GmbH</td><td>73012</td><td>Dostępne są różne rozmiary. Rozmiar 1 jest zalecany dla myszy.</td></tr><tr><td>Krem do depilacji Veet</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>PZN7768307</td><td>Preparat do skóry wrażliwej jest zalecany, ponieważ jest bardziej delikatny dla skóry zwierząt</td></tr><tr><td>Micro USB</td><td>Samsung</td><td>APCBU10BBE</td><td></td></tr><tr><td>Deltajonin Rozwiązanie fizjologiczne</td><td>AlleMan Pharma GmbH</td><td>3366954</td><td>Alternatywnie można go użyć soli fizjologicznej lub PBS&nbsp;</td></tr></tbody></table>

przezskórna ocena czynności nerek u świadomych gryzoni

Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem oceny ogólnej funkcji nerek. Jednak tradycyjne metody oceny GFR są kłopotliwe i czasochłonne. Ponadto wymagane są seryjne próbki krwi lub moczu, co wiąże się ze stresem dla zwierząt doświadczalnych. Najnowsza technika znacznie zmniejsza inwestycję w czas i zasoby, minimalizując inwazyjność i stres zwierząt, ale jest równie ważna jak tradycyjne podejścia. Metoda mierzy przezskórnie czynność nerek. Wykorzystując urządzenie optyczne i egzogenny marker nerkowy izotiocyjanian fluoresceiny (FITC)-sinistrynę, technika ta jest w stanie zmierzyć kinetykę eliminacji markera przez skórę. Ponieważ nie są potrzebne próbki krwi ani moczu ani związane z nimi testy laboratoryjne, wyniki pomiaru przezskórnego są dostępne niemal natychmiast. Metoda została już zwalidowana u różnych gatunków i z powodzeniem zastosowana w kilku modelach patologii nerek. Ponadto, ze względu na swoje minimalnie inwazyjne cechy, nadaje się do pomiarów sekwencyjnych na tym samym zwierzęciu. Tutaj znajduje się szczegółowy protokół do przeprowadzenia przezskórnej oceny czynności nerek u gryzoni.

Konfiguracja pomiaru przezskórnego jest bardzo prosta i szybka: urządzenie umieszcza się na dwustronnym plastrze przylepnym (Rycina 1) i w razie potrzeby dopasowuje jego rozmiar (Rycina 2), a następnie przygotowuje baterię (Rycina 3) i podłącza ją do urządzenia (Rycina 4).
Ta metoda oceny funkcji nerek została już zwalidowana u różnych gatunków poprzez porównanie z tradycyjnym podejściem opartym na klirensie osocza9,11,12. Postępując zgodnie z przedstawionym tutaj protokołem, Schreiber et al. wykazali poprawność tej techniki w różnych modelach mysich, wykazując bardzo zbliżone wyniki pomiędzy pomiarem przezskórnym a klirensem osocza dla wszystkich badanych grup (Tabela 1)9. W tej pracy otrzymane t1/2 przeliczono na GFR przy użyciu specyficznego dla myszy półempirycznego współczynnika konwersji.
Spójność przezskórnej oceny funkcji nerek została potwierdzona również z wykorzystaniem różnych szczepów myszy. Pomiary sekwencyjne przeprowadzone w ciągu 3 dni u tego samego zwierzęcia wykazały współczynnik wariancji na poziomie 3,0-6,2%13. W niniejszym badaniu nie dokonano konwersji na GFR, lecz wyniki wyrażono i zinterpretowano bezpośrednio w odniesieniu do t1/2.
Możliwość uzyskania wyników niemal w czasie rzeczywistym jest jedną z głównych zalet tej metody. Po okresie rejestracji wyniki są natychmiast dostępne do analizy, a dostarczone oprogramowanie błyskawicznie wyświetla krzywą wydalania FITC-sinistriny (Rysunek 6). W tym samym oprogramowaniu można wyznaczyć t1/2 FITC-sinistryny, który może być bezpośrednio wykorzystany jako parametr oceny funkcji nerek przeliczony na GFR. Rysunek 7 przedstawia przebieg krzywej wydalania FITC-sinistryny mierzonej przezskórnie u zwierzęcia z zaburzeniami czynności nerek. Gdy funkcja nerek jest upośledzona, t1/2 FITC-sinistryny wzrasta ze względu na zmniejszone wydalanie substancji, co zmienia kształt krzywej. Typowo zmierzona krzywa nie powraca do poziomu tła i wykazuje zwiększoną powierzchnię pod krzywą. U tego samego zwierzęcia pomiary od etapu przed urazem do etapu po urazie mogą wykazać wzrost maksymalnej intensywności fluorescencji z powodu akumulacji markera spowodowanej jego ograniczonym wydalaniem. W przypadku niewydolności nerek, krzywa FITC-sinistryny mierzona przezskórnie może wykazywać stan stacjonarny ze względu na znaczne upośledzenie funkcji (Rysunek 7B).
Zastosowanie zminiaturyzowanego urządzenia u kilku szczepów gryzoni o różnym stanie zdrowia wykazało, że technika ta jest odpowiednia i wystarczająco czuła, aby wykryć zmiany wynikające z chorób nerek oraz starzenia się. Tabela 2 przedstawia podsumowanie modeli mysich zbadanych do tej pory za pomocą tej metody.
<img alt="Schemat procesu sekwencjonowania DNA z chipem i ścieżką analizy mikromacierzy." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Umieszczenie urządzenia na dwustronnym patchu klejącym. Urządzenie jest montowane na patchu klejącym w taki sposób, aby jego część optyczna znajdowała się w przezroczystym okienku.
<img alt="Wytwarzanie czujnika ubieralnego, obraz A przedstawia wycinanie materiału, obraz B przedstawia zmontowane urządzenie." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Dostosowanie plastra przylepnego dla gryzoni małych rozmiarów. Do stosowania u małych zwierząt zaleca się zmniejszenie rozmiaru plastra. A: Należy wykorzystać urządzenie jako szablon do prawidłowego wycięcia plastra. B: Po uzyskaniu pożądanego rozmiaru urządzenie można umieścić na lepkiej powierzchni plastra. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Proces montażu baterii obejmujący etapy wycinania, warstwowania i łączenia; przygotowanie eksperymentu." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Przygotowanie baterii. Aby przymocować baterię do urządzenia, należy wyciąć mały fragment dwustronnej taśmy klejącej (A i B) i umieścić go na powierzchni baterii (C). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Prototypy urządzeń bateryjnych, widoczna płyta obwodowa, pokazująca warianty montażu, badanie projektu elektronicznego." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Podłączenie i rozmieszczenie baterii podczas pomiaru. (A) U małych gryzoni, takich jak myszy, ze względu na ograniczoną przestrzeń baterię należy umieścić na górze urządzenia. (B) U większych zwierząt baterię można umieścić obok urządzenia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Prototyp noszonego biosensora u szczura; badania biomedyczne, monitorowanie, analiza danych zdrowotnych." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig5.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Umieszczenie rurkowego elastycznego bandaża z gazy u szczura. Bandaż rurkowy powinien zakrywać dwustronny plaster samoprzylepny, nie ograniczając swobodnego ruchu kończyn, aby zapewnić komfort zwierzęciu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres dopasowania widma przedstawiający analizę danych absorpcji przejściowej w spektroskopii." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig6.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6. Reprezentatywny obraz krzywej eliminacji FITC-sinistryny. Sygnał generowany przez FITC-sinistrynę jest wykrywany przezskórnie i zapisywany w pamięci wewnętrznej urządzenia. Po pobraniu zarejestrowanych danych na komputer PC, oprogramowanie generuje krzywą porównywalną z tą przedstawioną na obrazie. Oś Y przedstawia zarejestrowaną intensywność fluorescencji [AU], emitowaną przez wstrzyknięty marker FITC-sinistryny, natomiast oś X reprezentuje czas trwania pomiaru [min]. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykresy spektroskopii absorpcyjnej przejściowej; analiza danych czasu i intensywności." src="/files/ftp_upload/53767/53767fig7.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7. Reprezentatywny obraz krzywej eliminacji FITC-sinistryny u zwierząt z upośledzoną funkcją nerek. (A) Krzywa eliminacji FITC-sinistryny u zwierząt z obniżoną funkcją nerek zazwyczaj wykazuje zwiększoną powierzchnię pod krzywą oraz brak możliwości powrotu do poziomu bazowego w normalnym czasie pomiaru. (B) U zwierząt z ciężkim upośledzeniem funkcji nerek krzywa mierzona przezskórnie może wykazywać stan stacjonarny, co wskazuje na niewydolność nerek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Dane GFR w modelu mysim; przezskórne vs plazmatyczne; wykres porównawczy; modele: zdrowe, UNX, pcy." src="/files/ftp_upload/53767/53767table1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Tabela 1"> 
Tabela 1. Walidacja pomiaru przezskórnego poprzez porównanie z tradycyjnym klirensem plazmatycznym. Pomiar funkcji nerek metodą przezskórną został zwalidowany w różnych modelach mysich (zdrowe i jednostronnie nefrektomizowane (UNX) myszy C57BL/6-129 SV oraz model mysi nefronoptyzy (pcy)) poprzez porównanie z klirensem plazmatycznym. Wartości przedstawiono jako średnie ± SD. GFR, wskaźnik filtracji kłębuszkowej9.
<img alt="Tabela szczepów myszy i szczurów; zawarto informacje o stanie zdrowia, nazwy szczepów i cytowania referencyjne." src="/files/ftp_upload/53767/53767table2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Tabela 2"> 
Tabela 2. Modele mysie badane przy użyciu pomiaru przezskórnego. UNX, jednostronna nefrektomia; ACE, konwertaza angiotensyny; Tgumodwt/wt, transgeniczny knockout uromoduliny, SD, szczur Sprague Dawley; PKD, wielotorbielowatość nerek.

Określenie współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem do oceny ogólnej funkcji nerek. Jednak tradycyjne procedury pomiaru tego parametru są kłopotliwe i wymagają dużej inwestycji czasu. W tym miejscu opisujemy szybszą i minimalnie inwazyjną metodę przezskórnego oznaczania GFR.

Przezskórna ocena czynności nerek u świadomych gryzoni

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest przezskórny pomiar funkcji nerek bez konieczności pobierania próbek krwi lub przeprowadzania dalszych analiz eksperymentalnych. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z dziedziny nefrologii, takie jak wpływ wywołania uszkodzenia nerek lub konkretnych interwencji terapeutycznych na funkcję nerek. Głównymi zaletami tej techniki są minimalna inwazyjność oraz możliwość natychmiastowej analizy wyników po pomiarze, bez konieczności późniejszych manipulacji eksperymentalnych.Tę technikę można wykorzystać do badania praktycznie każdego stanu nerek u kilku różnych gatunków. Jest ona również przydatna do przeprowadzania pomiarów sekwencyjnych u jednego zwierzęcia. Przed rozpoczęciem procedury należy potwierdzić odpowiedni poziom znieczulenia za pomocą testu ucisku palca u nogi.Następnie za pomocą maszynki elektrycznej należy usunąć sierść z obszaru o wymiarach 3x6 cm w dolnej części brzucha zwierzęcia. Pozostałą sierść należy usunąć kremem depilacyjnym. Po dwóch do trzech minutach należy dokładnie umyć odsłoniętą skórę, ponieważ krem może emitować autofluorescencję tła.Następnie umieść urządzenie optyczne do pomiaru funkcji nerek na jednej stronie dwustronnego patcha klejącego. Ustaw część optyczną nad przezroczystym okienkiem, pozostawiając przeciwległą stronę pokrytą folią ochronną. Następnie przymocuj dopasowany rozmiarem kawałek dwustronnego patcha klejącego do baterii.Przed przymocowaniem urządzenia zważ zwierzę. Następnie odetnij kawałek rurkowatego elastycznego bandaża gazowego, który będzie o około jeden centymetr dłuższy niż szerokość dwustronnego plastra klejącego. Następnie naciągnij bandaż na głowę zwierzęcia.Następnie umieść zwierzę w pozycji grzbietnej, pozostawiając ogoloną okolicę odsłoniętą. Następnie podłącz złącze baterii do odpowiedniego portu w urządzeniu. Jeśli bateria została prawidłowo podłączona, urządzenie zacznie migać.Usuń folię ochronną z drugiej strony plastra przymocowanego do baterii. Następnie zamontuj baterię na górnej powierzchni urządzenia. Teraz usuń osłonę ochronną z plastra urządzenia operacyjnego i, trzymając za krawędzie aż do momentu prawidłowego przymocowania, przyłóż plaster do ogolonego obszaru na grzbiecie zwierzęcia.Przykryj urządzenie rurkowym elastycznym bandażem gazowym, dbając o to, aby w pełni rozciągnąć bandaż na brzuchu, upewniając się jednocześnie, że kończyny mogą się swobodnie poruszać. Prawidłowa stabilizacja jest kluczowa dla uniknięcia artefaktów ruchowych podczas pomiaru, dlatego należy zadbać o to, aby urządzenie było odpowiednio przymocowane przed rozpoczęciem pomiaru. Po założeniu bandaża naklej na urządzeniu pasek dopasowanej rozmiarem taśmy klejącej w taki sposób, aby zakryła ona przewody baterii.Następnie należy mierzyć poziom tła przez jedną do trzech minut, nie wywierając nacisku na urządzenie. Aby podać FITC-sinistrin, po rozgrzaniu ogona zwierzęcia w celu rozszerzenia żył ogonowych, należy wstrzyknąć dożylnie odpowiednią objętość roztworu zapasowego FITC-sinistrin. Następnie zwierzę należy ostrożnie umieścić samotnie w jego klatce domowej, bez wody i bez drucianej pokrywy.Należy uważać, aby nie wprowadzić artefaktów ruchowych. Następnie urządzeniem optycznym należy zarejestrować fluorescencję emitowaną przez FITC-sinistrin przez odpowiedni czas eksperymentu. Po zakończeniu okresu rejestracji należy ostrożnie usunąć taśmę klejącą, a następnie bandaż rurkowy.Następnie delikatnie odklej dwustronny plaster mocujący od skóry. Zwierzę należy zwrócić do jego normalnej klatki domowej. Aby odczytać dane, odłącz baterię od urządzenia i usuń plaster mocujący.Następnie należy użyć kabla micro USB, aby podłączyć rejestrator optyczny do komputera i pobrać dane za pomocą odpowiedniego oprogramowania. Na koniec, korzystając z właściwego oprogramowania, należy wygenerować krzywą kinetyki eliminacji zgodnie z protokołami oprogramowania. Następnie otwórz plik CSV zawierający dane.W przypadku upośledzenia funkcji nerek okres półtrwania FITC-sinistryny ulega wydłużeniu. Wynika to ze zmniejszonej ekskrecji substancji, co prowadzi do zmian w przebiegu krzywej. Typowo zmierzona krzywa nie powraca do poziomu tła i obserwuje się zwiększoną powierzchnię pod krzywą.U tego samego zwierzęcia pomiary przed i po urazie wykazują wzrost maksymalnej intensywności fluorescencji, co wynika z akumulacji markera spowodowanej jego zmniejszonym wydalaniem. Na przykład w przypadku niewydolności nerek krzywa FITC-sinistryny mierzona przezskórnie wykazuje stan stacjonarny ze względu na ciężkie upośledzenie funkcji tkanki nerkowej. Ponadto zminiaturyzowane urządzenie zostało z powodzeniem wykorzystane do pomiaru funkcji nerek u kilku szczepów gryzoni o różnym stanie zdrowia.Podkreślono przydatność i czułość urządzenia w wykrywaniu zmian wynikających z chorób nerek oraz procesów starzenia. Po opanowaniu techniki eksperyment można w pełni przygotować w 50 minut, a jeden eksperymentator jest w stanie ocenić co najmniej cztery zwierzęta na godzinę. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o zabezpieczeniu urządzenia elektronicznego poprzez odcięcie dopływu wody i usunięcie wszelkich wystających elementów w okresie pomiaru.

transcutaneous-assessment-of-renal-function-in-conscious-rodents

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem oceny funkcji nerek. Tutaj opisujemy metodę wysokoprzepustową, która umożliwia określenie GFR u przytomnych myszy za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia bolusa, oznaczenie izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC)-inuliny w osoczu i obliczenie GFR za pomocą dwufazowego modelu rozpadu wykładniczego.

Wysokoprzepustowa metoda pomiaru współczynnika filtracji kłębuszkowej u świadomych myszy

Wczesne stadium dysfunkcji hemodynamicznej jest kluczowe dla rozwoju choroby nerek. Metodologie wykrywania są jednak ograniczone. Najnowsze postępy w ultrasonografii zapewniają nieinwazyjną, dokładną opcję wczesnego wykrywania uszkodzenia nerek. Badanie to przedstawia krok po kroku, ultrasonograficzną metodologię wykrywania dysfunkcji nerek przy użyciu szczurzego modelu nefrotoksyczności wywołanej lekiem.

Wczesne wykrywanie farmakologicznej dysfunkcji hemodynamicznej nerek za pomocą technologii sonograficznej u szczurów

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie zasad i technik pomiaru i obliczania szybkości filtracji kłębuszkowej, szybkości przepływu moczu oraz wydalania sodu i potasu u szczura. Ta demonstracja może być wykorzystana do zapewnienia uczniom ogólnego zrozumienia koncepcyjnego, jak mierzyć czynność nerek.

Demonstracja w laboratorium fizjologii: szybkość filtracji kłębuszkowej u szczura

Znieczulone myszy wykazują niefizjologiczne ogólnoustrojowe ciśnienie krwi, co uniemożliwia miarodajną ocenę tonu autonomicznego, biorąc pod uwagę ścisły związek między ciśnieniem krwi a autonomicznym układem nerwowym. W związku z tym przedstawiono nowatorską metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych myszy.

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

Ten protokół po pierwsze opisuje procedurę chirurgiczną polegającą na stałym wszczepieniu cewnika do pęcherza moczowego w połączeniu z zewnętrznymi elektrodami zwieracza cewki moczowej, a po drugie, pomiar funkcji pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u wszczepionych obudzonych zwierząt.

Pomiary cystometryczne i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych szczurów z wszczepionym cewnikiem i elektrodami umożliwiającymi wielokrotne pomiary

Metody pomiaru reakcji układu współczulnego i sercowo-naczyniowego na manipulacje ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są ważne dla rozwoju neuronauki. Protokół ten został opracowany, aby pomóc naukowcom w pomiarze i ilościowym określeniu ostrych zmian w aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) u znieczulonych szczurów (brak przeżycia).

Ilościowe określanie ostrych zmian w aktywności nerek współczulnych w odpowiedzi na manipulacje ośrodkowego układu nerwowego u znieczulonych szczurów

Tutaj opisujemy protokół pomiaru współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) u świadomych, swobodnie poruszających się myszy za pomocą transdermalnego monitora GFR.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy

Obecny protokół opisuje długotrwały, ciągły pomiar przepływu krwi w nerkach u przytomnych szczurów i jednoczesne rejestrowanie ciśnienia krwi za pomocą wszczepionych cewników (wypełnionych płynem lub za pomocą telemetrii).

Długoterminowy, ciągły pomiar przepływu krwi w nerkach u przytomnych szczurów

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest idealnym markerem do oceny funkcji nerek. Jednak standardowa metoda pomiaru polegająca na wstrzykiwaniu inuliny z seryjną analizą krwi i moczu jest niepraktyczna. W artykule przedstawiono praktyczną metodę transdermalnego pomiaru GFR u prosiąt.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u prosiąt wentylowanych mechanicznie

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Poznaj przezskórną metodę pomiaru szybkości filtracji kłębuszkowej u gryzoni bez pobierania krwi. Technika FITC-sinistrin umożliwia natychmiastową analizę czynności nerek w badaniach nefrologicznych.

Przezskórna ocena czynności nerek u świadomych gryzoni

Przeglądaj więcej filmów