Name: Długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Poznaj metodę telemetrii radiowej do długoterminowego pomiaru ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy. Technika ta umożliwia ciągły monitoring bez artefaktów związanych z unieruchomieniem lub narkozą.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (NIH/NHLBI) [Grant no. HL114869] oraz wsparcie ze strony UTHSC dla SM.

Oświadczenie etyczne: Wszystkie procedury na zwierzętach wymienione w tym artykule wideo zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania (IACUC) w Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Tennessee.
Uwaga: Używaj sterylnych narzędzi mikrochirurgicznych przez cały zabieg chirurgiczny. Narzędzia chirurgiczne można sterylizować za pomocą sterylizatora na podczerwień w optymalnej temperaturze sterylizacji 1,500 °F (815.6 °C). Telemetry mogą być ponownie użyte, jednak przed włożeniem go do zwierzęcia należy upewnić się, że cały nadajnik został wysterylizowany zgodnie z instrukcjami producenta oraz że końcówka cewnika została ponownie napełniona specjalnym żelem dostarczonym przez producenta.
1. Zwierzęta doświadczalne
<ol>
	<li>Uzyskanie zgody IACUC na wszystkie eksperymenty, które zostaną przeprowadzone. Zdecydowanie zaleca się konsultację z IACUC w sprawie wymagań dotyczących pooperacyjnego stosowania leków przeciwbólowych po tej procedurze.</li>
	<li>Trzymaj zwierzęta w klimatyzowanych pomieszczeniach o temperaturze otoczenia 21 °C, wilgotności względnej 60% i 12-godzinnym cyklu jasno-ciemnym ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. 
	Uwaga: Ponieważ korpus myszy musi pomieścić sondę telemetryczną (około 1 cm średnicy x 2 cm długości), zaleca się używanie myszy o wadze 20 g lub większej.</li>
</ol>
2. Znieczulenie i przygotowanie operacyjne
<ol>
	<li>Zważ mysz za pomocą precyzyjnej wagi i zapisz jej wagę. Upewnij się, że obchodzisz się ze zwierzęciem delikatnie i cicho.</li>
	<li>Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej i zamknij ją. Ustaw natężenie przepływu tlenu na 0,5 l/min i ustaw stężenie izofluranu na 4 - 5% .</li>
	<li>Gdy mysz straci przytomność, umieść ją na płycie do rozgrzewania ciała utrzymywanej w temperaturze 36 - 37 °C. Utrzymuj znieczulenie za pomocą nosa z izofluranem ustawionym na 2% (utrzymuj natężenie przepływu na poziomie 0,5 l/min).</li>
	<li>Przygotuj obszary operacji, usuwając włosy z tyłu szyi i brzusznej części szyi, nakładając krem do depilacji.</li>
	<li>Oczyść miejsce nacięcia 3 aplikacjami peelingu chirurgicznego (roztwór betadyny) na przemian z 70% alkoholem izopropylowym.</li>
</ol>
3. Chirurgia 
<ol>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej. Sprawdź, czy nie ma odruchów, ściskając stopę, i dostosuj znieczulenie, aż nie będzie żadnej reakcji. Wykonaj około 1-centymetrowe nacięcie w linii środkowej poniżej szyi myszy za pomocą skalpela. Po lewej stronie nacięcia stwórz przestrzeń podskórną, ostrożnie oddzielając skórę od leżącej pod nią tkanki łącznej.</li>
	<li>Odwróć mysz i za pomocą skalpela wykonaj nacięcie skóry o długości około 1,5 cm po lewej stronie grzbietowej za łopatką. Stwórz podskórną kieszeń wzdłuż boku zwierzęcia, wystarczająco dużą, aby pomieścić urządzenie. Włóż nadajnik do kieszeni.</li>
	<li>Włóż mały zacisk hemostatu w tylne nacięcie i manewruj nim podskórnie w kierunku przedniego otworu szyi. Za pomocą włożonego zacisku hemostatu delikatnie chwyć nietoksyczną rurkę polietylenową (4 cm długości x 1 mm średnicy).
	<ol>
		<li>Przeciągnij hemostat z powrotem przez tunel przez boczne nacięcie z tyłu, aż rurka wystaje zarówno z nacięcia brzusznego, jak i grzbietowego, zwolnij rurkę z hemostatu. Od tyłu włóż czujnik cewnika do rurki, aby przeciąć końcówkę cewnika wykrywającego ciśnienie przez szyję. Od przedniej części szyi pociągnij i wyjmij rurkę polietylenową i zamknij nacięcie grzbietowe za pomocą metalowych klipsów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ostrożnie oddziel gruczoły żuchwowe za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką i schuj lewy gruczoł żuchwowy za pomocą elastycznego haczyka podtrzymującego. Za pomocą zakrzywionych kleszczyków z cienką końcówką zlokalizuj tętnicę szyjną wzdłuż lewej strony tchawicy. Utrzymuj sterylność pola operacyjnego, umieszczając i zabezpieczając sterylną obłożnicę.
	<ol>
		<li>Ostrożnie odizoluj naczynie od otaczającej tkanki i delikatnie oddziel nerw błędny (białawy), który znajduje się wzdłuż tętnicy szyjnej z dala od tętnicy. Uważaj, aby nie przeciąć ani nie uszkodzić nerwu lub tętnicy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przełóż trzy kawałki niewchłanialnego szwu 7-0 pod izolowanym odcinkiem tętnicy szyjnej. Zawiąż szew czaszkowy, aby zamknąć przepływ krwi. Pociągnij szew, który znajduje się najbliżej mostka, aby tymczasowo zablokować przepływ krwi z aorty.</li>
	<li>Zrób luźny węzeł za pomocą środkowego szwu. Zostanie on wykorzystany do zabezpieczenia cewnika w naczyniu. Wytnij małe nacięcie w tętnicy między szwami czaszkowymi i mostkowymi za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Chwyć cewnik specjalnymi kleszczami do kaniulacji naczyń, uważając, aby nie ścisnąć cewnika, aby zapobiec utracie żelu z sondy. Delikatnie chwyć tętnicę cienką końcówką zakrzywioną pęsetą, wyjmij cewnik i wprowadź go do naczynia przez małe nacięcie.</li>
	<li>Zaciśnij środkowy węzeł szwu wokół tętnicy i delikatnie przesuń cewnik. Delikatnie zwolnij szew, który jest bliższy mostkowi i kontynuuj przesuwanie cewnika w kierunku aorty poprzecznej.
	<ol>
		<li>Zwróć uwagę na znak na cewniku, który podaje przybliżony wskaźnik tego, jak daleko należy wprowadzić cewnik. Po osiągnięciu punktu delikatnie zaciśnij zarówno dolny, jak i górny szew wokół cewnika. Cewnik jest przymocowany do tętnicy szyjnej za pomocą węzłów szwowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamknij nacięcie skóry niewchłanialnym szwem 5-0. Po zamknięciu uszczelnij nacięcie klejem tkankowym.</li>
</ol>
4. Rekonwalescencja chirurgiczna i pomiary ciśnienia krwi
<ol>
	<li>Uważnie monitoruj zwierzę pod kątem powrotu normalnych postaw i zachowań. W ciągu 24 godzin po operacji należy podawać środek przeciwbólowy zgodnie z zaleceniami lekarza weterynarii.</li>
	<li>Gdy zwierzęta wyzdrowieją (5-7 dni po operacji), trzymaj je pojedynczo w zwykłej klatce dla myszy umieszczonej na górze płytki odbiornika telemetrii.</li>
	<li>Włącz i wyłącz wszczepione nadajniki za pomocą urządzenia magnetycznego umieszczonego na krótko blisko zwierzęcia z zewnątrz klatki.</li>
</ol>

<ol><li>Danaei, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preventable+causes+of+death+in+the+United+States%3A+comparative+risk+assessment+of+dietary%2C+lifestyle%2C+and+metabolic+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Med%22%5BJournal%5D)">The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors.</a> PLoS Med. 6 (4), e1000058(2009).</li>
<li>Dornas, W. C., Silva, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+study+of+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci%22%5BJournal%5D)">Animal models for the study of arterial hypertension.</a> J Biosci. 36 (4), 731-737 (2011).</li>
<li>Henze, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+alterations+in+heart+rate+variability%2C+baroreflex+sensitivity%2C+and+anxiety-like+behaviors+during+development+of+heart+failure+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Persistent alterations in heart rate variability, baroreflex sensitivity, and anxiety-like behaviors during development of heart failure in the rat.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (1), H29-H38 (2008).</li>
<li>Hoffmann, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+tempol+prevents+hypertension%2C+proteinuria%2C+and+poor+feto-placental+outcomes+in+BPH%2F5+mouse+model+of+preeclampsia%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Chronic tempol prevents hypertension, proteinuria, and poor feto-placental outcomes in BPH/5 mouse model of preeclampsia.</a> Hypertension. 51 (4), 1058-1065 (2008).</li>
<li>Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+hypertension%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lab+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of hypertension: an overview.</a> J Lab Clin Med. 146 (3), 160-173 (2005).</li>
<li>Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+experimental+hypertension+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Models of experimental hypertension in mice.</a> Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).</li>
<li>Vatner, S. F., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+control+mechanisms+in+the+conscious+state%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular control mechanisms in the conscious state.</a> N Engl J Med. 293 (19), 970-976 (1975).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+Pressure+Monitoring+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Arterial Pressure Monitoring in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 105-122 (2011).</li>
<li>Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+simultaneous+measurement+of+mouse+systolic+arterial+blood+pressure+by+radiotelemetry+and+tail-cuff+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (6), H2408-H2415 (2004).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+humans+and+experimental+animals.+Part+2%3A+Blood+pressure+measurement+in+experimental+animals%3A+a+statement+for+professionals+from+the+subcommittee+of+professional+and+public+education+of+the+American+Heart+Association+council+on+high+blood+pressure+research%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals. Part 2: Blood pressure measurement in experimental animals: a statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association council on high blood pressure research.</a> Hypertension. 45 (2), 299-310 (2005).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+animals%3A+summary+of+an+AHA+scientific+statement+from+the+Council+on+High+Blood+Pressure+Research%2C+Professional+and+Public+Education+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in animals: summary of an AHA scientific statement from the Council on High Blood Pressure Research, Professional and Public Education Subcommittee.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wszczepialna radiotelemetria uległa znacznej poprawie w ciągu ostatniej dekady; Mniejszy rozmiar sondy sprawia, że implant jest mniej traumatyczny dla zwierzęcia, wydłużona żywotność baterii pomaga obniżyć koszty, a niezależne częstotliwości telemetru eliminują przesłuchy między odbiornikami. Telemetria jest uważana za najnowocześniejszą metodę zbierania szerokiej gamy parametrów fizjologicznych od swobodnie poruszających się zwierząt bez artefaktów związanych z użyciem ograniczenia, interakcji z człowiekiem lub znieczul...

Nadciśnienie jest jednym z głównych czynników ryzyka chorób sercowo-naczyniowych, prawdopodobnie jest to poważny problem zdrowia publicznego zarówno w krajach rozwiniętych, jak i rozwijających się1. Opracowano kilka zwierzęcych modeli eksperymentalnego nadciśnienia tętniczego, aby naśladować reakcje nadciśnieniowe, takie jak te obserwowane u ludzi2. Mysz ambulatoryjna stanowi m.in. doskonały model do badania genezy i progresji nadciśnienia tętniczego, pozwalający na analizę in vivo konsekwencji przewlekłego narażenia na nadciśnienie.
Monitorowanie ciśnienia krwi (BP) u myszy pomogło naukowcom odkryć kilka mechanizmów związanych z fizjologią i patofizjologią chorób takich jak nadciśnienie i niewydolność serca 3,4. Rzeczywiście, manipulacja genomem myszy pozwoliła na wygenerowanie modeli transgenicznych lub ukierunkowanych na geny, odpowiednich do badania nadciśnienia 5,6. Jednak nawet delikatna manipulacja przytomnymi myszami wywołuje podniecenie, które może potencjalnie wprowadzić artefakty podczas pozyskiwania danych, podczas gdy stosowanie środków uspokajających lub uspokajających głęboko wpływa na ciśnienie krwi7. Aspekty te są szczególnie ważne i muszą być brane pod uwagę przy podejmowaniu prób długoterminowego monitorowania ciśnienia tętniczego.
Istnieje kilka sposobów na rejestrowanie ciśnienia tętniczego u myszy, a porównanie najpopularniejszych obecnie dostępnych technik zostało omówione gdzieindziej 8,9. Jednak w zaleceniach AHA dotyczących pomiaru ciśnienia tętniczego stwierdzono, że pomiar ciśnienia tętniczego jest ogólnie preferowany ze względu na jego zdolność do bezpośredniego pomiaru ciśnienia tętniczego przez dłuższy czas10. Radiotelemetria w połączeniu z bezpośrednim pomiarem ciśnienia tętniczego jest najnowocześniejszą metodą monitorowania funkcji fizjologicznych u obudzonych i swobodnie poruszających się zwierząt laboratoryjnychprzy jednoczesnej minimalizacji stresu i artefaktów związanych ze środowiskiem 9,11. Radiotelemetria oferuje możliwość automatycznego zbierania ciśnienia krwi, tętna, temperatury ciała i aktywności zwierząt od wielu świadomych zwierząt.
Chociaż ta metodologia staje się bardzo popularna w wielu laboratoriach, implantacja radiotelemetrii u myszy może być technicznie trudna. Tutaj pokazujemy protokół krok po kroku, który ilustruje, jak wszczepić przetwornik ciśnienia myszom. Technika polega na podskórnym wprowadzeniu sondy do ciała myszy, skierowaniu cewnika do szyi i do przodu w pobliżu łuku aorty przez lewą tętnicę szyjną. Zdalnie przechwycone dane są wyświetlane na żywo na monitorze komputera. Dane są również przechowywane do analizy "off-line".

<table><tbody><tr><td>System znieczulenia małych zwierząt</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>System znieczulenia małych zwierząt o niskim przepływie</td></tr><tr><td>Podgrzewacz do padów i termometr dla myszy</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>umożliwia monitorowanie temperatury ciała i kontrolę homeotermiczną u małych zwierząt</td></tr><tr><td>Mikroskop lornetkowy</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>Korpus lornetki KSCXTS-1121</td><td>z wysięgnikiem, stojakiem, słupkiem i górną diodą LED</td></tr><tr><td>Kleszcze do hemostatów</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750451</td><td>służy do zaciskania naczyń krwionośnych lub szycia znaczników</td></tr><tr><td>Małe metalowe klipsy, 7 mm, stal nierdzewna</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750344</td><td>używane do zamykania skóry</td></tr><tr><td>Roztwór Betadine</td><td>Purdue Products L.P., Stamford, CT, Stany Zjednoczone</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10% roztwór miejscowy jodu powidonu</td></tr><tr><td>Normalny roztwór soli fizjologicznej</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>potrzebny do zapobiegania wysuszeniu tkanek.</td></tr><tr><td>Nair (Balsam do usuwania włosów)</td><td></td><td></td> <td>potrzebny do usuwania sierści z miejsca nacięcia/operacji</td></tr><tr><td>Jedwabny szew warkocz</td><td>Teleflex Medical OEM, Coventry, Connecticut, USA</td><td></td><td>Rozmiar 5.0, 6.0, 7.0</td></tr><tr><td>Etanol</td><td></td><td>2716</td><td>70% etanol do dezynfekcji</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe&nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>do drobnych rozwarstwień</td></tr><tr><td>Nożyczki (ustawione pod kątem na bok)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>Rękojeść nr 3</td></tr><tr><td>Ostrze</td><td></td> skalpela <td>2976-0</td><td>Kleszcze nr 10</td></tr><tr><td>(zakrzywione)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>do trzymania tkanek</td></tr><tr><td>Kleszcze (proste)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>do trzymania tkanek</td></tr><tr><td>Uchwyt igły&nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>do szycia</td></tr><tr><td>Kleszcze z cienką igłą</td><td>Fine Science Tool</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein&nbsp; Animal Health, Melville, Nowy Jork, USA</td><td></td><td>ogólny wziewny środek znieczulający</td></tr><tr><td></td><td>Sterylizator Benchmark Scientific, 116 Corporate Blvd, South Plainfield, NJ, USA</td><td>B1000</td><td>sterylizuje narzędzia chirurgiczne&nbsp; w 5-10 sekund za pomocą ogrzewania na podczerwień</td></tr><tr><td>Gauze Pads</td><td>Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, NJ, USA</td><td>JJ8513</td><td>do stosowania do oczyszczania, przygotowywania, szorowania lub opatrywania ran</td></tr><tr><td>Urządzenie telemetryczne</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, USA DSI-PA-C10</td><td></td><td>do rejestrowania ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy</td></tr><tr><td>System odbiornika telemetrii&nbsp; połączony z komputerem Data</td><td>Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rurki</td><td>Instech Laboratories, Plymouth Spotkanie, PA USA</td><td>BTPE-90</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do kaniulacji naczyń, 13 cm, 0,5 mm OD</td><td>World Precision Instruments</td><td>503374</td><td>specjalne kleszcze do kaniulacji naczyń</td></tr><tr><td>Klej tkankowy</td><td>3M Animal Care Products, St. Paul, MN, USA</td><td>NR: NAC: &NBSP; 11380041</td><td>stosować do zamykania drobnych ran, często eliminując potrzebę zakładania szwów i/lub bandaży</td></tr><tr><td>Waga&nbsp;</td><td></td><td>Precyzyjna analityczna waga laboratoryjna</td> <td>BB300</td></tr></tbody></table>

długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

Podczas opracowywania nowych środków wazoaktywnych, monitorowanie ciśnienia tętniczego krwi jest kluczowe dla oceny skuteczności nowych proponowanych leków. Rzeczywiście, badania koncentrujące się na odkryciu nowych potencjalnych celów terapeutycznych przy użyciu genetycznie zmienionych myszy wymagają wiarygodnej, długoterminowej oceny zmienności ogólnoustrojowego ciśnienia tętniczego. Obecnie złoty standard uzyskiwania długoterminowych pomiarów ciśnienia krwi u myszy ambulatoryjnych wykorzystuje wszczepialne nadajniki radiowe, które wymagają kaniulacji tętnic. Technika ta eliminuje potrzebę wiązania, krępowania lub znieczulania zwierząt, które wprowadzają stres i artefakty podczas próbkowania danych. Jednak monitorowanie ciśnienia tętniczego krwi u myszy za pomocą cewnikowania może być dość trudne ze względu na mały rozmiar tętnic. Poniżej przedstawiamy przewodnik krok po kroku, aby zilustrować kluczowe fragmenty dla udanej podskórnej implantacji nadajników radiowych i kaniulacji tętnicy szyjnej u myszy. Dołączamy również przykłady długoterminowej aktywności ciśnienia krwi pobranej od swobodnie poruszających się myszy po okresie rekonwalescencji po operacji. Postępowanie zgodnie z tą procedurą umożliwi wiarygodne bezpośrednie zapisy ciśnienia krwi od wielu zwierząt jednocześnie.

Dane mogą być pozyskiwane zdalnie przez odbiornik; ślady są wizualizowane na ekranie komputera w celu kontroli jakości (Rycina 1a). Wyświetlane są również szczegóły, takie jak identyfikator zwierzęcia, ciśnienie krwi rozkurczowe i ciśnienie krwi skurczowe (Rycina 1b). Tętnicze ciśnienie krwi może być rejestrowane w sposób ciągły (24/7) lub w krótkich, zaprogramowanych odstępach czasu (t.j. akwizycja trwająca 60 s co godzinę). Dane mogą być automa...

Celem tego protokołu jest ocena ogólnoustrojowego ciśnienia krwi u świadomych, swobodnie poruszających się myszy za pomocą wszczepialnych urządzeń radiotelemetrycznych.

Długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

Celem niniejszego protokołu jest ocena systemowego ciśnienia krwi u przytomnych, swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem implantowalnych urządzeń radiotelemetrycznych. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie chorób naczyniowych i pozwala na ocenę wielu czynników uczestniczących w regulacji ciśnienia tętniczego. Główną zaletą tej techniki jest możliwość gromadzenia szerokiego spektrum parametrów fizjologicznych od swobodnie poruszających się zwierząt, bez artefaktów związanych z unieruchomieniem, interakcją z człowiekiem lub znieczuleniem, które są wymagane w innych metodach.Zwierzęta do niniejszego badania należy utrzymywać w temperaturze 21 stopni Celsjusza przy 60% wilgotności względnej, w 12-godzinnym cyklu światło-ciemność, z wolnym dostępem do pożywienia i wody. Zważ wybraną mysz, obchodząc się z nią delikatnie i spokojnie. Ze względu na konieczność dopasowania sondy telemetrycznej do ciała, mysz musi ważyć co najmniej 20 gramów.Aby wprowadzić w stan znieczulenia, należy użyć komory indukcyjnej z czteroprocentowym do pięcioprocentowym izofluranem przy przepływie 0,45 liters per minute. Nieprzytomną mysz przenieść na płytkę grzewczą i podawać jej dwuprocentowy izofluran za pomocą maski nosowej. Następnie potwierdzić stan znieczulenia poprzez uszczypnięcie w palec stopy.Jeśli mysz nie wykazuje reakcji, należy przejść do depilacji brzusznej strony szyi przy użyciu kremu do depilacji. Następnie należy usunąć włosy oraz nadmiar kremu i oczyścić skórę, stosując naprzemiennie trzy aplikacje betadyny i 70% isopropyl alcohol. Telemetry w tym eksperymencie mogą być ponownie wykorzystane, pod warunkiem że zostaną wysterylizowane zgodnie z instrukcjami producenta, a końcówki cewników zostaną ponownie wypełnione żelem producenta.Następnie, gdy mysz znajduje się w pozycji grzbietowej, wykonaj skalpelem jednocentymetrowe nacięcie w linii środkowej poniżej szyi myszy. Po lewej stronie nacięcia utwórz przestrzeń podskórną, ostrożnie oddzielając skórę od leżącej pod nią tkanki łącznej. Następnie odwróć mysz i za pomocą skalpela wykonaj nacięcie o długości 1,5 centymetra po lewej stronie grzbietu, za łopatką.W tym miejscu należy utworzyć kieszeń podskórną wystarczająco dużą, aby pomieścić urządzenie. Następnie należy wprowadzić nadajnik do kieszeni. Po tym należy wprowadzić mały zacisk hemostatyczny przez cięcie tylne i przesunąć go podskórnie w kierunku otworu w przedniej części szyi.Używając zacisku, ostrożnie chwyć plastikową rurkę o długości czterech centymetrów i wyciągnij kleszczyki hemostatyczne z powrotem przez tunel i przez nacięcie boczne na grzbiecie. Zwolnij zacisk z rurki, gdy będzie ona wystawać zarówno z nacięcia brzusznego, jak i grzbietowego. Następnie, od strony grzbietowej, wprowadź czujnik cewnika do rurki, aby przeprowadzić końcówkę cewnika do pomiaru ciśnienia przez szyję.Następnie wyciągnij i usuń rurkę polietylenową z przedniej części szyi i zamknij cięcie grzbietowe za pomocą metalowych klipsów. Następnie ostrożnie odseparuj gruczoły żuwaczowe za pomocą aplikatorów watnych. Potem odsuń lewy gruczoł żuwaczowy, używając elastycznego haczyka retrakcyjnego.Następnie za pomocą zakrzywionej pęsety z cienkimi końcówkami należy zlokalizować tętnicę szyjną wzdłuż lewej strony tchawicy i ostrożnie wyizolować naczynie z otaczających tkanek. Po tym delikatnie oddzielić nerw błędny od tętnicy szyjnej, uważając, aby nie przeciąć ani nie uszkodzić ani nerwu, ani tętnicy. Po oddzieleniu przełożyć trzy fragmenty niewchłanialnej nici chirurgicznej 7-0 pod wyizolowaną tętnicą szyjną i zawiązać szew czaszkowy, aby zablokować przepływ krwi.Pociągnij szew znajdujący się najbliżej mostka, aby tymczasowo zablokować przepływ krwi z aorty. Następnie zawiąż luźny węzeł przy użyciu środkowego szwu, aby zabezpieczyć cewnik. Po tym wykonaj niewielkie nacięcie w tętnicy pomiędzy szwami, używając mikronożyczek.Używając specjalnych kleszczyków do kaniulacji naczyń, delikatnie zabezpiecz cewnik tak, aby zgłębnik nie został wypchnięty. Następnie za pomocą pęsety delikatnie chwyć tętnicę. Teraz wyciągnij cewnik i wprowadź go do naczynia przez niewielkie nacięcie.Najbardziej krytycznym krokiem w tym protokole jest wprowadzenie sondy do naczynia. Przed przystąpieniem do tej czynności należy upewnić się, że są Państwo zrelaksowani i siedzą wygodnie, ponieważ dobra koordynacja rąk jest kluczowa dla powodzenia tego etapu. Następnie należy zaciągnąć środkowy węzeł szwu wokół tętnicy i delikatnie przesunąć cewnik do przodu.Następnie delikatnie zwolnij szew proksymalnie względem mostka i kontynuuj wprowadzanie cewnika w kierunku aorty poprzecznej. Podczas wprowadzania cewnika do tętnicy szyjnej ważne jest obserwowanie końcówki mikrosondy. Zbyt głębokie wprowadzenie doprowadzi do zamknięcia aorty i śmierci myszy.Po wprowadzeniu cewnika do odpowiedniego znacznika, należy delikatnie zaciągnąć zarówno dolną, jak i górną szewkę wokół cewnika, aby przymocować go do tętnicy szyjnej. Na koniec należy zamknąć nacięcie skóry za pomocą niewchłanialnej nici chirurgicznej 5-0 i uszczelnić ranę klejem tkankowym. Po zabiegu należy monitorować mysz, aż do momentu, gdy odzyska prawidłową postawę i zachowanie.W ciągu pierwszych 24 godzin należy podawać leki przeciwbólowe zgodnie z zaleceniami lekarza weterynarii. Po rekonwalescencji zwierząt, od pięciu do siedmiu dni po operacji, należy przechowywać je pojedynczo w standardowej klatce dla myszy, umieszczonej na płycie odbiorczej telemetrii. Aby zebrać dane, należy umieścić klatkę z myszą nad płytą odbiorczą telemetrii i włączyć nadajnik za pomocą magnetycznego urządzenia producenta.Po opisanej procedurze dane mogą zostać zdalnie odebrane przez odbiornik. Ślady są wizualizowane na ekranie komputera w celu kontroli jakości. Wyświetlane są również szczegóły, takie jak identyfikator zwierzęcia, ciśnienie krwi rozkurczowe i skurczowe oraz data pozyskania danych.Ciśnienie tętnicze krwi może być rejestrowane w sposób ciągły lub w krótkich, zaprogramowanych odstępach czasu. Jednym z łatwo zauważalnych wyników ciągłych pomiarów ciśnienia krwi u myszy jest fakt, że wykazują one rytm dobowy. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak implantować sondy telemetryczne do monitorowania poziomu podstawowego.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, można ją przeprowadzić w 30 minut.

long-term-blood-pressure-measurement-freely-moving-mice-using

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

8-kanałowy system CODA do wysokoprzepustowego nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia tętniczego pozwala na jednoczesny pomiar ciśnienia krwi u maksymalnie 8 myszy lub szczurów. Ten system z mankietem ogonowym wykorzystuje metodę Volume Pressure Recording (VPR) do pomiaru ciśnienia krwi poprzez wyznaczanie objętości krwi w ogonie.

Pomiar ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem rejestracji objętościowo-ciśnieniowej metodą mankietu ogonowego

Przedstawiono technikę chirurgiczną implantacji dostępnych komercyjnie nadajników telemetrycznych służących do ciągłego pomiaru biopotencjału (jednokanałowe EKG), częstotliwości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała oraz aktywności ruchowej u swobodnie poruszających się myszy. Zaprezentowano również zalecenia i protokoły dotyczące opieki pooperacyjnej i uśmierzania bólu w celu poprawy procesu rekonwalescencji, dobrostanu oraz przeżywalności zwierząt.

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących EKG, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Ten film pokazuje, jak nabyć hemodynamikę układu i wątroby u myszy. Całe monitorowanie obejmuje rejestrację parametrów życiowych, ogólnoustrojowego ciśnienia krwi, centralnego ciśnienia żylnego, szybkości przepływu w tętnicy wątrobowej wspólnej i ciśnienia w żyle wrotnej, a także szybkości przepływu wrotnego u myszy.

Monitorowanie parametrów hemodynamicznych układu układowego i wątroby u myszy

Znieczulone myszy wykazują niefizjologiczne ogólnoustrojowe ciśnienie krwi, co uniemożliwia miarodajną ocenę tonu autonomicznego, biorąc pod uwagę ścisły związek między ciśnieniem krwi a autonomicznym układem nerwowym. W związku z tym przedstawiono nowatorską metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych myszy.

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

Tutaj opisujemy konfigurację do jednoczesnego rejestrowania elektrokardiografii i ciśnienia krwi w tętnicy (BP) u szczurów doświadczalnych, która może być wykonana za pomocą standardowego sprzętu w obiektach dla zwierząt i może być zastosowana do badań fizjologicznych lub farmakologicznych w celu zbadania patogennych lub terapeutycznych mechanizmów w medycynie sercowo-naczyniowej.

Jednoczesny zapis elektrokardiograficzny i inwazyjny pomiar ciśnienia krwi u szczurów

Baroreflex to mechanizm regulacji tętna przez autonomiczny układ nerwowy w odpowiedzi na zmiany ciśnienia krwi. Opisujemy technikę chirurgiczną polegającą na wszczepieniu nadajników telemetrycznych do ciągłego i jednoczesnego pomiaru elektrokardiogramu i ciśnienia krwi u myszy. Może to określać spontaniczną wrażliwość baroodruchową, ważny marker prognostyczny chorób sercowo-naczyniowych.

Implantacja połączonych telemetrycznych przetworników EKG i ciśnienia krwi w celu określenia spontanicznej wrażliwości barorefleksu u przytomnych myszy

Obecny protokół opisuje długotrwały, ciągły pomiar przepływu krwi w nerkach u przytomnych szczurów i jednoczesne rejestrowanie ciśnienia krwi za pomocą wszczepionych cewników (wypełnionych płynem lub za pomocą telemetrii).

Długoterminowy, ciągły pomiar przepływu krwi w nerkach u przytomnych szczurów

Ten protokół krok po kroku przeprowadza wielokrotne dożylne podawanie dawki bolusa i inwazyjne monitorowanie hemodynamiczne u myszy. Badacze mogą wykorzystać ten protokół do przyszłych badań przesiewowych związków terapeutycznych w kierunku nadciśnienia tętniczego płucnego.

Wielokrotne dożylne dawkowanie bolusa i inwazyjna ocena hemodynamiczna w modelu nadciśnienia tętniczego płucnej myszy wywołanego niedotlenieniem

Tutaj opisujemy prostą metodę wszczepienia myszom komercyjnego ciągłego monitora glikemii przeznaczonego dla pacjentów i dostarczamy skrypty do analizy wyników.

Proste, ciągłe monitorowanie glikemii u swobodnie poruszających się myszy

Mysi model uszkodzenia płuc indukowanego przez respirator jest ważnym narzędziem do badania ostrego uszkodzenia płuc in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ ostrego uszkodzenia płuc, w którym do wywołania ostrej niewydolności płuc wykorzystano mechaniczną wentylację wysokociśnieniową.

Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Poznaj metodę telemetrii radiowej do długoterminowego pomiaru ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy. Technika ta umożliwia ciągły monitoring bez artefaktów związanych z unieruchomieniem lub narkozą.

Długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii

Przeglądaj więcej filmów