Name: Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy. (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-14T12:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 8 s
Description: Poznaj metodę oceny aktywności nerwów nerkowych u przytomnych myszy bez wpływu znieczulenia. Technika umożliwia wiarygodne badanie tonu autonomicznego w warunkach fizjologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Projekt S.M.H. był wspierany przez stypendia podoktorskie z Canadian Institutes for Health Research (CIHR), Heart & Stroke Foundation of Canada (HSFC) oraz Alberta Innovates Health Solutions (AiHS); J.E.H. jest wspierany przez grant z National Heart, Lung and Blood Institute PO1HL-51971.

<ol><li>Young, C. N., Davisson, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+assessment+of+neurocardiovascular+regulation+in+the+mouse%3A+principles%2C+progress%2C+and+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).</li>
<li>Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cardiac+function%3A+a+cautionary+tail%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Murine cardiac function: a cautionary tail.</a> Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).</li>
<li>Charkoudian, N., Wallin, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sympathetic+neural+activity+to+the+cardiovascular+system%3A+integrator+of+systemic+physiology+and+interindividual+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Compr+Physiol%22%5BJournal%5D)">Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics.</a> Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).</li>
<li>Guyenet, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sympathetic+control+of+blood+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The sympathetic control of blood pressure.</a> Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).</li>
<li>Hamza, S. M., Hall, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+recording+of+renal+sympathetic+nerve+activity+in+unrestrained%2C+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice.</a> Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).</li>
<li>DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rate+variability+and+muscle+sympathetic+nerve+activity+response+to+acute+stress%3A+the+effect+of+breathing%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).</li>
<li>Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+glycine+into+the+hypothalamic+paraventricular+nucleus+produces+diuresis%2C+natriuresis%2C+and+inhibition+of+central+sympathetic+outflow%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow.</a> J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).</li>
<li>do Carmo, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+blood+pressure%2C+appetite%2C+and+glucose+by+leptin+in+mice+lacking+leptin+receptors+in+proopiomelanocortin+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons.</a> Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).</li>
<li>Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+continuous+chronic+measurement+and+recording+of+blood+pressure%2C+heart+rate+and+activity+in+the+rat+via+radio-telemetry%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Exp+Hypertens+A%22%5BJournal%5D)">A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry.</a> Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).</li>
<li>Tallam, L. S., Silva, da, A, A., Hall, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanocortin-4+receptor+mediates+chronic+cardiovascular+and+metabolic+actions+of+leptin%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin.</a> Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).</li>
<li>Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+and+indirect+methods+used+to+study+arterial+blood+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).</li>
<li>Zvara, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+non-anesthetized+mouse+model+for+recording+sensory+urinary+bladder+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurol%22%5BJournal%5D)">A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity.</a> Front Neurol. 1, 127(2010).</li>
<li>Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+dynamic+exercise+on+renal+sympathetic+nerve+activity+in+conscious+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits.</a> J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).</li>
<li>Matsukawa, K., Ninomiya, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+renal+sympathetic+nerve+activity%2C+heart+rate+and+arterial+blood+pressure+associated+with+eating+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats.</a> J Physiol. 390, 229-242 (1987).</li>
<li>Stocker, S. D., Muntzel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+sympathetic+nerve+activity+chronically+in+rats%3A+surgery+techniques%2C+assessment+of+nerve+activity%2C+and+quantification%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6(2013).</li>
<li>Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+approaches+to+quantifying+sympathetic+nerve+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Hypertens+Rep%22%5BJournal%5D)">New approaches to quantifying sympathetic nerve activity.</a> Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).</li>
<li>Smith, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+recording+renal+sympathetic+nerve+activity+in+awake%2C+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals.</a> Methods. 30 (2), 122-126 (2003).</li>
<li>Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+continuous+measurements+of+renal+sympathetic+nerve+activity+and+cardiovascular+function+during+exercise+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats.</a> Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).</li>
<li>Yoshimoto, M., Miki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+renal+sympathetic+nerve+activity+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice.</a> J Physiol. 560, (2004).</li>
<li>Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+angiotensin+II+infusion+causes+differential+responses+in+regional+sympathetic+nerve+activity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats.</a> Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).</li>
<li>Salman, I. M., Sarma Kandukuri,, Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+conscious+telemetry+recordings+demonstrate+increased+renal+sympathetic+nerve+activity+in+rats+with+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease.</a> Front Physiol. 6, 218(2015).</li>
<li>Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+leptin+on+sympathetic+nerve+activity+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice.</a> Physiol Rep. 3 (9), (2015).</li>
<li>Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+high+salt+intake+in+mutant+mice+lacking+bradykinin-B2+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors.</a> Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).</li>
<li>Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+cardiac+hormones+on+arterial+pressure+and+sodium+excretion+in+NPRA+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med+%28Maywood%29%22%5BJournal%5D)">Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice.</a> Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).</li>
<li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclosporine+A-induced+hypertension+involves+synapsin+in+renal+sensory+nerve+endings%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).</li>
<li>Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+anaesthesia+using+inhalatory+isoflurane+in+different+strains+of+mice-the+haemodynamic+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects.</a> Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).</li>
<li>Tank, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sympathetic+nerve+traffic+and+circulating+norepinephrine+levels+in+RGS2-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Auton+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice.</a> Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).</li>
<li>Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+ventilation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Mechanical ventilation of mice.</a> Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).</li>
<li>Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamics+of+anesthetized+ventilated+mouse+models%3A+aspects+of+anesthetics%2C+fluid+support%2C+and+strain%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).</li>
<li>Farnham, M. M., O'Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+preparation+of+mice+for+recording+cardiorespiratory+parameters+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo.</a> J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).</li>
<li>Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vivo+method+for+recording+single+unit+activity+in+lumbar+spinal+cord+in+mice+anesthetized+with+a+volatile+anesthetic%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Brain+Res+Protoc%22%5BJournal%5D)">An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic.</a> Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).</li>
<li>Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+diethyl+ether%2C+halothane%2C+ketamine+and+urethane+on+sympathetic+activity+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat.</a> Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).</li>
<li>Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urethane+suppresses+renal+sympathetic+nerve+activity+in+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Rev+Med+Pharmacol+Sci%22%5BJournal%5D)">Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats.</a> Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).</li>
<li>Xu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+induced+hypothermia+on+renal+sympathetic+nerve+activity+and+baroreceptor+reflex+in+urethane-anesthetized+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits.</a> Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).</li>
<li>Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+anesthetics+on+sympathetic+nerve+activity+and+arterial+baroreceptor+reflex+in+chronically+instrumented+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Auton+Nerv+Syst%22%5BJournal%5D)">Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats.</a> J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).</li>
<li>Janssen, B. J., Smits, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomic+control+of+blood+pressure+in+mice%3A+basic+physiology+and+effects+of+genetic+modification%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).</li>
<li>Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+blood+pressure%2C+heart+rate+and+body+temperature+in+mice+lacking+the+XLalphas+protein+of+the+Gnas+locus+is+due+to+increased+sympathetic+tone%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone.</a> Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W tym artykule przedstawiliśmy, zademonstrowaliśmy i zwalidowaliśmy nowatorską metodę ukierunkowanej oceny RSNA u świadomych myszy, które mogą swobodnie się poruszać i wygodnie odpoczywać w swoich domowych klatkach. Po chirurgicznym wszczepieniu radiotelemetru do pomiaru ciśnienia tętniczego, cewnika do infuzji dożylnej na stałe i specjalnie zaprojektowanej dwubiegunowej elektrody RSNA, myszy wyzdrowiały po operacji i pozostawiono je w spokoju przez 48 do 72 godzin. Myszy pozostawały wygodnie osadzone w swojej domowej kl...

Zainteresowanie wykorzystaniem myszy w kilku obszarach badań biomedycznych wciąż rośnie wraz z rozwojem niezliczonych modeli modyfikowanych genetycznie. W większości postęp techniczny nadąża za zwiększonym wykorzystaniem myszy w fizjologii i obecnie istnieje imponujący wybór zminiaturyzowanych urządzeń opracowanych specjalnie do pomiaru ważnych parametrów fizjologicznych u myszy. Chociaż urządzenia telemetryczne do bezpośredniego pomiaru autonomicznego tonu nerwowego u przytomnego szczura są dostępne od ponad dekady, zminiaturyzowane urządzenia do oceny aktywności nerwów u przytomnych myszy nie są obecnie dostępne. Badacze zazwyczaj obchodzą to ograniczenie, oceniając udział autonomicznego układu nerwowego metodami pośrednimi (tj. katecholaminy w osoczu lub moczu, farmakologiczna blokada autonomiczna, analiza spektralna wzorców ciśnienia krwi/częstości akcji serca)<klasa sup="xref">1.
Chociaż te podejścia dostarczają cennych informacji, wynikiem jest globalny obraz ogólnego tonu autonomicznego, a nie ujawniający dyskretny wkład izolowanych populacji nerwów w badane zjawisko. Alternatywnie, u znieczulonych myszy przeprowadzono bezpośredni zapis aktywności określonych nerwów, co stwarza wiele obaw. Niezwykle trudno jest utrzymać stabilne ciśnienie krwi w zakresie fizjologicznym u znieczulonej myszy przez kilka godzin po operacji. W rzeczywistości w tego typu eksperymentach ciśnienie krwi jest często niezgłaszane lub prezentowane na bardzo niskim poziomie (tj. 60-80 mmHg vs >100 mmHg u świadomej myszy)2. Kruchość układu sercowo-naczyniowego wykazywana w znieczulonym preparacie mysim często wyklucza miarodajną ocenę aktywności nerwów autonomicznych, biorąc pod uwagę współzależny związek między ciśnieniem krwi a tonem współczulnym3,4.
Aby rozwiązać ten problem, opracowano nową metodę bezpośredniego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) u świadomych, nieskrępowanych myszy, niezakłóconych w swoich domowych klatkach. Szczegółowo opisano zarówno chirurgiczne, jak i eksperymentalne podejście do pomyślnego wdrożenia tej techniki. Preparat ten umożliwia badaczowi jednoczesne rejestrowanie ciśnienia tętniczego za pomocą radiotelemetrii oprócz RSNA, z dodatkową możliwością dożylnego podawania interesujących go środków bez zakłócania pracy myszy.
Dwadzieścia cztery godziny po operacji, myszy zachowują się normalnie i nie wykazują oznak bólu czy niepokoju. Nagrania eksperymentalne mogą rozpocząć się od 48 do 72 godzin po operacji, podczas gdy mysz wygodnie odpoczywa w swojej domowej klatce z nieograniczonym dostępem do pożywienia, wody i wzbogacenia środowiska. Przedstawiono wyraźne ślady RSNA i wykazano charakterystyczne reakcje tej populacji nerwów na normalne ruchy fizyczne zwierzęcia (takie jak jedzenie i pielęgnacja), a także farmakologiczne modulowanie ogólnoustrojowego ciśnienia krwi. Jakość i swoistość sygnału RSNA jest dodatkowo potwierdzana przez blokadę zwojową. Niniejszy manuskrypt zawiera audiowizualne uzupełnienie pierwotnie opublikowanego opisu tej techniki5.

<table><tbody><tr><td>Drut wielożyłowy ze stali nierdzewnej pokrytej teflonem</td><td>A-M Systems</td><td>793200</td><td>0,001 cala średnicy goły; 0,0055 cala powlekany</td></tr> <tr><td># 11 Ostrze skalpela</td><td>Fisher Scientific</td><td>ALMM9011</td><td></td></tr><tr><td>Lutownica i lut</td><td></td><td></td><td>Dowolna marka lub model odpowiedni</td></tr><tr><td>Męskie miniaturowe złącza pinowe</td> AM <td>Systems</td><td>520200</td><td>Mosiądz ze złoceniem</td></tr><tr><td>Żeńskie miniaturowe złącza pinowe</td><td>AM Systems</td><td>520100</td><td>Mosiądz ze złoceniem</td></tr><tr><td>Rurki termokurczliwe</td><td>Radio Shack</td><td>Model #: 278-1610 |&nbsp; Katalog #: 2781610</td><td>Średnica 1,6 mm</td></tr><tr><td>Rurka z polietylenu 90 (PE90)</td><td>VWR</td><td>CA-63018-703</td><td>0,86 mm średnica wewnętrzna; 1,27 mm średnica zewnętrzna</td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>Leica Microsystems</td><td>Leica M80</td><td>Dowolna marka lub model również odpowiedni</td></tr><tr><td>Rurka z polietylenu 10 (PE10)</td><td>Braintree Scientific</td><td>PE10&nbsp; 50 FT</td><td>0.28mm średnica wewnętrzna; 0.61mm średnica zewnętrzna</td></tr><tr><td>Super Glue Liquid</td><td>Loctite</td><td>n/a</td><td>Liquid Formula; odpowiednia dla dowolnej marki</td></tr><tr><td>Super Glue Gel</td><td>Loctite</td><td>n/a</td><td>Gel Formula; odpowiednia dla każdej marki</td></tr><tr><td>Rurki polietylenowe</td><td>Scientific Commodities</td><td>BB31695-PE/13</td><td>Do cokołu o średnicy wewnętrznej 2.7mm; średnica</td></tr> <tr><td>zewnętrzna 4.0mmUsługi sterylizacji szpitalnej i Pakiety</td><td></td><td></td> do sterylizacji ozonem <td>Skontaktuj się z lokalnymi służbami sterylizacji szpitalnej</td></tr><tr><td>Znieczulenie izofluranem</td><td>Abbott</td><td>05260-05</td><td></td></tr><tr><td>Izotermiczne poduszki termiczne Deltaphase i stół chirurgiczny</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>Utrzymuj ciepłe poduszki grzewcze w 37&deg; C łaźnia wodna; Odpowiedni stół chirurgiczny niezbędny</td></tr><tr><td>Glikopirolan</td><td>Amdipharm Mercury Company Limited</td><td>brak systemu</td><td></td></tr><tr><td>parowania izofluranu i przepływomierza</td><td>Braintree Scientific</td><td>VP I</td><td>Obejmuje zaopatrzenie w tlen klasy</td></tr><tr><td>medycznej Nożyczki do tkanek</td><td>Fine Science Tools</td><td>14173-12</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Małe aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Fisher Scientific</td><td>23400100</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie kleszcze proste</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td>#5, FST firmy Dumont Biologie Tip</td></tr><tr><td>Kleszcze kątowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>#5/45 FST firmy Dumont</td></tr><tr><td>Małe chłonne Spears</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-03</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Sigma Aldrich</td><td>BR701605&nbsp; ALDRICH</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil 2-składnikowy Silikonowo-polimerowe</td><td>instrumenty precyzyjne World (WPI)</td><td>KWIK-SIL</td><td>Kup dodatkowe specjalistyczne końcówki od WPI</td></tr><tr><td>5-0 Polysorb Suture</td><td>Tyco Healthcare</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Silk Suture</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S&nbsp; 104</td><td>Marka Deknatel, szpula</td></tr><tr><td>Sonda radiotelemetryczna</td><td>Data Sciences International (DSI)</td><td>TA11-PAC10</td><td></td></tr><tr><td>Odbiornik radiotelemetryczny</td><td>Data Sciences International (DSI)</td><td>PhysioTel RPC-1</td><td></td></tr><tr><td>Ciśnienie otoczenia Reference</td><td>Data Sciences International (DSI)</td><td>Apr-01</td><td></td></tr><tr><td>Adapter wyjścia ciśnienia</td><td>Data Sciences International (DSI)</td><td>R11CPA</td><td></td></tr><tr><td>Rurka pulsacyjna Rena</td><td>Braintree Scientific</td><td>RPT-040</td><td></td></tr><tr><td>Krętlik infuzyjny</td><td>Instech Solomon</td><td>375/D/22</td><td></td></tr><tr><td>Obrotowe ramię podporowe i Zamontuj</td> przycisk polisulfonowy <td>Instech Solomon</td><td>SMCLA</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>LW62S/6</td><td></td></tr><tr><td>Sprężyna ze stali nierdzewnej</td><td>Instech Solomon</td><td>PS62</td><td></td></tr><tr><td>Klej chirurgiczny Vetbond</td><td>3M</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Potrójna maść antybiotykowa</td><td>Fougera</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 8-kanałowy system akwizycji danych i </td><td>Oprogramowanie ADInstruments</td><td>PowerLab 8/35</td><td></td></tr><tr><td>izolowany PVC Belden</td><td>PVC połączeniowy audio Belden PVC 32 AWG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Preamplifikacja Headstage</td><td>Dagan Corporation</td><td>Model 4002</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz różnicowy</td><td>Dagan Corporation</td><td>EX4-400</td><td></td></tr><tr><td>Nitroprusside sodu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71778-25G</td><td></td></tr><tr><td>Fenylefryna</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6126-5G</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna sól fizjologiczna 0,9% NaCl</td><td>Beckton Dickinson</td><td></td><td>Skontaktuj się z lokalnym dostawcą szpitalnym</td></tr><tr><td>hexamethonium</td><td>Sigma</td><td>Aldrich H0879-5G</td><td></td></tr><tr><td>Stół antywibracyjny ze stali nierdzewnej</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>Zaprojektowany na zamówienie we własnym zakresie; Nadaje się również solidna stalowa płyta na blacie</td></tr><tr><td>Klatka Faradaya</td><td>nie</td><td>dotyczy</td><td>Nie dotyczy Specjalnie zaprojektowany i skonstruowany we własnym zakresie</td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia włosów dla małych zwierząt</td><td>n/a</td> nie <td>dotyczy</td><td>Drogeria, odpowiedni trymer do brody dla mężczyzn</td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>nie</td><td>dotyczy</td><td>marki Veet, formuła dla skóry wrażliwej</td></tr><tr><td>10% Powidon Jod</td><td>Produkty Purdue</td><td>Betadiene</td><td></td></tr><tr><td>70% Etanol</td><td>n/a</td><td>n/d</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozwijacze stalowe</td><td>n/a</td> n<td>/a</td><td>Wyprodukowane we własnym zakresie. Zegnij stalowy spinacz do papieru i pętla 4-0 jedwab do tworzenia zwijacza</td></tr><tr><td>Hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13011-12</td><td></td></tr><tr><td>Opalarka</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-201-27</td><td></td></tr></tbody></table>

nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Nerkowe nerwy współczulne znacząco przyczyniają się zarówno do zjawisk fizjologicznych, jak i patofizjologicznych. Ocena aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) cieszy się dużym zainteresowaniem w wielu obszarach badań, takich jak przewlekła choroba nerek, nadciśnienie, niewydolność serca, cukrzyca i otyłość. Jednoznaczna ocena roli współczulnego układu nerwowego jest zatem niezbędna do prawidłowej interpretacji wyników eksperymentów i zrozumienia procesów chorobowych. RSNA tradycyjnie mierzono u znieczulonych gryzoni, w tym myszy. Jednak myszy zwykle wykazują bardzo niskie ogólnoustrojowe ciśnienie krwi i niestabilność hemodynamiczną przez kilka godzin podczas znieczulenia i operacji. Sensowna interpretacja RSNA jest zagmatwana przez ten niefizjologiczny stan, biorąc pod uwagę ścisły związek między współczulnym tonem nerwowym a stanem sercowo-naczyniowym. Aby rozwiązać to ograniczenie tradycyjnych podejść, opracowaliśmy nową metodę pomiaru RSNA u świadomych, swobodnie poruszających się myszy. Myszy były przewlekle wyposażane w radiotelemetry do ciągłego monitorowania ciśnienia krwi, a także cewnik do infuzji żyły szyjnej i specjalnie zaprojektowaną elektrodę bipolarną do bezpośredniego rejestrowania RSNA. Po 48-72-godzinnym okresie rekonwalescencji wskaźnik przeżycia wynosił 100%, a wszystkie myszy zachowywały się normalnie. W tym momencie RSNA udało się zarejestrować u 80% myszy, z żywymi sygnałami uzyskanymi do 4 i 5 dni po operacji odpowiednio u 70% i 50% myszy. Fizjologiczne ciśnienie krwi zarejestrowano u wszystkich myszy (116±2 mmHg; n=10). Odnotowane RSNA wzrastało wraz z jedzeniem i pielęgnacją, co jest dobrze ugruntowane w literaturze. Ponadto RSNA zwalidowano za pomocą blokady zwojów i modulacji ciśnienia krwi za pomocą środków farmakologicznych. W tym artykule opisano skuteczną i łatwą do opanowania metodę wyraźnego rejestrowania RSNA u świadomych, swobodnie poruszających się myszy.

Zgodnie z opisanym protokołem przeżywalność wyniosła 100% – wszystkie myszy poddane instrumentacji w niniejszym badaniu przeżyły i dobrze regenerowały się po zabiegu chirurgicznym. W ciągu 24 godzin od przygotowania chirurgicznego wszystkie myszy zachowywały się normalnie, wykazując typowe zachowania żywieniowe, pielęgnacyjne oraz eksploracyjne. W tym czasie u żadnego z zwierząt nie zaobserwowano oznak bólu ani stresu. 48 godzin po operacji w 10 z 12 myszy zarejestrowano weryfikowalny i w...

Znieczulone myszy wykazują niefizjologiczne ogólnoustrojowe ciśnienie krwi, co uniemożliwia miarodajną ocenę tonu autonomicznego, biorąc pod uwagę ścisły związek między ciśnieniem krwi a autonomicznym układem nerwowym. W związku z tym przedstawiono nowatorską metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych myszy.

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Ogólnym celem tej nowatorskiej metody chirurgicznej i eksperymentalnej jest ocena czynności współczulnej nerek u świadomych, nieskrępowanych myszy bez zakłócających skutków znieczulenia. Biorąc pod uwagę niedawne zainteresowanie modelami mysimi, podejście to zapewnia dostępną technikę, za pomocą której można wiarygodnie ocenić ton autonomiczny u świadomych myszy. Główną zaletą tej techniki jest to, że aktywność nerwów można ocenić u przytomnej, wygodnie odpoczywającej myszy bez czynników zakłócających, takich jak znieczulenie lub ograniczenie.Po przygotowaniu myszy do operacji ustaw ją na prawym boku z końcem rostralnym skierowanym w lewo chirurga. Najpierw wykonaj skalpelem pięciomilimetrowe nacięcie w środkowej części grzbietu. Po drugie, wykonaj większe nacięcie w skórze nad lewym bokiem prostopadłym do kręgosłupa w dwóch milimetrach ogonowo do klatki piersiowej.Stamtąd przekop igłę ze stali nierdzewnej o rozmiarze 13 podskórnie do miejsca wyjścia grzbietowego. Następnie użyj przygotowanej elektrody RSNA. Przełóż ją przez igłę i pociągnij igłę do tyłu, tak aby końcówka elektrody leżała na mięśniu brzucha lewej strony.Część przewodu elektrody powinna wystawać pod skórę. Teraz odsłoń lewą nerkę, odsuń końcówkę elektrody i wykonaj nacięcie w mięśniu brzucha, bezpośrednio pod nacięciem skóry. Następnie otwórz pole operacyjne za pomocą mikro retraktorów i wycofaj nerkę.Za pomocą aplikatorów oddziel tłuszcz i tkankę łączną wzdłuż mięśnia grzbietowego, aby zobaczyć nerkę. Nie rozciągaj pęczka nerwowo-naczyniowego nerek, ponieważ spowoduje to nieodwracalne uszkodzenie nerwu i zagrozi eksperymentowi. Aby uwidocznić pęczek nerwowo-naczyniowy nerek, użyj obiektywu o dużej mocy.Zwykle znajduje się wzdłuż naczyń nerkowych. Teraz bardzo ostrożnie wypreparuj pęczek nerwowy z otaczających tkanek za pomocą cienkich, prostych kleszczy. Nie dotykaj pęczka nerwowego ani nie przerywaj naczyń zaopatrujących nerw.Ważne jest, aby utrzymać wiązkę nerwową w takcie przez ten proces. Następnie wprowadź końcówkę elektrody RSNA do jamy brzusznej. Umieść końcówkę i przewód uziemiający prostopadle do nerkowego pęczka nerwowo-naczyniowego.Przewód uziemiający musi mieć dobry kontakt z leżącymi pod spodem tkankami. Następnie ostrożnie podnieś wiązkę nerwu nerkowego za pomocą kątowych kleszczy i wsuń końcówkę elektrody pod nerw i umieść nerw tak, aby był w bezpośrednim kontakcie z obydwoma przewodami, ale nie pozwól, aby elektroda uciskała naczynia nerkowe. Następnie wsuń mały kawałek wysterylizowanej folii parafinowej między przewody nerwowe a przewód uziemiający.Następnie wchłoń krew i płyny za pomocą małych chłonnych włóczni. Aby elektrycznie odizolować końcówkę elektrody, ostrożnie nałóż tylko tyle dwuskładnikowego elastomeru silikonowego pod i wokół nerwu. Po kilku minutach utwardzania ostrożnie podnieś silikon kleszczykami i zabezpiecz go niewielką ilością płynnego kleju chirurgicznego.Następnie zamknij nacięcie brzucha nieciągłymi wchłanialnymi 50 szwami i zrób to samo z leżącą nad nim skórą. W następnej sekcji opisano wszczepianie telemetru do pomiaru ciśnienia krwi. Zacznij od zmiany położenia myszy na plecach z końcem rostralnym skierowanym w stronę chirurga.W razie potrzeby dostosować znieczulenie i podać drugą dawkę glikopironianu. Następnie wykonaj skalpelem nacięcie w linii środkowej w okolicy szyi, zaczynając tuż poniżej dolnej szczęki i rozciągając się tuż nad klatką piersiową. Teraz oddziel tkankę gruczołową, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie szyi.Będąc bardzo ostrożnym, aby uniknąć uszkodzenia nerwu błędnego, należy odsłonić lewą tętnicę szyjną wspólną i oddzielić ją od otaczających tkanek. Teraz przełóż trzy kawałki 60 jedwabnych szwów pod tętnicę, obejmując całą długość jej ekspozycji. Umieść jeden szew rostralnie i zawiąż go, aby zatkać naczynie.Umieść drugi szew na środku i zawiąż luźno, a trzeci szew ułóż doogonowo i luźno zawiąż. Następnie wycofaj szew rostralny i przymocuj go do stożka nosowego za pomocą małego kawałka taśmy pępowinowej. Następnie za pomocą mikro kleszczyków do komarów wycofaj szew ogonowy, aby ograniczyć przepływ krwi.Teraz za pomocą cienkich nożyczek sprężynowych wykonaj małe nacięcie w ścianie naczynia tak szeroko, jak to możliwe. Przez nacięcie wprowadzić cewnik radiotelemetru i przesunąć go do szwu ogonowego. Dokręć środkowy szew, aby go ustabilizować.Następnie zwolnij retrakcję ogonową i przesuń cewnik o 10 milimetrów. Następnie zabezpiecz cewnik szwem. Na koniec przełóż korpus telemetru do kieszeni podskórnej wzdłuż prawej strony i przystąp do implantacji w cewniku do żyły szyjnej.Zacznij od użycia aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby odsłonić prawą żyłę szyjną. Następnie przełóż dwa kawałki 60 jedwabnych szwów wokół żyły. Ustaw jeden z nich daleko i zawiąż go, aby zamknąć żyłę.Ustaw drugi daleko doogonowo i delikatnie go cofnij, aby zatrzymać przepływ krwi w naczyniu. Następnie użyj cienkich nożyczek sprężynowych, aby wykonać małe nacięcie w ścianie naczynia jak najbliżej szwu rostralnego. Następnie cewnikuj żyłę za pomocą rozciągniętej termicznie rurki wypełnionej solą fizjologiczną.Teraz przesuń cewnik o osiem milimetrów do żyły i zabezpiecz go jedwabnymi szwami i niewielką kroplą cyjanoakrylanu żelu. Teraz obróć mysz na lewą stronę i za pomocą igły o rozmiarze 13 wykonaj tunel cewnika od szyi do wyjścia przygotowanego w grzbietowej środkowej okolicy łopatki. Następnie ułóż mysz na plecach i zamknij nacięcie szyi nieciągłymi 50 szwami.Teraz ułóż zwierzę w pozycji leżącej i wsuń mały podskórny guzik w sprężynie ze stali nierdzewnej na cewnik dożylny. Zabezpiecz guzik pod skórą za pomocą szwów. Następnie zabezpiecz cokół z polietylenu chroniący elektrody prowadzące do leżącego pod spodem mięśnia za pomocą kleju tkankowego.Na koniec zszyj leżącą nad nim skórę nad kołnierzem, aby uzyskać dodatkowe wsparcie. Umieść myszy w tej samej temperaturze i wilgotności, jakiej doświadczą podczas nagrań RSNA. Pozwól myszom na co najmniej 30 minut stabilizacji w konfiguracji nagrywania przed zarejestrowaniem jednej godziny wyjściowego ciśnienia krwi i danych RSNA.Upewnij się, że mysz cicho odpoczywa podczas nagrań, ponieważ naturalne ruchy wiążą się ze wzrostem tonu sympatycznego. Podczas nagrywania ważne jest, aby zwracać uwagę na ruchy zwierzęcia. Takie notatki można sporządzać bezpośrednio na ścieżce cyfrowej.Teraz przystąp do pomiaru odpowiedzi na substraty podawane dożylnie. Później, po eutanazji, kontynuuj wykonywanie pomiarów przez 30 minut. Zgodnie z opisanym protokołem, 12 z 12 myszy przeżyło i dobrze wyzdrowiało.W ciągu 24 godzin myszy zachowywały się normalnie i nie wykazywały żadnych oznak niepokoju. 48 godzin po operacji u 10 z 12 myszy zarejestrowano weryfikowalny i wyraźny sygnał RSNA. Obserwowano typowy wzrost RSNA oczekiwany przy normalnej aktywności, takiej jak jedzenie i pielęgnacja włosów.Po 120 godzinach pięć myszy nadal wykazywało wysoką jakość sygnału RSNA. Ciśnienie krwi i tętno pozostały stabilne przez pięciodniowy okres badania, a wartości nie różniły się od tych zarejestrowanych w ciągu 10 dni rekonwalescencji pooperacyjnej. Aby sprawdzić, czy RSNA został porwany z tętniczym odruchem baro, myszy leczono nitroprusydkiem sodu i fenylefryną.RSNA charakterystycznie zwiększało się w odpowiedzi na indukowane obniżenie ciśnienia tętniczego i odwrotnie, było praktycznie wyciszone wraz ze wzrostem ciśnienia tętniczego. Co więcej, RSNA został całkowicie wyeliminowany po blokadzie zwojowej za pomocą heksametonium. Obserwacja ta potwierdza postganglioniczny charakter sygnału RSNA.Po opanowaniu tę technikę chirurgiczną można wykonać w mniej niż trzy godziny, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Próbując wykonać tę procedurę, ważne jest, aby zawsze pamiętać o zachowaniu szczególnej ostrożności podczas obchodzenia się z nerwami nerkowymi, aby zachować ich żywotność do późniejszego nagrania. Po tej procedurze można zastosować inne metody, takie jak stres strumienia powietrza, do dalszej oceny tonu autonomicznego u świadomych myszy.Wraz z opracowaniem technika ta otwiera przed naukowcami nowe możliwości zrozumienia ważnego wkładu autonomicznego układu nerwowego w kluczowe obszary fizjologii i patofizjologii układu krążenia, takie jak długoterminowa kontrola ciśnienia krwi, nadciśnienie i otyłość.

novel-approach-for-simultaneous-recording-renal-sympathetic-nerve

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Elektrofizjologiczna charakterystyka odpowiedzi neuronalnych jest istotna dla zrozumienia funkcji mózgu oraz dla precyzyjnego wyznaczania miejsc podawania barwników do śledzenia szlaków neuronalnych. Jednak wiele badań przeprowadzanych jest na zwierzętach poddanym znieczuleniu. Aby zrozumieć funkcje mózgu bez stosowania środków znieczulających, opracowaliśmy metodę rejestracji właściwości odpowiedzi neuronalnych oraz wstrzykiwania barwników u budzącej się myszy.

Przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Ten film demonstruje technikę badania aktywności nerkowych nerwów współczulnych (RSN) w odpowiedzi na zmiany ciśnienia tętniczego u szczurów. Po podłączeniu cewnika wyczuwającego ciśnienie do tętnicy udowej nerkowe nerwy współczulne są odsłonięte. Nerwy są następnie przenoszone na elektrodę rejestrującą i rejestrowana jest ich aktywność elektryczna. Następnie wstrzykuje się lek zwężający naczynia krwionośne w celu podniesienia ciśnienia krwi i monitoruje odpowiednie zmiany w aktywności RSN.

Rejestrowanie zmian w aktywności nerkowego nerwu współczulnego w odpowiedzi na ciśnienie tętnicze u szczurów

Ten film pokazuje, jak nabyć hemodynamikę układu i wątroby u myszy. Całe monitorowanie obejmuje rejestrację parametrów życiowych, ogólnoustrojowego ciśnienia krwi, centralnego ciśnienia żylnego, szybkości przepływu w tętnicy wątrobowej wspólnej i ciśnienia w żyle wrotnej, a także szybkości przepływu wrotnego u myszy.

Monitorowanie parametrów hemodynamicznych układu układowego i wątroby u myszy

Prezentujemy metody budowy elektrod do jednoczesnego rejestrowania zewnątrzkomórkowej aktywności neuronalnej i uwalniania wielu substancji neuroaktywnych w pobliżu miejsc rejestracji u obudzonych myszy. Technika ta pozwala na szczegółową analizę przypuszczalnych lokalnych wejść synaptycznych do neuronu będącego przedmiotem zainteresowania.

Zewnątrzkomórkowy zapis aktywności neuronalnej w połączeniu z mikrojonoforowym zastosowaniem substancji neuroaktywnych u obudzonych myszy

Celem tego protokołu jest ocena ogólnoustrojowego ciśnienia krwi u świadomych, swobodnie poruszających się myszy za pomocą wszczepialnych urządzeń radiotelemetrycznych.

Długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii

Metody pomiaru reakcji układu współczulnego i sercowo-naczyniowego na manipulacje ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są ważne dla rozwoju neuronauki. Protokół ten został opracowany, aby pomóc naukowcom w pomiarze i ilościowym określeniu ostrych zmian w aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) u znieczulonych szczurów (brak przeżycia).

Ilościowe określanie ostrych zmian w aktywności nerek współczulnych w odpowiedzi na manipulacje ośrodkowego układu nerwowego u znieczulonych szczurów

Tutaj opisujemy konfigurację do jednoczesnego rejestrowania elektrokardiografii i ciśnienia krwi w tętnicy (BP) u szczurów doświadczalnych, która może być wykonana za pomocą standardowego sprzętu w obiektach dla zwierząt i może być zastosowana do badań fizjologicznych lub farmakologicznych w celu zbadania patogennych lub terapeutycznych mechanizmów w medycynie sercowo-naczyniowej.

Jednoczesny zapis elektrokardiograficzny i inwazyjny pomiar ciśnienia krwi u szczurów

Baroreflex to mechanizm regulacji tętna przez autonomiczny układ nerwowy w odpowiedzi na zmiany ciśnienia krwi. Opisujemy technikę chirurgiczną polegającą na wszczepieniu nadajników telemetrycznych do ciągłego i jednoczesnego pomiaru elektrokardiogramu i ciśnienia krwi u myszy. Może to określać spontaniczną wrażliwość baroodruchową, ważny marker prognostyczny chorób sercowo-naczyniowych.

Implantacja połączonych telemetrycznych przetworników EKG i ciśnienia krwi w celu określenia spontanicznej wrażliwości barorefleksu u przytomnych myszy

Obecny protokół opisuje długotrwały, ciągły pomiar przepływu krwi w nerkach u przytomnych szczurów i jednoczesne rejestrowanie ciśnienia krwi za pomocą wszczepionych cewników (wypełnionych płynem lub za pomocą telemetrii).

Długoterminowy, ciągły pomiar przepływu krwi w nerkach u przytomnych szczurów

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania in vivo, wysokiej gęstości nagrań pojedynczych neuronów z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową. Podejście to jest stosowane do pomiaru potencjału czynnościowego neuronów w brzuszno-bocznej szarości okołowodociągowej - regionie pnia mózgu nieaktywnym podczas snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) - przed i podczas znieczulenia ogólnego.

Ostre jednojednostkowe nagrania wieloelektrodowe z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową

Poznaj metodę oceny aktywności nerwów nerkowych u przytomnych myszy bez wpływu znieczulenia. Technika umożliwia wiarygodne badanie tonu autonomicznego w warunkach fizjologicznych.

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy. (Wideo) | JoVE Journal

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

Przeglądaj więcej filmów