Name: Tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym PDMS poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Poznaj technikę samoorganizacji nanocząstek krzemionkowych do tworzenia nanofluidycznych połączeń w chipie PDMS. Membrana o porach ~45 nm umożliwia elektrokinetyczną koncentrację DNA i białek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez NIH R21 EB008177-01A2 oraz New York University Abu Dhabi (NYUAD) Research Enhancement Fund 2013. Wyrażamy nasze podziękowania dla personelu technicznego MIT MTL za wsparcie podczas mikrofabrykacji oraz Jamesowi Westonowi i Nikolasowi Giakoumidisowi z NYUAD za wsparcie w wykonaniu zdjęć SEM i zbudowaniu dzielnika napięcia. Produkcja urządzenia w PDMS została przeprowadzona w głównym zakładzie mikrofabrykacji NYUAD. Na koniec chcielibyśmy podziękować Rebecce Pittam z NYUAD Center for Digital Scholarship za kręcenie i edycję filmów.

1. Przygotowanie zawiesin koloidalnych kulek krzemionkowych
<ol>
	<li>Przygotowanie zawiesin kulek krzemionkowych o długości fali 300 nm i 500 nm
	<ol>
		<li>Wirować zawiesinę kulek krzemionki (10% w/v w wodzie) przez 30 sekund, aby uzyskać jednorodną zawiesinę. Odpipetować łącznie 600 μl zawiesiny podstawowej do probówki o pojemności 1,5 ml i odwirować przy sile 2 600 x g przez 1 min.</li>
		<li>Zastąp supernatant 400 μl 1 mM buforu fosforanu sodu (PB, pH 7,0).</li>
		<li>Zawiesić kulki krzemionki do końcowego stężenia 15% w 1 mM roztworze fosforanu sodu o pH 7,0 poprzez wirowanie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Funkcjonalizacja powierzchniowa kulek karboksylowych krzemionki o długości 500 nm z poli(chlorowodorkiem alliloaminy, PAH) i poli(sulfonianem styrenu sodu, PSS) polielektrolitami
	<ol>
		<li>Zawiesić 0,1 g kulek krzemionkowych o długości 500 nm z grupą karboksylową w 10 ml 1 M NaCl (pH 7,0) w celu uzyskania 1 % (w/v) zawiesiny kulek.</li>
		<li>Przygotować 0,4% WWA (MW 65K) w 1 M NaCl, rozpuszczając 300 μl roztworu podstawowego (20% m/v w wodzie) w 15 ml 1 M NaCl. Przygotować 0,9% PSS (MW 70K) w 1 M roztworze NaCl, rozpuszczając 0,18 g PSS w 20 ml roztworze 1 M NaCl. Wirować oba roztwory przez 1 minutę, aby całkowicie rozpuścić polielektrolity.</li>
		<li>Dodać 200 μl roztworu WWA do 9,8 ml 1% kulek karboksylowych krzemionki w probówce o pojemności 15 ml, aby osadzić dodatnio naładowaną warstwę polielektrolitu na kulkach krzemionkowych z karboksylową grupą funkcyjną. Wirować zawiesinę kulek przez 1 minutę i inkubować ją na rotatorze rurowym przez 60 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Odwirować zawiesinę kulek o stężeniu 1801 x g przez 1 minutę i zmyć niezwiązaną WWA pięciokrotnie 10 ml wody demineralizowanej. Po każdym odwirowaniu i usunięciu supernatantu, kulki były gęsto upakowane na dnie probówki. Rozbić grudkę kulki przez energiczne pipetowanie z 2 ml wody demineralizowanej przed dodaniem 8 ml wody demineralizowanej, tak aby kulki mogły zostać ponownie zawieszone i zmyte przed następnym etapem wirówki.</li>
		<li>Postępuj zgodnie z krokami w 1.2.3 i 1.2.4 dla powłoki PSS, aby nałożyć ujemnie naładowaną warstwę na koraliki. Ponownie zawiesić kulki w 9,8 ml 1 M NaCl przed osadzaniem PSS po usunięciu soczepiku wody DI z 5. etapupłukania opisanego w ppkt 1.2.4.
		<ol>
			<li>Wykonać ten sam energiczny etap pipetowania, używając 2 ml 1 M NaCl, aby rozbić grudkę kulki na dnie probówki o pojemności 15 ml, a następnie dodać 8 ml 1 M NaCl. Dodać 200 μl roztworu PSS do 9,8 ml kulek krzemionkowych osadzonych pojedynczą warstwą WWA. Po wirowaniu przez 1 minutę i inkubacji przez 60 minut na rotatorze rurowym, powtórzyć 5 kroków mycia wodą DI.</li>
			<li>Zmierzyć potencjał zeta kulek przed i po każdej powłoce polielektrolitowej za pomocą systemu dynamicznego rozpraszania światła zgodnie z protokołem producenta, aby sprawdzić, czy procedura osadzania polielektrolitu została przeprowadzona prawidłowo (patrz Tabela 1).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Powtórz pięć etapów mycia wodą demineralizowaną po osadzeniu pojedynczej warstwy PSS i ponownie zawieś kulki w 650 μl 1 mM buforu fosforanu sodu z 0,05% Tween 20 (15% w/v) przed użyciem w urządzeniu mikroprzepływowym, aby zwiększyć jego płynność.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Postępuj zgodnie z procedurą opisaną powyżej od 1.2.5 do 1.2.6 dla kulek krzemionkowych o długości 500 nm z aminową grupą funkcyjną, aby zdeponować pojedynczą warstwę PSS.</li>
</ol>
2. Produkcja mikroprzepływowego układu PDMS
<ol>
	<li>Mikrofabrykacja wzorca krzemowego
	<ol>
		<li>Wytwarzaj wzorzec krzemowy do formowania PDMS przy użyciu technik mikrowytwarzania w następujący sposób.
		<ol>
			<li>Powłóż przędzę fotorezystor o grubości 1 μm z prędkością 4,000 obr./min na płytce krzemowej. Uformuj warstwę za pomocą litografii projekcyjnej (czas naświetlania 170 ms) i wytraw płaskie nanokanały o głębokości 700 nm i szerokości 2 μm (działające jako nanopułapki dla kulek krzemionkowych) za pomocą reaktywnego trawienia jonowego.</li>
			<li>Użyj następujących parametrów trawienia, aby uzyskać szybkość trawienia 3,5 nm/s: CHF3 (45 sccm), CF4 (15 sccm), Ar (100 sccm), ciśnienie 100 mTorr, moc RF 200 W.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Drugą warstwę fotorezystu o grubości 1 μm należy obrócić z prędkością 2 000 obr./min i wyrównać z poprzednio wzorzystymi nanopułapkami. Modelowanie mikrokanalików za pomocą litografii kontaktowej i głębokiego reaktywnego trawienia jonowego (DRIE) krzemu. Należy użyć parametrów DRIE26 w tabeli 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Produkcja formy PDMS
	<ol>
		<li>Silanizuj krzem wzorcowy trichlorosilanem (50 μl) w słoiku próżniowym O/N. 
		UWAGA: Tricholorozylan jest materiałem toksycznym i. Zawsze używaj go w kapturze chemicznym z odpowiednimi środkami ochrony osobistej.</li>
		<li>Wymieszaj bazę z utwardzaczem w proporcji 10:1 i odlej PDMS na silanizowany krzemowy wzorzec i utwardź go w temperaturze 70 °C przez 2 godziny w piecu konwekcyjnym.</li>
		<li>Usuń płytę PDMS z wzorca krzemowego za pomocą noża i przyklej ją plazmowo do czystej płytki za pomocą myjki plazmowej po obróbce plazmowej w czyszczarce plazmowej przez 1 minutę. Przymocuj taśmy wzdłuż krawędzi, aby zaznaczyć linię podziału dla następnego etapu odlewania PDMS.</li>
		<li>Silanizuj formę PDMS w słoiku próżniowym z trichlorosilanem (50 μl) O/N.</li>
		<li>Odlewać PDMS (baza: utwardzacz w proporcji 10:1) na silanizowanej formie PDMS i utwardzać w temperaturze 70 °C przez 2 godziny w piecu konwekcyjnym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Produkcja urządzenia PDMS
	<ol>
		<li>Oderwij utwardzoną płytę PDMS od formy PDMS wzdłuż linii podziału oznaczonej taśmą.</li>
		<li>Przebić otwory zbiornika dziurkaczem do biopsji 1,5 mm, oczyścić taśmą, spłukać alkoholem izopropylowym (IPA) i osuszyć azotem.</li>
		<li>Spajanie plazmowe urządzenia PDMS na szkiełku mikroskopowym o wymiarach 25 mm x 75 mm po obróbce plazmowej w czyszczalni plazmowej przez 1 min.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zawiesinę perełek należy poddawać działaniu ultradźwięków przez 60 minut w kąpieli ultradźwiękowej przed napełnieniem. Odpipetować zawiesinę kulkową o długości 10 μl (niefunkcjonalizowane kulki krzemionkowe o długości 300 nm lub kulki karboksylowe krzemionki o długości 500 nm z warstwami PAH-PSS lub kulki aminowo-krzemionkowe o długości 500 nm z warstwą PSS) do wlotów 4 i 6 każdy (patrz rysunek 1 A, B) natychmiast po plazmowym połączeniu chipa PDMS ze szklanym podłożem. Delikatnie postukaj w chip PDMS końcówką pipety, aby poprawić wypełnienie kulek.
	<ol>
		<li>Po napełnieniu kanałów doprowadzających ściegi zakryj taśmą wszystkie wloty z wyjątkiem 1 i 9. Suszyć urządzenie na powietrzu przez 3 godziny i przechowywać w temperaturze +4 °C przed użyciem. Rysunek 2 przedstawia krok po kroku schemat procesu samoorganizacji koloidalnej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Eksperyment na elektrokinetyczną koncentrację DNA
<ol>
	<li>Napełnić zbiorniki 3, 7 roztworem buforowym (10 μl 1 mM PB), a zbiornik 5 próbką DNA (10 μl 10 nM w 1 mM PB) i zastosować delikatne podciśnienie za pomocą odwróconej końcówki pipety na zbiornikach 2, 8 i 10 w celu napełnienia kanałów roztworami bez pęcherzyków (patrz rysunek 1B).</li>
	<li>Dodać 10 μl 1 mM PB do zbiorników 2 i 8 oraz 10 μl 10 nM DNA do zbiornika 10 w celu zrównoważenia ciśnienia i odczekać 5 minut, aby osiągnąć równowagę.</li>
	<li>Włóż przewody Pt do zbiorników 3, 5, 7, 10.</li>
	<li>Przyłóż napięcie do złącza nanofluidycznego za pomocą dzielnika napięcia podłączonego do miernika źródła i przewodów Pt. Najpierw zastosować 30 V na zbiornikach 5, 10 i GND na zbiornikach 3, 7.</li>
	<li>Zmniejsz napięcie do 25 V na zbiorniku 10 po ~30 sekundach.</li>
	<li>Użyj mechanicznej migawki z okresowym otwieraniem co 5 s, aby zminimalizować fotowybielanie próbki podczas rejestrowania sygnałów fluorescencyjnych z DNA.</li>
</ol>

<ol><li>Mawatari, K., Kazoe, Y., Shimizu, H., Pihosh, Y., Kitamori, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended-Nanofluidics%3A+Fundamental+Technologies%2C+Unique+Liquid+Properties%2C+and+Application+in+Chemical+and+Bio+Analysis+Methods+and+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Extended-Nanofluidics: Fundamental Technologies, Unique Liquid Properties, and Application in Chemical and Bio Analysis Methods and Devices.</a> Anal Chem. 86, 4068-4077 (2014).</li>
<li>Tsukahara, T., Mawatari, K., Kitamori, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+extended-nano+chemical+systems+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Soc+Rev%22%5BJournal%5D)">Integrated extended-nano chemical systems on a chip.</a> Chem Soc Rev. 39, 1000-1013 (2010).</li>
<li>Mani, A., Zangle, T. A., Santiago, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+Propagation+of+Concentration+Polarization+from+Microchannel-Nanochannel+Interfaces+Part+I%3A+Analytical+Model+and+Characteristic+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">On the Propagation of Concentration Polarization from Microchannel-Nanochannel Interfaces Part I: Analytical Model and Characteristic Analysis.</a> Langmuir. 25, 3898-3908 (2009).</li>
<li>Aizel, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enrichment+of+nanoparticles+and+bacteria+using+electroless+and+manual+actuation+modes+of+a+bypass+nanofluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Enrichment of nanoparticles and bacteria using electroless and manual actuation modes of a bypass nanofluidic device.</a> Lab Chip. 13, 4476-4485 (2013).</li>
<li>Wang, Y. C., Stevens, A. L., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Million-fold+preconcentration+of+proteins+and+peptides+by+nanofluidic+filter%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Million-fold preconcentration of proteins and peptides by nanofluidic filter.</a> Anal Chem. 77, 4293-4299 (2005).</li>
<li>Karnik, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrostatic+control+of+ions+and+molecules+in+nanofluidic+transistors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+letters%22%5BJournal%5D)">Electrostatic control of ions and molecules in nanofluidic transistors.</a> Nano letters. 5, 943-948 (2005).</li>
<li>Mao, P., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+and+characterization+of+20+nm+planar+nanofluidic+channels+by+glass-glass+and+glass-silicon+bonding%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Fabrication and characterization of 20 nm planar nanofluidic channels by glass-glass and glass-silicon bonding.</a> Lab Chip. 5, 837-844 (2005).</li>
<li>Mao, P., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively-parallel+ultra-high-aspect-ratio+nanochannels+as+mesoporous+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Massively-parallel ultra-high-aspect-ratio nanochannels as mesoporous membranes.</a> Lab Chip. 9, 586-591 (2009).</li>
<li>Balducci, A., Mao, P., Han, J. Y., Doyle, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double-stranded+DNA+diffusion+in+slitlike+nanochannels%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Double-stranded DNA diffusion in slitlike nanochannels.</a> Macromolecules. 39, 6273-6281 (2006).</li>
<li>Yamada, M., Mao, P., Fu, J. P., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Quantification+of+Disease-Marker+Proteins+Using+Continuous-Flow+Immunoseparation+in+a+Nanosieve+Fluidic+Device%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Rapid Quantification of Disease-Marker Proteins Using Continuous-Flow Immunoseparation in a Nanosieve Fluidic Device.</a> Anal Chem. 81, 7067-7074 (2009).</li>
<li>Huh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tuneable+elastomeric+nanochannels+for+nanofluidic+manipulation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Mater%22%5BJournal%5D)">Tuneable elastomeric nanochannels for nanofluidic manipulation.</a> Nat Mater. 6, 424-428 (2007).</li>
<li>Chung, S., Lee, J. H., Moon, M. W., Han, J., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-lithographic+wrinkle+nanochannels+for+protein+preconcentration%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Non-lithographic wrinkle nanochannels for protein preconcentration.</a> Adv Mater. 20, 3011-3016 (2008).</li>
<li>Park, S. M., Huh, Y. S., Craighead, H. G., Erickson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+nanofluidic+device+prototyping+using+elastomeric+collapse%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">A method for nanofluidic device prototyping using elastomeric collapse.</a> Proc Natl Acad Sci. 106, 15549-15554 (2009).</li>
<li>Zeng, Y., Harrison, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembled+colloidal+arrays+as+three-dimensional+nanofluidic+sieves+for+separation+of+biomolecules+on+microchips%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Self-assembled colloidal arrays as three-dimensional nanofluidic sieves for separation of biomolecules on microchips.</a> Anal Chem. 79, 2289-2295 (2007).</li>
<li>Malekpourkoupaei, A., Kostiuk, L. W., Harrison, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+Binary+Opal+Lattices+in+Microfluidic+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Mat%22%5BJournal%5D)">Fabrication of Binary Opal Lattices in Microfluidic Devices.</a> Chem Mat. 25, 3808-3815 (2013).</li>
<li>Merlin, A., Salmon, J. -B., Leng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-assisted+growth+of+colloidal+crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-assisted growth of colloidal crystals.</a> Soft Matter. 8, 3526-3537 (2012).</li>
<li>Schepelina, O., Zharov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PNIPAAM-modified+nanoporous+colloidal+films+with+positive+and+negative+temperature+gating%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">PNIPAAM-modified nanoporous colloidal films with positive and negative temperature gating.</a> Langmuir. 23, 12704-12709 (2007).</li>
<li>Schepelina, O., Zharov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly%282-%28dimethylamino%29ethyl+methacrylate%29-Modified+Nanoporous+Colloidal+Films+with+pH+and+Ion+Response%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Poly(2-(dimethylamino)ethyl methacrylate)-Modified Nanoporous Colloidal Films with pH and Ion Response.</a> Langmuir. 24, 14188-14194 (2008).</li>
<li>Smith, J. J., Zharov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ion+transport+in+sulfonated+nanoporous+colloidal+films%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Ion transport in sulfonated nanoporous colloidal films.</a> Langmuir. 24, 2650-2654 (2008).</li>
<li>Gaspar, A., Hernandez, L., Stevens, S., Gomez, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrochromatography+in+microchips+packed+with+conventional+reversed-phase+silica+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Electrochromatography in microchips packed with conventional reversed-phase silica particles.</a> Electrophoresis. 29, 1638-1642 (2008).</li>
<li>Lee, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Fidelity+Optofluidic+On-Chip+Sensors+Using+Well-Defined+Gold+Nanowell+Crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">High-Fidelity Optofluidic On-Chip Sensors Using Well-Defined Gold Nanowell Crystals.</a> Anal Chem. 83, 9174-9180 (2011).</li>
<li>Hu, Y. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interconnected+ordered+nanoporous+networks+of+colloidal+crystals+integrated+on+a+microfluidic+chip+for+highly+efficient+protein+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Interconnected ordered nanoporous networks of colloidal crystals integrated on a microfluidic chip for highly efficient protein concentration.</a> Electrophoresis. 32, 3424-3430 (2011).</li>
<li>Zhang, D. -W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabrication-free+fused+silica+nanofluidic+interface+for+on+chip+electrokinetic+stacking+of+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Microfabrication-free fused silica nanofluidic interface for on chip electrokinetic stacking of DNA.</a> Microfluid Nanofluid. 14, 69-76 (2013).</li>
<li>Syed, A., Mangano, L., Mao, P., Han, J., Song, Y. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creating+sub-50+nm+nanofluidic+junctions+in+a+PDMS+microchip+via+self-assembly+process+of+colloidal+silica+beads+for+electrokinetic+concentration+of+biomolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a PDMS microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules.</a> Lab Chip. 14, 4455-4460 (2014).</li>
<li>Kim, S. J., Song, Y. A., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofluidic+concentration+devices+for+biomolecules+utilizing+ion+concentration+polarization%3A+theory%2C+fabrication%2C+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Soc+Rev%22%5BJournal%5D)">Nanofluidic concentration devices for biomolecules utilizing ion concentration polarization: theory, fabrication, and applications.</a> Chem Soc Rev. 39, 912-922 (2010).</li>
<li>Fu, J. P., Mao, P., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous-flow+bioseparation+using+microfabricated+anisotropic+nanofluidic+sieving+structures%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Continuous-flow bioseparation using microfabricated anisotropic nanofluidic sieving structures.</a> Nat Protoc. 4, 1681-1698 (2009).</li>
<li>Plecis, A., Nanteuil, C., Haghiri-Gosnet, A. M., Chen, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electropreconcentration+with+Charge-Selective+Nanochannels%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Electropreconcentration with Charge-Selective Nanochannels.</a> Anal Chem. 80, 9542-9550 (2008).</li>
<li>Ko, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofluidic+preconcentration+device+in+a+straight+microchannel+using+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Nanofluidic preconcentration device in a straight microchannel using ion concentration polarization.</a> Lab Chip. 12, 4472-4482 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podążając za powszechnym schematem projektowania urządzeń do badania nanofluidyki, wyprodukowaliśmy połączenie nanofluidyczne między dwoma kanałami mikroprzepływowymi, wykorzystując samoorganizację koloidalnych nanocząstek napędzaną parowaniem zamiast litograficznego modelowania układu nanokanałów. Podczas przepływu cząstek koloidalnych do kanału dostarczania kulek, układ nanopułapek o głębokości 700 nm i szerokości 2 μm po obu stronach kanału dostarczania kulek o całkowitej szerokości 100 μm zapobiegał przepływowi zawie...

Nanofluidics to rozwijający się obszar badawczy μTAS (Micro Total Analysis Systems) do badania procesów biologicznych lub zjawisk transportu jonów i molekuł w skali długości 101-10 2 nm. Wraz z pojawieniem się narzędzi nanofluidycznych, takich jak nanokanały, procesy transportu cząsteczek i jonów mogą być monitorowane z niespotykaną precyzją i manipulowane, w razie potrzeby, poprzez wykorzystanie cech dostępnych tylko w tej skali długości do separacji i wykrywania. 1,2 Jedną z tych charakterystycznych cech w nanoskali jest wysoki stosunek powierzchni do ładunku objętościowego (lub liczby Dukhina) w nanokanałach, który może powodować nierównowagę ładunku i inicjować polaryzację stężenia jonów (ICP) między nanokanałem a mikrokanałem. 3
Wspólna platforma urządzeń do badania zjawisk nanofluidycznych składa się z dwukanałowego systemu połączonego szeregiem nanokanałów jako złącze. 4-6 Materiałem wybieranym do budowy takiego urządzenia nanofluidycznego jest krzem ze względu na jego wysoką sztywność, która zapobiega zapadaniu się kanału podczas procesów wiązania. 7 Jednak produkcja urządzeń silikonowych wymaga drogich masek i znacznej ilości przetwarzania w pomieszczeniu czystym. 8-10 Ze względu na wygodę wytwarzania urządzeń poprzez formowanie i klejenie plazmowe, polidimetylosiloksan (PDMS) jest powszechnie akceptowany jako materiał budowlany dla mikrofluidyki i byłby również idealnym materiałem dla nanofluidyki. Jednak niski moduł Younga wynoszący około 360-870 KPa sprawia, że kanał PDMS łatwo się zwija podczas wiązania plazmowego. Minimalny współczynnik proporcji nanokanału (szerokość do głębokości) musi być mniejszy niż 10:1, co oznacza, że wytwarzanie urządzeń PDMS za pomocą standardowej fotolitografii stanie się niezwykle trudne, jeśli głębokość nanokanału musi być mniejsza niż 100 nm, co wymaga szerokości kanału mniejszej niż obecna granica fotolitografii wynosząca około 1 μm. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, podjęto próby stworzenia nanokanałów w PDMS przy użyciu metod nielitograficznych, takich jak rozciąganie w celu zainicjowania pęknięć o średniej głębokości 78 nm11 lub w celu utworzenia zmarszczek po obróbce plazmowej. 12 Zapadnięcie się kanału PDMS za pomocą nacisku mechanicznego pozwoliło na uzyskanie nanokanału o wysokości zaledwie 60 nm. 13
Mimo że te wysoce pomysłowe metody nielitograficzne pozwoliły na budowę nanokanałów o głębokości poniżej 100 nm, kontrola wymiarowa produkcji nanokanałów nadal stanowi przeszkodę dla szerokiej akceptacji PDMS jako materiału budulcowego dla urządzeń nanofluidycznych. Innym krytycznym problemem nanokanałów, czy to w krzemie, czy w PDMS, jest funkcjonalizacja powierzchni w przypadku, gdy istnieje potrzeba zmiany ładunku powierzchniowego na ściance kanału w celu manipulacji jonami lub cząsteczkami. Po zmontowaniu urządzenia poprzez klejenie, nanokanały są niezwykle trudno dostępne do funkcjonalizacji powierzchni ze względu na transport ograniczony dyfuzją. Aby stworzyć kanał w nanoskali o wysokiej wierności wymiarowej i łatwej funkcjonalizacji powierzchni, jednym z obiecujących podejść może być metoda samoorganizacji cząstek koloidalnych indukowanych przez parowanie14-16 w urządzeniach mikroprzepływowych. Oprócz możliwości kontrolowania wielkości porów i właściwości powierzchni, istnieje nawet możliwość dostrojenia wielkości porów in-situ przy użyciu cząstek koloidalnych pokrytych polielektrolitami poprzez kontrolowanie temperatury,17 pH,18,19 i siły jonowej. 18 Ze względu na te zalety, metoda samoorganizacji cząstek koloidalnych znalazła już zastosowanie w elektrochromatografii20, biosensorach21, koncentracji białek22 oraz separacji białek i DNA w mikrofluidyce. 14,23 W tym badaniu zastosowaliśmy tę metodę samoorganizacji do zbudowania elektrokinetycznego urządzenia do wstępnego zatężania w PDMS, które wymaga nanofluidycznego połączenia między dwoma mikrokanałami. 24 Podstawowy mechanizm stojący za koncentracją elektrokinetyczną opiera się na polaryzacji stężenia jonów (ICP). 25 Szczegółowy opis etapów produkcji i montażu znajduje się w poniższym protokole.

<table><tbody><tr><td>Sól sodowa poli(kwasu styrenosulfonowego)</td><td>Polysciences&nbsp;</td><td>08772</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór poli(alliloaminy) Sigma</td><td>Aldrich</td><td>479144-5G</td><td></td></tr><tr><td>Mikrosfera krzemionkowa - 300 nm</td><td>Polysciences&nbsp;</td><td>24321</td><td></td></tr><tr><td>Mikrosfera krzemionkowa - 500 nm</td><td>Polysciences&nbsp;</td><td>24323</td><td></td></tr><tr><td>Mikrosfera krzemionkowa karboksylowa funkcyjna - 500 nm</td><td>Polysciences&nbsp;</td><td>24753</td><td></td></tr><tr><td>Mikrosfera krzemionkowa Amina Funkcjonalna - 500 nm</td><td>Polysciences&nbsp;</td><td>24756</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowych</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trichlorosilan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>175552</td><td></td></tr><tr><td>Myjka ultradźwiękowa</td><td>Branson</td><td>3510</td><td></td></tr><tr><td>Tube Rotator&nbsp;</td><td>VWR</td><td>10136-084</td><td></td></tr><tr><td>Mieszalnik wirowy</td><td>Mikrowirówka WiseMix</td><td>VM-10</td><td></td></tr> Myjka plazmowa <tr><td></td><td>VWR</td><td>Micro 1207</td><td></td></tr> Mieszarka <tr><td>plazmowa</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001-HP</td><td></td></tr><tr><td>Piekarnik</td><td>Thinky</td><td>ARE-250</td><td></td></tr><tr><td>Thermo</td><td>Scientific</td><td>PR305220M</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td> <td>epifluorescencyjnyAparat CCD Nikon</td><td>Eclipse Ti</td><td></td></tr><tr><td>Andor</td><td></td><td>Clara</td><td></td></tr><tr><td>Platynowe elektrody</td><td>Alfa Aesar</td><td>43014</td><td></td></tr><tr><td>Miernik źródła Multimetr</td><td>cyfrowy Keithley</td><td>2400</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Extech</td><td>410</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe</td><td>Thermo Scientific</td><td>2951-001</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Merck Millipore</td><td>822184</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Fisher Scientific</td><td>7646-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu jednozasadowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71505</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu dwuzasadowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S3264</td><td></td></tr><tr><td>DNA</td><td>IDT</td><td></td><td>CAA CCG ATG CCA CAT TAG CTA</td></tr><tr><td>C B-Phycoerythrin</td><td>Life Technologies</td><td>P-800</td><td></td></tr><tr><td>Dynamiczny system rozpraszania światła do pomiaru potencjału Zeta</td><td>Malvern</td><td>Zetasizer Nano S</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist&nbsp;</td><td>Shipley</td><td>SPR700-1.0</td><td></td></tr><tr><td>Litografia projekcyjna</td><td>Nikon</td><td>NSR2005i9</td><td></td></tr><tr><td>Reaktywny wytrawiacz jonowy</td><td>Zastosowane materiały</td><td>AME P5000</td><td></td></tr><tr><td>ICP głęboko reaktywny wytrawiacz jonowy</td><td>STS</td><td>STS-6"</td><td></td></tr><tr><td>Litografia kontaktowa</td><td>Wizje elektroniczne</td><td>EV620</td><td></td></tr><tr><td>Fotorezystor Powlekarka</td><td>Deweloper SSI</td><td>SSI 150</td><td></td></tr><tr><td>Bezkontaktowy profilometr powierzchni</td><td>Wyko</td><td>NT 9800</td><td></td></tr></tbody></table>

tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym pdms poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polidimethylsiloxane (PDMS) jest dominującym materiałem budowlanym do produkcji urządzeń mikroprzepływowych ze względu na łatwość formowania i łączenia, a także przezroczystość. Jednak ze względu na miękkość materiału PDMS, wykorzystanie PDMS do budowy nanokanałów jest trudne. Kanały mają tendencję do łatwego zapadania się podczas wiązania plazmowego. W artykule przedstawiono metodę samoorganizacji koloidalnych nanocząstek krzemionki opartą na parowaniu w celu wytworzenia połączeń nanofluidycznych z porami poniżej 50 nm między dwoma mikrokanałami. Wielkość porów, jak również ładunek powierzchniowy złącza nanofluidycznego można przestrajać po prostu poprzez zmianę wielkości kulek krzemionki koloidalnej i funkcjonalizacji powierzchni na zewnątrz zmontowanego urządzenia mikroprzepływowego w fiolce przed procesem samoorganizacji. Wykorzystując samoorganizację nanocząstek o wielkości kulki 300 nm, 500 nm i 900 nm, udało się wytworzyć porowatą membranę o wielkości porów odpowiednio ~45 nm, ~75 nm i ~135 nm. Pod wpływem potencjału elektrycznego ta nanoporowata membrana zainicjowała polaryzację stężenia jonów (ICP), działając jak błona selektywna kationowo, aby skoncentrować DNA ~ 1,700 razy w ciągu 15 minut. Ten nielitograficzny proces nanowytwarzania otwiera nowe możliwości zbudowania przestrajalnego złącza nanofluidycznego do badania nanoskalowych procesów transportu jonów i cząsteczek wewnątrz mikroprzepływowego chipa PDMS.

Na Rysunku 1A) przedstawiono chip elektrokinetycznego koncentratora z PDMS, który zawiera samoorganizujące się złącze nanofluidyczne pomiędzy dwoma mikrokanałami. Kanał w środku urządzenia jest wypełniony roztworem próbki DNA i flankowany z obu stron przez dwa kanały z roztworem buforu za pośrednictwem kanału dostarczającego kulek o szerokości 50 µm (Rysunek 1B). Zawiesina koloidalna krzemionki jest wprowadzana do kanału dostarczającego kulek bezpośrednio...

Proponujemy prostą technikę samoorganizacji koloidalnych nanocząstek krzemionki w celu stworzenia nanofluidycznego połączenia między dwoma mikrokanałami w polidimetylosiloksanie (PDMS). Korzystając z tej techniki, nanoporowatą membranę perełkową o wielkości porów do ~45 nm wbudowano w mikrokanał i zastosowano do elektrokinetycznego wstępnego zagęszczenia próbek DNA.

Tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym PDMS poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

Protokół ten demonstruje nowatorską i prostą technikę samoorganizacji koloidalnych nanocząstek krzemionki w celu stworzenia nanofluidycznego połączenia między dwoma mikrokanałami w polidimetylosiloksan. Membrana perełkowa o wielkości porów około 45 nanometrów, działająca jako membrana kationoselektywna, może być używana do elektrokinetycznego zagęszczania próbek DNA i białek. Przegląd:W pierwszym etapie urządzenie PDMS z nanopułapkami jest poddawane procesowi podwójnego formowania.Po plazmowym połączeniu urządzenia ze szklanym podłożem, funkcjonalizowane powierzchniowo kulki krzemionki są wstrzykiwane do mikrokanalików w celu utworzenia samoorganizującej się membrany koloidalnej. Na koniec napięcie jest doprowadzane przez membranę za pomocą miernika źródła i dzielnika napięcia. Ubytek jonów i wzrost stężenia obserwuje się za pomocą odwróconego mikroskopu epifluorescencyjnego z kamerą CCD.Przygotowanie zawiesin cząstek koloidalnych krzemionki: Począwszy od kulek krzemionkowych o wielkości 300 nanometrów; bulion wirowy przez 30 sekund; Pobrać zawiesinę o objętości 600 mikrolitrów do probówki Eppendorfa i odwirować przez jedną minutę w stężeniu 2 600 g. Po odwirowaniu ostrożnie usunąć supernatant. Ponownie zawiesić kulki za pomocą 400 mikrolitrów jednomilimolowego buforu fosforanu sodu, aby osiągnąć 15% stężenie robocze.Wirować, aby osiągnąć jednorodną zawiesinę. Powtórz te same kroki, aby przygotować 500-nanometrowe kulki krzemionkowe. W przypadku 500-nanometrowych karboksylowych kulek krzemionkowych zważ 100 miligramów w 15-mililitrowej tubie Falcon.Następnie przenieś 9,8 mililitra jednomolowego chlorku sodu w celu ponownego zawieszenia kulek. Energicznie wymieszaj rurkę. Odwróć rurkę kilka razy, aby przesunąć koraliki uderzone na dole.Aby zmodyfikować ładunek powierzchniowy na kulkach, przygotowujemy dwa polielektrolity: PAH i PSS. 0,9% PSS przygotowuje się przez rozpuszczenie 180 miligramów PSS w 200 mililitrach, jednomolowym chlorku sodu. 0,4% WWA jest otrzymywany przez zmylenie 300 mikrolitrów roztworu podstawowego z 15 mililitrami jednomolowego chlorku sodu.Odwiruj oba roztwory, aby upewnić się, że są całkowicie rozpuszczone. Aby zdeponować dodatnio naładowaną warstwę PAH, dodaj 200 mikrolitrów roztworu PAH do zawiesiny perełek. Wirować przez minutę i inkubować zawiesinę w rotatorze przez godzinę w temperaturze pokojowej.Aby zmyć niezwiązany WWA, należy odwirować zawiesinę o masie 1,801 g przez jedną minutę, aby wytrącić kulki. Usunąć supernatant. Odpipetuj od jednego do dwóch mililitrów wody do probówki, aby rozbić kulki.Dodaj pozostałe osiem mililitrów wody, a następnie wiruj. Powtórz procedurę prania jeszcze cztery razy. Po piątym przemyciu i odwirowaniu wyrzucić supernatant i przywrócić kulki za pomocą 9,8 mililitra jednomolowego chlorku sodu.W celu osadzenia ujemnie naładowanej warstwy PSS należy dodać 200 mikrolitrów roztworu PSS do zawiesiny kulek. Wirować przez jedną minutę i inkubować zawiesinę w rotatorze przez godzinę w temperaturze pokojowej. Umyj koraliki pięciokrotnie wodą DI, tak jak w przypadku powłoki PAH.Po ostatnim praniu wyrzuć supernatant i ponownie zawieś kulki z 650 mikrolitrami jednomilimolowego buforu fosforanu sodu z 0,05% Tween 20. Przenieś zawiesinę stopki do rurki eppendorfa. W celu przygotowania 500-nanometrowych kulek aminowo-krzemionkowych powtórz tę samą procedurę, aby zdeponować pojedynczą ujemnie naładowaną warstwę PSS.Produkcja chipa mikroprzepływowego PDMS: Aby wytworzyć krzemowy wzorzec, najpierw powlekaj fotorezystor o grubości jednego mikrometra z prędkością 4 000 obr./min na płytce krzemowej. Następnie użyj litografii projekcyjnej i reaktywnego trawienia jonowego, aby stworzyć płaskie nanokanały o głębokości 700 nanometrów i szerokości dwóch mikrometrów jako nanopułapki dla kulek. Następnie obrócić drugą warstwę fotorezystu z prędkością 2 000 obr./min i wykonać wyrównanie do wcześniej utworzonych nanopułapek.Dodać mikrokanaliki za pomocą litografii kontaktowej i głęboko reaktywnego trawienia jonowego krzemu. Aby utworzyć warstwę antyadhezyjną, silanuj krzem główny w słoiku próżniowym z 50 mikrolitrami trichlorosilanu przez noc. Aby odlać formę PDMS, wymieszaj bazę PDMS z utwardzaczem w stosunku 10:1.Wlej mieszankę na wierzch silikonowego wzorca. Umieść mistrza z PDMS w słoiku próżniowym, aby usunąć pęcherzyki powietrza i upiecz go w piekarniku w temperaturze 70 stopni C, aby usieciować PDMS. Po pieczeniu przez dwie godziny ostrożnie wyjmij płytę PDMS z wzorca krzemowego.Potraktuj powierzchnię plazmą, aby stworzyć trwałe połączenie z pustą płytką krzemową. Przymocuj taśmę wzdłuż krawędzi, aby zaznaczyć linię podziału dla następnego kroku odlewania PDMS. Aby utworzyć warstwę antyadhezyjną, silanuj formę PDMS w słoiku próżniowym przez noc.Odlew PDMS na wierzch formy PDMS i przenieś go do słoika próżniowego w celu odgazowania. Następnie upiecz go w piekarniku. Oderwij utwardzoną płytę PDMS od formy PDMS wzdłuż linii podziału oznaczonej taśmą.Ostrożnie odetnij urządzenia i przebij otwory 1,5-milimetrowym dziurkaczem do biopsji w zbiornikach. Po oczyszczeniu powierzchni taśmą i IPA, plazma spaja urządzenie PDMS na szkiełku mikroskopowym o wymiarach 25 milimetrów na 75 milimetrów. Natychmiast po spajaniu plazmowym wstrzyknąć 10 mikrolitrów zawiesiny do wlotów czterech i sześciu kanałów doprowadzających kulki.Po napełnieniu kanałów doprowadzających kulki zakryj wszystkie zbiorniki z wyjątkiem wylotów pierwszego i dziewiątego kanałów doprowadzających kulki. Suszyć urządzenie na powietrzu przez trzy godziny w temperaturze pokojowej i przechowywać w temperaturze czterech stopni C przed użyciem. Mikrofotografie urządzenia pokazują cząstki koloidalne gromadzące się wewnątrz górnego i dolnego kanału dostarczania kulek.Obraz SEM pokazuje samoorganizujące się 300-nanometrowe cząstki koloidalne krzemionki uwięzione w układach nanopułapek, między próbką a kanałem buforowym. Napełnij wloty trzy i siedem kanałów buforowych 10 mikrolitrami jednomilimolowego buforu fosforanu sodu. Wypełnij piąty wlot kanału próbki 10 mikrolitrami 10-nanomolowej próbki DNA.Zastosuj delikatne podciśnienie za pomocą odwróconej końcówki pipety na wszystkich wylotach, aby wypełnić kanały roztworami bez pęcherzyków powietrza. Dodać 10 mikrolitrów buforu fosforanu sodu do zbiorników drugiego i ósmego oraz 10 mikrolitrów próbki DNA do zbiornika 10, aby ustabilizować ciśnienie przez pięć minut. Eksperyment na stężenie elektrokinetyczne DNA:Połącz chip mikroprzepływowy z dzielnikiem napięcia podłączonym do miernika źródła.Włóż przewody PT do zbiorników numer trzy, siedem, pięć i 10. Przyłóż napięcie do złącza nanofluidycznego. Najpierw zastosuj 30 woltów na zbiornikach piątym i dziesiątym, a następnie zmielone na zbiornikach 3 i 7.Zmniejsz napięcie do 25 V w zbiorniku 10 po około 30 sekundach. Wyniki wstępnej koncentracji elektrokinetycznej: Kanał mikroprzepływowy jest wypełniony DNA o początkowym stężeniu 10 nanomolowych. Mikrofotografie poklatkowe pokazują tworzenie się obszaru zubożenia jonów, albo nanofluidycznych połączeń koloidalnych.Obszar zubożenia jonów został zainicjowany w ciągu 10 sekund. Skoncentrowany czop DNA został wygenerowany, gdy napięcie zostało przyłożone do kanału próbki, podczas gdy kanały buforowe były uziemione. Przerywane linie zostały użyte do podświetlenia ścian kanału.Współczynnik koncentracji około 1,700-krotności osiąga się w ciągu 15 minut przy użyciu 300-nanometrowej membrany koloidalnej. Średnia intensywność fluorescencji DNA wzrasta w funkcji czasu w nanoporowatej membrabie. Linie przerywane reprezentują poziom sygnału dla DNA 10-nanomolowego, 17-mikromolowego, dwumikromolowego i 10-mikromolowego.Skoncentrowany czop jest generowany na nanoporowatej membranie 300-nanometrowych kulek krzemionkowych; 500-nanometrowe kulki krzemionkowe; 500-nanometrowe kulki aminy krzemionkowej, pokryte pojedynczą warstwą PSS; oraz 500-nanometrowe kulki karboksylowe z krzemionki, pokryte dwiema warstwami WWA i PSS. Wnioski: Korzystając z samoorganizującej się koloidalnej membrany krzemionkowej o szacowanej wielkości porów 45 nanometrów, wykazaliśmy polaryzację stężenia jonów w pobliżu złącza nanofluidycznego i zagęściliśmy próbkę DNA 1700 razy w ciągu 15 minut. W porównaniu z nanokanałami opartymi na krzemie, główną zaletą samoorganizującej się membrany koloidalnej jest możliwość przeprowadzenia funkcjonalizacji powierzchni całkowicie poza szczelnym urządzeniem mikroprzepływowym, w osobnej fiolce.Uważamy, że takie podejście otwiera możliwość szybkiego wytworzenia platformy mikronanofluidycznej o łatwo regulowanych rozmiarach porów, poprzez kontrolowanie wielkości kulek, siły jonowej lub wartości pH roztworu buforowego w celu zbadania transportu jonowego i molekularnego w zakresie od 10 do 100 nanometrów.

creating-sub-50-nm-nanofluidic-junctions-pdms-microfluidic-chip-via

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Prezentujemy protokoły wytwarzania i automatyzacji macierzy mikrozaworów opartych na elastomerowym polidimetylosiloksanie (PDMS), które nie wymagają dodatkowej energii do zamknięcia i charakteryzują się precyzyjnymi objętościami zdefiniowanymi fotolitograficznie. Przedstawiono równoległy mieszalnik o objętości subnanolitrowej oraz zintegrowany mikrofluidyczny system perfuzyjny.

Chip mikrofluidyczny sterowany macierzami elastomerowych mikrozaworów

W tym filmie demonstrujemy, jak używać mikrofluidycznego urządzenia do neuronów bez konieczności wiązania plazmowego.

Łączenie PDMS bez użycia plazmy w celu taniego wytwarzania urządzeń mikrofluidycznych

W niniejszym artykule przedstawiamy metodę ograniczania cząstek opartą na mikroprzepływach i przepływie hydrodynamicznym. Demonstrujemy stabilne pułapkowanie cząstek w punkcie stagnacji płynu przy użyciu mechanizmu sterowania sprzężeniem zwrotnym, co umożliwia ograniczanie i mikromanipulację dowolnymi cząstkami w zintegrowanym urządzeniu mikroprzepływowym.

Mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek

Mikrofluidyczne platformy kropelkowe są obiecującymi narzędziami do eksperymentów wysokoprzepustowych, ponieważ umożliwiają one niskokosztowe generowanie piko-litrowych, samoczynnie odseparowanych komór z częstotliwością rzędu kHz. Dzięki integracji z szybkimi, czułymi i wysokorozdzielczymi metodami spektroskopii fluorescencyjnej, duże ilości informacji generowanych w tych systemach mogą być efektywnie wydobywane, przetwarzane i wykorzystywane.

Metody detekcji fluorescencyjnej dla mikroprzepływowych platform kroplkowych

W tym artykule opisujemy różne techniki dla platform szybkiego prototypowania mikroprzepływów. Proponowane techniki opierają się na epoksydach wrażliwych na promieniowanie ultrafioletowe (UV) i utwardzanych temperaturowo, rurkach na bazie polidimetylosiloksanu (PDMS), łączeniu drutem i anizotropowych foliach adhezyjnych. Przedstawione procedury montażu zostały opracowane zarówno dla urządzeń jednorazowego użytku, jak i systemów mikroprzepływowych wielokrotnego użytku.

Wysokowydajne, mikroprzepływowe, szybkie i tanie metody prototypowania

Tutaj opisujemy wytwarzanie i działanie dwuwarstwowego systemu mikroprzepływowego wykonanego z polidimetylosiloksanu (PDMS). Pokazujemy potencjał tego urządzenia w zakresie wychwytywania, kierowania szlakiem koordynacyjnym krystalicznego materiału molekularnego i kontrolowania reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach na chipie.

Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej

Testy kropelek wody w oleju są przydatne do chemii analitycznej, ewolucji enzymów i analizy pojedynczych komórek, ale zazwyczaj wymagają mikrofluidyki do formowania kropel. W tym miejscu opisujemy emulgację z szablonami cząstek, bezprzepływowe podejście do wykonywania testów kropelkowych.

Emulgacja szablonowa cząstek umożliwia oznaczanie kropel bez mikroprzepływowości

Prezentujemy technologię, która wykorzystuje wspomagany kapilarność montaż w platformie mikroprzepływowej do modelowania mikroobiektów zawieszonych w cieczy, takich jak bakterie i koloidy, w określone tablice na podłożu z polidimetylosiloksanu.

Modelowanie mikroorganizmów i mikrocząstek poprzez sekwencyjny montaż wspomagany kapilarnością

Obecny protokół opisuje pneumatyczną platformę mikroprzepływową, która może być używana do efektywnego koncentracji mikrocząstek.

Pneumatycznie napędzana platforma mikroprzepływowa do zagęszczania mikrocząstek

Ten protokół opisuje zestaw metod syntezy mikrożelowych bloków budulcowych dla mikroporowatych rusztowań z wyżarzonymi cząstkami, które mogą być używane do różnych zastosowań medycyny regeneracyjnej.

Synteza mikroprzepływowa mikrożelowych bloków budulcowych do rusztowania cząstek wyżarzonych mikroporowato

Prezentacja dwuwarstwowego urządzenia opartego na polidimetylosiloksanie (PDMS) do produkcji bibliotek kombinatorycznych w emulsjach (korkach) typu woda w oleju jest przedstawiona. Niezbędny sprzęt i oprogramowanie wymagane do automatyzacji produkcji zatyczek jest szczegółowo opisane w protokole, a także pokazano produkcję ilościowej biblioteki zatyczek fluorescencyjnych.

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe do kombinatorycznej produkcji korków

Poznaj technikę samoorganizacji nanocząstek krzemionkowych do tworzenia nanofluidycznych połączeń w chipie PDMS. Membrana o porach ~45 nm umożliwia elektrokinetyczną koncentrację DNA i białek.

Tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym PDMS poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych (Wideo) | JoVE Journal

Tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym PDMS poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych

Przeglądaj więcej filmów