Name: Indukcja przyspieszonej miażdżycy u myszy: model urazu drutowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 s
Description: Poznaj metodę indukcji przyspieszonej miażdżycy u myszy za pomocą urazu drutowego tętnicy szyjnej. Technika ta pozwala badać mechanizmy molekularne restenozy i tworzenie się blaszek miażdżycowych w modelu zwierzęcym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca była wspierana przez Interdyscyplinarne Centrum Badań Klinicznych IZKF Aachen (młodsza grupa badawcza E.A.L.) na wydziale Medycyny Uniwersytetu RWTH w Akwizgranie. Dziękujemy również Pani Royi Soltan za pomoc w barwieniu immunohistochemicznym.

Eksperymenty przedstawione w niniejszej pracy są przeprowadzane zgodnie z niemieckim prawem i europejskimi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami. Zwierzęta są hodowane w obiekcie dla zwierząt Instytutu Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych Szpitala Uniwersyteckiego w Akwizgranie w Niemczech, pod nadzorem prof. dr R. Tolby i dr A. Teubnera (inspektora ds. dobrostanu zwierząt).
1. Opieka nad zwierzętami
<ol>
	<li>Trzymaj myszy w specjalistycznym oddziale opieki, zapewniając odpowiedni dostęp do pożywienia oraz specjalistyczną kontrolę i leczenie weterynaryjne. Jeśli zwierzęta są przemieszczane lub kupowane od osób trzecich, prosimy o zapewnienie tygodniowego okresu zakwaterowania przed poddaniem się zabiegowi.</li>
</ol>
2. Indukcja hiperlipidemii
<ol>
	<li>Nakarm myszy w wieku 6 - 8 tygodni, 18 - 20 g, samice (opcjonalnie) myszy ApoE-/- dietą miażdżycową (21% tłuszczu, 0,15% cholesterolu, 19,5% kazeiny, wag/wag.) na tydzień przed zabiegiem chirurgicznym i kontynuuj dietę do czasu wykonania analizy blaszki miażdżycowej.</li>
</ol>
3. Przygotowanie chirurgiczne
<ol>
	<li>Znieczulić myszy za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia 100 mg/kg ketaminy na masę ciała i 10 mg/kg ksylazyny na masę ciała. Prawidłowe znieczulenie przed zabiegiem należy potwierdzić poprzez brak odruchów i ruchy wąsów. Umieść niewielką ilość sterylnej maści do oczu w oku, aby zminimalizować wysuszenie.</li>
	<li>Zapewnij utrzymanie sterylnych warunków, aby uniknąć infekcji podczas operacji, używając sterylnych materiałów i narzędzi.</li>
	<li>Ogol myszy w brzusznej okolicy szyi. Przed nacięciem zdezynfekuj skórę betadyną. Wykonaj 1 cm nacięcie skóry w środkowym obszarze szyi, na górze tchawicy.</li>
	<li>Oddziel dwa ciała tłuszczowe, aby zapewnić właściwy widok na obszar tchawicy. Użyj retraktorów, aby przytrzymać warstwę mięśniową i odsłonić tętnicę szyjną. Jeśli jest obecny, wykonaj rozwarstwienie cienkiej warstwy mięśniowej pokrywającej tętnicę szyjną.</li>
	<li>Użyj ostrych, zakrzywionych kleszczy, aby oddzielić tętnicę szyjną od nerwu błędnego i żyły szyjnej. W związku z tym obszar rozwidlenia z tętnicą szyjną wewnętrzną i zewnętrzną powinien być widoczny. Stosować 0,9% NaCl, aby uniknąć wysuszenia tkanek podczas zabiegu chirurgicznego.</li>
</ol>
4. Uszkodzenie drutu
<ol>
	<li>Umieść jedwabny szew 0/5 o długości 7 cm pod tętnicą szyjną, proksymalnie do łuku aorty. Wykonaj otwartą pętlę, gotową do zamknięcia w dowolnym momencie.</li>
	<li>Umieść dwa jedwabne szwy 0/7 (każdy o długości 1,5 cm) wokół tętnicy szyjnej zewnętrznej: jedną pętlę blisko punktu rozwidlenia, a drugą pętlę jak najdalszą. Przygotuj je jako otwartą pętlę, gotową do zamknięcia w dowolnym momencie.</li>
	<li>Umieść jeden jedwabny szew 0/7 (o długości 1,5 cm) pod tętnicą szyjną wewnętrzną. Przygotuj go jako otwartą pętlę, gotową do zamknięcia w dowolnym momencie.</li>
	<li>Ustaw stół myszy z głowicą myszy w kierunku operatora, aby zapewnić prawidłowe ustawienie do włożenia przewodu prowadzącego podczas denudacji (Rysunek 1A).</li>
	<li>W widoku mikroskopowym zatrzymaj przepływ krwi przez tętnicę szyjną wspólną, przytrzymując i ciągnąc końce jedwabnego szwu 0/5 kleszczami hemostatu.</li>
	<li>Bezpośrednio po podwiązaniu tętnicy szyjnej wspólnej należy szczelnie zamknąć pętle szwów umieszczone na tętnicy szyjnej wewnętrznej i szew dystalny na tętnicy szyjnej zewnętrznej (ryc. 1B).</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie (arteriotomia, połowa średnicy naczynia) dystalnie do tętnicy szyjnej zewnętrznej, między dwiema pętlami, za pomocą małych nożyczek (ryc. 1C). Jeśli nacięcie jest zbyt duże, postępuj zgodnie z instrukcjami rozwiązywania problemów (patrz Dyskusja).</li>
	<li>Używaj komercyjnie polerowanych przewodów doprowadzających lub skorzystaj z własnego wyspecjalizowanego personelu do polerowania przewodów doprowadzających. Zdezynfekuj 14-calowy, polerowany, elastyczny drut prowadnikowy alkoholem i zwilż go w kropli 0,9% NaCl, aby zapewnić prawidłowe wsunięcie do naczynia.</li>
	<li>Wprowadzić prowadnik do tętnicy szyjnej wspólnej przez miażdżycę poprzeczną tętnicy szyjnej zewnętrznej (ryc. 1D). Uzyskaj denudację śródbłonka, przesuwając drut doprowadzający wzdłuż naczynia podczas obracania. Powtórz tę procedurę trzy razy. Utrzymuj tę samą amplitudę ruchu obrotowego u każdej myszy, aby zwiększyć odtwarzalność.</li>
	<li>Zamknij szczelnie proksymalną pętlę na tętnicy szyjnej zewnętrznej. Przywróć przepływ krwi w tętnicy szyjnej, przecinając szew wokół tętnicy wspólnej i szew wokół tętnicy szyjnej wewnętrznej.</li>
</ol>
5. Szew i rekonwalescencja
<ol>
	<li>Usuń retraktory i przywróć warstwę mięśniową i dwa ciała tłuszczowe do pozycji fizjologicznej.</li>
	<li>Zamknąć skórę trzema oddzielonymi szwami 0/6, jeśli potrzebne są pomiary echokardiograficzne. Jeśli obrazowanie nie jest potrzebne, użyj metalowych klipsów, aby zamknąć skórę.</li>
	<li>Połóż mysz na lewym boku w świetle podczerwonym, aż się obudzi. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki ani w towarzystwie innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.</li>
	<li>W celu przyszłej identyfikacji oznacz mysz za pomocą systemu lokalnego. Zapytaj urzędnika ds. dobrostanu zwierząt z lokalnej instytucji.</li>
</ol>
6. Analiza blaszki miażdżycowej
<ol>
	<li>Znieczulić myszy w końcowym punkcie czasowym za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia 100 mg/kg ketaminy na masę ciała i 10 mg/kg ksylazyny na masę ciała. Prawidłowe znieczulenie potwierdza brak odruchów i ruchy wąsów.</li>
	<li>Wykonaj wykrwawienie przez nakłucie zaoczodołowe lub sercowe i zbierz krew do dalszej analizy2.</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę betadyną. Otwórz klatkę piersiową i usuń prawe małżowinę uszną serca. Ukrwić roztwór buforowany fosforanem przez lewą komorę, aby usunąć pozostałą krew z naczynia, a następnie perfować 4% PFA, aby utrwalić tkankę.</li>
	<li>Jeśli nie jest wymagane mocowanie, należy usunąć tętnicę szyjną natychmiast po umyciu2,4,11. Wykonuj standardowe protokoły z interesującymi analizami: zatapianie parafiny, kriosekcja, analiza mRNA lub białek itp.</li>
	<li>W przypadku pomiarów morfometrycznych ostrożnie wygładź tętnicę szyjną, w tym rozwidlenie, przy minimalnej manipulacji, jako proksymalną do łuku aorty za pomocą zakrzywionych kleszczyków i małych nożyczek.</li>
	<li>Osadź tętnicę szyjną w bloku parafinowym przy użyciu standardowych protokołów zatapiania. Aby wykonać przekrój poprzeczny, ustaw tętnicę szyjną pionowo na rozwidleniu. Wyciąć odcinki szeregowe o grubości 5 μm, zaczynając od rozwidlenia i zebrać je wszystkie na powlekanych szkiełkach histologicznych (rysunek 2A).</li>
	<li>Bejcuj co 10sekcję, używając barwienia Movat, aby podkreślić blaszki2,4,11. Po zebraniu obrazów mikroskopowych wszystkich naczyń krwionośnych (za pomocą obiektywu 10X), zmierz światło, a także blaszkę wewnętrzną i zewnętrzną dla każdej sekcji, za pomocą specjalnie zaprojektowanego oprogramowania2,4,11, jak pokazano na rysunku 2B. Oblicz wzrost błony wewnętrznej i pożywki naczyń.</li>
	<li>Analizuj komórki mięśni gładkich i zawartość makrofagów lub regenerację śródbłonka w odcinkach seryjnych, stosując zwykłe barwienie immunohistologiczne2 (Figura 2C).</li>
</ol>

<ol><li>Simsekyilmaz, S., Liehn, E. A., Militaru, C., Vogt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+in+interventional+cardiology%3A+challenges+for+the+future%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+Haemost%22%5BJournal%5D)">Progress in interventional cardiology: challenges for the future.</a> Thromb Haemost. 113 (3), 464-472 (2015).</li>
<li>Kubo, N., McCurdy, S., Boisvert, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+Fas+Expression+on+Bone+Marrow+Derived+Cells+Alters+Atherosclerotic+Plaque+Morphology+in+Hyperlipidemic+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Discoveries%22%5BJournal%5D)">Defective Fas Expression on Bone Marrow Derived Cells Alters Atherosclerotic Plaque Morphology in Hyperlipidemic Mice.</a> Discoveries. 3 (1), e37(2015).</li>
<li>Saffarzadeh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+rapid+neutrophil+extracellular+trap+formation+and+its+cooperation+with+phagocytosis+in+human+neutrophils%5BTitle%5D)+AND+%22Discoveries%22%5BJournal%5D)">Characterization of rapid neutrophil extracellular trap formation and its cooperation with phagocytosis in human neutrophils.</a> Discoveries. 2 (2), e19(2014).</li>
<li>Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+arterial+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of arterial injury.</a> Circ Res. 73 (5), 792-796 (1993).</li>
<li>Schwartz, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+evaluation+of+drug-eluting+stents+for+peripheral+applications%3A+recommendations+from+an+expert+consensus+group%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Preclinical evaluation of drug-eluting stents for peripheral applications: recommendations from an expert consensus group.</a> Circulation. 110 (16), 2498-2505 (2004).</li>
<li>Schwartz, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restenosis+and+the+proportional+neointimal+response+to+coronary+artery+injury%3A+results+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Restenosis and the proportional neointimal response to coronary artery injury: results in a porcine model.</a> J Am Coll Cardiol. 19 (2), 267-274 (1992).</li>
<li>Curaj, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+molecular+ultrasound+monitoring+of+vessel+healing+after+intravascular+surgical+procedures+in+a+preclinical+setup%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Noninvasive molecular ultrasound monitoring of vessel healing after intravascular surgical procedures in a preclinical setup.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (6), 1366-1373 (2015).</li>
<li>Liehn, E. A., Schober, A., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockade+of+keratinocyte-derived+chemokine+inhibits+endothelial+recovery+and+enhances+plaque+formation+after+arterial+injury+in+ApoE-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Blockade of keratinocyte-derived chemokine inhibits endothelial recovery and enhances plaque formation after arterial injury in ApoE-deficient mice.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (10), 1891-1896 (2004).</li>
<li>Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemokines%3A+inflammatory+mediators+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Physiol+Biochem%22%5BJournal%5D)">Chemokines: inflammatory mediators of atherosclerosis.</a> Arch Physiol Biochem. 112 (4-5), 229-238 (2006).</li>
<li>Simsekyilmaz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+RNA+in+atherosclerotic+plaque+formation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular RNA in atherosclerotic plaque formation in mice.</a> Circulation. 129 (5), 598-606 (2014).</li>
<li>Wu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhodamine-loaded+intercellular+adhesion+molecule-1-targeted+microbubbles+for+dual-modality+imaging+under+controlled+shear+stresses%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Rhodamine-loaded intercellular adhesion molecule-1-targeted microbubbles for dual-modality imaging under controlled shear stresses.</a> Circ Cardiovasc Imaging. 6 (6), 974-981 (2013).</li>
<li>Schober, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+of+the+CCL2%2FCCR2+axis+in+neointimal+hyperplasia+after+arterial+injury+in+hyperlipidemic+mice+involves+early+monocyte+recruitment+and+CCL2+presentation+on+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Crucial role of the CCL2/CCR2 axis in neointimal hyperplasia after arterial injury in hyperlipidemic mice involves early monocyte recruitment and CCL2 presentation on platelets.</a> Circ Res. 95 (11), 1125-1133 (2004).</li>
<li>Ali, Z. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+in-stent+stenosis+in+ApoE+knockout+mice%3A+insights+from+a+novel+mouse+model+of+balloon+angioplasty+and+stenting%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Increased in-stent stenosis in ApoE knockout mice: insights from a novel mouse model of balloon angioplasty and stenting.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 27 (4), 833-840 (2007).</li>
<li>Chamberlain, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+in+situ+stenting%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of in situ stenting.</a> Cardiovasc Res. 85, 38-44 (2010).</li>
<li>Rodriguez-Menocal, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+in-stent+restenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of in-stent restenosis.</a> Atherosclerosis. 209 (2), 359-366 (2010).</li>
<li>Simsekyilmaz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+stent+implantation+in+the+carotid+artery+for+the+study+of+restenosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A murine model of stent implantation in the carotid artery for the study of restenosis.</a> J Vis Exp. , e50233(2013).</li>
<li>Schroder, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NADPH+oxidase+Nox2+is+required+for+hypoxia-induced+mobilization+of+endothelial+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">NADPH oxidase Nox2 is required for hypoxia-induced mobilization of endothelial progenitor cells.</a> Circ Res. 105 (6), 537-544 (2009).</li>
</ol>

Nie ma żadnych ujawnień ze strony autorów.

W tym artykule przedstawiamy przydatne wskazówki dotyczące wykonywania zabiegu uszkodzenia drutu nawet przez personel z minimalnym doświadczeniem w operacjach na zwierzętach. Wykonanie tej procedury składa się z dwóch kluczowych etapów: nacięcia tętnicy szyjnej zewnętrznej i wprowadzenia drutu. Nacięcie w tętnicy szyjnej zewnętrznej należy wykonać jak najdalej od rozwidlenia, aby zapewnić wystarczającą ilość pozostałego materiału (ryc. 1C). Nacięcie nie powinno być zbyt duże, ze względu na ryzyko przecięcia całego naczynia. Drugim krytycznym krokiem jest wysokie ryzyko krwawienia podczas arteriotomii i wprowadzenia drutu prowadzącego, jeśli przepływ krwi nie zostanie skutecznie przerwany. Co więcej, obnażenie śródbłonka może nie dojść do skutku lub możliwe jest pęknięcie tętnicy, jeśli prowadnik nie zostanie prawidłowo wprowadzony do naczynia świetlnego. Aby tego uniknąć, powierzchnię przewodu doprowadzającego należy dokładnie wypolerować przed operacją.
Aby zoptymalizować protokół, położenie stołu operacyjnego z głowicą myszy w stosunku do chirurga zapewnia lepszą widoczność, dostępność i kontrolę nad prawidłową manipulacją drutem prowadzącym. Ponadto, aby zwiększyć odtwarzalność, należy używać tego samego przewodu prowadzącego we wszystkich badaniach. Ponieważ rozmiar drutu się nie zmienia, ważne jest, aby rozważyć i wyeliminować wszystkie możliwe różnice między myszami, używając tej samej płci, wieku i wagi dla wszystkich myszy włączonych do badania. Następnie barwienie Evansa-Niebieskiego pomoże chirurgowi określić skuteczność denudacji. Warunkiem powodzenia zabiegu jest posiadanie odpowiedniego sprzętu. Mikroskop stereoskopowy 10X jest niezbędny do wykonania tej procedury. Kluczowe jest odpowiednie przygotowanie prowadnika (na przykład jego polerowanie). Dlatego zdecydowanie zalecamy, aby przygotowanie przewodu doprowadzającego było wykonywane przez wyspecjalizowany personel techniczny, jeśli jest to możliwe.
W tym protokole znajduje się wiele kroków rozwiązywania problemów. W przypadku nacięcia tętnicy szyjnej zewnętrznej w pobliżu rozwidlenia, ostrożnie zwiąż zewnętrzną tętnicę w pobliżu rozwidlenia, aby nie doszło do krwawienia. Podczas cięcia tętnica szyjna zewnętrzna nie jest widoczna. Dlatego rozważ rozwidlenie na poziomie szwu jedwabnego. Zbierz skrawki, gdy jedwabny szew zniknie. Jeśli nacięcie w tętnicy szyjnej zewnętrznej jest zbyt duże i naczynie jest pęknięte, upewnij się, że przepływ krwi do tętnicy szyjnej i tętnicy szyjnej wewnętrznej jest skutecznie przerwany i spróbuj znaleźć otwór naczynia za pomocą kleszczy. Po wprowadzeniu drutu prowadzącego i wykonaniu denudacji, zwiąż naczynie w pobliżu rozwidlenia. Podczas cięcia zacznij zbierać, gdy jedwab ze szwu zacznie znikać. Jeśli podczas denudacji drutu doprowadzającego dojdzie do pęknięcia tętnicy, sprawdź pod mikroskopem, czy drut doprowadzający jest odpowiednio wypolerowany.
Pomimo podobieństwa modelu urazu drutowego do sytuacji klinicznych, wiele grup koncentruje się na natywnej miażdżycy u myszy lub wybiera inwazyjne indukcje miażdżycy, takie jak angioplastyka balonowa u szczurów lub królików, ze względu na brak wyszkolonego personelu, który może wykonywać operacje na małych zwierzętach. Pomimo korzyści płynących z używania królików/szczurów, np. braku potrzeby stosowania zminiaturyzowanego sprzętu, ani modele szczurów, ani modele królików nie oferują wielu różnych szczepów nokautujących, jeśli chodzi o badanie mechanizmów molekularnych zaangażowanych we wzrost neointimy i zakrzepicę w stencie.
Istniejące modele do badania restenozy w stencie u myszy są trudne, wymagają wysokich umiejętności chirurgicznych i wiążą się z wysokim ryzykiem powikłań, takich jak krwawienie lub paraliż. Na przykład urazowi mechanicznemu lub implantacji stentu do aorty piersiowej przez tętnicę udową towarzyszy wysoka śmiertelność (35%) z powodu paraliżu tylnej nogi lub krwawienia13-15. Opisujemy również implantację stentu w tętnicy szyjnej myszy16. Procedura jest podobna; Przetwarzanie tkanek do analizy jest jednak skomplikowane i nie jest dostępne dla wszystkich laboratoriów16. Tętnica szyjna jest bezpośrednio dostępna, nie tylko do zabiegów operacyjnych, ale także do istniejących metod obrazowania, takich jak obrazowanie ultrasonograficzne. Inne indukcje uszkodzeń w tętnicach szyjnych u myszy można wykonać za pomocą urządzeń elektrycznych17. Ta metoda jest łatwa do wykonania i zapewnia wysoką powtarzalność. Wywołuje jednak uraz we wszystkich warstwach naczyń, co nie jest tożsame z urazem mechanicznym. Zastosowania balonów mają zalety, np. dostosowanie średnicy naczynia do pracy zgodnie z praktyką kliniczną i ma duży wpływ na wynik patologiczny. Mimo że balony mysie są dostępne, są one bardzo drogie i dlatego nie są powszechnie stosowane. Zamiast tego uznaną metodą jest uraz drutu, naśladujący zwężenie w stencie.
Denudacja wykonywana jest na normalnej ścianie tętnicy, choć na tle miażdżycowym. W związku z tym tworzenie się neointima będzie umiarkowane w porównaniu z sytuacją kliniczną. Duża liczba modeli przedklinicznych pokazuje, że żaden z nich nie spełnia wszystkich kryteriów niezbędnych do odkrycia całości mechanizmów komórkowych i molekularnych prowadzących do patofizjologii u ludzi (zob. tabela 2).
Po wykonaniu procedury uszkodzenia drutu można przeprowadzić inne analizy biologiczne i molekularne w celu identyfikacji komórek, białek, mRNA, mikroRNA, genów lub innych biomarkerów, które mogą być wykorzystane jako cele terapeutyczne do opracowania nowych strategii leczenia miażdżycy, a w szczególności tworzenia się neointima po uszkodzeniu naczyniowym. Jeśli to możliwe, wzrost blaszki miażdżycowej można monitorować za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości lub innych technik obrazowania o wysokiej rozdzielczości. Co więcej, opanowanie tej techniki dałoby operatorowi możliwość dostosowania protokołu do innych inwazyjnych modeli indukcji miażdżycy, takich jak założenie kołnierza, częściowe podwiązanie, a nawet implantacja stentu.

Miażdżyca jest główną patologią leżącą u podstaw zdarzeń sercowo-naczyniowych, takich jak zawał mięśnia sercowego czy udar mózgu. Głównymi mechanizmami wywołującymi ostre zespoły sercowo-naczyniowe są pękanie blaszki miażdżycowej, powierzchowna erozja i tworzenie się skrzeplin. Istnieje wiele sytuacji klinicznych związanych z rozwojem blaszki miażdżycowej: natywna blaszka miażdżycowa, restenoza po endarterektomii i restenoza po angioplastyce balonowej z lub bez implantacji stentu1. Po uszkodzeniu tętnicy zahamowanie procesów zapalnych2,3 i odzyskanie przedziału śródbłonka są niezbędne, aby zapobiec dalszym powikłaniom1. Badania kliniczne ograniczają się do próbek tkanek i krwi ze względu na względy etyczne, koszty i brak wiedzy na temat podstawowych mechanizmów. Z tych powodów istnieje potrzeba zbadania mechanizmów molekularnych w modelach zwierzęcych4-6, które mogą odtworzyć warunki kliniczne. Nasz model przyspieszonego powstawania neointimy w kontekście miażdżycy jest wynikiem wieloletnich doświadczeń w realizacji tych modeli u małych zwierząt7-11. Model mysi jest najbardziej atrakcyjnym modelem do badań, ze względu na łatwość obsługi, możliwość posiadania dużych grup zwierząt ze względu na niskie koszty związane z zakupem i opieką nad zwierzętami oraz dostępność różnych szczepów transgenicznych i nokautowych.
Główną wadą modelu mysiego jest mały rozmiar głównych tętnic narażonych na chorobę miażdżycową (tętnica szyjna, aorta i tętnica udowa), co wymaga wykwalifikowanej wiedzy chirurgicznej i umiejętności do manipulowania naczyniami i inwazyjnego wywoływania blaszki miażdżycowej. W związku z tym model przyspieszonego tworzenia się neointimy, w kontekście restenozy po endarterektomii lub implantacji stentu, zaproponowany w niniejszej pracy, został przedstawiony wraz z wytycznymi krok po kroku i sugestiami ułatwiającymi wprowadzenie dla zainteresowanego personelu. Inną wadą jest to, że denudacja odbywa się na normalnej ścianie tętnicy, a zatem tworzenie się neo-intima będzie umiarkowane w porównaniu z sytuacją kliniczną. Wysoki poziom cholesterolu w osoczu osiągnięty u myszy z nokautem apolipoproteiny E (Apoe-/-) karmionych dietą wysokotłuszczową tworzy odpowiednie środowisko prozapalne potrzebne do tworzenia się neo-intimy.
Operacja jest wykonywana pod mikroskopem stereoskopowym. Tętnica szyjna jest odsłonięta przez środkowe nacięcie w brzusznej części szyjki macicy. Struktury anatomiczne na górze i wokół tętnicy szyjnej są minimalnie manipulowane w celu zmniejszenia stanu zapalnego pooperacyjnego. Bifurkacja tętnicy szyjnej jest odsłonięta. Aby wywołać przyspieszone tworzenie się neointimy, przygotowuje się tętnice szyjne wewnętrzne i zewnętrzne do zatrzymania przepływu krwi, a następnie obnażenia tętnicy szyjnej wspólnej. Podsumowując, metody może nauczyć się personel z minimalnym doświadczeniem w operacjach na zwierzętach.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Olympus</td><td>SZ/X9-Kleszcze</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>FST, Niemcy</td><td>91197-00</td><td>końcówka standardowa zakrzywiona 0,17 mm</td></tr><tr><td>Kleszcze do hemostatu</td><td>FST, Niemcy</td><td>13007-12</td><td>zakrzywione</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>FST, Niemcy</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki proste Vannas</td><td>Aesculap, Niemcy</td><td>OC 498</td> <td>R-Retraktory</td></tr><tr><td></td><td>FST, Niemcy</td><td>18200-10</td><td>Zwijacze o szerokości 2,5 mm</td></tr><tr><td></td><td>FST, Niemcy</td><td>18200-11</td><td>5 mm szerokości</td></tr><tr><td>Ketamina 10%</td><td>CEVA, Niemcy-</td><td></td><td></td></tr><tr><td>-Ksylazyna 2%</td><td>Medistar, Niemcy</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Bepantene krem pod oczy i nos</td><td>Bayer, Niemcy</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Rurka silikonowa</td><td>IFK Isofluor, Niemcy</td><td>na zamówienie&nbsp; średnica produktu</td><td>500 i mikro; m,</td></tr> <tr><td>grubość przekroju 100 i mikro; m,</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>cewnik</td><td></td><td></td><td></td>politetrafluoroetylenowy</tr><tr><td>Szew PROLENE 6/0&nbsp;</td><td>ETHICON</td><td>8707H&nbsp;</td><td>szew polipropylenowy monofilamentowy, niewchłanialny, igła CC-1, 13 mm, 3/8 koła&nbsp;</td></tr><tr><td>7/0 Silk</td><td>Seraflex</td><td>IC 1005171Z-Michel</td><td></td></tr> <tr><td>Klipsy do szwów</td><td>FST, Niemcy</td><td>12040-01&nbsp;</td><td>&nbsp;-&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleszcz do nakładania klipsów</td><td>FST, Niemcy</td><td>12018-12&nbsp;</td><td>&nbsp;-&nbsp;</td></tr><tr><td>14" Drut do cewnika</td><td>Abbot</td><td>1000462H</td><td>Użyj 10 cm od sztywnej części i wyrównaj końce</td></tr><tr><td>Myszy</td><td>Charles River</td><td>Apolipoprotein E -/- myszy z tłem C57/Bl6</td><td>&nbsp;-&nbsp;</td></tr></tbody></table>

indukcja przyspieszonej miażdżycy u myszy: model "urazu drutowego"

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Miażdżyca jest proliferacyjną chorobą włóknisto-zapalną rozwijającą się w ścianie tętnicy, powodującą niedostateczny przepływ krwi lub jej brak. Ponadto, poprzez pęknięcie uszkodzonej ściany naczynia, miażdżyca indukuje powstawanie skrzepliny okluzyjnej, która stanowi główną przyczynę zawału mięśnia sercowego lub udaru mózgu i najczęstszą przyczynę zgonu. Pomimo postępów w dziedzinie układu sercowo-naczyniowego, wiele pytań pozostaje bez odpowiedzi, a dodatkowe badania podstawowe są niezbędne, aby lepiej zrozumieć mechanizmy molekularne podczas miażdżycy i jej skutków. Ze względu na ograniczoną liczbę badań klinicznych istnieje zapotrzebowanie na reprezentatywne modele zwierzęce odtwarzające stany miażdżycowe, takie jak powstawanie neointimy po implantacji stentu, angioplastyce balonowej lub endarterektomii. Ponieważ mysz ma wiele zalet i jest najczęściej używanym modelem do badania procesów molekularnych, w obecnym badaniu zaproponowano inwazyjną procedurę obnażenia śródbłonka, znaną również jako model uszkodzenia drutu, który jest reprezentatywny dla ludzkiego stanu tworzenia się neointima w tętnicach po zabiegach rewaskularyzacji.

Procedura indukcji blaszki miażdżycowej trwa od 15 do 20 min i wykazuje minimalny wskaźnik śmiertelności, wynikający głównie z krwawień występujących podczas zabiegu. Po operacji myszy budzą się z narkozy w ciągu 20 - 25 min. Po zabiegu nie zaobserwowano żadnych upośledzeń fizycznych, takich jak paraliż czy zaburzenia karmienia.
Uszkodzenie drutem indukuje deendotelializację, naśladując zmiany naczyniowe po denudacji balonem lub implantacji stentu. Bezpośrednio po urazie ogołocona ściana naczynia zostanie pokryta warstwą trombocytów, co pośredniczy w adhezji monocytów i sprzyja temu procesowi12. Aktywowane komórki mięśni gładkich z błony środkowej będą proliferować i migrować do przestrzeni intimy, tworząc neointimę. Inne komórki progenitorowe mięśni gładkich będą migrować z krwi (szacuje się, że stanowią one 40%) i przyczyniać się do wzrostu neointimy. Formowanie blaszki zakończy się po całkowitej reendotelializacji, zazwyczaj 4 tygodnie po uszkodzeniu drutem.
Powstawanie neointimy można ocenić za pomocą barwienia Movat. Rozmiar blaszki dla każdego preparatu oblicza się przy użyciu oprogramowania, jak pokazano na Rysunku 2B. Całkowity rozmiar blaszki (lewa tętnica szyjna) może wynosić od 70 000 do 100 000 µm², podczas gdy rozmiar naczynia kontrolnego (prawa tętnica szyjna) może wynosić od 7 000 do 8 000 µm². Wartości te zależą w dużej mierze od chirurga. Dlatego zdecydowanie zalecamy, aby podczas eksperymentów w ramach tego samego badania operacje wykonywał ten sam chirurg.
Wykształcona blaszka przypomina restenozę in stent, która składa się głównie z proliferujących i migrujących komórek mięśni gładkich z błony środkowej. Skład komórkowy określony za pomocą procedur barwienia immunologicznego wykazuje, że zawartość komórek mięśni gładkich wynosi około 30 - 40%, podczas gdy makrofagi występują w 15 - 25% neointimy uszkodzonego naczynia. Reendotelializację można zmierzyć po barwieniu na marker śródbłonkowy i obliczyć jako procent obwodu zabarwionego w stosunku do całkowitego obwodu światła naczynia. Zazwyczaj reendotelializacja osiąga 80 - 90% po 3 tygodniach i powinna być niemal całkowita po 4 tygodniach (Ryc. 2C). Aby monitorować wzrost blaszki podczas jej rozwoju, tę samą analizę można powtórzyć dla każdego punktu czasowego po urazie drutem, w zależności od celu badania i badanego obiektu (patrz Tabela 1).
<img alt="Schemat chirurgiczny przedstawiający wycięcie tętnicy szyjnej z opisanymi tętnicami, żyłami i nerwami." src="/files/ftp_upload/54571/54571fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Schematyczna prezentacja procedury operacyjnej. (A) Ustawienie stołu operacyjnego względem operatora podczas procedury urazu drutem (B) Powiększony widok wspólnej tętnicy szyjnej i jej odgałęzień, widoczny pod mikroskopem przy powiększeniu 10X (C) Wielkość nacięcia w zewnętrznej tętnicy szyjnej pod mikroskopem przy powiększeniu 10X (D) Schematyczna prezentacja procedury urazu drutem z wykorzystaniem 14-calowego drutu prowadzącego. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54571/54571fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Ilustracja anatomii i warstw tętnicy szyjnej wspólnej, obrazy mikroskopowe światła naczynia, analizy tuniki wewnętrznej i środkowej." src="/files/ftp_upload/54571/54571fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Analiza blaszki restenotycznej. (A) Schematyczne przedstawienie analizy blaszki w tętnicy szyjnej wspólnej 4 tygodnie po wywołaniu urazu drutem (B) Formowanie neointimy 4 tygodnie po urazie drutem oraz schematyczne przedstawienie głównych parametrów wykorzystanych do analizy. Intima (obszar zielony) to różnica między światłem naczynia (czerwony) a błoną wewnętrzną (zielona linia). Media (obszar żółty) to różnica między błoną zewnętrzną (żółta linia) a wewnętrzną (zielona linia). Pasek skali 100 µm (C) Reprezentatywne obrazy barwienia głównych typów komórek zaangażowanych w formowanie neointimy. Komórki mięśni gładkich (aktyna mięśni gładkich – czerwony, pasek skali 100 µm), makrofagi (Mac 2 – zielony, pasek skali 100 µm) i komórki śródbłonka (CD31 – czerwony, strzałki, pasek skali 50 µm). <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54571/54571fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody >
		<tr>
			<td>Czas</td>
			<td>Zakrzep</td>
			<td>Blaszka miażdżycowa (µm²)</td>
			<td>Makrofagi 
			(% blaszki)</td>
			<td>Komórki mięśni gładkich 
			(% blaszki)</td>
			<td>Reendotelializacja 
			(% obwodu światła)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 dzień</td>
			<td>obecny</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 tydzień</td>
			<td>-</td>
			<td>&lt; 30 000</td>
			<td>&gt; 10</td>
			<td>&lt; 50</td>
			<td>&lt; 50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 tygodnie</td>
			<td>-</td>
			<td>&lt; 50 000</td>
			<td>&gt; 10</td>
			<td>&lt; 50</td>
			<td>&gt; 50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 tygodnie</td>
			<td>-</td>
			<td>&lt; 70 000</td>
			<td>15-25</td>
			<td>30-40</td>
			<td>80-90</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 tygodnie</td>
			<td>-</td>
			<td>70 000 – 100 000</td>
			<td>15-25</td>
			<td>30-40</td>
			<td>całkowita</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1. Rozwój placków w zależności od czasu.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Model</td>
			<td>Zwierzęta</td>
			<td>Zalety</td>
			<td>Wady</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Dietogenna miażdżyca natywna</td>
			<td>Small</td>
			<td>
			<ul>
				<li>naśladuje patologię miażdżycy</li>
				<li>łatwość obsługi</li>
				<li>bez operacji</li>
				<li>brak stresu u zwierząt</li>
				<li>niskie koszty związane z zakupem i utrzymaniem zwierząt</li>
				<li>dostępność różnych szczepów transgenicznych i knockoutowych</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>niska powtarzalność</li>
				<li>wysoka wariancja</li>
				<li>wymagana zwiększona liczba zwierząt</li>
				<li>wydłużony czas oczekiwania</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Duży</td>
			<td>
			<ul>
				<li>naśladuje patologię miażdżycy</li>
				<li>łatwość obsługi</li>
				<li>bez operacji</li>
				<li>bez wywoływania stresu u zwierząt</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>niska powtarzalność</li>
				<li>wysoka wariancja</li>
				<li>wymagana zwiększona liczba zwierząt</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Dylatacja balonowa</td>
			<td>Small</td>
			<td>
			<ul>
				<li>naśladuje restenozę po angioplastyce balonowej</li>
				<li>niskie koszty związane z zakupem i opieką nad zwierzętami</li>
				<li>dostępność różnych szczepów transgenicznych i knockoutowych</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>mała średnica głównych tętnic</li>
				<li>wymaga wykwalifikowanej wiedzy chirurgicznej</li>
				<li>balony są bardzo drogie</li>
				<li>denudację przeprowadza się na prawidłowej ścianie tętnicy</li>
				<li>dostępność odpowiedniego sprzętu</li>
				<li>ryzyko powikłań, takich jak krwawienie lub paraliż</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Duży</td>
			<td>
			<ul>
				<li>naśladuje restenozę po angioplastyce balonowej</li>
				<li>  łatwość obsługi</li>
				<li>wykorzystanie urządzeń dla ludzi</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>denudację wykonuje się na prawidłowej ścianie tętnicy</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uszkodzenie drutem</td>
			<td>Small</td>
			<td>
			<ul>
				<li>naśladuje restenozę po angioplastyce balonowej</li>
				<li>łatwość obsługi</li>
				<li>minimalny wskaźnik śmiertelności</li>
				<li>niskie koszty związane z zakupem i utrzymaniem zwierząt</li>
				<li>dostępność różnych szczepów transgenicznych i knockoutowych</li>
				<li>brak upośledzenia fizycznego</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>mała średnica głównych tętnic</li>
				<li>wymaga mniejszego stopnia specjalistycznej wiedzy chirurgicznej</li>
				<li>denudację wykonuje się na prawidłowej ścianie tętnicy</li>
				<li>dostępność odpowiedniego sprzętu</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Implantacja stentu</td>
			<td>Small</td>
			<td>
			<ul>
				<li>  naśladuje restenozę i zakrzepicę po implantacji stentu</li>
				<li>niskie koszty związane z zakupem i utrzymaniem zwierząt</li>
				<li>dostępność różnych szczepów transgenicznych i knockoutowych</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>mała średnica głównych tętnic</li>
				<li>wymaga wykwalifikowanej wiedzy chirurgicznej</li>
				<li>brak dostępności małych stentów</li>
				<li>denudację wykonuje się na prawidłowej ścianie tętnicy</li>
				<li>zwiększona śmiertelność</li>
				<li>dostępność odpowiedniego sprzętu</li>
				<li>ryzyko wystąpienia powikłań, takich jak krwawienie lub porażenie</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Duży</td>
			<td>
			<ul>
				<li>naśladuje restenozę 
				or zakrzepica po implantacji stentu</li>
				<li>  łatwość obsługi</li>
				<li>wykorzystanie urządzeń dla ludzi</li>
			</ul>
			</td>
			<td>
			<ul>
				<li>denudację wykonuje się na prawidłowej ścianie tętnicy</li>
			</ul>
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 2. Zalety i wady istniejących modeli uszkodzenia tętnic.

To badanie opisuje inwazyjną procedurę indukcji przyspieszonej miażdżycy u myszy. W porównaniu z innymi metodami wykorzystującymi urazy wywołane elektrycznością lub kriogenicznością, uraz wywołany mechanicznie naśladuje ludzki stan restenozy po terapiach rewaskularyzacyjnych i jest idealny do badania zaangażowanych mechanizmów molekularnych.

Indukcja przyspieszonej miażdżycy u myszy: model "urazu drutowego"

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

Ogólnym celem tej procedury jest naśladowanie ludzkiego stanu restenozy po terapii rewaskularyzacyjnej u myszy w celu zbadania mechanizmów molekularnych zaangażowanych w reakcję na uraz. Główną zaletą tych technik jest to, że są one wysoce powtarzalne i łatwe do wykonania, co umożliwia badaczom z nawet minimalnym doświadczeniem zastosowanie metody w małych modelach zwierzęcych. Procedurę zademonstruje Adelina Curaj, adiunkt w moim laboratorium.Aby wywołać hiperlipidemię, należy karmić myszy z nokautem Apoe w wieku od 18 do 20 gramów dietą aterogenną na tydzień przed zabiegiem chirurgicznym i do analizy blaszki miażdżycowej. W dniu zabiegu, po potwierdzeniu braku reakcji na szczypanie palca u nogi, należy ogolić znieczuloną mysz w brzuszną okolicę szyi i zdezynfekować odsłoniętą skórę za pomocą Betadine. Wykonaj jednocentymetrowe nacięcie skóry w środkowym obszarze szyi nad tchawicą i oddziel dwa ciała tłuszczowe, aby uzyskać pełny widok obszaru tchawicy.Używając jednego zwijacza, aby utrzymać otwartą warstwę mięśniową, odsłoń tętnicę szyjną i użyj ostrych, zakrzywionych kleszczy, aby oddzielić tętnicę od nerwu błędnego i żyły szyjnej, aż widoczny będzie obszar rozwidlenia tętnicy szyjnej wewnętrznej i zewnętrznej. Luźno umieść siedmiocentymetrowy jedwabny szew 0-5 pod tętnicą szyjną proksymalnie do łuku aorty, a następnie jeden luźno umieszczony jedwabny szew 0-7 o długości 1,5 centymetra wokół zewnętrznej tętnicy szyjnej w pobliżu punktu rozwidlenia i jeden luźno umieszczony 1,5-centymetrowy jedwabny szew 0-7 jak najbardziej dystalny od rozwidlenia. Umieść kolejny otwarty szew jedwabny 0-7 o długości 1,5 centymetra pod tętnicą szyjną wewnętrzną.Następnie ustaw zwierzę z głową w pozycji godziny szóstej. Natychmiast szczelnie zamknij pętle szwów na tętnicy szyjnej wewnętrznej i szew dystalny na tętnicy szyjnej zewnętrznej. Użyj kleszczyków hemostatu, aby pociągnąć za końce szwu 0-5, aby zatrzymać przepływ krwi przez wspólną tętnicę szyjną.Za pomocą małych nożyczek wykonaj małą arteriotomię połowy średnicy naczynia dystalnie do tętnicy szyjnej zewnętrznej między dwiema pętlami i włóż 14-calowy, polerowany alkoholem elastyczny prowadnik zwilżony kroplą 0,9% chlorku sodu do wspólnej tętnicy szyjnej przez nacięcie. Aby uniknąć wyrzynania się tętnicy podczas nacięcia Y, użyj starannie wypolerowanego prowadnika. Uzyskaj denudację śródbłonka, przesuwając drut wzdłuż naczynia, obracając się trzykrotnie, a następnie szczelnie zamknij proksymalną pętlę na tętnicy szyjnej zewnętrznej i przetnij szwy wokół tętnic szyjnych wspólnych i wewnętrznych, aby przywrócić przepływ krwi.Następnie usuń retraktory i przywróć warstwę mięśniową i dwa ciała tłuszczowe do pozycji fizjologicznej. Zamknij skórę metalowymi klipsami, a następnie pozwól myszy odzyskać siły po lewej stronie w świetle podczerwonym z monitorowaniem, aż do całkowitego leżenia. Powstawanie neointima można ocenić za pomocą barwienia Movat.Całkowity rozmiar płytki nazębnej, który może wahać się od 70 000 do 100 000 mikronów do kwadratu, w zależności od umiejętności chirurga, można następnie obliczyć dla każdej próbki za pomocą odpowiedniego oprogramowania. Wykształcona blaszka miażdżycowa przypomina restenozę natychmiastową, która składa się głównie z proliferujących i migrujących komórek mięśni gładkich z pożywki. Zawartość komórek mięśni gładkich stanowi około 30 do 40% płytki nazębnej, podczas gdy makrofagi znajdujące się w neointima uszkodzonego naczynia stanowią od 15 do 25% całkowitej liczby komórek.Ponowna endotelializacja zwykle osiąga 80 do 90% po trzech tygodniach i powinna być prawie zakończona po czterech tygodniach. Aby śledzić wzrost płytki nazębnej podczas jej rozwoju, analizę można powtórzyć w wielu punktach czasowych po urazie drutu, w zależności od pytania eksperymentalnego. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w 15 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że obszar operacyjny powinien być stale nawilżony, aby zapobiec wysuszeniu i ułatwić manipulowanie drutem.

induction-of-accelerated-atherosclerosis-in-mice-the-wire-injury-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opaska uciskowa przedstawiona w tym artykule została zaprojektowana w celu wywołania miażdżycy w tętnicy szyjnej wspólnej myszy. Dzięki stożkowatemu kształtowi wewnętrznego światła, wszczepiona opaska generuje wyraźnie określone obszary niskiego, wysokiego i oscylacyjnego naprężenia ścinającego, co wywołuje rozwój zmian miażdżycowych o różnych fenotypach zapalnych.

Implantacja mankietu tętnicy szyjnej w celu wywołania miażdżycy indukowanej naprężeniem ścinającym u myszy

Analiza ex vivo zmian w tętnicach z modeli zwierzęcych chorób sercowo-naczyniowych klasycznie opiera się na technikach histologicznych i immunohistochemicznych. Zapewniają one 2-wymiarowe pomiary w 3-wymiarowych zmianach. W artykule opisano generowanie zmian tętniczych do analizy ilościowej w 3 wymiarach z wykorzystaniem optycznej tomografii projekcyjnej.

Generowanie i 3-wymiarowa ocena ilościowa zmian w tętnicach u myszy za pomocą optycznej tomografii projekcyjnej

Ten film pokazuje dwa modele rozwoju blaszki miażdżycowej w tętnicach mysich i podkreśla różnice w przeroscie mięśniowo-brzuszkowym i miażdżycy.

Wywoływanie przerostu mięśniowo-wewnętrznego, a miażdżyca u myszy: wprowadzenie dwóch prawidłowych modeli

Opisujemy technikę chirurgiczną, która powoduje uszkodzenie drutu w tętnicy udowej u myszy, aby wywołać przerost neointimalny, który służy jako modelowy system testowania dla okołonaczyniowego dostarczania związków terapeutycznych do hamowania restenozy.

Mysi model uszkodzenia drutu tętnicy udowej z implantacją okołonaczyniowego plastra do dostarczania leków

Model uszkodzenia przewodu tętnicy udowej myszy w restenozie jest technicznie wymagający. W tym protokole pokazujemy kluczowe szczegóły techniczne niezbędne do skutecznego wykonania urazu drutu w celu wywołania spójnej neointimy do badań restenozy.

Mysi model restenozy tętniczej: techniczne aspekty uszkodzenia drutu udowego

Ten artykuł demonstruje model mysi do badania rozwoju przerostu mięśniowo-intimalnego (MH) po uszkodzeniu balonu aorty.

Uraz balonowy w celu wywołania przerostu mięśniowo-wewnętrznej w aorcie brzusznej myszy

Opisujemy protokół indukowania miażdżycy w korzeniu aorty myszy ApoE-/- karmionych dietą aterogenną, poprzez ciągłe uwalnianie aldosteronu. Opisano również metody charakteryzowania składu płytki nazębnej.

Indukcja blaszek miażdżycowych poprzez aktywację receptorów mineralokortykoidowych u myszy z niedoborem apolipoproteiny E

Pod odpowiednim znieczuleniem, serce myszy zostało uzewnętrznione przez przestrzeń międzyżebrową, a zawał mięśnia sercowego został skutecznie wywołany przez podwiązanie lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) przy użyciu materiałów łatwo dostępnych w większości laboratoriów.

Zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Opisujemy procedury ilościowego określania i charakteryzowania zmian miażdżycowych w modelach mysich, wykorzystując precyzyjne przekroje zatoki aortalnej aorty i aorty wstępującej w połączeniu z analizą histochemiczną i immunohistochemiczną.

Analiza ilościowa i charakterystyka zmian miażdżycowych w mysiej zatoce aortalnej

Poznaj metodę indukcji przyspieszonej miażdżycy u myszy za pomocą urazu drutowego tętnicy szyjnej. Technika ta pozwala badać mechanizmy molekularne restenozy i tworzenie się blaszek miażdżycowych w modelu zwierzęcym.

Indukcja przyspieszonej miażdżycy u myszy: model "urazu drutowego"

Przeglądaj więcej filmów