Name: Model in vitro bariery krew-mózg przy użyciu spektroskopii impedancyjnej: skupienie się na interakcji limfocytów T z komórkami śródbłonka (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 17 s
Description: Poznaj model in vitro bariery krew-mózg z wykorzystaniem spektroskopii impedancyjnej do badania wpływu aktywowanych limfocytów T na integralność komórek śródbłonka. Ta metoda umożliwia analizę mechanizmów autoimmunologicznych chorób OUN.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Annice Engbers i Frankowi Kurthowi za ich doskonałe wsparcie techniczne, a dr Markusowi Schäferowi (nanoAnalytics GmbH) za pomocne dyskusje na temat pomiarów TEER. Prace te były wspierane przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), SFB1009 projekt A03 do HW i LK, CRC TR128, projekty A08; Z1 i B01 do LK i HW oraz Interdyscyplinarne Centrum Badań Klinicznych (Wydział Medyczny w Münster) grant nr Kl2/2015/14 dla LK.

We wszystkich eksperymentach myszy były hodowane i utrzymywane w określonych warunkach wolnych od patogenów w centralnym ośrodku dla zwierząt na Uniwersytecie w Münster, zgodnie z niemieckimi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami. Wszystkie doświadczenia zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi komisji etycznej ds. doświadczeń na zwierzętach i zatwierdzone przez władze lokalne Nadrenii Północnej-Westfalii w Niemczech (LANUV, AZ 84-02.05.20.12.217).
1. Izolacja i kultura MBMEC
UWAGA: Odizoluj MBMEC zgodnie z wcześniejszym opisem w szczegółach14 z następującymi modyfikacjami:
<ol>
	<li>Uśmierc 20 dorosłych myszy C57BL/6 (w wieku 6-8 tygodni) przez wdychanie CO2 i potwierdź ich śmierć, stwierdzając zatrzymanie akcji serca i oddechu.</li>
	<li>Opłucz mysz 70% etanolem i odetnij jej głowę nożyczkami; usuń skórę głowy za pomocą kleszczy i nożyczek. Wykonaj nacięcia po lewej i prawej stronie czaszki, zaczynając od otworu wielkiego. Podnieś czaszkę od strony ogonowej i wyjmij mózg kleszczami.</li>
	<li>Pod kapturem z przepływem laminarnym użyj sterylnych kleszczy, aby umieścić mózg na szalce Petriego i usunąć pień mózgu, móżdżek i wzgórze, pozostawiając tylko korę. 
	UWAGA: Użycie mikroskopu nie jest konieczne do żadnego z tych kroków.</li>
	<li>Umieść korę na kawałku sterylnej bibuły Western i delikatnie zwiń ją kleszczami, aż opony mózgowe przestaną być widoczne.</li>
	<li>Po mechanicznym i enzymatycznym roztrawieniu (zgodnie z protokołem14) należy pobrać komórki śródbłonka z gradientu gęstości za pomocą długiej, sterylnej igły i tłoka o pojemności 5 ml. Komórki śródbłonka pojawiają się jako mętna warstwa nad czerwonym pierścieniem z erytrocytami. Przenieść 20-25 ml tej warstwy do nowej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml; uzupełnij rurkę za pomocą DMEM.</li>
	<li>Po dwóch seriach przemywania14 ponownie zawiesić komórki w 6 ml pożywki MBMEC zawierającej Puromycynę (4 μg/ml) i wysiać je w sześciu powlekanych studzienkach na 24-dołkowej płytce; pozostawić je w inkubatorze do hodowli tkankowych w temperaturze 37 °C i 5% CO2 (zwanym dalej "inkubatorem") na trzy dni. 
	UWAGA: Szczegółowe informacje na temat rozwiązania powłokowego MBMEC znajdują się w tabeli materiałów.</li>
	<li>Zmienić pożywkę, dodając 1 ml do każdej studzienki świeżej pożywki MBMEC bez Puromycyny; umieścić płytkę z powrotem w temperaturze 37 °C i 5% CO2 na kolejne dwa dni.</li>
</ol>
2. Zbieranie MBMEC
<ol>
	<li>Piątego dnia po izolacji MBMEC należy wstępnie pokryć przepuszczalne wkładki roztworem powlekającym MBMEC: dodać 80 μl roztworu na wkładkę i pozostawić w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 3 godziny.</li>
	<li>Ostrożnie odpipetować roztwór powlekający i pozostawić wkładki do wyschnięcia na powietrzu przez 30 minut. Dodać 2 ml PBS o temperaturze pokojowej (RT) do każdego dołka płytki, używając MBMEC do przepłukania pożywki; powtórz ten krok. Dodać 0,05% trypsyny-EDTA (300 μl na dołek) i pozostawić płytkę w inkubatorze na 5-10 minut.</li>
	<li>Dodaj 2 ml pożywki MBMEC do każdej studzienki, aby zatrzymać trypsynizację. Przenieść zebrane komórki do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i odwirować je przy 700 x g przez 8 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 1 ml pożywki MBMEC bez Puromycyny.</li>
	<li>Policz komórki; zmieszaj 10 μl zawiesiny komórkowej z 90 μl 0,04% błękitu trypanowego (10-krotne rozcieńczenie komórek). Odpipetować 10 μl tej mieszaniny między szklaną pokrywą a komorą zliczania komórek (hemocytometrem). Policz komórki wolne od błękitu trypana we wszystkich czterech kwadrantach komory (N) i określ średnią liczbę zliczonych komórek (N') w następujący sposób: N' = N/4.</li>
	<li>Obliczyć stężenie komórek (w 106 komórkach/ml) za pomocą następującego wzoru: C = N' x 104 x 10, gdzie 104 jest podane przez wymiary hemocytometru, a 10 jest współczynnikiem rozcieńczenia z kroku 2.4.</li>
	<li>Wysiew: 2 x 104 komórki w objętości 260 μl na wkładkę. Dodać 810 μl pożywki MBMEC do dolnej komory każdej studzienki. Umieścić płytkę z wkładkami w inkubatorze do momentu, gdy będzie gotowa do kontynuowania pracy w punkcie 4. 
	UWAGA: Objętości górnej i dolnej komory są specyficzne dla wkładki i nie działają we wszystkich formatach 24-dołkowych.</li>
</ol>
3. Izolacja i stymulacja limfocytów T CD4+
<ol>
	<li>Izolacja limfocytów T CD4+
	<ol>
		<li>Uśmierc jedną dorosłą mysz (w wieku 6-8 tygodni) przez wdychanie CO2 i potwierdź jej śmierć, stwierdzając zatrzymanie akcji serca i oddechu.</li>
		<li>Połóż mysz na plecach na czystej desce rozbiorowej i spłucz ją 70% etanolem; użyj sterylnych nożyczek i kleszczy, aby otworzyć otrzewną i usunąć śledzionę i węzły chłonne (pachwinowe, pachowe, ramienne i szyjne); na koniec przenieś tkankę do 15 ml probówki wirówkowej zawierającej 5 ml PBS na lodzie.</li>
		<li>Pod kapturem z przepływem laminarnym przenieść tkankę, dekantując PBS wraz z tkanką, do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml z sitkiem do komórek 70 μm na górze; homogenizować tkankę, przeciskając ją tłokiem o pojemności 1 ml przez sitko.</li>
		<li>Dodać 30 ml buforu FACS i odwirować go przy 500 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 10 ml buforu FACS. Przefiltrować zawiesinę przez sitko o pojemności 40 μm, dodać kolejne 20 ml buforu FACS do probówki.</li>
		<li>Odwirować w temperaturze 500 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 500 μl buforu FACS.</li>
		<li>Dodać 20 μl mysich mikrokulek magnetycznych CD4, dobrze wymieszać i inkubować przez 15 minut w temperaturze 4 °C. Dodać 25 ml buforu FACS i odwirowywać w temperaturze 500 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>W międzyczasie umieść kolumnę separacyjną LS w magnesie i przepłucz ją 3 ml buforu FACS. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 3 ml buforu FACS.</li>
		<li>Dodaj komórki do kolumny. Przemyć kolumnę trzykrotnie 3 ml buforu FACS. Wyjmij kolumnę z magnesu i umieść ją w nowej probówce wirówkowej o pojemności 15 ml. Dodać 5 ml buforu FACS, wypłukać oznakowane komórki za pomocą tłoka kolumny i odwirować w temperaturze 500 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 3 ml pożywki z limfocytów T. Policz komórki zgodnie z opisem w ppkt 2.4 i zasiaj 1 x 105 komórek w 100 μl pożywki na dołek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stymulacja limfocytów T CD4 +
	<ol>
		<li>Poliklonalna stymulacja limfocytów T CD4 +
		<ol>
			<li>Wstępnie pokryć okrągłodenną 96-dołkową płytkę oczyszczonym przeciwciałem anty-mysim CD3 (klon 145-2C11) w PBS w pożądanym stężeniu końcowym. Na przykład, aby wstępnie pokryć pełną płytkę α-CD3 w stężeniu 1 μg/ml, zmieszaj 10 μl przeciwciała (stężenie podstawowe = 0,5 mg/ml) z 5 ml PBS, odwiruj i dodaj 50 μl mieszanki do każdego dołka za pomocą wielokanałowej pipety.</li>
			<li>Pozostaw płytkę w inkubatorze na 3 godziny. Po wyizolowaniu limfocytów T należy dwukrotnie umyć wstępnie pokrytą płytkę PBS. Dodać oczyszczone przeciwciało anty-CD28 (klon 37,51) do wyizolowanych limfocytów T o pożądanym stężeniu końcowym (np. przy 1 μg/ml); Dobrze wymieszaj. Wysiej limfocyty T i pozostaw je w inkubatorze na dwa do trzech dni.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Stymulacja limfocytów T CD4+ specyficznych dla antygenu komórkami dendrytycznymi (DC) 
		UWAGA: Jeśli DC są używane jako komórki prezentujące antygen (APC), postępuj zgodnie z protokołem izolacji limfocytów T, z następującymi wyjątkami:
		<ol>
			<li>Przed homogenizacją śledziony należy wstrzyknąć do niej 1 ml kolagenazy typu IA w PBS w dawce 0,5 mg/ml i przenieść do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml.</li>
			<li>Inkubować w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C przez 15 minut. Po umyciu PBS ponownie zawieś osad w buforze FACS i dodaj 20 μl mysich mikrokulek magnetycznych CD11c zamiast mikrokulek CD4.</li>
			<li>Użyć kolumny rozdzielającej MS i odpowiednich objętości: przepłukać kolumnę 1 ml buforu FACS; ponownie zawiesić komórki w 1 ml buforu FACS i przemyć kolumnę 1 ml buforu FACS trzy razy.</li>
			<li>Dodać wybrany antygen do DC (np. glikoproteinę mieliny oligodendrocytów (MOG) a.a. 35-55 w stężeniu 20 μg/ml), dobrze wymieszać i wysiać 5 x 104 komórek w 100 μl pożywki hodowlanej limfocytów T na 96 dołków okrągłodennych.</li>
			<li>Na końcu dodać 1 x 105 limfocytów T w 100 μl pożywki do hodowli limfocytów T na 96 dołków okrągłodennych, zgodnie z opisem w Protokole izolacji limfocytów T.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Stymulacja limfocytów T CD4 + specyficzna dla antygenu limfocytami B 
		UWAGA: Jeśli limfocyty B są używane jako APC, postępuj zgodnie z protokołem izolacji komórek T, z następującymi wyjątkami:
		<ol>
			<li>Użyj śledziony od myszy transgenicznych, których limfocyty B są specyficzne dla antygenu (np. myszy IgHMOG (Th), których komórki B specyficznie rozpoznają MOG35-55).</li>
			<li>Użyj limfocytów T specyficznych dla antygenu (np. z myszy TCRMOG (2D2)). Dodaj 20 μl mysich mikrokulek magnetycznych CD19 zamiast mikrokulek CD4.</li>
			<li>Dodać wybrany antygen do limfocytów B (np. MOG35-55 w stężeniu 20 μg/ml), dobrze wymieszać i wysiać 5 x 104 komórki w 100 μl pożywki do hodowli komórek B na 96 dołków okrągłodennych.</li>
			<li>Dodać 1 x 105 limfocytów T w 100 μl pożywki do hodowli limfocytów T na 96 dołków okrągłodennych, jak opisano w Protokole izolacji limfocytów T.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Konfiguracja i wykonywanie pomiaru TEER
<ol>
	<li>Umieść 24-dołkowy moduł przyrządu TEER pod okapem z przepływem laminarnym. Zdejmij pokrywki i umieść wkładki z MBMEC w instrumencie za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Odpipetować 810 μl świeżego podłoża do dolnej komory studzienek modułu: dodać ostrożnie między wkładkę a ściankę studzienki modułu.</li>
	<li>Zamknij pokrywy i umieść instrument w inkubatorze. Podłącz przyrząd do komputera; Włącz kontroler przyrządu i otwórz oprogramowanie.</li>
	<li>Wybierz "nowy pomiar" w wyskakującym okienku. Zaznacz pola "pokaż TEER" i "pokaż Ccl"; Następnie naciśnij "Start". Po zakończeniu pierwszego pomiaru wybierz "sprawdź wszystkie dołki" w zakładce "wyniki", aby zobaczyć wszystkie wartości TEER i Ccl.</li>
	<li>Zapisz plik: Plik>Zapisz jako>'nazwa pliku'. 
	UWAGA: Ponieważ TEER i Ccl są mierzone w sposób ciągły w sposób zautomatyzowany, monitoruj ich wartości przez okres od trzech do pięciu dni. Zmiana pożywki nie jest konieczna, chyba że żywotność komórek jest nieoptymalna, co widać po braku wzrostu TEER.</li>
	<li>Wybierz punkt czasowy do kohodowli MBMEC z limfocytami T, gdy Ccl jest stabilne i niższe niż 1 μF/cm2, a TEER osiągnął maksymalny poziom.</li>
	<li>Dokładnie sprawdź bezwzględne wartości TEER i Ccl i wyklucz odwierty, w których MBMEC nie rozwinęły wystarczająco zlewających się monowarstw, odznaczając takie studnie.</li>
	<li>Pogrupuj pozostałe studnie: kliknij prawym przyciskiem myszy na studnię i wybierz "dodaj studnię do nowej średniej studni". Nazwij go w wyskakującym okienku; Zrób to samo dla wszystkich pojedynczych studzienek, które mają zostać zgrupowane.</li>
	<li>Sprawdź wszystkie średnie studzienki, aby potwierdzić, że wszystkie mają te same warunki początkowe przed kokulturą. Jeśli niektóre z nich mają znacząco różne bezwzględne wartości TEER lub nachylenia TEER lub błędy standardowe są zbyt duże, należy ponownie wykonać grupowanie. 
	UWAGA: Optymalne grupowanie studni zapewnia minimalne różnice w wartościach TEER, zarówno w obrębie grup eksperymentalnych, jak i między nimi.</li>
	<li>W zakładce "eksperyment" naciśnij "pauza", odłącz instrument i wyjmij go z inkubatora. Zdejmij pokrywki pod okapem z przepływem laminarnym.</li>
	<li>Przygotować wstępnie aktywowane i/lub wcześniej nieuszkodzone limfocyty T, ze specyficznymi cytokinami, przeciwciałami lub innymi substancjami lub bez nich, zgodnie z potrzebami: Na przykład: zmieszać oczyszczone szczurze przeciwciało przeciw mysim IFN-γ NA/LE (klon XGM1.2) z przygotowanymi limfocytami T w ilości 20 μg/ml na studzienkę urządzenia TEER. 
	UWAGA: Jeśli stosowane są substancje takie jak inhibitor granzymu B, dodaje się je do hodowli limfocytów T na początku stymulacji limfocytów T: np. Granzym B Inhibitor II (Calbiochem) miesza się z izolowanymi limfocytami T w końcowym stężeniu 10 μM w DMSO. Zobacz Materiały i wyposażenie, aby uzyskać więcej informacji.</li>
	<li>Usunąć część pożywki z wkładu (górna komora studzienki): np. ostrożnie odpipetować 150 μl (należy unikać wyjmowania całego podłoża, ponieważ mogłoby to zakłócić działanie monowarstwy MBMEC).</li>
	<li>Dodać limfocyty T do MBMEC, ostrożnie pipetując 150 μl pożywki zawierającej 2 x 105 komórek/wkładkę. 
	UWAGA: Podczas zbierania wstępnie aktywowanych limfocytów T należy liczyć tylko komórki wolne od trypanu i trypanu.</li>
	<li>Zamknij pokrywy i umieść instrument z powrotem w inkubatorze. Podłącz ponownie przyrząd i naciśnij "wznów pomiar". Po 24 godzinach naciśnij "stop" w zakładce "eksperyment" i zapisz plik (File>Save).</li>
</ol>
5. Eksport danych i analiza statystyczna
<ol>
	<li>Wyeksportuj wyniki, wybierając opcję Plik>Eksportuj.</li>
	<li>W zakładce "ustawienia" wyskakującego okienka wybierz ".dot" w opcji "separator dziesiętny" i "tabulator" w opcji "ogranicznik pola".</li>
	<li>W zakładce "eksport wyników" nazwij plik, zaznacz wszystkie dołki do wyeksportowania, a także zaznacz pola "TEER" i "Ccl" w opcji "wybierz dane".</li>
	<li>Naciśnij "eksportuj dane", otwórz wyeksportowany plik i skopiuj dane do arkusza kalkulacyjnego.</li>
	<li>Znormalizuj wyeksportowane dane (posortowane według każdej repliki, z wartościami TEER i Ccl podanymi dla każdego przebiegu (pomiaru)): Ustaw wartości TEER i Ccl ostatniego punktu czasowego przed kokulturą na 100% i zmień odpowiednio wartości dla wszystkich innych przebiegów w stosunku do przebiegu "100%".</li>
	<li>Skopiuj znormalizowane dane do wybranego oprogramowania, aby wygenerować wykres, używając poszczególnych studzienek i wyświetlając błąd standardowy średniej dla każdej grupy leczonej.</li>
	<li>Wykonaj dwukierunkowy test statystyczny ANOVA z poprawką Bonferroniego dla wielokrotnych porównań, korzystając z wybranego oprogramowania statystycznego.</li>
</ol>

I. Kuzmanow, A. M. Herrmann, S. G. Meuth, H. Wiendl i L. Klotz nie mają nic do ujawnienia. H.-J. Galla jest doradcą naukowym firmy nanoAnalytics GmbH, producenta automatycznego monitora komórek.

Do udanego eksperymentu niezbędne jest wykonanie kilku etapów opisanego protokołu. Podczas początkowej izolacji i hodowli MBMEC ważne jest, aby praca była wykonywana w jak największym stopniu w sterylnych warunkach, aby zapobiec zanieczyszczeniu hodowli komórkowej zarodnikami grzybów lub bakteriami. W celu uzyskania czystej hodowli EC zaleca się stosowanie pożywki zawierającej Puromycynę przez pierwsze trzy dni, co umożliwia przeżycie EC, ale nie innych typów komórek (zwłaszcza perycytów)41,42. Kolejnym krytyc...

Bariera krew-mózg oddziela krążenie ogólnoustrojowe od ośrodkowego układu nerwowego (OUN)1-3. Zapewnia fizyczną barierę, która hamuje swobodny ruch komórek i dyfuzję cząsteczek rozpuszczalnych w wodzie oraz chroni mózg przed patogenami i potencjalnie szkodliwymi substancjami. Oprócz funkcji barierowej, bariera krew-mózg umożliwia dostarczanie tlenu i składników odżywczych do miąższu mózgu, co zapewnia prawidłowe funkcjonowanie tkanki neuronalnej. Właściwości funkcjonalne BBB są silnie regulowane przez jego składniki komórkowe i bezkomórkowe, przy czym wysoce wyspecjalizowane EC są jego głównym elementem strukturalnym. EC BBB charakteryzują się obecnością kompleksów połączeń ścisłych (TJ), brakiem fenestracji, wyjątkowo niską aktywnością pinocytarną i trwale aktywnymi mechanizmami transportu. Inne składniki BBB, błony podstawnej EC, perycyty osadzające śródbłonek, astrocytarne stopy końcowe i = związana z nimi miąższowa błona podstawna również przyczyniają się do rozwoju, utrzymania i funkcji BBB2,4-6 i wraz z neuronami i mikroglejem tworzą jednostkę nerwowo-naczyniową (NVU), która umożliwia prawidłowe funkcjonowanie OUN 7-9.
W różnych chorobach neurologicznych, takich jak choroby neurodegeneracyjne, zapalne lub zakaźne, funkcja BBB jest zagrożona2,5,10. Rozregulowanie kompleksów TJ i mechanizmów transportu molekularnego prowadzi do zwiększonej przepuszczalności BBB, wynaczynienia leukocytów, stanu zapalnego i uszkodzenia neuronów. W celu zbadania właściwości BBB w takich patofizjologicznych warunkach stworzono różne modele BBB in vitro 9,11,12. Wspólnie dostarczyły one cennych informacji na temat zmian w integralności bariery, przepuszczalności oraz mechanizmach transportu. Modele te wykorzystują komórki śródbłonka pochodzenia ludzkiego, mysiego, szczurzego, wieprzowego lub bydlęcego13-18; Pierwotne komórki śródbłonka lub linie komórkowe są hodowane jako monokultura lub razem z perycytami i / lub astrocytami w celu dokładniejszego naśladowania BBB in vivo19-25. W ostatnich latach pomiar przezśródbłonkowego oporu elektrycznego (TEER) stał się powszechnie akceptowanym narzędziem do oceny właściwości bariery śródbłonkowej26,27.
TEER odzwierciedla impedancję strumienia jonów w monowarstwie komórki, a jego spadek stanowi czułą miarę naruszonej integralności bariery śródbłonkowej, a tym samym zwiększonej przepuszczalności. Opracowano różne systemy pomiarowe TEER, w tym woltoomomierz nabłonkowy (EVOM), wykrywanie impedancji podłoża elektrycznego (ECIS) oraz analizę komórek w czasie rzeczywistym15,28-30. TEER odzwierciedla opór strumienia jonów między sąsiednimi EC (szlak parakomórkowy) i jest wprost proporcjonalny do integralności bariery. W spektroskopii impedancyjnej27,31 mierzy się zespoloną impedancję całkowitą (Z), która dostarcza dodatkowych informacji na temat integralności bariery poprzez pomiar Ccl. Ccl odnosi się do prądu pojemnościowego przepływającego przez błonę komórkową (droga transkomórkowa): warstwa komórkowa działa jak kondensator w równoważnym obwodzie elektrycznym, oddzielając ładunki po obu stronach błony i jest odwrotnie proporcjonalna do integralności bariery. W przypadku uprawy na przepuszczalnych wkładkach, EC przylegają, namnażają się i rozprzestrzeniają po mikroporowatej membranie. Jest to odporne na prąd pojemnościowy tła wkładki (która sama działa jak kondensator) i prowadzi do spadku pojemności, aż osiągnie ona minimalny poziom. Następnie następuje tworzenie kompleksów TJ, które uszczelniają przestrzeń między sąsiednimi EC. Ogranicza to przepływ jonów przez drogę parakomórkową, a TEER wzrasta, aż osiągnie plateau. Jednak w stanach zapalnych bariera śródbłonkowa jest naruszona: TEER zmniejsza się, gdy kompleksy TJ zostają zakłócone, a Ccl wzrasta, gdy ponownie podnosi się składowa pojemnościowa wkładki.
Nasz pomiar TEER wykorzystuje zautomatyzowany system monitorowania komórek32: jest on zgodny z zasadą spektroskopii impedancyjnej i rozszerza swoje poprzednie zastosowania. W tym miejscu opisujemy model BBB in vitro, który umożliwia badanie właściwości bariery, w tym interakcji śródbłonka mózgu z komórkami odpornościowymi; w szczególności aktywowane limfocyty T. Takie stany patofizjologiczne obserwuje się w chorobach autoimmunologicznych OUN, takich jak stwardnienie rozsiane i jego eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia na modelu zwierzęcym33-37. W tym przypadku kluczowym krokiem jest transmigracja encefalitogennych, specyficznych dla mieliny limfocytów T przez barierę krew-mózg. Następnie następuje ich reaktywacja w przestrzeni okołonaczyniowej i wejście do miąższu mózgu, gdzie rekrutują inne komórki odpornościowe i pośredniczą w zapaleniu, a następnie demielinizacji1,35,38. Jednak molekularne mechanizmy interakcji między takimi limfocytami T a komórkami śródbłonka, głównymi składnikami bariery krew-mózg, nie są dobrze poznane. Nasz protokół ma na celu wypełnienie tej luki i dostarczenie nowych informacji na temat konsekwencji dla komórek śródbłonka (tj. integralności bariery i przepuszczalności) po ich bezpośrednim kontakcie i złożonej interakcji z aktywowanymi limfocytami T.
Opisany tutaj protokół wykorzystuje pierwotne komórki mikronaczyniowe śródbłonka mózgu myszy, hodowane jako monowarstwa na przepuszczalnych wkładkach z mikroporowatymi błonami. Komórki śródbłonka są hodowane wspólnie z limfocytami T CD4 +, które mogą być wstępnie aktywowane pokolonalnie lub w sposób specyficzny dla antygenu. Jednoczesna hodowla MBMEC z wstępnie aktywowanymi, ale nie naiwnymi limfocytami T indukuje spadek TEER i wzrost Ccl, co stanowi ilościową miarę dysfunkcji MBMEC i przerwania bariery. Technika jest nieinwazyjna: wykorzystuje wbudowane zamiast pałeczek elektrody, które zapobiegają poważnym zakłóceniom monowarstwy EC; Może być używany do monitorowania funkcji bariery bez użycia markerów komórkowych. Wykonuje ciągłe pomiary w sposób zautomatyzowany i umożliwia niezależną ocenę dwóch parametrów bariery (TEER i Ccl) jednocześnie w czasie. Metoda jest również wystarczająco czuła, aby rozróżnić różne poziomy aktywacji limfocytów T i wpływ takich limfocytów T na EC.
Może być używany w szerokim zakresie testów funkcjonalnych: różne cytokiny i/lub chemokiny zaangażowane w procesy zapalne mogą być dodawane do kokultury MBMEC i limfocytów T; można stosować przeciwciała blokujące przeciwko cząsteczkom adhezyjnym komórek po stronie EC lub komórek T; a inhibitory markerów aktywacji limfocytów T lub ich właściwości cytolitycznych mogą być dodawane podczas pobudzania limfocytów T lub ich wspólnej hodowli z EC. Test jest również przydatny w testach transmigracji limfocytów T, ponieważ może służyć jako kontrola jakości integralności monowarstwy MBMEC przed dodaniem limfocytów T. Wszystko to sprawia, że metoda ta jest wszechstronnym i niezawodnym narzędziem do badania BBB in vitro, ze szczególnym uwzględnieniem wpływu aktywowanych limfocytów T na integralność monowarstwy EC. Ma to szczególne znaczenie dla zrozumienia mechanizmów zaburzenia bariery krew-mózg w patogenezie chorób autoimmunologicznych, takich jak stwardnienie rozsiane i jego zwierzęcy model EAE, w którym samoreaktywne, encefalitogenne limfocyty T przenikają przez barierę krew-mózg i powodują stan zapalny i uszkodzenie neuronów.

<table><tbody><tr><td>cellZscope</td><td>nanoAnalytics GmbH</td><td>www.nanoanalytics.com zawiera</td><td>: 24-dołkowy moduł komórkowy, kontroler, komputer PC z oprogramowaniem cellZscope v2.2.2&nbsp;</td></tr><tr><td>Ultrawirówka</td><td>Thermo Scientific</td><td>www.thermoscientific.com</td><td>SORVALL RC 6+; wirnik F21S-8x50y; do cytometru przepływowego do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td></td><td>Beckman Coulter</td><td>www.beckmancoulter.com</td><td>do analizy transmigracji limfocytów</td></tr><tr><td>T Oprogramowanie FlowJo7.6.5</td><td>Tree Star</td><td>www.flowjo.com</td><td>do analizy transmigracji limfocytów T</td></tr><tr><td>Probówki wirówkowe Oak Ridge, PC</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>3118-0050</td><td>50 ml; do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>Wkłady membranowe Transwell - wielkość porów 0,4 i mikro; m</td><td>Corning</td><td>3470</td><td>do pomiaru TEER jako główny odczyt</td></tr><tr><td>Wkłady membranowe Transwell - wielkość porów 3 i mikro; m</td><td>Corning</td><td>3472</td><td>do pomiaru TEER jako kontrola jakości przed testem migracji limfocytów T</td></tr><tr><td>24-dołkowa płytka do hodowli komórkowych</td><td>Greiner</td><td>650 180</td><td>płaskodenna; do hodowli MBMEC</td></tr><tr><td>96-dołkowa płytka do hodowli komórkowych</td><td>Costar</td><td>3526</td><td>okrągłodenna; do hodowli komórek odpornościowych</td></tr><tr><td>Separator QuadroMACS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-976</td><td>do izolacji limfocytów T i komórek B; podpory Kolumny MACS LS</td></tr><tr><td>OctoMACS Separator</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-109</td><td>do izolacji komórek dendrytycznych; obsługuje kolumny MACS MS Komora</td></tr><tr><td>licząca Neubauer</td><td>Marienfeld</td><td>MF-0640010</td><td>do zliczania komórek</td></tr><tr><td>Sitko do komórek, 70 &mikro; m</td><td>Corning</td><td>352350</td><td>do izolacji komórek odpornościowych</td></tr><tr><td>Sitko do komórek, 40 i mikro; m</td><td>Corning</td><td>352340</td><td>do izolacji komórek odpornościowych</td></tr><tr><td>MACS MultiStand</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-303</td><td>do izolacji komórek odpornościowych</td></tr><tr><td>Kolumny separacyjne MACS LS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-401</td><td>do izolacji komórek T i komórek B</td></tr><tr><td>Kolumny separacyjne MACS MS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-201</td><td>do izolacji komórek dendrytycznych</td></tr><tr><td>Mysz CD4 MicroBeads</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-049-201</td><td>do izolacji komórek T CD4+</td></tr><tr><td>Mysz CD19 Mikrokulki</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-052-201</td><td>do izolacji komórek B</td></tr><tr><td>Mysz CD11c MicroBeads</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-052-001</td><td>do izolacji komórek dendrytycznych</td></tr><tr><td>Kolagen typu IV z ludzkiego łożyska</td><td>Sigma</td><td>C5533</td><td>do roztworu powlekającego MBMEC</td></tr><tr><td>Fibronektyna z Osocze bydlęce</td><td>Sigma</td><td>F1141-5MG</td><td>do roztworu powlekającego MBMEC</td></tr><tr><td>Kolagenaza 2 (CSL2)</td><td>Worthington</td><td>LS004176</td><td>do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>Kolagenaza/Dypaza (C/D)</td><td>Roche</td><td>11097113001</td><td>do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>DNaza I</td><td>Sigma</td><td>DN25</td><td>do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu (FBS)</td><td>Sigma</td><td>F7524</td><td>do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA)</td><td>Amresco</td><td>0332-100G</td><td>do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>Percoll</td><td>Sigma</td><td>P1644-1L</td><td>do izolacji MBMEC</td></tr><tr><td>DMEM (+ GlutaMAX)</td><td>Gibco</td><td>31966-021</td><td>do izolacji MBMEC i pożywki hodowlanej MBMEC</td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna</td><td>Sigma</td><td>P4333</td><td>do izolacji MBMEC i pożywki hodowlanej MBMEC</td></tr><tr><td>buforowane fosforanem Sól fizjologiczna (PBS)</td><td>Sigma</td><td>D8537</td><td>do MBMEC i izolacji komórek odpornościowych</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Sigma</td><td>H3393</td><td>do pożywki hodowlanej MBMEC</td></tr><tr><td>Ludzki podstawowy czynnik wzrostu fibroblastów (bFGF)</td><td>PeproTech</td><td>100-18B</td><td>do pożywki hodowlanej MBMEC</td></tr><tr><td>Puromycin</td><td>Sigma</td><td>P8833</td><td>do pożywki hodowlanej MBMEC; tylko przez pierwsze trzy dni</td></tr><tr><td>0,05% Trypsyna-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td>do zbioru MBMEC</td></tr><tr><td>Kolagenaza typu IA</td><td>Sigma</td><td>C9891</td><td>do izolacji komórek dendrytycznych</td></tr><tr><td>Roztwór błękitu trypanowego, 0,4%</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15250061</td><td>do liczenia komórek</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma</td><td>E5134</td><td>do izolacji komórek odpornościowych</td></tr><tr><td>IMDM + 1% L-Glutamina</td><td>Gibco</td><td>21980-032</td><td>do pożywki do hodowli komórek T</td></tr><tr><td>X-VIVO 15</td><td>Lonza</td><td>BE04-418Q</td><td>chronić przed światłem; dla pożywki do hodowli komórek B</td></tr> <tr><td>i beta-merkaptoetanolu</td><td>Gibco</td><td>31350-010</td><td>dla pożywki do hodowli komórek B</td></tr><tr><td>L-Glutamina (100x Glutamax)</td><td>Gibco</td><td>35050-061</td><td>dla pożywki do hodowli komórek B</td></tr><tr><td>MOG35&mdash; 55 peptyd</td><td>Biotrend</td><td>BP0328</td><td>do aktywacji limfocytów T swoistych dla antygenu</td></tr>, <tr><td>oczyszczony klon antymysi CD3 Ab</td><td>BioLegend</td><td>100302</td><td>145-2C11; do aktywacji poliklonalnych limfocytów T</td></tr><tr><td>oczyszczony anty-mysi CD28 AB</td><td>BD Pharmingen</td><td>553294</td><td>klon 37.51; do aktywacji poliklonalnych limfocytów T</td></tr><tr><td>Rekombinowany mysi IFN-&gamma;</td><td>PeproTech</td><td>315-05</td><td>do testów transmigracji limfocytów T</td></tr><tr><td>Rekombinowany mysi TNF-&alpha;</td><td>PeproTech</td><td>315-01A</td><td>do testów transmigracji limfocytów T</td></tr><tr><td>NA/LE oczyszczone przeciwciało anty-mysie IFN-&gamma</td><td>BD Biosciences</td><td>554408</td><td>klon XMG1.2; zalecane stężenie końcowe: 20 &mikro; g/ml</td></tr><tr><td>Granzyme B Inhibitor II</td><td>Calbiochem 368055</td><td></td><td>zalecane stężenie końcowe: 10 &mikro; Przeciwciało</td></tr><tr><td>anty-mysie CD4 M PE</td><td>Biolegend</td><td>116005</td><td>klon RM4-4; do analizy transmigracji limfocytów T</td></tr></tbody></table>

model in vitro bariery krew-mózg przy użyciu spektroskopii impedancyjnej: skupienie się na interakcji limfocytów t z komórkami śródbłonka

An In Vitro Model of the Blood-brain Barrier Using Impedance Spectroscopy: A Focus on T Cell-endothelial Cell Interaction

Załamanie bariery krew-mózg (BBB) jest krytycznym krokiem w rozwoju chorób autoimmunologicznych, takich jak stwardnienie rozsiane (SM) i eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia (EAE). Proces ten charakteryzuje się transmigracją aktywowanych limfocytów T przez komórki śródbłonka mózgu (EC), główne składniki bariery krew-mózg. Jednak konsekwencje interakcji z takimi limfocytami T dla funkcji EC mózgu są w dużej mierze nieznane. W tym miejscu opisujemy test, który pozwala na ocenę pierwotnej funkcji mikronaczyniowej EC mózgu myszy (MBMEC) i integralności bariery podczas interakcji z limfocytami T w czasie. Test wykorzystuje impedancję spektroskopii komórek, potężne narzędzie do badania integralności i przepuszczalności monowarstwy EC, poprzez pomiar zmian transśródbłonkowego oporu elektrycznego (TEER) i pojemności warstwy komórkowej (Ccl). W bezpośrednim kontakcie z EC stymulowane, ale nie naiwne limfocyty T są zdolne do indukowania dysfunkcji monowarstwy EC, co objawia się spadkiem TEER i wzrostem Ccl. Test rejestruje zmiany w integralności monowarstwy EC w sposób ciągły i zautomatyzowany. Jest na tyle czuły, że pozwala na rozróżnienie różnych sił bodźców i poziomów aktywacji limfocytów T oraz umożliwia badanie konsekwencji celowanej modulacji interakcji limfocytów T-EC przy użyciu szerokiej gamy substancji, takich jak przeciwciała, odczynniki farmakologiczne i cytokiny. Technika ta może być również stosowana jako kontrola jakości integralności EC w testach migracji limfocytów T in vitro. Te zastosowania sprawiają, że jest to wszechstronne narzędzie do badania właściwości BBB w warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych.

Rycina 1 przedstawia ogólny przegląd modelu bariery krew-mózg (BBB) in vitro wykorzystanego do badania interakcji między limfocytami T a komórkami śródbłonka. Eksperyment składa się z trzech głównych etapów. Pierwszym krokiem jest izolacja pierwotnych MBMEC z kory mózgu i ich hodowla przez pięć dni. Po osiągnięciu konfluencji w płytce hodowlanej, MBMEC są trypsynizowane i ponowne wysiewane na przepuszczalne wkłady, które następnie umieszcza się w urządzeniu do po...

Tutaj opisujemy mysi model bariery krew-mózg in vitro, który wykorzystuje impedancję spektroskopii komórek, koncentrując się na konsekwencjach dla integralności i przepuszczalności komórek śródbłonka po interakcji z aktywowanymi limfocytami T.

Model in vitro bariery krew-mózg przy użyciu spektroskopii impedancyjnej: skupienie się na interakcji limfocytów T z komórkami śródbłonka

Breakdown of the blood-brain barrier (BBB) is a critical step in the development of autoimmune diseases such as multiple sclerosis (MS) and its animal ...

Ogólnym celem tego eksperymentu jest zbadanie wpływu interakcji z aktywowanymi limfocytami T na integralność i przepuszczalność komórek śródbłonka. Metoda ta pomaga odpowiedzieć na kluczowe pytania z zakresu neuroimmunologii, takie jak wpływ bezpośredniej interakcji między limfocytami T a komórkami śródbłonka na integralność i przepuszczalność bariery krew-mózg. Główną zaletą tej techniki jest możliwość zautomatyzowanej oceny funkcji bariery w czasie rzeczywistym podczas ukierunkowanej modulacji interakcji między limfocytami T a komórkami śródbłonka.Implikacje tej techniki rozciągają się na terapię autoimmunologicznych schorzeń OUN, ponieważ dostarcza ona wglądu w zależny od limfocytów T rozpad bariery krew-mózg, który jest kluczowym etapem w patogenezie takich chorób. Metoda ta koncentruje się na właściwościach bariery krew-mózg u myszy podczas EAE, ale może zostać zastosowana również do modeli bariery krew-mózg szczura lub człowieka, a także do badań nad innymi autoimmunologicznymi schorzeniami OUN.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą mogą napotkać trudności wynikające z możliwych problemów z optymalnym zgraniem czasu trwania połączonej hodowli pierwotnych komórek śródbłonka i aktywacji limfocytów T. Metodę tę opracowaliśmy pierwotnie podczas badania wpływu różnych poziomów aktywacji limfocytów T na właściwości bariery krew-mózg w przebiegu EAE, zwierzęcym modelu stwardnienia rozsianego. Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa, ponieważ nauka przygotowywania kokultur limfocytów T i komórek śródbłonka jest trudna, gdyż początkowe różnice w liczbie limfocytów T między dołkami mogą prowadzić do późniejszych błędnych interpretacji wyników.Aby rozpocząć tę procedurę, w piątym dniu po izolacji MBMEC, należy pokryć wkładki przepuszczalne 80 µL roztworu do powlekania MBMEC na każdą wkładkę. Inkubować je w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez trzy godziny. Po usunięciu roztworu do powlekania MBMEC z wkładek, należy przemyć MBMEC, dodając 2 mL PBS o temperaturze pokojowej do każdego dołka i odsysając go po jednej minucie, a następnie powtórzyć tę procedurę jeszcze raz.Następnie dodać 0,05% Trypsin EDTA w ilości 300 µL na dołek i inkubować przez pięć do dziesięciu minut. Następnie do każdego dołka dodać 2 mL pożywki MBMEC, aby zatrzymać proces trypsynizacji. Potem przenieść zebrane komórki do probówki wirówkowej o pojemności 15 mL i wirować próbkę z prędkością 700 ×g przez osiem minut w temperaturze 4 °C.Po ośmiu minutach odlać nadsącz i resuspenderć komórki w 1 mL pożywki MBMEC bez puromycyny. W celu policzenia komórek zmieszać 90 µL 0,04% błękitu trypanu. Pobrawszy 10 µL zawiesiny komórkowej, nanieść 10 µL mieszaniny pomiędzy szkiełko nakrywkowe a komorę hemocytometryczną.Następnie zasiać 2 × 10⁴ komórek na każdy insert. Do dolnej komory każdej studni dodać 810 µL pożywki MBMEC i umieścić płytkę z insertami w inkubatorze do momentu przystąpienia do pomiaru TEER. Aby stymulować limfocyty T CD4+, okrągłodenna płytkę 96-dołkową pokryć uprzednio oczyszczonym przeciwciałem anty-mysim CD3 w pożądanym stężeniu końcowym i inkubować przez trzy godziny w temperaturze 37 °C.Po wyizolowaniu limfocytów T, przemyj dwa razy wcześniej powleczoną płytkę roztworem PBS. Następnie dodaj oczyszczone przeciwciało anty-CD28 do wyizolowanych limfocytów T w pożądanym stężeniu końcowym i dokładnie wymieszaj. Następnie inkubuj limfocyty T w temperaturze 37 °C przez dwa do trzech dni.Aby przygotować pomiar TEER, należy umieścić moduł 24-dołkowy urządzenia TEER w dygestorium z laminarnym przepływem powietrza. Za pomocą pęsety należy zdjąć pokrywki i umieścić inserty z MBMECs w urządzeniu. Następnie do dolnej komory dołków modułu należy nalać pipetą 810 µL świeżej pożywki, dodając ją ostrożnie w przestrzeń między insertem a ścianką dołka modułu.Następnie zamknij pokrywy i umieść urządzenie w inkubatorze. Podłącz urządzenie do komputera. Następnie włącz kontroler urządzenia i uruchom oprogramowanie.W oknie wyskakującym zaznacz pole „New Measurement”, pole „Check show TER” oraz pole „show Ccl”. Następnie naciśnij start. Po zakończeniu pierwszego pomiaru, w zakładce Results zaznacz „check all wells”, aby wyświetlić wszystkie wartości TEER i Ccl.Następnie zapisz plik. W kolejnym kroku wybierz punkt czasowy do kokultury MBMECs z limfocytami T, w którym Ccl jest stabilne i niższe niż 1 µF/cm², a TEER osiągnęło swój maksymalny poziom. Dokładnie sprawdź bezwzględne wartości TEER oraz Ccl i wyklucz studzienki, w których MBMECs nie utworzyły wystarczająco konfluentnych monowarstw, odznaczając odpowiednie pola.Pogrupuj pozostałe studzienki, klikając prawym przyciskiem myszy na studzienki i wybierając opcję „dodaj studzienkę do nowej średniej studzienki”. Nadaj jej nazwę w wyskakującym oknie i powtórz tę czynność dla wszystkich pojedynczych studzienek, które mają zostać pogrupowane. Następnie sprawdź wszystkie średnie studzienki, aby potwierdzić, że wszystkie mają takie same warunki początkowe przed kokulturą. W zakładce eksperymentu naciśnij pauzę.Odłącz urządzenie i wyjmij je z inkubatora. Następnie zdejmij pokrywy w komorze z laminarnym przepływem powietrza. Po tym usuń część pożywki z insertu w górnej komorze studzienki.Dodaj limfocyty T do MBMECs, ostrożnie pipetując 150 µL medium. Następnie ponownie podłącz instrument i naciśnij przycisk wznowienia pomiaru. Po 24 godzinach naciśnij stop w zakładce eksperymentu i zapisz plik.Przedstawiono tutaj wrzecionowatą morfologię w barwieniu immunofluorescencyjnym na PECAM-1 i Cldn-5 pięć dni po izolacji MBMEC. Poniżej znajdują się wartości TEER i Ccl przed i po grupowaniu poszczególnych studzienek przed dodaniem limfocytów T. Krzywa niebieska nie została wykorzystana w eksperymencie, ponieważ MBMEC w tej studni nie rozwinęły tak wysokiej wartości TEER jak w pozostałych studzienkach.W tym eksperymencie od 35 do 55 specyficznych komórek T CD4+ stymulowano w sposób antygenowo-specyficzny przez pięć dni. Naiwne komórki T oraz cytokiny prozapalne, interferon gamma i TNF-alfa, służyły odpowiednio jako kontrola ujemna i dodatnia. Tutaj komórki T stymulowano taką samą ilością przeciwciał anty-CD3 i anty-CD28, a te hodowane przez trzy dni wykazały większą skłonność do naruszania bariery w porównaniu z komórkami T hodowanymi tylko przez dwa dni.Wyniki przedstawione w tym miejscu pokazują, że stymulowane limfocyty T, a nie ich nadsączniki, spowodowały znaczne uszkodzenie MBMEC, co wskazuje na to, że bezpośredni kontakt między limfocytami T a MBMEC ma kluczowe znaczenie dla naruszenia bariery. Z drugiej strony, dodanie inhibitora granzymu b do hodowli limfocytów T przywróciło integralność MBMEC w większym stopniu, co wskazuje na tę cząsteczkę cytolityczną jako istotny czynnik powodujący uszkodzenie MBMEC i następujący spadek TEER. Po opanowaniu metody eksperyment ten może zostać przeprowadzony w ciągu 12 dni, jeśli zostanie wykonany prawidłowo. Podczas realizacji tej procedury ważne jest, aby wybrać odpowiedni punkt czasowy dla ustanowienia kokultury limfocytów T i komórek śródbłonka.Po zastosowaniu tej procedury można wykorzystać inne analizy, takie jak mikroskopia immunofluorescencyjna, cytometria przepływowa oraz analizy prawdopodobieństwa. Pozwala to na odpowiedzi na dodatkowe pytania, np. w jaki sposób ta interakcja wpływa na ekspresję cząsteczek połączeń ścisłych, przepuszczalność oraz zakres transmigracji limfocytów T? Po opracowaniu ta technika utorowała badaczom z zakresu neuroimmunologii drogę do badania autoimmunologicznych zaburzeń OUN u myszy.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć jasne wyobrażenie o tym, jak oceniać bezpośrednie oddziaływania między aktywowanymi limfocytami T a komórkami śródbłonka w kontekście integralności i przepuszczalności bariery krew-mózg.

an-vitro-model-blood-brain-barrier-using-impedance-spectroscopy-focus

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Ten film przedstawia metodę oceny przezśródbłonkowego oporu elektrycznego (TEER) w komórkach śródbłonka mikronaczyniowego mózgu myszy in vitro. Wysoka wartość TEER wskazuje na nienaruszone połączenia komórek śródbłonka, podczas gdy dodanie aktywowanych limfocytów T obniża wartość TEER, odzwierciedlając przerwanie bariery połączeniowej.

Ocena przezśródbłonkowej oporności elektrycznej w modelu bariery krew-mózg in vitro

Ten film przedstawia model in vitro do badania patogenów przekraczających barierę krew-mózg (BBB). Komórki śródbłonka mikronaczyniowego, które wyrażają ścisłe połączenia, tworzą warstwę śródbłonka w górnej komorze, podczas gdy neurony, astrocyty i mikroglej reprezentują miąższ mózgu w dolnej komorze, oddzielony porowatą błoną. Zakażenie wirusem w modelu BBB naśladuje patogen przechodzący z krwi do mózgu. Po wprowadzeniu wirusa neurotropowego przenika on przez barierę krew-mózg poprzez...

Model in vitro do badania przenikania patogenów przez barierę krew-mózg i infekcji komórek mózgowych

Stworzenie ludzkich modeli bariery krew-mózg (BBB) może przynieść korzyści badaniom nad chorobami mózgu związanymi z niewydolnością bariery krew-mózg. Opisujemy tutaj ulepszoną technikę przygotowania kontaktowego modelu BBB, która umożliwia kokulturację ludzkich astrocytów i komórek śródbłonka mózgu po przeciwnych stronach porowatej błony.

Ulepszona metoda przygotowania opartego na komórkach ludzkich, kontaktowego modelu bariery krew-mózg

Celem niniejszego badania było sprawdzenie odtwarzalności modelu BBB in vitro z udziałem syngenicznej kohodowli komórek śródbłonka i astrocytów na szczurach. Monowarstwa komórek śródbłonka charakteryzowała się wysoką przepuszczalnością TEER i niską przepuszczalnością LY. Oceniano ekspresję specyficznych białek TJ, funkcjonalne odpowiedzi na stan zapalny oraz funkcjonalność transporterów i receptorów.

Tworzenie modelu in vitro bariery krew-mózg szczura (BBB): skupienie się na nieprzepuszczalności bariery krew-mózg i transporcie za pośrednictwem receptorów

Tutaj opisujemy model ludzkiej bariery krew-mózg, umożliwiający badanie transmigracji limfocytów do ośrodkowego układu nerwowego in vitro.

Analiza wynaczynienia limfocytów przy użyciu modelu in vitro ludzkiej bariery krew-mózg

Celem protokołu jest przedstawienie zoptymalizowanej procedury tworzenia modelu bariery krew-mózg (BBB) in vitro opartego na pierwotnych komórkach śródbłonka mózgu świni (pBECs). Model wykazuje wysoką odtwarzalność, wysoką szczelność i nadaje się do badań nad transportem i transportem wewnątrzkomórkowym w odkrywaniu leków.

Ulepszona metoda tworzenia modelu bariery krew-mózg in vitro na podstawie komórek śródbłonka mózgu świni

Ten protokół opisuje metodę tworzenia ludzkiej bariery krew-mózg (BBB) w modelu in vitro. Komórki śródbłonka i perycyty są wysiewane po obu stronach wkładki filtracyjnej (przedział krwi), a astrocyty są wysiewane w dolnej studzience (przedział mózgowy). Scharakteryzowany model wykorzystano w eksperymentach z transportem nanocząstek.

System potrójnej hodowli komórkowej modelujący ludzką barierę krew-mózg

Ten raport zawiera protokoły montażu, hodowli komórek i testów na platformie μSiM do budowy modeli bariery krew-mózg.

Wykorzystanie platformy tkankowej bariery mikroSiM (μSiM) do modelowania bariery krew-mózg

Bariera krew-mózg (BBB) odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu stabilnego i zdrowego środowiska mózgu. Dysfunkcja bariery krew-mózg jest związana z wieloma chorobami neurologicznymi. Opracowaliśmy trójwymiarowy model bariery krew-mózg pochodzący z komórek macierzystych, aby zbadać patologię naczyń mózgowych, integralność bariery krew-mózg oraz sposób, w jaki bariera krew-mózg jest zmieniona przez genetykę i chorobę.

Rekonstrukcja bariery krew-mózg in vitro w celu modelowania i terapeutycznego ukierunkowania choroby neurologicznej

Ten protokół opisuje niezawodny i skuteczny model in vitro bariery mózgowo-krwiennej. Metoda wykorzystuje mysie komórki śródbłonka naczyniowego mózgu bEnd.3 i mierzy transbłonowy opór elektryczny.

Zapis integralności funkcjonalnej bariery na komórkach śródbłonka naczyniowego bEnd.3 poprzez transśródbłonkową detekcję oporu elektrycznego

Tutaj demonstrujemy technikę korzystania z biosensorów opartych na impedancji: ECIS i cellZscope, do pomiaru siły bariery śródbłonka mózgu. Szczegółowo opisujemy przygotowanie i technikę dodawania różnych bodźców do modelu śródbłonka mózgu in vitro. Mierzymy, rejestrujemy i przedstawiamy reprezentatywną analizę wyników.

Pomiar zmian w integralności bariery śródbłonka mózgu za pomocą dwóch bioczujników opartych na impedancji w odpowiedzi na komórki nowotworowe i cytokiny

Poznaj model in vitro bariery krew-mózg z wykorzystaniem spektroskopii impedancyjnej do badania wpływu aktywowanych limfocytów T na integralność komórek śródbłonka. Ta metoda umożliwia analizę mechanizmów autoimmunologicznych chorób OUN.

Model in vitro bariery krew-mózg przy użyciu spektroskopii impedancyjnej: skupienie się na interakcji limfocytów T z komórkami śródbłonka (Wideo) | JoVE Journal

Model in vitro bariery krew-mózg przy użyciu spektroskopii impedancyjnej: skupienie się na interakcji limfocytów T z komórkami śródbłonka

Przeglądaj więcej filmów