Name: Przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 41 s
Description: Poznaj metodę przygotowania bocznego okna czaszki z trwałą niedrożnością tętnicy środkowej mózgu u myszy. Technika ta umożliwia długoterminową obserwację zmian po udarze metodą mikroskopii in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

VP jest uczestnikiem programu Charité Clinical Scientist, finansowanego przez Charité - Universitätsmedizin Berlin i Berliński Instytut Zdrowia. TB jest stypendystą SNSF PostDoc Mobility. Autorzy otrzymują wsparcie grantowe od EinsteinStiftung/A-2012-153 dla PV.

OŚWIADCZENIE ETYCZNE: Eksperymenty z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami określonymi przez Landesamt fuer Gesundheit und Soziales w Berlinie w Niemczech (G0298/13) oraz kryteriami ARRIVE, w zależności od ich zastosowania. W badaniu tym wykorzystano samce myszy C57Bl/6J w wieku od 10 do 12 tygodni.
1. Przygotowanie bocznego chronicznego okna czaszkowego
<ol>
	<li>Przeprowadź znieczulenie poprzez podskórny wtrysk ketaminy (90 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg). Sprawdź głębokość sedacji za pomocą bodźca bólowego.</li>
	<li>Sterylizujemy narzędzia chirurgiczne oraz pole operacyjne 70% etanolem.</li>
	<li>Usuń owłosienie z głowy, od karku aż do oczu, używając maszynki do strzyżenia gryzoni.</li>
	<li>Unieruchom głowę w aparacie stereotaktycznym.</li>
	<li>Stosować maść do oczu z dekspantenolem w oba oczy, aby zapobiec odwodnieniu.</li>
	<li>Oczyścić pole operacyjne, usuwając wszystkie włosy, a następnie wysterylizować je, nakładając 3 warstwy 74,1% etanolu i 10% 2-propanolu.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej od szyi do oczu, używając skalpela.</li>
	<li>Unieruchom płat skórny za pomocą 4 szwów podporowych.</li>
	<li>Ostrożnie usuń okostną z lewej półkuli, zdrapując ją skalpelem aż do miejsca, w którym zaczyna się mięsień skroniowy. 
	UWAGA: Przygotowanie to służy również do stworzenia obszaru dobrej adhezji dla kleju dentystycznego, który mocuje szkiełko nakrywkowe.</li>
	<li>Wykonaj kraniotomię czołowo-ciemieniową o średnicy 4 mm, odcieniekcając czaszkę na brzegu płata kostnego za pomocą mikrowiertarki. Podczas wiercenia stosuj roztwór soli fizjologicznej, aby uniknąć uszkodzeń termicznych.</li>
	<li>Unieś płat kostny za pomocą kaniul i usuń go, używając mikropincety.</li>
	<li>Przepłukać ostrożnie i obficie roztworem soli fizjologicznej.</li>
	<li>Mieszaj klej stomatologiczny do uzyskania odpowiedniej konsystencji, tak aby nie był płynny (tj. (klej nie powinien już tworzyć nitek). Nanieś go na kość wokół kraniotomii.</li>
	<li>Umieść szkiełko nakrywkowe o średnicy 6 mm na przygotowanym kleju i przymocuj je pozostałą ilością kleju dentystycznego. Upewnij się, że połączenie jest szczelne. Odczekaj do wyschnięcia i stwardnienia kleju, sprawdzając go za pomocą pęsety. 
	UWAGA: Dodatkowe nawadnianie przyspiesza proces utwardzania.</li>
	<li>Usuń szwy stabilizujące (tenting sutures) i zamknij ranę za pomocą szwów skórnych.</li>
	<li>Odciągnąć skórę w okolicy boku myszy. Wprowadzić igłę podskórnie i powoli wstrzyknąć 0.5 ml sterylnej soli fizjologicznej w celu utrzymania równowagi płynowej.</li>
	<li>Po zabiegu należy przetrzymywać zwierzęta w ogrzewanej klatce rekonwalescencyjnej przez 90 min. Nie wolno pozostawiać zwierząt bez nadzoru do momentu ich pełnego wybudzenia. Zwierzęta należy zwrócić do klatki z innymi osobnikami dopiero po ich całkowitym powrocie do sprawności.</li>
	<li>Powtórzyć podskórną substytucję objętości soli fizjologicznej po około 12 h, zgodnie z opisem w kroku 1.16.</li>
	<li>Zawsze podawaj leki przeciwbólowe za pomocą zgłębnika lub bezpośrednio do jamy ustnej po zabiegu chirurgicznym (np. paracetamolem (10 mg/ml) lub innymi niesteroidowymi lekami przeciwzapalnymi).</li>
	<li>Codziennie po zabiegu należy sprawdzać stan zwierząt oraz zawsze zapewniać rozgniecioną karmę dla zwierząt umieszczoną na dnie klatki w szalce Petriego, aby ułatwić pobieranie pokarmu i zapobiec krytycznej utracie masy ciała po operacji. 
	UWAGA: Mikroskopia wewnątrzżyciowa może być przeprowadzona w pierwszym dniu po przygotowaniu okna czaszkowego.</li>
	<li> Zastosować znieczulenie izofluranem i unieruchomić zwierzę w uchwycie do głowy. Rozciąć szew skórny i oczyścić okno za pomocą patyczków bawełnianych oraz sterylnej soli fizjologicznej. Po 24 godzinach okno czaszkowe powinno być wypełnione płynem mózgowo-rdzeniowym, co umożliwia obrazowanie. Przeprowadzić obrazowanie zgodnie z ustalonymi protokołami mikroskopowymi.18.</li>
</ol>
2. Dystalne MCAo
UWAGA: Procedurę MCAo należy przeprowadzić około 5 d po przygotowaniu CW. Minimalizuje to zakłócenia wynikające z reakcji immunologicznej wywołanej przygotowaniem CW w odniesieniu do reakcji immunologicznej indukowanej udarem.
<img alt="Seria obrazów mikroskopowych przedstawiająca struktury naczyniowe w tkance biologicznej do badań histologicznych." src="/files/ftp_upload/54701/54701fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Przegląd distalnego MCAo. A. Jest to ogólny widok naczyń przed operacją. B. Naczynia po pierwszym kontakcie bipolarnym. C. Naczynia po drugim kontakcie bipolarnym. D. Widok naczyń, które są teraz całkowicie zamknięte. E. Końcowy przegląd przy mniejszym powiększeniu. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54701/54701fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol>
	<li>Zanurz myszy w narkozie, używając maski anestezjologicznej i odpowiedniego schematu znieczulenia, po konsultacji z personelem weterynaryjnym (np. indukcja przy użyciu 1,5 - 2% isofluranu i utrzymanie przy 1,0 - 1,5% isofluranu w mieszaninie 2/3 N2O i 1/3 O2 poprzez parownik).</li>
	<li>Wygolić i usunąć sierść, a następnie zdezynfekować skórę i okoliczną sierść odpowiednim środkiem (np. 70% alkohol etylowy) i osuszyć ją.</li>
	<li>Podczas operacji utrzymywać temperaturę ciała myszy na poziomie 36,5 °C ± 0,5 °C. Wysoce zaleca się stosowanie mata grzewczego z regulacją sprzężenia zwrotnego, nagrzewanego w zależności od temperatury rektalnej myszy.</li>
	<li>Umieścić zwierzę w pozycji bocznej. Przymocować nos w masce anestezjologicznej i dostosować stężenie isofluranu do 1,0 - 1,5%.</li>
	<li>Nanieść maść nawilżającą (dekspantenol) na oba oczy.</li>
	<li>Wykorzystać nacięcie skóry wykonane podczas przygotowania CW.</li>
	<li>Ostrożnie odsunąć skórę i zidentyfikować znajdujący się pod nią mięsień skroniowy.</li>
	<li>Ustawić moc generatora wysokiej częstotliwości (5 - 7 W) i użyć trybu bipolarnego.</li>
	<li>Używając szczypiec do elektrokoagulacji, ostrożnie oddzielić mięsień skroniowy od czaszki, tworząc płat mięśniowy, bez całkowitego usuwania mięśnia.</li>
	<li>Zidentyfikować MCA pod przezroczystą czaszką w części rostralnej obszaru skroniowego, grzbietowo względem zatoki zaocznej. Jeśli nie można zidentyfikować bifurkacji MCA, należy spróbować zidentyfikować naczynie położone najbardziej rostralnie.</li>
	<li>Zcienić czaszkę nad odgałęzieniem MCA za pomocą mikrowiertarki, stale nawadniając obszar, aby uniknąć uszkodzeń termicznych.</li>
	<li>Podnieść kość za pomocą kaniul i usunąć ją mikropincetą.</li>
	<li>Zmniejszyć moc generatora wysokiej częstotliwości do 3 - 5 W.</li>
	<li>Zbliżyć się do tętnicy od góry i delikatnie dotknąć jej szczypcami bipolarnymi z obu stron, nie podnosząc naczynia.</li>
	<li>Koagulować tętnicę proksymalnie i dystalnie względem bifurkacji naczynia.</li>
	<li>Odczekać 30 s, a następnie delikatnie dotknąć tętnicy, aby upewnić się, że przepływ krwi został trwale przerwany. Powtórzyć elektrokoagulację w przypadku zaobserwowania rekanalizacji.</li>
	<li>Jeśli to możliwe, przymocować mięsień skroniowy 1 lub 2 szwami w miejscu przyczepu mięśnia, aby przykryć ubytek kostny.</li>
	<li>Zszyć ranę i umieścić zwierzę w podgrzewanej komorze rekonwalescencyjnej. Zazwyczaj zwierzęta szybko budzą się po znieczuleniu lotnym.</li>
	<li>W celu substytucji objętości podać 0,5 ml jałowej soli fizjologicznej podskórnie, zgodnie z opisem w kroku 1.16.</li>
	<li>Po operacji pozostawić zwierzęta w podgrzewanej klatce rekonwalescencyjnej na 90 min. Odczekać, aż zwierzęta odzyskają przytomność, zanim zostaną pozostawione bez nadzoru. Przenieść je z powrotem do klatki z innymi zwierzętami dopiero po pełnym wybudzeniu.</li>
	<li>Powtórzyć substytucję objętości, zgodnie z opisem w kroku 1.16, po 12 h.</li>
	<li>Zastosować pooperacyjną analgezję poprzez wodę pitną (np. paracetamol (10 mg/ml) lub inne niesteroidowe leki przeciwzapalne).</li>
	<li>Codziennie po operacji sprawdzać stan zdrowia zwierząt. Podawać rozgniecioną karmę dla zwierząt w szalce Petriego na dnie klatki, aby ułatwić jedzenie i zminimalizować pooperacyjną utratę masy ciała.</li>
</ol>
3. Zabieg pozorowany
<ol>
	<li>Należy przeprowadzić wszystkie procedury analogicznie do kroków 1 i 2 opisanych powyżej – w tym przygotowanie CW – z wyjątkiem tego, że nie należy koagulować odsłoniętej środkowej tętnicy mózgowej.</li>
</ol>

<ol><li>Mukherjee, D., Patil, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+the+global+burden+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and the global burden of stroke.</a> World Neurosurg. 76 (6), Suppl 85-90 (2011).</li>
<li>Ebinger, M., Prüss, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+the+use+of+ambulance-based+thrombolysis+on+time+to+thrombolysis+in+acute+ischemic+stroke%3A+a+randomized+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Effect of the use of ambulance-based thrombolysis on time to thrombolysis in acute ischemic stroke: a randomized clinical trial.</a> JAMA. 311 (16), 1622-1631 (2014).</li>
<li>Ebinger, M., Lindenlaub, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prehospital+thrombolysis%3A+a+manual+from+Berlin%5BTitle%5D)+AND+%22J+vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Prehospital thrombolysis: a manual from Berlin.</a> J vis Exp. (81), e50534(2013).</li>
<li>Bogousslavsky, J., Van Melle, G., Regli, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Lausanne+Stroke+Registry%3A+analysis+of+1%2C000+consecutive+patients+with+first+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Lausanne Stroke Registry: analysis of 1,000 consecutive patients with first stroke.</a> Stroke. 19 (9), 1083-1092 (1988).</li>
<li>Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice+-+middle+cerebral+artery+occlusion+with+the+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model.</a> J Vis Exp. (47), (2011).</li>
<li>Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Stroke.</a> Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).</li>
<li>Meairs, S., Wahlgren, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke+research+priorities+for+the+next+decade--A+representative+view+of+the+European+scientific+community%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc+Dis%22%5BJournal%5D)">Stroke research priorities for the next decade--A representative view of the European scientific community.</a> Cerebrovasc Dis. 22 (2-3), 75-82 (2006).</li>
<li>Rosamond, W., Flegal, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics--2007+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association+Statistics+Committee+and+Stroke+Statistics+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics--2007 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee.</a> Circulation. 115 (5), 69-171 (2007).</li>
<li>Moskowitz, M. A., Lo, E. H., Iadecola, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+science+of+stroke%3A+mechanisms+in+search+of+treatments%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The science of stroke: mechanisms in search of treatments.</a> Neuron. 67 (2), 181-198 (2010).</li>
<li>Dirnagl, U., Iadecola, C., Moskowitz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathobiology+of+ischaemic+stroke%3A+an+integrated+view%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view.</a> Trends Neurosci. 22 (9), 391-397 (1999).</li>
<li>Dirnagl, U., Endres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Found+in+Translation%3A+Preclinical+Stroke+Research+Predicts+Human+Pathophysiology%2C+Clinical+Phenotypes%2C+and+Therapeutic+Outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Found in Translation: Preclinical Stroke Research Predicts Human Pathophysiology, Clinical Phenotypes, and Therapeutic Outcomes.</a> Stroke. , (2014).</li>
<li>Prinz, V., Hetzer, A. -M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI+heralds+secondary+nigral+lesion+after+brain+ischemia+in+mice%3A+a+secondary+time+window+for+neuroprotection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">MRI heralds secondary nigral lesion after brain ischemia in mice: a secondary time window for neuroprotection.</a> J Cereb Blood Flow Metab. , (2015).</li>
<li>Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+polished+and+reinforced+thinned-skull+window+for+long-term+imaging+of+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain.</a> J Vis Exp. (61), (2012).</li>
<li>Holtmaat, A., Bonhoeffer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term%2C+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li>
<li>Iadecola, C., Dirnagl, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+microcircualtion--fantastic+voyage%3A+introduction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The microcircualtion--fantastic voyage: introduction.</a> Stroke. 44 (6), Suppl 1 83(2013).</li>
<li>Blinder, P., Tsai, P. S., Kaufhold, J. P., Knutsen, P. M., Suhl, H., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cortical+angiome%3A+an+interconnected+vascular+network+with+noncolumnar+patterns+of+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosc%22%5BJournal%5D)">The cortical angiome: an interconnected vascular network with noncolumnar patterns of blood flow.</a> Nat Neurosc. 16 (7), 889-897 (2013).</li>
<li>Shih, A. Y., Driscoll, J. D., Drew, P. J., Nishimura, N., Schaffer, C. B., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li>
<li>Cabrales, P., Carvalho, L. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy+of+the+mouse+brain+microcirculation+using+a+closed+cranial+window%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy of the mouse brain microcirculation using a closed cranial window.</a> J Vis Exp. (45), (2010).</li>
<li>Rosell, A., Agin, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distal+occlusion+of+the+middle+cerebral+artery+in+mice%3A+are+we+ready+to+assess+long-term+functional+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Stroke+Res%22%5BJournal%5D)">Distal occlusion of the middle cerebral artery in mice: are we ready to assess long-term functional outcome.</a> Transl Stroke Res. 4 (3), 297-307 (2013).</li>
<li>Dorand, R. D., Barkauskas, D. S., Evans, T. A., Petrosiute, A., Huang, A. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+intravital+thinned+skull+and+cranial+window+approaches+to+study+CNS+immunobiology+in+the+mouse+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Intravital%22%5BJournal%5D)">Comparison of intravital thinned skull and cranial window approaches to study CNS immunobiology in the mouse cortex.</a> Intravital. 3 (2), (2014).</li>
<li>Balkaya, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+post-stroke+behavior+in+mouse+models+of+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 33 (3), 330-338 (2013).</li>
<li>Balkaya, M., Kröber, J., Gertz, K., Peruzzaro, S., Endres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+long-term+functional+outcome+in+a+murine+model+of+mild+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Characterization of long-term functional outcome in a murine model of mild brain ischemia.</a> J Neurosci Methods. 213 (2), 179-187 (2013).</li>
<li>Freret, T., Bouet, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+deficits+after+distal+focal+cerebral+ischemia+in+mice%3A+Usefulness+of+adhesive+removal+test%5BTitle%5D)+AND+%22Beh+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: Usefulness of adhesive removal test.</a> Beh Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).</li>
<li>Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RODENT+STROKE+MODEL+GUIDELINES+FOR+PRECLINICAL+STROKE+TRIALS+%281ST+EDITION%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Stroke+Trans+Med%22%5BJournal%5D)">RODENT STROKE MODEL GUIDELINES FOR PRECLINICAL STROKE TRIALS (1ST EDITION).</a> J Exp Stroke Trans Med. 2 (2), 2-27 (2009).</li>
<li>Florian, B., Vintilescu, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Barber, P. A., Hoyte, L., Colbourne, F., Buchan, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-regulated+model+of+focal+ischemia+in+the+mouse%3A+a+study+with+histopathological+and+behavioral+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes.</a> Stroke. 35 (7), 1720-1725 (2004).</li>
<li>Shin, H. K., Nishimura, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mild+induced+hypertension+improves+blood+flow+and+oxygen+metabolism+in+transient+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia.</a> Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).</li>
<li>Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+induced+prolonged+protection+against+cerebral+ischemia+in+mice%3A+a+redox+sensitive+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism.</a> Neuroreport. 13 (11), 1431-1435 (2002).</li>
<li>Gertz, K., Priller, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+activity+improves+long-term+stroke+outcome+via+endothelial+nitric+oxide+synthase-dependent+augmentation+of+neovascularization+and+cerebral+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Physical activity improves long-term stroke outcome via endothelial nitric oxide synthase-dependent augmentation of neovascularization and cerebral blood flow.</a> Circ Res. 99 (10), 1132-1140 (2006).</li>
<li>Dirnagl, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bench+to+bedside%3A+the+quest+for+quality+in+experimental+stroke+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 26 (12), 1465-1478 (2006).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności i zgonów na całym świecie1. Poza leczeniem doraźnym, głównym celem medycznym pozostaje badanie nowych podejść i mechanizmów przyspieszających i usprawniających powrót do zdrowia po udarzemózgu 7. Naukowcy zajmujący się eksperymentalnym udarem mózgu często wykorzystują modele ogniskowego niedokrwienia mózgu u gryzoni. W rzeczywistości modele wywołujące przejściowe lub trwałe MCAo naśladują jeden z najczęstszych typów ogniskoweg...

Udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności i zgonów na całym świecie1, zajmując drugie miejsce po chorobie niedokrwiennej serca. Ponadto udar mózgu jest główną przyczyną długotrwałej niepełnosprawności, co podkreśla jego ogromny wpływ społeczno-ekonomiczny6-8. Poza leczeniem doraźnym, głównym celem medycznym pozostaje badanie nowych podejść i mechanizmów przyspieszających i usprawniających powrót do zdrowia po udarzemózgu 7. 
W ciągu ostatnich kilku dekad dane z eksperymentalnych badań nad udarem znacząco przyczyniły się do zrozumienia złożonych kaskad patofizjologicznych wywoływanych przez niedokrwienie9,10. Ekscytotoksyczność, apoptoza, depolaryzacja okołozawałowa i stan zapalny zostały zidentyfikowane jako najistotniejsze mediatory śmierci komórki po ogniskowym niedokrwieniu mózgu. Ponadto, korzystając ze zwierzęcych modeli niedokrwienia mózgu, opracowano i zweryfikowano ważne koncepcje, metody diagnostyczne i podejścia terapeutyczne (np. "półcień" i tromboliza)11.
Dostępność eksperymentalnych modeli udaru w połączeniu z nieinwazyjnymi metodami obrazowania (np. rezonans magnetyczny (MRI), tomografia komputerowa lub laserowa analiza kontrastowa), umożliwia badaczowi badanie nadostrych i przewlekłych zmian patofizjologicznych wywołanych przez urazę niedokrwienną w sposób długotrwały12. Wraz z badaniem profilu czasoprzestrzennego ewoluującej zmiany można badać zmiany przypominające plastyczność neuronalną i korelować je z wynikami funkcjonalnymi i wynikami histologicznymi. W ciągu ostatnich kilku lat poczyniono dalsze postępy metodologiczne dzięki połączeniu modeli niedokrwienia mózgu i mikroskopii in vivo za pomocą okien czaszkowych13. Te nowe techniki pozwalają badaczom analizować jednostkę nerwowo-naczyniową na poziomie komórkowym i molekularnym, z dużą mocą analityczną w fazie ostrej, poddostrej i przewlekłej po ogniskowym niedokrwieniu mózgu14. Co więcej, obrazowanie mikroskopowe in vivo dynamiki mikrokrążenia ujawniło nowe aspekty funkcji mikrokrążenia mózgu i angioarchitektury, o znaczącym znaczeniu patofizjologicznym15-17. 
W tym protokole prezentujemy, jak wykonać przewlekłe przygotowanie CW boczne do zatoki strzałkowej i jak chirurgicznie wywołać dystalny udar pod oknem. Ten mysi model można zastosować do sekwencyjnego obrazowania ostrych, podostrych i przewlekłych zmian po ogniskowym niedokrwieniu mózgu za pomocą epi-illuminingu, konfokalnego skanowania laserowego i dwufotonowej mikroskopii przyżyciowej.

<table><tbody><tr><td>Lornetka mikroskopu chirurgicznego</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000 C</td><td></td></tr><tr><td>Źródło światła do mikroskopu</td><td>Zeiss</td><td>CL 6000 LED</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza z sondą doodbytniczą</td><td>FST</td><td>21061-10</td><td></td></tr><tr><td>Ramka stereotaktyczna</td><td>Kopf</td><td>Model 930</td><td></td></tr><tr><td>System anaethesia do izofluranu</td><td></td> Draeger <td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Kleszcze Abott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5</td><td>FST</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #7</td><td>FST</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze bipolarne</td><td>Erbe</td><td>20195-501</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze bipolarne&nbsp;</td><td>Erbe&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 20195-022</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wiertło Microdrill</td><td>FST&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 18000-17&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt igły</td><td>FST</td><td>12010-14</td><td></td></tr><tr><td>5-0 szew jedwabny</td><td>Feuerstein, Suprama</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 szew jedwabny</td><td>Feuerstein, Suprama</td> 8-0 szew jedwabny Feuerstein, Suprama <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Weterynaryjna Komora Rekonwalescencyjna</td><td>Peco Services</td><td>V1200</td><td></td></tr></tbody></table>

przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Ogniskowe niedokrwienie mózgu (np. udar niedokrwienny) może spowodować poważne uszkodzenie mózgu, prowadząc do poważnej utraty funkcji neuronalnych, a w konsekwencji do wielu niepełnosprawności motorycznych i poznawczych. Częste występowanie tej choroby stanowi poważne obciążenie dla zdrowia, ponieważ udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności i zgonów na całym świecie1. Przywrócenie funkcji neuronalnych jest w większości przypadków tylko częściowe. Jak dotąd możliwości leczenia są bardzo ograniczone, w szczególności ze względu na wąskie okno czasowe trombolizy2,3. Określenie metod przyspieszających powrót do zdrowia po udarze pozostaje głównym celem medycznym; Zostało to jednak utrudnione przez niewystarczający mechanistyczny wgląd w proces odzyskiwania. Naukowcy zajmujący się eksperymentalnym udarem mózgu często wykorzystują modele ogniskowego niedokrwienia mózgu u gryzoni. Poza fazą ostrą, badania nad udarem mózgu coraz częściej koncentrują się na fazie podostrej i przewlekłej po niedokrwieniu mózgu. Większość badaczy udaru mózgu stosuje trwałą lub przejściową okluzję MCA u myszy lub szczurów. U pacjentów niedrożność MCA jest jedną z najczęstszych przyczyn udaru niedokrwiennego4. Oprócz proksymalnej okluzji MCA przy użyciu modelu filamentowego, chirurgiczna okluzja dystalnego MCA jest prawdopodobnie najczęściej stosowanym modelem w eksperymentalnych badaniach nad udaremmózgu 5. Okluzja dystalnej (do rozgałęzienia tętnic soczewkowato-prążkowanych) gałąź MCA zazwyczaj oszczędza prążkowie i wpływa przede wszystkim na korę nową. Niedrożność naczyń może być trwała lub przejściowa. Główną zaletą tego modelu jest wysoka powtarzalność objętości zmian chorobowych i bardzo niska śmiertelność w odniesieniu do wyników długoterminowych. Tutaj pokazujemy, jak wykonać przygotowanie przewlekłego okna czaszkowego (CW) bocznie do zatoki strzałkowej, a następnie jak chirurgicznie wywołać dystalny udar pod okienkiem przy użyciu dostępu kraniotomii. Podejście to można zastosować do sekwencyjnego obrazowania ostrych i przewlekłych zmian po niedokrwieniu za pomocą epi-illuminingu, konfokalnego skaningu laserowego i dwufotonowej mikroskopii przyżyciowej.

Harmonogram oraz reprezentatywne wyniki przedstawiono na rycinach 2 i 3. Przygotowanie okna czaszkowego, polegające na wykonaniu niewielkiego okna bocznie względem zatoki strzałkowej górnej (rycina 2 B, C, D), skutkuje bardzo niską śmiertelnością i zachorowalnością, gdy zabieg jest przeprowadzany przez doświadczonego chirurga. Wszystkie z 10 zwierząt przeżyły, a wszystkie chroniczne CW mogły zostać wykorzystane do obrazowania wysokiej jak...

Chirurgiczne zamknięcie dystalnej gałęzi środkowej tętnicy mózgowej (MCAo) jest często używanym modelem w eksperymentalnych badaniach nad udarem. Manuskrypt ten opisuje podstawową technikę stałego MCAo, połączoną z wstawieniem bocznego okna czaszki, które daje możliwość podłużnej mikroskopii przyżyciowej u myszy.

Przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Ogólnym celem tej procedury jest przygotowanie bocznego okna czaszkowego połączonego ze stałą niedrożnością tętnicy środkowej mózgu. Aby ułatwić podłużną mikroskopię przyżyciową u myszy. Metoda ta może pomóc w zbadaniu i udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie badań nad niedokrwieniem móżdżku.Główną zaletą tej techniki jest to, że umożliwia obrazowanie in vivo ostrych i przewlekłych zmian po udarze. Zacznij od podania znieczulenia zgodnie z zatwierdzonym protokołem dla zwierząt. Upewnij się, że osiągnięto chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia, podając bodziec bólowy, taki jak szczypanie palca u nogi, i odnotowując brak reakcji.Następnie użyj golarki dla gryzoni, aby usunąć sierść od szyi do oczu. Zamocuj głowicę myszy w ramce stereotaktycznej. Następnie zakryj oczy maścią okulistyczną, aby zapobiec odwodnieniu.Oczyść ogolony obszar, aby usunąć wszystkie włoski i wysterylizuj skórę głowy trzema aplikacjami 74,1% etanolu i 10% tubki Propranololu. Za pomocą sterylnego skalpela wykonaj nacięcie w linii środkowej od szyi do oczu. Następnie obejmij płat skóry czterema szwami namiotowymi.Następnie ostrożnie zeskrob okostną po lewej stronie czaszki. I usuń go do punktu, w którym zaczyna się mięsień skroniowy. Teraz użyj mikro wiertła, aby rozrzedzić czaszkę na krawędzi płata kostnego.Aby stworzyć kraniotomię czołowo-ciemieniową o średnicy czterech milimetrów. Zastosuj roztwór soli fizjologicznej podczas wiercenia, aby uniknąć obrażeń cieplnych. Po nawierceniu podnieś płat kostny za pomocą kaniul i usuń go za pomocą mikrokleszczyków.Ostrożnie i obficie nawadniaj obszar roztworem soli. Mieszaj klej dentystyczny, aż uzyska odpowiednią konsystencję. Następnie nałóż go na kość wokół kraniotomii.Na przygotowanym kleju umieść szkło nakrywkowe o średnicy sześciu milimetrów. I napraw go resztą kleju dentystycznego. Nawadnianie przyspiesza proces utwardzania i zapewnia wodoszczelność uszczelki.Sonduj klej dentystyczny za pomocą kleszczy, aby upewnić się, że jest wysuszony i twardy. Po utwardzeniu kleju należy zdjąć szwy namiotowe i zamknąć ranę szwami skórnymi. Podawać podskórnie 0,5 mililitra sterylnego roztworu soli fizjologicznej w celu zrównoważenia płynów.Po operacji należy monitorować zwierzę w ogrzewanej klatce rekonwalescencji do czasu wyzdrowienia ze znieczulenia. Upewnij się, że zwierzę jest całkowicie wyleczone przed powrotem do klatki z innymi zwierzętami. Po zabiegu należy zawsze podawać środek przeciwbólowy.Tutaj do wody pitnej dodaje się 10 miligramów na mililitr paracetamolu. Zawsze dostarczaj tłuczoną karmę dla zwierząt na szalce Petriego umieszczonej na podłodze, aby ułatwić jedzenie i uniknąć krytycznej utraty wagi po operacji. Mikroskopia przyżyciowa może być wykonana w pierwszej dobie po przygotowaniu okna czaszkowego.Zastosuj znieczulenie izofluranem zgodnie z zatwierdzonym protokołem. Zamocuj zwierzę w uchwycie na głowę i upewnij się, że stożek nosowy jest prawidłowo dopasowany. Otwórz szew skórny i wyczyść okienko patyczkami kosmetycznymi i sterylną solą fizjologiczną.Po 24 godzinach okienko czaszki powinno zostać wypełnione płynem mózgowo-rdzeniowym, co umożliwia obrazowanie. Zabieg niedrożności tętnicy środkowej mózgu należy wykonać pięć dni po przygotowaniu okna czaszkowego, gdy odpowiedź immunologiczna na zabieg ustąpiła. Tutaj przedstawiono przegląd po kraniotomii w celu indukcji MCAO.Zdjęcie śródoperacyjne przedstawia naczynia po pierwszym i drugim kontakcie dwubiegunowym. Dystalny MCA wydaje się całkowicie zasłonięty. To zdjęcie przedstawia ostateczny przegląd przy użyciu mniejszego powiększenia.Po wywołaniu znieczulenia chirurgicznego izofluranem jak poprzednio, należy ogolić sierść w obszarze między okiem a uchem, nałożyć maść okulistyczną na oba oczy i zdezynfekować skórę i otaczającą sierść roztworem alkoholu, jak poprzednio. Umieść mysz na poduszce grzewczej sterowanej sprzężeniem zwrotnym, aby utrzymać temperaturę ciała. Umieść zwierzę w pozycji bocznej i zamocuj nos w masce anestezjologicznej.Delikatnie oddziel skórę od nacięcia wykonanego w celu przygotowania okna czaszki i zidentyfikuj mięsień skroniowy pod spodem. Następnie dostosuj energię generatora wysokiej częstotliwości i użyj trybu bipolarnego. Użyj kleszczy do elektrokoagulacji, aby ostrożnie podnieść mięsień skroniowy z czaszki, tworząc płat mięśniowy bez całkowitego usuwania mięśnia.Następnie zidentyfikuj środkową tętnicę mózgową poniżej przezroczystej czaszki w rostralnej części obszaru skroniowego. Grzbietowo do zatoki zaoczodołowej. Rozcieńczyć czaszkę nad gałęzią MCA za pomocą mikrowiertła, jednocześnie stale nawadniając, aby uniknąć uszkodzeń spowodowanych wysoką temperaturą.Następnie podnieś kość i usuń ją za pomocą mikrokleszczyków. Zmniejsz energię generatora wysokiej częstotliwości do trzech do pięciu watów. Następnie podejdź do tętnicy od góry i delikatnie dotknij jej kleszczami dwubiegunowymi po obu stronach, nie podnosząc naczynia.Odczekaj trzydzieści sekund, a następnie delikatnie dotknij tętnicy końcówką kleszczy dwubiegunowych, aby upewnić się, że przepływ krwi zostanie trwale przerwany. Po okluzji MCA przymocuj mięsień skroniowy jednym lub dwoma szwami w przyczepie mięśnia, aby zakryć ubytek kostny. Następnie zszyj ranę i umieść zwierzę w ogrzewanej klatce, aż wyzdrowieje.Ten rezonans magnetyczny został wykonany 24 godziny po pozorowanej operacji i nie wykazał żadnej uszkodzonej tkanki korowej. Natomiast ten rezonans magnetyczny, wykonany 24 godziny po niedokrwieniu, wyraźnie obrazuje zmianę niedokrwienną oznaczoną gwiazdką, znajdującą się pod przewlekłym oknem czaszki. Obraz ten przedstawia obrazowanie epifluorescencji przyżyciowej i obrazowanie dwufotonowe naczyń korowych w celu monitorowania zmian w mikrokrążeniu.Objętość zawału oceniana za pomocą rezonansu magnetycznego po 24 i 96 godzinach od niedokrwienia wykazuje średnią objętość zmiany wynoszącą 13,16 milimetra sześciennego po 24 godzinach i 12,2 milimetra sześciennego po 96 godzinach. Po opanowaniu przygotowanie okna czaszkowego można wykonać w około 30 minut. A MCAO w około 15 minut.Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak rezonans magnetyczny lub mikroskopia dwufotonowa, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania. Te nowe techniki pozwalają badaczom badać jednostkę nerwowo-naczyniową na poziomie molekularnym i komórkowym. A w szczególności w żywym mózgu.

lateral-chronic-cranial-window-preparation-enables-vivo-observation

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W tym filmie i materiałach uzupełniających przedstawiamy protokół przewlekłego obrazowania in vivo nienaruszonego mózgu z wykorzystaniem preparacji z cienkiej czaszki.

Przewlekłe obrazowanie kory wzrokowej myszy z wykorzystaniem preparatu z pocienioną czaszką

Mikroskopia wewnątrzżyciowa do śledzenia czasowych i przestrzennych zdarzeń hemodynamicznych i zapalnych w mikrokrążeniu opony miękkiej.

Mikroskopia intravitalna mikrokrążenia mózgu myszy z wykorzystaniem zamkniętego okna czaszkowego

Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) jest najczęściej stosowanym modelem wśród eksperymentalnych modeli udaru niedokrwiennego. W niniejszym materiale szczegółowo zaprezentujemy cały model z wykorzystaniem laserowej flowmetrii dopplerowskiej oraz przedstawimy reprezentatywne wyniki.

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

Ten artykuł opisuje metodę wizualizacji tętnic mózgowych szczurów przez okno czaszki za pomocą kraniektomii skroniowej w celu obejrzenia proksymalnych części środkowej tętnicy mózgowej (Rysunek 1). Ta wszechstronna metoda może być łączona z różnymi technikami dostarczania leków w celu pomiaru reaktywności tętnic mózgowych in vivo.

Wykorzystanie okna czaszkowego do wizualizacji tętnicy środkowej mózgu podczas niedrożności tętnicy środkowej mózgu wywołanej endoteliną-1

Aby zrozumieć patofizjologię udaru, ważne jest korzystanie z wiarygodnych modeli. W artykule opisano jeden z najczęściej stosowanych modeli udaru u myszy, określany jako model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) (określany również jako model włókna śródświetlnego lub szewu) z reperfuzją.

Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

Prezentowany tutaj jest protokół wszczepienia przewlekłego okna czaszkowego do podłużnego obrazowania komórek mózgowych u obudzonych, skrępowanych głową myszy.

Implantacja okna czaszkowego w celu powtórzenia obrazowania in vivo u obudzonych myszy

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Protokół ten opisuje dwufazową metodę chirurgiczną mającą na celu stworzenie dużego, ponownie zamykalnego, oszczędzającego dura okno czaszkowe u myszy. Technika ta umożliwia przewlekłe, wielomodalne zapisy elektrofizjologiczne z rozproszonych, głębokich sieci mózgowych, takich jak Sieć Trybu Domyślnego, przez kilka tygodni.

Protokół chirurgiczny dla dużego, zamykalnego okna czaszkowego umożliwiającego podłużne, wielomodalne rejestrowanie elektrofizjologii sieci domyślnej myszy

Celem niniejszej pracy było ustalenie reprodukowalnej metody wykonywania kraniektomii z późniejszym trwałym, selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej u szczurów dla zastosowania w badaniach eksperymentalnych nad deficytami ruchowymi i przestrzenną pamięcią.

Selektywne i trwałe zatorowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów: eksperymentalne podejście do badania niedoborów motorycznych i przestrzennej pamięci

Poznaj metodę przygotowania bocznego okna czaszki z trwałą niedrożnością tętnicy środkowej mózgu u myszy. Technika ta umożliwia długoterminową obserwację zmian po udarze metodą mikroskopii in vivo.

Przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy

Przeglądaj więcej filmów