Name: Technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do OUN przez tętnicę szyjną wewnętrzną (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Naucz się techniki mikrochirurgicznej infuzji u myszy, która dostarcza substancje bezpośrednio do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną. Metoda minimalizuje urazy, zachowuje integralność sieci neuronowej i umożliwia osiągnięcie wysokich stężeń substancji w OUN.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować dr Lei Chen (Icahn School of Medicine at Mount Sinai, NY), która jako pierwsza wprowadziła zastosowanie tego modelu w naszym laboratorium, oraz dr Gretchen Wolff (Niemieckie Centrum Badań nad Rakiem, Heidelberg, Niemcy) za rozpowszechnienie tej techniki w naszym laboratorium. Wspierane częściowo przez HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 i NSC 2015/17/B/NZ7/02985.

Procedury związane z poniższym protokołem zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Miami (IACUC). Ponadto wszystkie procedury przeprowadzane są w placówkach zatwierdzonych przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC).
1. Przygotowanie myszy do operacji
<ol>
	<li>Znieczulić mysz izofluranem zmieszanym z tlenem, używając laboratoryjnego systemu znieczulającego. Używaj izofluranu przy ustawieniu między 4-5% i przepływie tlenu na poziomie 2 l/min w maszynie komercyjnej (patrz tabela materiałów). Przenieść zwierzę na powierzchnię operowaną pod mikroskopem stereoskopowym i podtrzymać znieczulenie za pomocą stożka nosowego (użyć izofrelanu przy ustawieniu 1,5 - 2,5 i przepływu tlenu na poziomie 2 l/min).
	<ol>
		<li>Upewnij się, że częstość oddechów myszy wynosi około 1-2 oddechów/s bez sapania. Ponadto upewnij się, że zwierzę nie wykazuje reakcji stymulacji wąsów i odruchu pedałowania (szczypania palców). Monitoruj częstość oddechów i wysiłek podczas operacji, co najmniej co 5 minut. Postępuj zgodnie z określonymi wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania oraz wytycznymi weterynaryjnymi dotyczącymi monitorowania znieczulenia gryzoni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nałóż kroplę lubrykantu okulistycznego na każde oko za pomocą sterylnego wacika, aby zapobiec wysuszeniu. Zaleca się podawanie leków przeciwzapalnych i przeciwbólowych w celu złagodzenia dyskomfortu.</li>
	<li>Gdy zwierzę leży na plecach, utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka nosowego.</li>
	<li>Oczyść obszar szyi zwierzęcia, przecierając go trzykrotnie etanolem 70% i chlorheksydyną. Ogol obszar operacyjny zwierzęcia za pomocą brzytwy (szczegóły poniżej).</li>
</ol>
2. Rozwarstwienie tętnicy szyjnej wspólnej (CCA)
<ol>
	<li>Całą procedurę mikrochirurgii należy wykonać pod mikroskopem stereoskopowym. Za pomocą nożyczek chirurgicznych i kleszczy wykonaj płytkie nacięcie w linii środkowej szyi, od góry mostka do poniżej żuchwy (około 3 do 4 cm).</li>
	<li>Za pomocą kleszczy ostrożnie oddziel tkankę tłuszczową i łączną, aby odsłonić tchawicę.</li>
	<li>Umieść poduszkę (okrągły przedmiot o średnicy około 0,5 cm) z tyłu szyi myszy, aby przedłużyć szyję, dodatkowo odsłaniając obszar.</li>
	<li>Oddziel tkankę za pomocą zwijacza tkanki lub haczyków.</li>
	<li>Po lewej stronie tchawicy zwierzęcia ostrożnie rozsuń tkankę łączną, aby odsłonić lewe CCA.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy ostrożnie usuń całą tkankę łączną, aby odsłonić rozwidlenie CCA i początek tętnic szyjnych zewnętrznych, jak i wewnętrznych.</li>
</ol>
3. Przygotowanie CCA do infuzji substancji
<ol>
	<li>Wprowadzić dwa segmenty nici nylonowej (około 1 cm każdy) pod tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Umieść stały węzeł w najwyższym możliwym punkcie ETO.</li>
	<li>W najniższym możliwym punkcie ECA, bezpośrednio nad rozwidleniem CCA, umieść rozsuwany węzeł. Ten węzeł powinien być luźny w porównaniu z górnym węzłem.</li>
	<li>Zamknij CCA za pomocą zacisku do naczynia, w najniższym możliwym punkcie.</li>
	<li>Zamknij tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) za pomocą zacisku do naczynia.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek sprężynowych do mikrodysekcji wykonaj małe nacięcie w ECA (około 2 mm), między dwoma węzłami.</li>
</ol>
4. Infuzja substancji za pomocą ICA
<ol>
	<li>Zmontuj system infuzyjny. Podłącz 6 cali rurki kapilarnej (idealne wymiary: 2,5 mm x 1,2 mm) do strzykawki tuberkulinowej zawierającej 250 μl substancji, która ma być podawana (między innymi leki, patogeny, pęcherzyki zewnątrzkomórkowe) i delikatnie włóż końcówkę kapilary do nacięcia wykonanego w kroku 3.6.</li>
	<li>Kontynuuj przesuwanie się w dół kapilary, aż osiągnie punkt środkowy między rozwidleniem a zaciskiem zamykającym CCA.</li>
	<li>Zawiąż dolny węzeł ECA. Sprawdź, czy węzeł jest wystarczająco luźny, aby zapewnić płynność kapilarną i wystarczająco szczelny, aby zapobiec wyciekowi.</li>
	<li>Usuń klips z ICA.</li>
	<li>Delikatnie docisnąć tłok strzykawki, umożliwiając infuzję substancji w tempie około 10 μl na sekundę.</li>
</ol>
5. Procedury po infuzji
<ol>
	<li>Umieść klips z powrotem na ICA.</li>
	<li>Delikatnie wyjmij rurkę kapilarną.</li>
	<li>Całkowicie zwiąż dolny węzeł ECA.</li>
	<li>Usuń klipy z ICA i CCA.</li>
</ol>
6. Zamykanie nacięć i opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Usuń retraktor lub haczyki na chusteczki i poduszkę.</li>
	<li>Oczyść obszar szwu za pomocą sterylnej soli fizjologicznej.</li>
	<li>Zamknij nacięcie za pomocą nylonowego szwu/igły i kleszczy.</li>
	<li>Podawaj leki przeciwzapalne i przeciwbólowe, aby złagodzić dyskomfort pooperacyjny.</li>
	<li>Umieść zwierzę w klatce umieszczonej na poduszce grzewczej na co najmniej 1 godzinę i monitoruj powrót do zdrowia.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vessel+microport+technique+for+applications+in+cerebrovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research.</a> J Neurosci Res. 87 (7), 1718-1727 (2009).</li>
<li>Frisella, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+recombinant+adeno-associated+virus+improves+cognitive+function+in+a+murine+model+of+mucopolysaccharidosis+type+VII%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of recombinant adeno-associated virus improves cognitive function in a murine model of mucopolysaccharidosis type VII.</a> Mol Ther. 3 (3), 351-358 (2001).</li>
<li>Wei, L., Erinjeri, J. P., Rovainen, C. M., Woolsey, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collateral+growth+and+angiogenesis+around+cortical+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Collateral growth and angiogenesis around cortical stroke.</a> Stroke. 32 (9), 2179-2184 (2001).</li>
<li>Wu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+delivery+of+methotrexate+to+epidermal+growth+factor+receptor-positive+brain+tumors+by+means+of+cetuximab+%28IMC-C225%29+dendrimer+bioconjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cancer+Ther%22%5BJournal%5D)">Targeted delivery of methotrexate to epidermal growth factor receptor-positive brain tumors by means of cetuximab (IMC-C225) dendrimer bioconjugates.</a> Mol Cancer Ther. 5 (1), 52-59 (2006).</li>
<li>Pignataro, G., Studer, F. E., Wilz, A., Simon, R. P., Boison, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotection+in+ischemic+mouse+brain+induced+by+stem+cell-derived+brain+implants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Neuroprotection in ischemic mouse brain induced by stem cell-derived brain implants.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 27 (5), 919-927 (2007).</li>
<li>Sugiyama, Y., Kusuhara, H., Suzuki, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetic+and+biochemical+analysis+of+carrier-mediated+efflux+of+drugs+through+the+blood-brain+and+blood-cerebrospinal+fluid+barriers%3A+importance+in+the+drug+delivery+to+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Kinetic and biochemical analysis of carrier-mediated efflux of drugs through the blood-brain and blood-cerebrospinal fluid barriers: importance in the drug delivery to the brain.</a> J Control Release. 62 (1-2), 179-186 (1999).</li>
<li>Pardridge, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+and+gene+delivery+to+the+brain%3A+the+vascular+route%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Drug and gene delivery to the brain: the vascular route.</a> Neuron. 36 (4), 555-558 (2002).</li>
<li>Vantyghem, S. A., Postenka, C. O., Chambers, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estrous+cycle+influences+organ-specific+metastasis+of+B16F10+melanoma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Estrous cycle influences organ-specific metastasis of B16F10 melanoma cells.</a> Cancer Res. 63 (16), 4763-4765 (2003).</li>
<li>Huang, R. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+delivery+targeted+to+the+brain+using+a+transferrin-conjugated+polyethyleneglycol-modified+polyamidoamine+dendrimer%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Efficient gene delivery targeted to the brain using a transferrin-conjugated polyethyleneglycol-modified polyamidoamine dendrimer.</a> FASEB J. 21 (4), 1117-1125 (2007).</li>
<li>Liu, R., Martuza, R. L., Rabkin, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracarotid+delivery+of+oncolytic+HSV+vector+G47Delta+to+metastatic+breast+cancer+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Intracarotid delivery of oncolytic HSV vector G47Delta to metastatic breast cancer in the brain.</a> Gene Ther. 12 (8), 647-654 (2005).</li>
<li>Kumar, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transvascular+delivery+of+small+interfering+RNA+to+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Transvascular delivery of small interfering RNA to the central nervous system.</a> Nature. 448 (7149), 39-43 (2007).</li>
<li>Wrobel, J. K., Wolff, G., Xiao, R., Power, R. F., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+Selenium+Supplementation+Modulates+Growth+of+Brain+Metastatic+Tumors+and+Changes+the+Expression+of+Adhesion+Molecules+in+Brain+Microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Trace+Elem+Res%22%5BJournal%5D)">Dietary Selenium Supplementation Modulates Growth of Brain Metastatic Tumors and Changes the Expression of Adhesion Molecules in Brain Microvessels.</a> Biol Trace Elem Res. , (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana tutaj mikrochirurgia infuzyjna okazała się bardzo skuteczna w dostarczaniu substancji egzogennych o różnych cechach biologicznych do OUN, zapobiegając niepożądanemu rozprzestrzenianiu się po całym organizmie 1,12. Przerwanie bariery krew-mózg jest patologiczną cechą wielu chorób związanych z OUN; Dlatego ocena związku substancji egzogennych z barierą krew-mózg ma ogromne znaczenie i zainteresowanie.
Przedstawiony model chirurgi...

Modele in vivo chorób ośrodkowego układu nerwowego (OUN) wymagają skutecznego dostarczania do mózgu substancji egzogennych, takich jak leki, patogeny czy egzosomy. Dlatego idealna metoda dostarczania powinna powodować minimalny uraz u zwierzęcia, zachowywać integralność sieci neuronalnej i osiągać wysokie stężenia substancji w mózgu 1.
Opisano kilka metod chirurgicznego dostarczania substancji miejscowych, w tym iniekcji doosłonkowych, domózgowych i dokomorowych lub implantów 2,3,4,5. Podejścia te są jednak uważane za traumatyczne dla OUN i pozwalają na podawanie tylko niewielkich ilości substancji będącej przedmiotem zainteresowania. Ponadto zasugerowano, że substancje egzogenne mogą być szybko usuwane przez płyn mózgowo-rdzeniowy 6, a przy zastosowaniu wyżej wymienionych technik zaobserwowano niski zakres penetracji do miąższu mózgu 7 gdy stosowane są wyżej wymienione techniki. Metody dostarczania ogólnoustrojowego, takie jak droga doustna, płucna, podskórna i dożylna, są częściej stosowane w modelach zwierzęcych, chociaż wykazują niską skuteczność w dostarczaniu substancji do OUN, ze względu na wychwyt przez inne narządy 8,9. W związku z tym te drogi dostarczania wymagają zwiększonych dawek podawanych substancji, co zwiększa ryzyko wystąpienia skutków ubocznych i toksyczności 10,11.
Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgii infuzji u myszy, która skutecznie dostarcza substancje bezpośrednio do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną. Oprócz ukierunkowania na dostarczanie do OUN, technika ta nie omija normalnych barier fizjologicznych i dlatego jest bardzo istotna dla procesów biologicznych zaangażowanych w przechodzenie leków lub patogenów do mózgu.

<table><tbody><tr><td>Przyrząd anestezjologiczny</td><td>Vetequip</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Fine Science Tool</td><td>14558-09</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze chirurgiczne z prostą końcówką</td><td>Fine Science Tool</td><td>00108-11</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze chirurgiczne z końcówką kątową</td><td>Fine Science Tool</td><td>00109-11</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Nylonowy szew</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 104</td><td></td></tr><tr><td>Rurka kapilarna (Micro-Renathane 0,010" x 0,005" na stopę)&nbsp;</td><td>Braintree Scientific</td><td>MRE01050</td><td></td></tr><tr><td>Szew zamykający</td><td>VWR</td><td>95057-036</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu</td><td>Isoflurane</td> Piramal <td></td> FisherScientific 50-121-8005 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do oun przez tętnicę szyjną wewnętrzną

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Zwierzęce modele chorób ośrodkowego układu nerwowego (OUN), a co za tym idzie, chorób zaburzających barierę krew-mózg, wymagają dostarczania substancji egzogennych do mózgu. Te substancje egzogenne mogą wywoływać szkodliwe skutki lub stanowić strategię terapeutyczną. Najczęstsze metody dostarczania substancji egzogennych do mózgu opierają się na dostarczaniu ogólnoustrojowym, takim jak droga podskórna lub dożylna. Chociaż są powszechnie stosowane, podejścia te mają kilka ograniczeń, w tym niską skuteczność dostarczania do mózgu. Natomiast metody chirurgiczne, które miejscowo dostarczają substancje do OUN, są bardziej specyficzne i zapobiegają wychwytywaniu substancji egzogennych przez inne narządy. Dostępnych jest kilka metod chirurgicznych dostarczania do OUN; Jednak zwykle są one bardzo traumatyczne. W tym miejscu opisujemy technikę mikrochirurgii infuzji u myszy, która skutecznie dostarcza substancje do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną, przy minimalnym urazie i bez zakłóceń w normalnej funkcjonalności OUN.

Opisana tutaj technika mikrochirurgicznej infuzji u myszy jest bardzo wszechstronna i była wykorzystywana do podawania różnych substancji bezpośrednio do mózgu, w tym do wprowadzania komórek nowotworowych w reprezentacyjnym modelu tworzenia przerzutów do mózgu 1,12.
Technika ta nadaje się również do oceny aspektów patologicznych różnych patogenów w OUN. W modelu zakażeni...

Obecny protokół opisuje technikę infuzji mikrochirurgicznej u myszy, która skutecznie dostarcza substancje bezpośrednio do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną.

Technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do OUN przez tętnicę szyjną wewnętrzną

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Ogólnym celem tej techniki chirurgicznej jest dostarczenie substancji egzogennych do mózgu myszy bez penetracji czaszki. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w neurobiologii dotyczące działania leków, patogenów i egzosomów w mózgu. Główną zaletą tej techniki jest to, że powoduje minimalny uraz u zwierzęcia, zachowuje integralność sieci neuronalnej i osiąga wysokie stężenia substancji w mózgu.Zacznij od podania izofluranu zmieszanego z tlenem w celu znieczulenia myszy w komorze indukcyjnej. Po indukcji znieczulenia przenieś zwierzę na powierzchnię chirurgiczną pod mikroskopem stereoskopowym i umieść stożek nosowy, aby utrzymać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Upewnij się, że częstość oddechów wynosi około jednego do dwóch oddechów na sekundę bez sapania.Ponadto upewnij się, że zwierzę nie reaguje na stymulację wąsów lub szczypanie palca u nogi. Użyj sterylnego wacika, aby nałożyć kroplę lubrykantu okulistycznego na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu. Po ogoleniu miejsca operowanego maszynką do golenia, przygotuj obszar za pomocą 70% etanolu i chlorheksydyny.Patrząc przez mikroskop stereoskopowy, użyj nożyczek chirurgicznych i kleszczy, aby utworzyć nacięcie w linii środkowej szyi od góry mostka do poniżej szczęki. Użyj kleszczy, aby ostrożnie oddzielić tkankę tłuszczową i łączną, aby odsłonić tchawicę. Następnie umieść miękki, okrągły przedmiot o średnicy około pięciu centymetrów pod tyłem szyi, aby przedłużyć szyję i jeszcze bardziej odsłonić obszar.Następnie oddziel tkankę wokół tchawicy za pomocą haczyków lub zwijacza tkankowego. Po lewej stronie tchawicy ostrożnie rozsuń tkankę łączną, aby odsłonić lewą tętnicę szyjną wspólną lub CCA. Za pomocą kleszczy ostrożnie usuń całą tkankę łączną, aby odsłonić rozwidlenie CCA na początku zarówno zewnętrznych, jak i wewnętrznych tętnic szyjnych.Po odsłonięciu ECA i ICA należy za pomocą kleszczy umieścić segment jednocentymetrowego szwu nylonowego pod tętnicą szyjną zewnętrzną. Następnie umieść drugi jednocentymetrowy segment. Następnie zawiąż stały węzeł w najwyższym możliwym punkcie ETO.W najniższym możliwym punkcie ECA, bezpośrednio nad rozwidleniem CCA, zawiąż luźniejszy, rozpinany węzeł. Następnie użyj zacisków do naczyń, aby zamknąć CCA w najniższym możliwym punkcie i zamknąć ICA. Prawidłowe zamknięcie tętnicy szyjnej wewnętrznej przed wykonaniem małego nacięcia w tętnicy szyjnej zewnętrznej zapobiegnie krwawieniu.Teraz, za pomocą nożyczek sprężynowych do mikrodysekcji, wykonaj dwumilimetrowe nacięcie w ECA między dwoma węzłami. Ważne jest, aby nacięcia były małe, ponieważ duże nacięcie spowoduje wyciek substancji, która ma być podawana. Zmontuj system infuzyjny, podłączając sześć cali rurki kapilarnej do strzykawki tuberkulinowej zawierającej 250 mikrolitrów substancji, która ma być podawana.Następnie delikatnie wsunąć końcówkę rurki kapilarnej w nacięcie w ECA. Kontynuuj przesuwanie końcówki, aż osiągnie połowę odległości między rozwidleniem a klipsem na CCA. Zawiąż dolny węzeł ECA.Sprawdź, czy węzeł jest wystarczająco luźny, aby umożliwić płynność kapilarną i wystarczająco szczelny, aby zapobiec przeciekaniu. Następnie wyjmij klips z ICA. Delikatnie docisnąć tłok strzykawki, umożliwiając infuzję substancji z prędkością około 10 mikrolitrów na sekundę.Po infuzji substancji badanej umieścić klips z powrotem na ICA. Delikatnie wyjmij rurkę kapilarną. Następnie całkowicie zwiąż dolny węzeł ECA.Usuń zacisk z ICA i CCA. Następnie zdejmij retraktor lub haczyki na chusteczki i poduszkę. Oczyść obszar, który ma być zszyty, sterylnym roztworem soli fizjologicznej, a następnie zamknij nacięcie za pomocą nylonowych szwów.Po podaniu zatwierdzonego środka przeciwzapalnego i przeciwbólowego w celu złagodzenia dyskomfortu pooperacyjnego, umieść zwierzę w klatce na poduszce grzewczej na co najmniej godzinę i monitoruj powrót do zdrowia. Ten histogram pokazuje wykrywanie HIV za pomocą PCR w czasie rzeczywistym siedem dni po infuzji wirusa przez lewą tętnicę szyjną wewnętrzną. Zgodnie z oczekiwaniami, poziom wirusa jest wyższy w lewej półkuli.Ten obraz immunofluorescencyjny pokazuje fragment mózgu myszy przedstawiający znacznik GFP CD63, marker egzosomu, po infuzji pęcherzyków zewnątrzkomórkowych przez tętnicę szyjną wewnętrzną. Pęcherzyki zewnątrzkomórkowe wyrażające CD63, pokazane na zielono, są związane z mikronaczyniem mózgowym myszy. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w 20 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo.Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się chorobami neurodegeneracyjnymi do badania interakcji leków, patogenów i egzosomów u myszy.

mouse-microsurgery-infusion-technique-for-targeted-substance-delivery

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Wraz z ewolucją i wzrostem zaawansowania badań w dziedzinie neuronauki, analiza struktur i obwodów mózgowych wymaga coraz większej dokładności i wyższej rozdzielczości. Opracowaliśmy metodę przygotowania i implantacji przewlekłego systemu infuzyjnego w mózgu, wykorzystującą borokrzemianową mikrokanulę o średnicy końcówki wynoszącej 50 mikronów.

Konstrukcja i implantacja systemu mikroinfuzyjnego do przedłużonego podawania czynników neuroaktywnych.

Źródło: Zamboni, M., et al., Indukcja modyfikacji komórek opon mózgowo-rdzeniowych poprzez wstrzyknięcie do wnętrzełka. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje procedurę dostarczania induktora leku do cisterna magna znieczulonej myszy. Wstrzyknięcie selektywnie indukuje ekspresję markerów fluorescencyjnych w komórkach powierzchni mózgu dostępnych za pośrednictwem płynu mózgowo-rdzeniowego, co potwierdza obrazowanie fluorescencyjne.

Celowane dostarczanie leków w modelu mysim za pomocą iniekcji Cisterna Magna

Źródło: Lim, M., et al. Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej. J. Vis. Exp. (2022)W tym filmie znieczulona mysz przechodzi zabieg chirurgiczny, w którym komórki rakowe są wstrzykiwane do wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), aby ułatwić celowe dostarczanie do mózgu. Procedura polega na precyzyjnym zszywaniu i manipulowaniu tętnicami szyjnymi w celu skierowania wstrzykniętych komórek w kierunku tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA), co z...

Modelowanie przerzutów guza mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Źródło: Leda, A. R., et al. Technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do OUN przez tętnicę szyjną wewnętrzną. J. Vis. Exp. (2017)Ten film przedstawia procedurę mikrochirurgiczną mającą na celu ułatwienie celowanej infuzji substancji badanej do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA). Zabieg polega na precyzyjnym szyciu i manipulacji naczyniami krwionośnymi w celu czasowego ograniczenia przepływu krwi, zapewniając kontrolowane dostarczanie. Rurka...

Celowane dostarczanie substancji do mózgu myszy poprzez infuzję do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Zakłócenie bariery krew-mózg pomaga w dostarczaniu niektórych leków do mózgu. Mannitol podawany dotętniczo obkurcza komórki otaczające naczynia krwionośne w celu fizycznego przerwania bariery.

Szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych

Przerzuty do mózgu stały się pilną, niezaspokojoną potrzebą medyczną, ponieważ częstość ich występowania wzrosła, podczas gdy opcje terapeutyczne pozostały paliatywne. Tworzenie eksperymentalnych modeli zwierzęcych przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej ułatwia badania mechanistyczne biologii choroby i ocenę nowych schematów interwencji.

Wstrzyknięcie komórek raka tętnicy szyjnej w celu wytworzenia mysich modeli przerzutów do mózgu

Zgłaszana jest metoda dostarczania nerwowych komórek macierzystych, przystosowanych do wstrzykiwania roztworów lub zawiesin, przez wspólną tętnicę szyjną (mysz) lub tętnicę szyjną zewnętrzną (szczur) po udarze niedokrwiennym. Wstrzyknięte komórki są szeroko rozmieszczone w miąższu mózgu i można je wykryć do 30 dni po porodzie.

Dotętnicze dostarczanie nerwowych komórek macierzystych do mózgu szczura i myszy: zastosowanie do niedokrwienia mózgu

Przerzuty do mózgu są przyczyną ciężkiej zachorowalności i śmiertelności u pacjentów z rakiem. Większość mysich modeli przerzutów do mózgu jest skomplikowana przez przerzuty ogólnoustrojowe, mylące analizę śmiertelności i wyników interwencji terapeutycznej. Przedstawiono tutaj protokół wewnętrznego wstrzykiwania komórek rakowych do tętnicy szyjnej, który wytwarza spójne guzy wewnątrzczaszkowe z minimalnymi guzami ogólnoustrojowymi.

Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Naprawa tętnicy wewnątrzszyjnej w modelu mysim po wstrzyknięciu przywraca przepływ krwi do tętnicy bez negatywnego wpływu na dystrybucję wstrzykniętego materiału. Naprawa miejsca wstrzyknięcia ułatwia kolejne wstrzyknięcia przez tę samą tętnicę i zapobiega niedokrwieniu mózgu u szczepów myszy, które nie mają pełnego koła Willisa.

Ułatwienie powtórnych iniekcji do tętnicy szyjnej w modelach mysich za pomocą nowatorskiej techniki naprawy miejsca wstrzyknięcia

W tym miejscu przedstawiamy protokół oceny funkcji komórek odpornościowych po udarze niedokrwiennym za pomocą analizy cytometrii przepływowej w modelu mini-udaru. Metoda ta umożliwia szczegółowe badanie interakcji neuroimmunologicznych i może być zaadaptowana do badania innych chorób neurodegeneracyjnych, pogłębiając naszą wiedzę na temat odpowiedzi immunologicznych w patologii udaru.

Izolacja i cytometryczna ocena interakcji neuroimmunologicznych w mysim modelu mini-udaru

Naucz się techniki mikrochirurgicznej infuzji u myszy, która dostarcza substancje bezpośrednio do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną. Metoda minimalizuje urazy, zachowuje integralność sieci neuronowej i umożliwia osiągnięcie wysokich stężeń substancji w OUN.

Technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do OUN przez tętnicę szyjną wewnętrzną

Przeglądaj więcej filmów