Name: Model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-02T10:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 31 s
Description: Poznaj minimalnie inwazyjną metodę zwężenia aorty brzusznej u szczurów, która indukuje przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów niewydolności serca i identyfikację nowych celów terapeutycznych w nadciśnieniowej chorobie serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca autorów została wsparta grantem z Ministerstwa Nauki i Technologii (MOST 103-2320-B-002-068-MY2), Narodowego Instytutu Badań nad Zdrowiem (NHRI-EX104-10418SC) oraz Narodowego Uniwersytetu Tajwańskiego (NTU 104R4000).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych, opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Protokół ten został zatwierdzony i zgodny z wytycznymi określonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Narodowym Uniwersytecie Tajwańskim.
1. Chirurgia zwierząt
<ol>
	<li>Przygotować igłę do strzykawki o strzykawce 22 G, stępiając końcówkę igły na kamieniu do honowania. Za pomocą szczypiec nakręć igłę pod kątem prostym.</li>
	<li>Przed zabiegiem należy przygotować wymagane narzędzia i materiały chirurgiczne, a także klatkę rekonwalescencji. Przed użyciem należy sterylizować w autoklawie wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne.</li>
	<li>Utrzymuj szczury przy wadze około 200 g i utrzymuj je w 12-godzinnych cyklach światła/ciemności w kontrolowanej temperaturze (21 ± 2 °C) ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Uwzględnij co najmniej 6 szczurów w każdej grupie. Znieczulić szczury pentobarbitalem (75 mg/kg w 0,5 ml, i.p.) lub innym odpowiednim środkiem znieczulającym. Potwierdź głębokość znieczulenia, badając odruch ogonowy. 
	UWAGA: Brak odruchu ogonowego jest wskaźnikiem odpowiedniego znieczulenia.</li>
	<li>Umieść szczura w pozycji leżącej na plecach na platformie operacyjnej z poduszką grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała. Ogol okolice brzucha szczura maszynką do strzyżenia włosów zwierzęcych i balsamem do depilacji, aby uniknąć zanieczyszczeń chirurgicznych. Przed zabiegiem wyszoruj gładko ogolony brzuch betadyną lub innym odczynnikiem oczyszczającym. 
	UWAGA: Ważne jest, aby przez cały czas trwania zabiegu utrzymywać sterylne pole.</li>
	<li>Wykonaj 2 cm nacięcie wzdłuż linii środkowej brzucha za pomocą skalpela. Używając zwykłej soli fizjologicznej, utrzymuj narząd jamy brzusznej wilgotny podczas operacji. Ostrożnie przesuń narządy trawienne na bok za pomocą wacików, aby odsłonić żyłę główną dolną, która leży w tylnej okolicy otrzewnej. Zidentyfikuj aortę brzuszną, która leży naprzeciwko i zwykle po lewej stronie żyły głównej dolnej. 
	UWAGA: Aorta brzuszna to naczynie, które pulsuje w rytm tętna.</li>
	<li>Przebij otrzewną kleszczami, aby odsłonić naczynia znajdujące się pod spodem. Delikatnie odizoluj aortę brzuszną przylegającą do tętnic nerkowych i przełóż jedwabny szew 4-0 o długości 8 cm pod aortą brzuszną między początkiem prawej i lewej tętnicy nerkowej.</li>
	<li>Wykonaj luźny podwójny węzeł ze szwem; pozostaw pętlę o średnicy 3 mm i umieść i zgiętą igłę 22 G wewnątrz pętli. Zaciśnij węzeł wokół aorty i igły, a następnie natychmiast wyjmij igłę, aby uzyskać zwężenie o średnicy 0,7 mm.</li>
	<li>Zamknij jamę brzuszną wchłanialnym materiałem szwowym 6-0. Zszyj nacięcia mięśni lub skóry za pomocą prostych szwów przerywanych. Aby zapobiec infekcji, wyszoruj miejsce operacji nalewką jodową.</li>
	<li>Uważnie obserwować zwierzę, aż odzyska wystarczającą przytomność, na co wskazuje swobodny ruch i przyjmowanie pokarmu. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Aby zapobiec bólowi pooperacyjnemu, należy leczyć szczura paracetamolem (300 mg/kg w 0,5 ml, i.p.). 
	UWAGA: Użytkownicy powinni podawać leki przeciwbólowe zgodnie z zasadami instytucji.</li>
</ol>
2. Pobieranie próbek tkanek i krwi
<ol>
	<li>Po 10 tygodniach od operacji zważ szczura i znieczul go pentobarbitalem (75 mg/kg w 0,5 ml, i.p.). Przed zabiegiem potwierdź głębokość znieczulenia, badając jego odruch ogonowy. Umieść szczura na metalowej tacy.</li>
	<li>Wykonaj 2 cm nacięcie wzdłuż linii środkowej szyi za pomocą skalpela. Ostrożnie przemieszcz mięśnie kleszczami, aby odsłonić tchawicę. Obserwuj uważnie, aby zidentyfikować tętnice szyjne, które są równoległe do tchawicy i pulsują w rytm tętna.</li>
	<li>Pobrać krew z tętnicy szyjnej do probówki do pobierania krwi pokrytej EDTA. Natychmiast odwirować krew przez 15 minut przy 2 000 x g i zebrać osocze. Przechowywać osocze krwi w temperaturze -80 °C do czasu, gdy będzie ono potrzebne.</li>
	<li>Wykonaj 5 cm nacięcie w okolicy klatki piersiowej, wokół linii środkowej wyrostka ksylowego. Przebij membranę ostrymi kleszczami. Za pomocą nożyczek przetnij i usuń klatkę piersiową wzdłuż linii środkowej obojczyka po obu stronach, aby odsłonić serce. Ostrożnie wytnij serce wzdłuż granic serca i naczyń krwionośnych. Delikatnie wyjmij serce, nie chwytając za chusteczkę.</li>
	<li>Zamontuj serce na zmodyfikowanym aparacie perfuzyjnym Langendorffa, przywiązując pień aorty do igły perfuzyjnej. Perfuzja serca za pomocą buforu Krebsa (zawierającego 110 mM NaCl, 2,6 mM KCl, 1,2 mM KH2PO4, 1,2 mM MgSO4, 25 mMNaHCO3 i 11 mM glukozy [pH 7,4]) w celu wypłukania krwi. Zważ serce i oblicz stosunek masy serca do masy ciała. Napraw serce za pomocą 4% paraformaldehydu na lodzie. Pamiętaj o noszeniu maski, ponieważ opary paraformaldehydu są toksyczne.</li>
</ol>
3. Kwantyfikacja zwłóknienia tkanek
<ol>
	<li>Umieść tkankę serca utrwaloną paraformaldehydem na urządzeniu do cięcia tkanek i wytnij odcinki o grubości 2 mm. Umieść skrawki tkanki w kasecie do zatapiania. Odwodnić tkankę poprzez serię stopniowanych kąpieli alkoholowych (50%, 75%, 95% i 100% przez 1 godzinę każda).</li>
	<li>Naciekać tkankę ksylenem przez 1 godzinę, a na koniec w wosku przez 1 godzinę. Umieść naciekaną tkankę w kasecie do zatapiania i zatapiaj woskiem parafinowym. Przechowuj osadzone tkanki w blokach parafinowych w temperaturze pokojowej do czasu mikrotomizacji.</li>
	<li>Pokrój osadzoną tkankę na odcinki o grubości 4 μm. Umieścić sekcje w łaźni wodnej o temperaturze 45 °C. Zanurz szkiełko szklane w łaźni wodnej pod kątem i stopniowo zbliżaj się do krawędzi sekcji parafinowej, aby umożliwić częściowe przymocowanie do szkiełka.</li>
	<li>Przesuwaj szkiełko do wanny i z powrotem, aby usunąć potencjalne kieszenie powietrzne pod sekcją tkankową i ułatwić lepsze mocowanie. Suszyć szkiełka w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę i przechowywać je w temperaturze pokojowej do barwienia histologicznego.</li>
	<li>Włóż zjeżdżalnię do zbiornika. Odparafinować szkiełko ksylenem przez 30 minut i ponownie uwodnić je w kolejno rozcieńczonym alkoholu (95%, 75% i 50% przez 3 minuty), a na koniec w wodzie destylowanej. Użyj odpowiedniego roztworu czerwieni Picrosirius, aby całkowicie pokryć skrawki tkanki na 1 godzinę. Przepłukać szkiełka w 0,5% roztworze kwasu octowego na dwie przemiany, a następnie wykonać dwa płukania w bezalkoholowym roztworze.</li>
	<li>Wysuszyć szkiełko na powietrzu i zamontować szkiełko w żywicy syntetycznej z szkiełkiem nakrywkowym. Sfotografuj szkiełko w polu światła widzialnego. 
	UWAGA: Czerwony obszar na zdjęciu pokazuje czerwoną strefę dodatnią pikrosiriusa pod mikroskopem przy 200-krotnym powiększeniu. Oblicz procent czerwonej strefy dodatniej Picrosiriusa na całej powierzchni, która wskazuje na zakres zwłóknienia11.</li>
</ol>
4. Kwantyfikacja troponiny we krwi
<ol>
	<li>Określ ilościowo poziomy troponiny w osoczu za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA). Oznaczyć każdą próbkę w dwóch egzemplarzach. Załadować 50 μl osocza krwi i 50 μl koktajlu przeciwciał do odpowiednich studzienek. Uszczelnić płytkę i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej na wytrząsarce płytek z prędkością 400 obr./min. 
	UWAGA: Troponina sercowa w osoczu jest markerem uszkodzenia serca.</li>
	<li>Odessać ciecz i trzykrotnie przemyć każdą studzienkę 250 μl buforu do płukania. Po ostatnim praniu odwróć talerz i osusz go czystymi ręcznikami papierowymi, aby usunąć nadmiar płynu.</li>
	<li>Dodać 100 μl substratu tetrametylobenzydyny do każdego dołka i inkubować przez 10 minut w ciemności na wytrząsarce płytkowej z prędkością 400 obr./min. Do każdej studzienki dodać 100 μl roztworu zatrzymującego. Potrząsaj płytką na wytrząsarce przez 1 minutę, aby wymieszać. Zapisz gęstość optyczną (OD) przy 450 nm. 
	UWAGA: Stężenie troponiny jest proporcjonalne do wartości OD.</li>
</ol>

<ol><li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+heart+failure%3A+a+scientific+statement+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models of heart failure: a scientific statement from the American Heart Association.</a> Circ Res. 111, 131-150 (2012).</li>
<li>Towbin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inherited+cardiomyopathies%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+J%22%5BJournal%5D)">Inherited cardiomyopathies.</a> Circ J. 78, 2347-2356 (2014).</li>
<li>Breckenridge, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+failure+and+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Heart failure and mouse models.</a> Dis Model Mech. 3, 138-143 (2010).</li>
<li>van Bilsen, M., van Nieuwenhoven, F. A., van der Vusse, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+remodelling+of+the+failing+heart%3A+beneficial+or+detrimental%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Metabolic remodelling of the failing heart: beneficial or detrimental?</a> Cardiovasc Res. 81, 420-428 (2009).</li>
<li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%3A+development+of+novel+therapies%2C+past+and+present%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present.</a> Circ Heart Fail. 2, 138-144 (2009).</li>
<li>Gu, W. L., Chen, C. X., Huang, X. Y., Gao, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+angoroside+C+on+pressure+overload-induced+ventricular+remodeling+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Phytomedicine%22%5BJournal%5D)">The effect of angoroside C on pressure overload-induced ventricular remodeling in rats.</a> Phytomedicine. 22, 705-712 (2015).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alteration+of+cardiac+ACE2%2FMas+expression+and+cardiac+remodelling+in+rats+with+aortic+constriction%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Alteration of cardiac ACE2/Mas expression and cardiac remodelling in rats with aortic constriction.</a> Chin J Physiol. 57, 335-342 (2014).</li>
<li>Tardif, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nestin+upregulation+characterizes+vascular+remodeling+secondary+to+hypertension+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Nestin upregulation characterizes vascular remodeling secondary to hypertension in the rat.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308, H1265-H1274 (2015).</li>
<li>Li, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myeloid+mineralocorticoid+receptor+deficiency+inhibits+aortic+constriction-induced+cardiac+hypertrophy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Myeloid mineralocorticoid receptor deficiency inhibits aortic constriction-induced cardiac hypertrophy in mice.</a> PLoS One. 9, e110950(2014).</li>
<li>Ku, H. C., Su, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DPP4+deficiency+preserved+cardiac+function+in+abdominal+aortic+banding+rats%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">DPP4 deficiency preserved cardiac function in abdominal aortic banding rats.</a> PLoS One. 9, e85634(2014).</li>
<li>Lee, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caffeic+acid+ethanolamide+prevents+cardiac+dysfunction+through+sirtuin+dependent+cardiac+bioenergetics+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Sci%22%5BJournal%5D)">Caffeic acid ethanolamide prevents cardiac dysfunction through sirtuin dependent cardiac bioenergetics preservation.</a> J Biomed Sci. 22, 80(2015).</li>
<li>Gs, A. K., Raj, B., Santhosh, K. S., Sanjay, G., Kartha, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ascending+aortic+constriction+in+rats+for+creation+of+pressure+overload+cardiac+hypertrophy+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Ascending aortic constriction in rats for creation of pressure overload cardiac hypertrophy model.</a> J Vis Exp. , e50983(2014).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+aortic+constriction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transverse aortic constriction in mice.</a> J Vis Exp. , e1729(2010).</li>
<li>Schaefer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+New+Animal+Model+for+Investigation+of+Mechanical+Unloading+in+Hypertrophic+and+Failing+Hearts%3A+Combination+of+Transverse+Aortic+Constriction+and+Heterotopic+Heart+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A New Animal Model for Investigation of Mechanical Unloading in Hypertrophic and Failing Hearts: Combination of Transverse Aortic Constriction and Heterotopic Heart Transplantation.</a> PLoS One. 11, e0148259(2016).</li>
<li>Rodriguez-Iturbe, B., Quiroz, Y., Kim, C. H., Vaziri, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypertension+induced+by+aortic+coarctation+above+the+renal+arteries+is+associated+with+immune+cell+infiltration+of+the+kidneys%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Hypertens%22%5BJournal%5D)">Hypertension induced by aortic coarctation above the renal arteries is associated with immune cell infiltration of the kidneys.</a> Am J Hypertens. 18, 1449-1456 (2005).</li>
<li>Ku, H. C., Lee, S. Y., Yang, K. C., Kuo, Y. H., Su, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+Caffeic+Acid+with+Pyrrolidine+Enhances+Antioxidant+Ability+by+Activating+AKT%2FHO-1+Pathway+in+Heart%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Modification of Caffeic Acid with Pyrrolidine Enhances Antioxidant Ability by Activating AKT/HO-1 Pathway in Heart.</a> PLoS One. 11, e0148545(2016).</li>
<li>Bovill, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+anesthesia+for+the+patient+with+left+ventricular+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Cardiothorac+Vasc+Anesth%22%5BJournal%5D)">Intravenous anesthesia for the patient with left ventricular dysfunction.</a> Semin Cardiothorac Vasc Anesth. 10, 43-48 (2006).</li>
<li>Inoko, M., Kihara, Y., Morii, I., Fujiwara, H., Sasayama, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transition+from+compensatory+hypertrophy+to+dilated%2C+failing+left+ventricles+in+Dahl+salt-sensitive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transition from compensatory hypertrophy to dilated, failing left ventricles in Dahl salt-sensitive rats.</a> Am J Physiol. 267, H2471-H2482 (1994).</li>
<li>Heyen, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural%2C+functional%2C+and+molecular+characterization+of+the+SHHF+model+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Structural, functional, and molecular characterization of the SHHF model of heart failure.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, H1775-H1784 (2002).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Choroba nadciśnieniowa serca, poważny problem zdrowotny, który w znacznym stopniu przyczynia się do zachorowalności i śmiertelności, może prowadzić do przerostu serca i niewydolności serca5. Patogeneza i progresja nadciśnieniowej choroby serca u ludzi jest złożona, dlatego odpowiedni model zwierzęcy ma kluczowe znaczenie dla zbadania mechanizmów leżących u podstaw i przetestowania nowych metod terapeutycznych, które mają na celu poprawę struktury i funkcji serca5. Model zwężenia aorty brzusznej, któ...

Niewydolność serca to złożony zespół kliniczny, którego objawy obejmują zmęczenie, duszność, nietolerancję wysiłku fizycznego i zatrzymanie płynów w tkankach obwodowych. Jest to główna przyczyna zgonów w krajach rozwiniętych1. Oprócz kardiomiopatii dziedzicznej spowodowanej mutacjami białek sarkomerowych lub kanałów jonowych2, dysfunkcja mięśnia sercowego może być spowodowana różnymi schorzeniami, w tym nadciśnieniem, chorobami zastawkowymi serca, otyłością i cukrzycą3. Zmiany w strukturze mięśnia sercowego, przewodnictwie elektrycznym i metabolizmie energetycznym prowadzą do niewystarczającej zdolności pompowania serca do zaspokojenia potrzeb krążenia, co ostatecznie prowadzi do niewydolności serca3,4. Badanie mechanizmów leżących u podstaw niewydolności serca ma zatem kluczowe znaczenie w dziedzinie badań sercowo-naczyniowych. Identyfikacja mechanizmów molekularnych prowadzących do progresji niewydolności serca może ostatecznie pomóc w odkryciu nowych celów terapeutycznych lub użytecznych biomarkerów1. Dlatego ważne jest, aby opracować modele zwierzęce z niewydolnością serca, które mają kluczowe cechy kliniczne z niewydolnością serca u ludzi5.
Przerost i przebudowa serca odgrywają kluczową rolę w rozwoju niewydolności serca. Nadciśnienie tętnicze serca jest kluczowym czynnikiem przyczyniającym się do przerostu mięśnia sercowego i nieadaptacyjnej przebudowy obserwowanej u ludzi1. Aby naśladować te ludzkie warunki, modele zwierzęce są często tworzone za pomocą procedur chirurgicznych. W szczególności aorta poprzeczna lub brzuszna może zostać zwężona w celu zwiększenia oporu wobec lewej komory, co ostatecznie prowadzi do przeciążenia ciśnienia w sercu. Zjawisko to zwykle prowadzi do przerostu mięśnia sercowego, fizjologicznej kompensacji kardiomiocytów w celu zaspokojenia funkcjonalnego zapotrzebowania układu sercowo-naczyniowego. Jednak zapotrzebowanie funkcjonalne przeważa nad normalnymi fizjologicznymi mechanizmami kompensacyjnymi, prowadząc do zwłóknienia serca i upośledzenia kurczliwości. Operacja poprzecznego zwężenia aorty (TAC) często obejmuje skomplikowane zabiegi, w tym torakotomię, wentylację mechaniczną oraz oddzielenie grasicy i tkanki tłuszczowej od łuku aorty. Natomiast zwężenie aorty brzusznej wymaga prostszych technik eksperymentalnych6-8. Aorta brzuszna, między lewą i prawą tętnicą nerkową, jest zwężona podczas operacji. Przerost i przebudowa mięśnia sercowego można zaobserwować kilka tygodni po operacji zwężenia aorty brzusznej6-8; Powodują one ciężką chorobę nadciśnieniową serca, podobną do tej generowanej przez chirurgię poprzecznego zwężenia aorty9,10. W tym miejscu opisujemy protokół przeprowadzania zwężenia aorty brzusznej u szczurów przy użyciu skutecznej, wysoce powtarzalnej i minimalnie inwazyjnej metody. Aorta brzuszna przylegająca do tętnic nerkowych jest zwężona pętlą o średnicy 0,72 mm utworzoną z nici jedwabnej 4-0. Dziesięć tygodni po operacji można zaobserwować przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Szczurzy model przerostu serca wywołanego zwężeniem aorty brzusznej stanowi platformę do badania mechanizmów choroby i patofizjologii, a także opracowywania potencjalnych środków terapeutycznych.

<table><tbody><tr><td>Igła do strzykawki 22 G&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; &nbsp; BD Nauki Biologiczne&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td>309572</tr><tr><td>probówki do pobierania krwi EDTA</td><td>&nbsp; &nbsp; BD Nauki Biologiczne&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td>REF365974</tr><tr><td>4-0 Szew jedwabny&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Sharpoint &handel; Produkty&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>DC-2515N</td><td></td></tr><tr><td>6-0 szew jedwabny&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Sharpoint &handel; Produkty&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>DC-2150N</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Sigma Aldrich&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td>1507002</tr><tr><td>Paraformaldehyd&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Sigma Aldrich&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td>441244</tr><tr><td>Paracetamol</td><td>Sigma Aldrich&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>A7085</td><td></td></tr><tr><td>Picrosirius czerwony roztwór&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Biblioteka&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>ab150681</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw troponiny sercowej&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; Biblioteka&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>ab200016</td><td></td></tr><tr><td>Imagequant</td><td>Dynamika molekularna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Langendorff&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; ADInstruments&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td><td></td>ML870B2</tr></tbody></table>

model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów

A Model of Cardiac Remodeling Through Constriction of the Abdominal Aorta in Rats

Niewydolność serca jest jedną z głównych przyczyn zgonów na całym świecie. Jest to złożony zespół klinicznyktóry obejmuje zmęczenie, duszność, nietolerancję wysiłku fizycznego i zatrzymywanie płynów. Zmiany w strukturze mięśnia sercowego, przewodnictwie elektrycznym i metabolizmie energetycznym rozwijają się wraz z niewydolnością serca, prowadząc do dysfunkcji skurczowych, zwiększonego ryzyka arytmii i nagłej śmierci. Nadciśnieniowa choroba serca jest jednym z kluczowych czynników przyczyniających się do przebudowy serca związanej z niewydolnością serca. Najczęściej stosowany model zwierzęcy naśladujący nadciśnieniową chorobę serca jest tworzony poprzez interwencje chirurgiczne, takie jak zwężenie aorty. Zwężenie aorty brzusznej jest przydatną techniką eksperymentalną do wywoływania przeciążenia ciśnieniowego, które prowadzi do niewydolności serca. Zabieg można łatwo przeprowadzić, bez konieczności otwierania klatki piersiowej lub wentylacji mechanicznej. Patologia serca wywołana zwężeniem aorty brzusznej postępuje stopniowo, co sprawia, że model ten jest istotny dla klinicznej nadciśnieniowej niewydolności serca. Uraz serca i przebudowę można zaobserwować po 10 tygodniach od zabiegu. Opisana tutaj metoda zapewnia proste i skuteczne podejście do stworzenia zwierzęcego modelu choroby serca z nadciśnieniem, który jest odpowiedni do badania mechanizmów choroby i testowania nowych metod terapeutycznych.

10 tygodni po operacji zwężenia aorty brzusznej przeanalizowano powstałą patologię serca. Histologię serca oceniono poprzez obliczenie stosunku masy serca do masy ciała oraz przez oznaczenie ilości kolagenu w sercu. Uszkodzenie serca potwierdzono poprzez pomiar stężenia troponiny sercowej w osoczu.
Jak pokazano na Rysunku 1A, po zabiegu zwężenia aorty brzusznej nastąpiło powiększenie serca, co potwierdzono wyższ...

Opisany jest szczurzy model zwężenia aorty brzusznej, który wywołuje przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Skuteczna, wysoce powtarzalna i minimalnie inwazyjna metoda jest stosowana w celu zapewnienia prostej, ale użytecznej platformy do badań nad przerostem i dysfunkcją mięśnia sercowego.

Model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów

Heart failure is one of the leading causes of death worldwide. It is a complex clinical syndromethat includes fatigue, dyspnea, exercise intolerance, and ...

Ogólnym celem procedury chirurgicznej jest stworzenie prostej platformy do badania przerostu, przebudowy i dysfunkcji mięśnia sercowego. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie sercowo-naczyniowej, takie jak mechanizmy sygnalizacyjne związane z przerostem i przebudową serca, a także w odkryciu nowych celów terapeutycznych w nadciśnieniowej chorobie serca.Główną zaletą tej techniki jest to, że jest to metoda małoinwazyjna, wymagająca bardzo prostych zabiegów chirurgicznych, a jednocześnie dająca wyniki o wysokiej powtarzalności. Zastosowanie tych technik ma znaczenie dla terapii nadciśnieniowej choroby serca, ponieważ zwężenie aorty brzusznej wywołuje przeciążenie ciśnieniowe, co w konsekwencji prowadzi do hipertrofii mięśnia sercowego, przebudowy oraz niewydolności serca.W celu rozpoczęcia należy przygotować igłę do strzykawki o rozmiarze 22 G, zaokrąglając jej czubek za pomocą kamienia ostrzącego. Następnie, używając szczypiec, należy zgiąć igłę pod kątem prostym. Należy przygotować niezbędne materiały chirurgiczne, w tym klatkę rekonwalescencyjną, oraz wysterylizować instrumenty chirurgiczne w autoklawie.Utrzymuj szczury o masie około 200 g, stosując 12-godzinne cykle światła i ciemności w kontrolowanej temperaturze, zapewniając swobodny dostęp do pożywienia i wody. Umieść szczura w pozycji grzbietnej na platformie chirurgicznej z matą grzewczą w celu utrzymania temperatury ciała. Całkowicie ogol obszar operacyjny, aby uniknąć zanieczyszczenia rany poprzez kontakt z futrem.Następnie, używając betadyny lub innego środka oczyszczającego, przemyj dokładnie ogoloną skórę brzucha. Potem, za pomocą skalpela, wykonaj dwucentymetrowe nacięcie wzdłuż linii środkowej brzucha. Następnie, używając soli fizjologicznej, zwilż organy jamy brzusznej i utrzymuj je w stanie wilgotnym podczas operacji.Za pomocą watowanych tamponów ostrożnie odsuń narządy trawienne na bok, aby odsłonić żyłę główną dolną oraz tylny region otrzewnej. Następnie zlokalizuj aortę brzuszną, która znajduje się obok i zazwyczaj na lewo od żyły głównej dolnej. Teraz, używając pęsety, przebij otrzewną, aby odsłonić znajdujące się pod nią naczynia.Ostrożnie wyizoluj aortę brzuszną w sąsiedztwie tętnic nerkowych i przeprowadź ośmiocentymetrową nici jedwabną 4/0 pod naczyniem, pomiędzy odejściami prawej i lewej tętnicy nerkowej. Zawiąż luźny podwójny węzeł, pozostawiając pętlę o średnicy 3 mm. Następnie umieść stępioną i zgiętą igłę 22G wewnątrz pętli.Zaciśnij węzeł wokół aorty i igły, a następnie niezwłocznie wyjmij igłę, aby uzyskać zwężenie o średnicy 0,7 mm. Za pomocą szwów 6/0 zamknij jamę brzuszną. Następnie użyj prostych szwów przerywanych do zamknięcia nacięć w mięśniach i skórze.Użyj jodyny do odkażenia pola operacyjnego, aby zapobiec infekcji. Aby zapobiec bólowi pooperacyjnemu, podaj zwierzęciu paracetamol i uważnie go obserwuj, aż odzyska wystarczającą przytomność, co objawia się swobodnym poruszaniem się oraz przyjmowaniem pokarmu, i będzie w stanie utrzymać pozycję sternalną. W 10. tygodniu po operacji zważ szczura.Po znieczuleniu zwierzęcia i potwierdzeniu głębokości anestezji, umieść szczura na metalnej tacy. Następnie wykonaj pięciocentymetrowe nacięcie w obrębie klatki piersiowej wzdłuż linii środkowej procesu xiphoideus. Używając ostrych pęsety, przebij przeponę.Następnie za pomocą nożyczek wyciąć i usunąć klatkę piersiową wzdłuż linii środkowoobojczykowych po obu stronach, aby odsłonić serce. Ostrożnie wyciąć serce wzdłuż granic serca i naczyń krwionośnych. Następnie delikatnie usunąć serce, unikając ściskania tkanki.Zamocuj serce w zmodyfikowanym aparacie do perfuzji Langendorffa, przywiązując pień aorty do igły perfuzyjnej. Następnie użyj buforu Krebsa do perfuzji serca w celu wypłukania krwi. Zważ serce i oblicz stosunek masy serca do masy ciała.Następnie, mając na twarzy maseczkę, umieść organ w 4% paraformaldehydzie i utrwal go na lodzie przez noc. Po utrwaleniu tkanki serca umieść ją w urządzeniu do krojenia tkanek, potnij na plastry o grubości dwóch milimetrów i umieść sekcje w kasecie do zatapiania. Po zatopieniu w parafinie i dodatkowym krojeniu zgodnie z protokołem tekstowym, odparafinuj preparaty, umieszczając je w zbiorniku z ksylenem na 30 minut.Następnie rehydratyzuj tkankę w serii rozcieńczeń alkoholu, a następnie w wodzie destylowanej. Dalej zastosuj odpowiednią ilość roztworu czerwieni picrosirius, aby całkowicie pokryć skrawki tkanki, i inkubuj przez jedną godzinę. Następnie dwukrotnie przepłucz preparaty roztworem 0,5% kwasu octowego.Następnie próbki należy dwukrotnie wypłukać w alkoholu absolutnym. Po wysuszeniu próbek na powietrzu należy je zamontować w żywicy syntetycznej z użyciem szkiełka nakrywkowe. Następnie należy przeprowadzić obrazowanie preparatów pod mikroskopem w świetle widzialnym przy powiększeniu 200X.Na koniec obliczamy procentowy udział obszaru pozytywnego w barwieniu picrosirius red w stosunku do całkowitej powierzchni, co wskazuje na stopień włóknienia. Jak tutaj pokazano, objętość serca zwiększyła się po zabiegu zwężenia aorty brzusznej. Wykazano to poprzez wyższy stosunek masy serca do masy ciała, który jest wskaźnikiem przerostu serca.Dzięki zastosowaniu barwienia czerwienią pikrosiriusową można odróżnić zwłókniałe mięsień sercowy o zwiększonej zawartości kolagenu od obszarów prawidłowych. Jak pokazano na tych zabarwionych próbkach, zwłóknienie serca uległo zwiększeniu po operacji zwężenia aorty brzusznej w porównaniu z grupą kontrolną. Po opanowaniu techniki operację można przeprowadzić w 30 minut, jeśli jest ona wykonana prawidłowo.Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić inne metody, takie jak echokardiografia, w celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania dotyczące funkcji serca. Po opracowaniu ta technika utorowała drogę badaczom w dziedzinie nadciśnieniowej choroby serca do zbadania mechanizmów związanych z hipertrofią serca, przebudową i niewydolnością. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak przeprowadzić zwężenie aorty brzusznej w celu wywołania hipertrofii serca i przebudowy mięśnia sercowego u szczurów.

a-model-cardiac-remodeling-through-constriction-abdominal-aorta

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film demonstruje technikę odklejania aorty, która może prowadzić do odwrotnej przebudowy, aby ograniczyć postęp w kierunku niewydolności serca w modelu mysim. Po odzespoleniu znaczne zmniejszenie obciążenia następczego komór powoduje regresję przerostu komór i zwłóknienia, powodując poprawę funkcji serca.

Chirurgiczne odpaskowywanie aorty: procedura badania odwrotnej przebudowy lewej komory w mysim modelu zwężenia aorty

Opisujemy stopniową procedurę tworzenia przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory u szczurów Wistar poprzez zwężenie aorty wstępującej za pomocą małego metalowego klipsa. Model ten jest szeroko stosowany do badania zmian przebudowy podczas przerostu mięśnia sercowego oraz do identyfikacji i oceny strategii regresji takich zmian.

Zwężenie aorty wstępującej u szczurów w celu stworzenia modelu przerostu mięśnia sercowego spowodowanego przeciążeniem ciśnieniem

Wprowadzenie cewnika poliuretanowego do światła aorty i podwiązanie szwem aorty powoduje przewlekłe niedotlenienie z powodu hipoperfuzji naczynia krwionośnego przybyszowego. W artykule opisano nowy zwierzęcy model tętniaka aorty brzusznej (AAA) o charakterystyce podobnej do AAA u ludzi.

Stworzenie modelu tętniaka aorty brzusznej u gryzoni poprzez zablokowanie przybyszowej perfuzji naczynia krwionośnego

Tutaj opisujemy krok po kroku protokół chirurgicznego usuwania aorty w dobrze znanym mysim modelu zwężenia aorty. Procedura ta pozwala nie tylko na zbadanie mechanizmów leżących u podstaw odwrotnej przebudowy lewej komory i regresji przerostu, ale także na przetestowanie nowych opcji terapeutycznych, które mogą przyspieszyć powrót do zdrowia mięśnia sercowego.

Badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni

Opisujemy tworzenie szczurzego modelu umiarkowanego przemodelowania wywołanego przeciążeniem ciśnieniem i wczesnej dysfunkcji skurczowej, gdzie aktywowane są szlaki transdukcji sygnału zaangażowane w inicjację procesu przebudowy. Ten model zwierzęcy pomoże w identyfikacji celów molekularnych do zastosowania wczesnych strategii terapeutycznych zapobiegających przebudowie niewydolności serca.

Szczurzy model przeciążenia ciśnieniem wywołał umiarkowaną przebudowę i dysfunkcję skurczową, w przeciwieństwie do jawnej skurczowej niewydolności serca

Obecny protokół opisuje zabieg chirurgiczny mający na celu usunięcie pasma aorty wstępującej w szczurzym modelu nadciśnienia płucnego spowodowanego chorobą lewego serca. Technika ta bada endogenne mechanizmy odwrotnej przebudowy krążenia płucnego i prawego serca, dostarczając w ten sposób informacji o strategiach odwracania nadciśnienia płucnego i/lub dysfunkcji prawej komory.

Model odwróconej przebudowy naczyń krwionośnych w nadciśnieniu płucnym spowodowanym chorobą lewego serca przez odcięcie aorty u szczurów

Obecny protokół opisuje krok po kroku procedurę tworzenia modelu miniświni niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową przy użyciu zstępującego zwężenia aorty. Przedstawiono również metody oceny morfologii, histologii i funkcji tego modelu choroby serca.

Chirurgiczny model niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową u tybetańskich świnek miniaturowych

Obecny protokół opisuje nową technikę opaski aortalnej u myszy w celu wywołania przeciążenia ciśnieniem przerostu mięśnia sercowego. Do banderolowania stosuje się gumowy pierścień o stałej średnicy wewnętrznej. Ta nowa technika obiecuje mniejszą wariancję i bardziej powtarzalne dane dla przyszłych eksperymentów.

O-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia

To badanie demonstruje powtarzalną technikę heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, którą początkujący mogą nauczyć się i wykonywać. Dodatkowo, nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów jest generowany poprzez wykonanie heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej i uszkodzenie zastawki aortalnej dawcy za pomocą prowadnika po pobraniu.

Zmodyfikowany heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej i nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną procedurę chirurgiczną dla wstępującego pasma aorty u świń.

Małoinwazyjny model zwężenia zastawki aortalnej u świń

Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się prawostronnym rozszerzeniem i przerostem serca, co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania komór i przedsionków. Chorobom krążeniowo-oddechowym związanym z RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zaburzeń rytmu serca. W artykule opisano standaryzowany model RHF indukowanego pasmami tętnic płucnych związanego ze zwiększoną arytmogenezą komorową i przedsionkową.

Szczurzy model prawostronnej przebudowy serca i arytmii z wykorzystaniem pasma tętnicy płucnej

Poznaj minimalnie inwazyjną metodę zwężenia aorty brzusznej u szczurów, która indukuje przerost i przebudowę mięśnia sercowego. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów niewydolności serca i identyfikację nowych celów terapeutycznych w nadciśnieniowej chorobie serca.

Model przebudowy serca poprzez zwężenie aorty brzusznej u szczurów

Przeglądaj więcej filmów