Name: Usuwanie biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 11 s
Description: Poznaj metodę usuwania biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem. Technika wykorzystuje transfer pędu i działanie surfaktantów, zapewniając szybkie i niezawodne czyszczenie powierzchni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Te badania były wspierane przez Program Badań Podstawowych przez Narodową Fundację Badawczą Korei (NRF), finansowany przez Ministerstwo Nauki, ICT i Planowania Przyszłości (# 2015R1A2A2A01006446).

1. Przygotowanie powierzchni do tworzenia biofilmu
<ol>
	<li>Pociąć płyty ze stali nierdzewnej 304 o grubości 1 mm na wióry (10 × 10 mm2) za pomocą noża mechanicznego.</li>
	<li>Wykonuj ultradźwiękowe czyszczenie wiórów w acetonie, metanolu i wodzie dejonizowanej (DI) sekwencyjnie przez 10 minut każdy. Użyj pojemnika odpornego na rozpuszczalniki, wykonanego z substancji takich jak szkło, aby usunąć zanieczyszczenia organiczne.</li>
	<li>Opłucz frytki płynącą wodą DI przez 3-5 sekund.</li>
	<li>Suszyć wióry za pomocą przepływu gazu N2 przez 3-5 sekund.</li>
</ol>
2. Przygotowanie kultury bakteryjnej
<ol>
	<li>Weź zapas P. putida KT2440 (uprzejmie dostarczony przez prof. Sung Kuk Lee, UNIST, Korea Południowa) przechowywany w zamrażarce w temperaturze -80 °C.</li>
	<li>Rozmrozić w temperaturze pokojowej po 1 minutach, a wierzchnia warstwa zamrożonego roztworu podstawowego zamieni się w błoto pośniegowe. Zanurz pętlę w stopionej warstwie roztworu podstawowego.</li>
	<li>Użyj tej pętli, aby umieścić bakterie na płytce Luria-Bertani (LB) zawierającej 1,5% agaru.</li>
	<li>Inkubować płytkę przez noc w temperaturze 30 °C, aby wyhodować kolonie bakterii.</li>
	<li>Wybierz pojedynczą kolonię z talerza za pomocą świeżej pętli.</li>
	<li>Zaszczepić 10 ml bulionu LB w stożkowej probówce o pojemności 50 ml z pętlą zawierającą pojedynczą kolonię bakteryjną.</li>
	<li>Bulion inkubować w inkubatorze z wytrząsaniem przez 16 godzin w temperaturze 30 °C i prędkości 160 obr./min.</li>
</ol>
3. Tworzenie się biofilmu na powierzchni
<ol>
	<li>Podnieś każdy z przygotowanych chipsów pęsetą i zanurz je w 70% etanolu 5 razy na 1-2 sekundy każdy, aby wysterylizować powierzchnię każdego chipsa. Upewnij się, że frytki są trzymane pęsetą podczas zanurzania.</li>
	<li>Zanurz każdy chips w autoklawowanej wodzie DI i bulionie LB sekwencyjnie, 5 razy po 1-2 sekundy, aby usunąć pozostały etanol.</li>
	<li>Umieść te chipsy na 6-dołkowych płytkach hodowlanych z 2 frytkami i 5 ml bulionu LB na studzienkę.</li>
	<li>Rozcieńczyć kulturę bakteryjną do momentu, gdy stężenie w bulionie LB osiągnie 8 × 108 komórek/ml (gęstość optyczna przy długości fali 600 nm: ~0,8).</li>
	<li>Zaszczepić każdą studzienkę 50 μl rozcieńczonej kultury bakteryjnej.</li>
	<li>Inkubować płytki w temperaturze 30 °C bez wytrząsania przez 24 godziny w celu wytworzenia biofilmu.</li>
</ol>
4. Czyszczenie aerozolu CO2
<ol>
	<li>Zanurz wióry utworzone w biofilmie w 10 mM buforze octanu amonu (lotnym) 5 razy, aby usunąć luźno przyczepione i planktonowe bakterie.</li>
	<li>Wysuszyć te wióry w komorze bezpieczeństwa biologicznego, w której powietrze przepływa łagodnie.</li>
	<li>Natychmiast po wysuszeniu umieścić wiór w miejscu załadunku, które znajduje się 20 mm od dyszy CO2 wzdłuż osi strumienia. Przechyl oś strumienia pod kątem 40°.</li>
	<li>Ustawić ciśnienie stagnacji gazu CO2 i N2 odpowiednio na 5,3 MPa i 0,7 MPa za pomocą regulatorów ciśnienia gazu.</li>
	<li>Nałóż strumień aerozolu na środkową część chipa. Białe aerozole, w tym stały CO2 , powinny być widoczne. Włączać elektrozawór CO2 na 5 sekund, a następnie okresowo wyłączać go na 3 sekundy (cykl: 8 sekund) za pomocą przełącznika sterowanego ręcznie. Jeśli konieczne jest użycie przedmuchiwania azotem, włącz zawór elektromagnetyczny, aby zapewnić ciągłe dostarczanie N2.</li>
	<li>Traktuj wióry aerozolami CO2 przez 16, 40 i 88 sekund z przedmuchiwaniem azotem i bez niego. Zachować wióry bez obróbki jako kontroli negatywnej.</li>
</ol>
5. Analiza skuteczności usuwania
<ol>
	<li>Przygotuj 1 μM barwienie kwasem nukleinowym z zielonej fluorescencji (długość fali wzbudzenia/emisji: 480/500 nm) w wodzie DI, aby zabarwić komórki bakteryjne na chipach kontrolnych i aerozolowych.</li>
	<li>Umieść wióry w roztworze barwiącym.</li>
	<li>Inkubować wióry w inkubatorze bez światła, w temperaturze 37 °C przez 30 minut.</li>
	<li>Po inkubacji delikatnie spłucz wióry płynącą wodą DI, aby usunąć nadmiar barwnika fluorescencyjnego.</li>
	<li>Wysuszyć wióry przepływem gazu N2.</li>
	<li>Wykonaj obrazy mikroskopowe fluorescencji 5 losowych pól widzenia (321 × 240 μm2) dla każdego chipa za pomocą mikroskopu epifluorescencyjnego, obiektywu 40X i kamery CCD.</li>
	<li>Uzyskaj intensywność fluorescencji dla każdego obrazu za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazu, takiego jak ImageJ. W ImageJ użyj funkcji "Odejmij tło" w menu "Proces" i wybierz "Zintegrowana gęstość" w oknie "Ustaw pomiary" w menu "Analizuj". Wykonaj "Pomiar" w menu "Analizuj", aby uzyskać intensywność fluorescencji.</li>
	<li>Obliczyć skuteczność usuwania biofilmu według następującego wzoru: 100% × (I chipów kontrolnych - I chipów poddanych obróbce)/(I chipów kontrolnych), gdzie I jest obliczoną intensywnością fluorescencji.</li>
	<li>Uzyskaj średnią wydajność usuwania i odchylenia standardowe. Użyj co najmniej 4 żetonów w każdym przypadku.</li>
</ol>

<ol><li>Jain, A., Gupta, Y., Agrawal, R., Khare, P., Jain, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilms+-+A+microbial+life+perspective%3A+A+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Crit.+Rev.+Ther.+Drug%22%5BJournal%5D)">Biofilms - A microbial life perspective: A critical review.</a> Crit. Rev. Ther. Drug. 24 (5), 393-443 (2007).</li>
<li>Bott, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofouling+control+with+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Heat+Transfer+Eng%22%5BJournal%5D)">Biofouling control with ultrasound.</a> Heat Transfer Eng. 21 (3), 43-49 (2000).</li>
<li>Meyer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Approaches+to+prevention%2C+removal+and+killing+of+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Biodeterior.+Biodegradation%22%5BJournal%5D)">Approaches to prevention, removal and killing of biofilms.</a> Int. Biodeterior. Biodegradation. 51 (4), 249-253 (2003).</li>
<li>Hong, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+electric+currents+on+bacterial+detachment+and+inactivation%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Effect of electric currents on bacterial detachment and inactivation.</a> Biotechnol. Bioeng. 100 (2), 379-386 (2008).</li>
<li>Nandakumar, K., Obika, H., Utsumi, A., Ooie, T., Yano, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+laser+ablation+of+laboratory+developed+biofilms+using+an+Nd%3AYAG+laser+of+532+nm+wavelength%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">In vitro laser ablation of laboratory developed biofilms using an Nd:YAG laser of 532 nm wavelength.</a> Biotechnol. Bioeng. 86 (7), 729-736 (2004).</li>
<li>Gibson, H., Taylor, J. H., Hall, K. E., Holah, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+cleaning+techniques+used+in+the+food+industry+in+terms+of+the+removal+of+bacterial+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of cleaning techniques used in the food industry in terms of the removal of bacterial biofilms.</a> J. Appl. Microbiol. 87 (1), 41-48 (1999).</li>
<li>Kang, M. Y., Jeong, H. W., Kim, J., Lee, J. W., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+biofilms+using+carbon+dioxide+aerosols%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Aerosol+Sci%22%5BJournal%5D)">Removal of biofilms using carbon dioxide aerosols.</a> J. Aerosol Sci. 41 (11), 1044-1051 (2010).</li>
<li>Cha, M., Hong, S., Kang, M. Y., Lee, J. W., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gas-phase+removal+of+biofilms+from+various+surfaces+using+carbon+dioxide+aerosols%5BTitle%5D)+AND+%22Biofouling%22%5BJournal%5D)">Gas-phase removal of biofilms from various surfaces using carbon dioxide aerosols.</a> Biofouling. 28 (7), 681-686 (2012).</li>
<li>Dwidar, M., Hong, S., Cha, M., Jang, J., Mitchell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+application+of+bacterial+predation+and+carbon+dioxide+aerosols+to+effectively+remove+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Biofouling%22%5BJournal%5D)">Combined application of bacterial predation and carbon dioxide aerosols to effectively remove biofilms.</a> Biofouling. 28 (7), 671-680 (2012).</li>
<li>Cha, M., Hong, S., Lee, S. Y., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+different-age+biofilms+using+carbon+dioxide+aerosols%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioprocess+Eng%22%5BJournal%5D)">Removal of different-age biofilms using carbon dioxide aerosols.</a> Biotechnol. Bioprocess Eng. 19 (3), 503-509 (2014).</li>
<li>Singh, R., Monnappa, A. K., Hong, S., Mitchell, R. J., Jang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Carbon+Dioxide+Aerosols+on+the+Viability+of+Escherichia+coli+during+Biofilm+Dispersal%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Effects of Carbon Dioxide Aerosols on the Viability of Escherichia coli during Biofilm Dispersal.</a> Sci. Rep. 5, 13766(2015).</li>
<li>Sherman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+Dioxide+Snow+Cleaning%5BTitle%5D)+AND+%22Particul.+Sci.Technol%22%5BJournal%5D)">Carbon Dioxide Snow Cleaning.</a> Particul. Sci.Technol. 25 (1), 37-57 (2007).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Wcześniej przeprowadziliśmy badania optymalizacyjne dotyczące ciśnienia gazu CO2 , kąta strumienia i odległości od powierzchni ciała stałego w czyszczeniu aerozolem CO2 7. W przeciwieństwie do naszych poprzednich badań, w obecnym badaniu przedmuchiwanie azotem nie było zawarte w aerozolu (ryc. 1). Co więcej, w tym protokole zastosowano stal nierdzewną 304, ponieważ jest to jedna z najpopularniejszych stali nierdzewnych i jest szeroko stosowana w przemyśle spożywczym. Wypo...

Biofilmy to złożone struktury społeczności bakteryjnej, w których komórki bakteryjne są osadzone w samodzielnie wytworzonych matrycach zewnątrzkomórkowych substancji polimerowych, trzymanych razem i chronionych przed środowiskiem zewnętrznym. Biofilmy mogą stanowić zagrożenie dla zdrowia publicznego i powodować straty ekonomiczne, ponieważ mogą tworzyć się na różnych powierzchniach, w tym na materiałach i urządzeniach implantów medycznych, sprzęcie do przetwarzania żywności i wymiennikach ciepła. W rzeczywistości stwierdzono, że biofilmy są związane z 65% wszystkich bakteryjnych chorób zakaźnych u ludzi, zgodnie z Centers for Disease Control and Prevention1.
Autoklawy i środki dezynfekujące, takie jak chlor, były zazwyczaj używane do inaktywacji biofilmów. Jednak zastosowanie autoklawu jest ograniczone w przypadku powierzchni, które nie są w stanie wytrzymać pary o wysokiej temperaturze ani nie mogą zostać umieszczone w autoklawie. Środki dezynfekujące nie nadają się do powierzchni wrażliwych na obróbkę chemiczną lub podatnych na gromadzenie toksycznych produktów utleniania2. Ponadto biofilm powinien być nie tylko inaktywowany, ale także usuwany, aby zapobiec przyczepianiu się nowych komórek do powierzchni, tworząc w ten sposób nowy biofilm3. Jednak trudno jest usunąć biofilmy przy użyciu metod opartych na ścinaniu lepkiej cieczy, ponieważ prędkość przepływu w pobliżu powierzchni jest prawie zerowa, a siła ścinająca zwykle nie jest w stanie pokonać sił adhezyjnych substancji o rozmiarach mikronowych i submikronowych. Ponadto wiadomo, że matryca biofilmu działa jako bariera fizyczna i chemiczna1.
Wiele fizycznych i mechanicznych technik zostało opracowanych do usuwania biofilmów z powierzchni, w tym wibracje ultradźwiękowe1, prądy elektryczne4, naświetlanie laserowe5 i rozpylanie wody pod wysokim ciśnieniem6. Każda technika ma swoje wady i zalety. Wibracje ultradźwiękowe i prąd elektryczny mogą być wykorzystywane do kontrolowania tworzenia biofilmu; Wymagają one jednak odpowiednio określonej konfiguracji i powierzchni przewodzących, co wymaga dodatkowego naprężenia ścinającego1, 4. Naświetlanie laserowe może być stosowane na ograniczonym obszarze i na twardych powierzchniach; Jednak niektóre żywe i martwe komórki pozostają na powierzchni5. Zraszacze wodne pod wysokim ciśnieniem skutecznie usuwają biofilmy; Jednak ich duży pęd może spowodować uszkodzenie miękkich podłoży6.
Usuwanie biofilmu za pomocą aerozoli CO2 zostało wcześniej zaproponowane. Wykazał obiecujące wyniki, z wysoką wydajnością usuwania w krótkim czasie7-11. Aerozole CO2 są wytwarzane w wyniku adiabatycznego rozprężania gazu CO2 pod wysokim ciśnieniem przez dyszę i są nakładane na powierzchnie zanieczyszczone biofilmem. Ta technika czyszczenia wykorzystuje przenoszenie pędu stałych cząstek CO2 i działanie rozpuszczalnikowe stopionych cieczy CO2 , a następnie aerodynamiczną siłę ścinającą gazu CO2 12. W porównaniu z wysokociśnieniowymi strumieniami gazuN2, strumienie aerozoli CO2 przy tym samym ciśnieniu stagnacji są znacznie skuteczniejsze w usuwaniu biofilmów E. coli 7. Co więcej, chociaż pęd stałego CO2 , który jest dostarczany bakteriom, jest znacznie wysoki, pęd całkowitego strumienia aerozolu przyłożonego do powierzchni ciała stałego jest znacznie niższy niż pęd strumieni wody. Dzięki temu możliwe jest czyszczenie bez uszkodzeń przy użyciu tej techniki aerozolowej CO2 .
W tym protokole, okresowe strumienie aerozoli CO2 bez przedmuchiwania azotem były używane do usuwania biofilmów Pseudomonas putida z polerowanej powierzchni ze stali nierdzewnej. W rzeczywistości przedmuchiwanie azotem było stosowane w wielu badaniach aerozoli CO2 w celu zwiększenia skuteczności usuwania poprzez zmniejszenie kondensacji wilgoci powstającej podczas czyszczenia, mimo że zastosowano również ogrzewanie za pomocą płyty grzejnej lub lamp na podczerwień i stosowanie suchych komór12. Tworzenie biofilmu powierzchniowego i zoptymalizowane procedury czyszczenia opisano poniżej. Skuteczność usuwania oceniano, mierząc intensywność fluorescencji biofilmu na powierzchni.

<table><tbody><tr><td>Stal nierdzewna 304</td><td>Steelni (Korea Południowa)</td><td></td><td>Polerowane i pokrojone w kostkę</td></tr><tr><td>Myjka ultradźwiękowa</td><td>Branson (USA)</td><td>5510E-DTH</td><td></td></tr><tr><td>Luria-Bertani (LB)</td><td>Becton, Dickinson and Company (USA)</td><td>244620</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Becton, Dickinson and Company (USA)</td><td>214010</td><td>500 g</td></tr><tr><td>6-dołkowa płytka hodowlana</td><td>SPL Life Sciences (Korea Południowa)</td><td>32006</td><td></td></tr><tr><td>Bufor octanu amonu</td><td>Sigma-Aldrich (USA)</td><td>667404</td><td>10 mM</td></tr><tr><td>Podwójna jednostka gazowa</td><td>Applied Surface Technologies (USA)</td><td>K6-10DG</td><td>Jedna dysza do CO2 gaz i 8 dysz do gazu N2</td></tr><tr><td>SYTO9</td><td>Thermo Fissher Scientific (USA)</td><td>Wzbudzenie Invitrogen</td><td>: 480 nm Emisja: 500 nm</td></tr><tr><td>Mikroskop epifluorescencyjny&nbsp;</td><td>Nikon (Japonia)</td><td>Obiektyw Eclipse 80i</td><td></td></tr><tr><td>40X</td><td>Nikon (Japonia)</td><td>Plan Fluor</td><td>NA: Aparat CCD 0,75</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Fotometria (USA)</td><td>Fajny SNAP HQ2</td><td>monochromatyczny</td></tr></tbody></table>

usuwanie biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem

Biofilm Removal Using Carbon Dioxide Aerosols without Nitrogen Purge

Biofilmy mogą powodować poważne problemy w wielu zastosowaniach. Mogą one nie tylko powodować straty ekonomiczne, ale mogą również stanowić zagrożenie dla zdrowia publicznego. Dlatego bardzo pożądane jest usuwanie biofilmów z powierzchni. W wielu badaniach nad czyszczeniem aerozolowym CO2 stosowano przedmuchiwanie azotem w celu zwiększenia skuteczności usuwania biofilmu poprzez zmniejszenie kondensacji wilgoci powstającej podczas czyszczenia. Jednak w tym badaniu zastosowano okresowe strumienie aerozoli CO2 bez przedmuchiwania azotem w celu usunięcia biofilmów Pseudomonas putida z polerowanych powierzchni ze stali nierdzewnej. Aerozole CO2 są mieszaninami stałego i gazowego CO2 i są powstające, gdy gaz CO2 pod wysokim ciśnieniem jest adiabatycznie rozprężany przez dyszę. Te szybkie aerozole nałożono na biofilm, który był hodowany przez 24 godziny. Skuteczność usuwania wahała się od 90,36% do 98,29% i była oceniana poprzez pomiar intensywności fluorescencji biofilmu, ponieważ czas zabiegu zmieniał się od 16 s do 88 s. Przeprowadziliśmy również eksperymenty, aby porównać skuteczność usuwania z przedmuchiwaniem azotem i bez niego; Zmierzona skuteczność usuwania biofilmu nie różniła się istotnie od siebie (test T, p > 0,55). Dlatego technika ta może być stosowana do czyszczenia różnych powierzchni skażonych biologicznie w ciągu jednej minuty.

Do usuwania biofilmu P. putida z powierzchni SUS304 wykorzystano aerozole CO2 (Rycina 1). Po 24 h wzrostu większość powierzchni była pokryta biofilmem. Większość biofilmu usunięto przy użyciu aerozoli CO2 (Rycina 2). Zgodnie z oczekiwaniami, Rycina 3 wykazuje wzrost wydajności usuwania biofilmu wraz z wydłużeniem czasu traktowania aerozolem CO2. Dla czasu traktowania wynoszącego 88 sec wydajność usuwania określono na odpowiednio ...

Biofilmy na powierzchniach mogą być skutecznie i szybko usuwane za pomocą okresowego strumienia aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem.

Usuwanie biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem

Biofilms can cause serious concerns in many applications. Not only can they cause economic losses, but they can also present a public health hazard. ...

Ogólnym celem niniejszego eksperymentu jest ocena skuteczności usuwania biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przemywania azotem. Aerozole dwutlenku węgla mogą być wykorzystywane do usuwania biofilmów poprzez wykorzystanie przeniesienia pędu oraz działania surfaktantów zawartych w aerozolach. Jest to skuteczna i niezawodna metoda usuwania biofilmów w krótkim czasie, stanowiąca jednocześnie technikę czyszczenia biofilmów w fazie gazowej.Aby rozpocząć eksperyment, należy użyć mechanicznie wyciętych wiórów ze stali nierdzewnej 304 o grubości 1 mm i wymiarach 10 x 10 mm. Następnie wióry należy oczyścić ultradźwiękowo sekwencyjnie w acetonie, metanolu oraz wodzie dejonizowanej (DI). Płukać wióry pod bieżącą wodą DI przez cztery sekundy, a następnie osuszyć je strumieniem azotu przez cztery sekundy.Wyjąć zamrożony stok *Pseudomonas putida* KT2440 przechowywany w temperaturze 80 stopni Celsjusza. Odmrozić kulturę w temperaturze pokojowej przez jedną minutę, aż wierzchnia warstwa zamrożonego roztworu stokowego zmieni się w papkę. Zanurzyć pętlę w roztopionej warstwie roztworu stokowego, a następnie wysiać bakterie metodą kreskową na płytkę z pożywką Luria Broth (LB) zawierającą 1,5% agaru.Inkubuj płytkę przez noc w temperaturze 30°C. Następnego dnia dodaj 10 ml LB do probówki stożkowej o pojemności 50 ml. Za pomocą świeżej pętli pobierz pojedynczą kolonię z płytki i zaszczep ją do LB. Inkubuj pożywkę w inkubatorze wytrząsającym.Używając pęsety, wyjmij każdą z przygotowanych płyt i zanurz je pięć razy w 70% etanolu na 1-2 sekundy każdorazowo, aby wysterylizować powierzchnię każdej płyty. Następnie opłucz każdą płytę w autoklawowanej wodzie dejonizowanej (DI). Potem zanurz je kolejno w podłożu LB, aby usunąć pozostałości etanolu.Umieść chipy w sześciodołkowych płytkach hodowlanych, tak aby w każdym dołku znajdowały się dwa chipy w 5 ml pożywki LB. Następnie rozcieńcz kulturę bakteryjną, aż stężenie w pożywce LB osiągnie 8 x 10⁸ komórek na ml. Zaszczep każdy dołek, dodając 50 µl rozcieńczonej kultury bakteryjnej.Następnie inkubuj płytki. Zanurz chipy z biofilmami pięć razy w buforze octanu amonu o stężeniu 10 mM, aby usunąć słabo przytwierdzone i planktoniczne bakterie. Następnie wysusz chipy w komorze z laminarnym przepływem powietrza, w której występuje łagodny strumień powietrza.Bezpośrednio po wysuszeniu umieść chip w miejscu załadunku, 20 mililitrów od dyszy dwutlenku węgla wzdłuż osi strumienia. Nachyl oś strumienia pod kątem 40 stopni. Następnie ustaw ciśnienia stagnacji dwutlenku węgla i azotu za pomocą regulatorów ciśnienia gazów.Nanieś strumień aerozolu na centralną część płytki. Otwieraj elektrozawór dwutlenku węgla na pięć sekund, a następnie zamykaj go na trzy sekundy w sposób okresowy, korzystając z przełącznika sterowanego ręcznie. W przypadku konieczności przeprowadzenia płukania azotem, otwórz elektrozawór w celu zapewnienia ciągłego dopływu azotu.Po zakończeniu przygotowań poddaj chipy działaniu aerozoli dwutlenku węgla z przepłukiwaniem azotem oraz bez niego, a następnie porównaj chipy poddane działaniu aerozolu przez różny czas. Chipy bez obróbki zachowaj jako kontrole negatywne. Przygotuj roztwór barwnika kwasów nukleinowych o zielonej fluorescencji o stężeniu 1 µM w wodziey dejonizowanej (DI), aby zabarwić komórki bakteryjne na chipach kontrolnych i poddanych działaniu aerozolu.Wlej roztwór barwiący do studni z chipami i inkubuj je. Po inkubacji delikatnie wypłucz chipy płynącą wodą DI, aby usunąć nadmiar barwnika fluorescencyjnego. Następnie wysusz chipy strumieniem azotu.Za pomocą mikroskopu epifluorescencyjnego należy wykonać obrazy mikroskopowe fluorescencyjne pięciu losowych pól widzenia dla każdego chipa. Na koniec należy przejść do obliczeń. Obrazy mikroskopowe fluorescencyjne biofilmów Pseudomonas putida hodowanych przez 24 godziny poddano działaniu aerozoli dwutlenku węgla przez 0, 16, 40 i 88 sekund bez przerywania strumieniem azotu.Wydajność usuwania obliczona na podstawie intensywności fluorescencji biofilmów bez przedmuchiwania azotem była wyższa niż wydajność usuwania z zastosowaniem przedmuchiwania azotem. Jak pokazano w tym filmie, technika czyszczenia trójfazowego skutecznie usuwa biofilm w krótkim czasie. Można ją zastosować do szerokiej gamy powierzchni zanieczyszczonych biologicznie.

biofilm-removal-using-carbon-dioxide-aerosols-without-nitrogen-purge

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Dyskutowaliśmy o syntezie pojedynczych nanokubków grafitowych za pomocą szeregu technik, w tym chemicznego osadzania z fazy gazowej, utleniania kwasem i sonikacji końcówki sondy. Poprzez redukcję HAuCl4 za pomocą cytrynianu, grafitowe nanokubki zostały skutecznie zakorkowane nanocząstkami złota ze względu na chemicznie reaktywne krawędzie bańek.

Synteza i funkcjonalizacja kubków z nanorurek węglowych domieszkowanych azotem z nanocząstkami złota jako zatyczkami korkowymi

Tutaj opisane są procedury chemicznego osadzania perfluoroalkanów metodą plazmy na mikroporowatych materiałach, takich jak struktury metaloorganiczne, w celu zwiększenia ich stabilności i hydrofobowości. Ponadto szczegółowo opisano przełomowe badania miligramowych ilości próbek.

Otrzymywanie hydrofobowych struktur metaloorganicznych poprzez chemiczne osadzanie perfluoroalkanów z fazy gazowej wspomagane plazmą w celu usunięcia amoniaku

Enzymy gaszące kworum są opcjami antyzjadliwymi i przeciwbakteryjnymi, które mogą łagodzić patogenezę bez ryzyka wystąpienia oporności, zapobiegając ekspresji czynników wirulencji i genów związanych z opornością na antybiotyki i tworzeniem biofilmu. W tym badaniu przedstawiamy metodę, która pokazuje skuteczność enzymów gaszących kworum w rozbijaniu biofilmu bakteryjnego.

Przeciwzjadliwe rozbijanie patogennych biofilmów za pomocą zaprojektowanych laktonaz gaszących kworum

Ta procedura opisuje, jak kapsułkować cytochrom c (cyt. c) w zol-żelach krzemionkowych (SiO2) przetworzyć te żele na bioaerożele i użyć tych bioaerożeli do szybkiego rozpoznania tlenku azotu (NO) w reakcji w fazie gazowej. Ten rodzaj protokołu może pomóc w przyszłym rozwoju biosensorów lub innych urządzeń bioanalitycznych.

Kapsułkowanie cytochromu c w nanoarchitekturach aerożelu krzemionkowego bez nanocząstek metalu przy jednoczesnym zachowaniu bioaktywności w fazie gazowej

Pokazano nowy sposób produkcji aerożeli na bazie biopolimerów poprzez żelowanie indukowane dwutlenkiem węgla (CO2). Technika ta wykorzystuje dwutlenek węgla pod ciśnieniem (5 MPa) do produkcji hydrożeli biopolimerowych i nadkrytycznego CO2 (12 MPa) do przekształcania żeli w aerożele. Jedynymi rozpuszczalnikami potrzebnymi oprócz CO2 są woda i etanol.

Przygotowanie aerożeli biopolimerowych przy użyciu zielonych rozpuszczalników

To badanie przedstawia rozwój powtarzalnych metodologii badania inhibitorów biofilmu i ich wpływu na wielokomórkowość Bacillus subtilis.

Metodologie badania biofilmów B. subtilis jako modelu charakteryzującego małocząsteczkowe inhibitory biofilmu

Ten artykuł opisuje przepływowy reaktor mikrofalowy, który jest używany do napędzania efektywnej chemii nierównowagi w celu zastosowania konwersji/aktywacji stabilnych cząsteczek, takich jak CO2, N2 i CH4. Celem opisanej tutaj procedury jest pomiar temperatury i konwersji gazu in situ.

Nierównowagowa plazma mikrofalowa do wydajnej chemii wysokotemperaturowej

Ten artykuł opisuje protokół wraz z analizą porównawczą dwóch technik wytwarzania mikroprzepływowego, a mianowicie fotolitografii/trawienia na mokro/termicznego łączenia oraz selektywnego trawienia indukowanego laserem (SLE), które są odpowiednie dla warunków wysokiego ciśnienia. Techniki te stanowią platformy umożliwiające bezpośrednią obserwację przepływu płynów w zastępczych ośrodkach przepuszczalnych i systemach szczelinowych w warunkach złożowych.

Techniki wytwarzania mikroprzepływowego do wysokociśnieniowych prób transportu nadkrytycznej piany CO2 w mikroskali w pękniętych zbiornikach niekonwencjonalnych

Ten artykuł szczegółowo opisuje metody, które demonstrują trzy popularne techniki zbierania i dezagregacji biofilmu na dwóch typach powierzchni, testowanie odporności metody zbierania oraz minimum informacji do rozważenia przy wyborze i optymalizacji technik zbioru i dezagregacji w celu zwiększenia odtwarzalności.

Zbiór i dezagregacja: pomijany krok w badaniach nad metodami biofilmu

Ten protokół opisuje podejście łączące metody statyczne i dynamiczne do oceny skuteczności organicznych nadtlenokwasów w zwalczaniu biofilmów w przemyśle mleczarskim. Podejście to może być również wykorzystane do testowania skuteczności nowych preparatów biologicznych lub chemicznych w zwalczaniu biofilmów.

Ocena skuteczności organicznych nadtlenokwasów w zwalczaniu biofilmu mlecznego przy użyciu podejścia łączącego metody statyczne i dynamiczne

Protokół ten opisuje metody wykorzystania nowatorskiej technologii dezynfekcji mgiełowej z suchym aerozolowym nadtlenkiem wodoru (aHP), która zapewnia inteligentną łączność szpitala, umożliwiając integrację z platformami danych w celu dostarczania historycznych danych o użytkowaniu sprzętu, weryfikację dawek aHP, zasięgu pomieszczenia, czasów dezynfekcji oraz lokalizacji w celu zmniejszenia zakażeń związanych z opieką zdrowotną (HAI).

Zautomatyzowana dezynfekcja pokoi szpitalnych z wykorzystaniem nowatorskiej technologii mikrokropel z mikrokroplami z aerozolem nadtlenku wodoru

Poznaj metodę usuwania biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem. Technika wykorzystuje transfer pędu i działanie surfaktantów, zapewniając szybkie i niezawodne czyszczenie powierzchni.

Usuwanie biofilmu za pomocą aerozoli dwutlenku węgla bez przedmuchiwania azotem

Przeglądaj więcej filmów